植物中的水孔蛋白

植物中的水孔蛋白
目录
1、植物中的水孔蛋白简介
2、植物水孔蛋白的发现
3、植物水孔蛋白的结构及生化特性
4、植物水孔蛋白的分类
5、植物水孔蛋白的功能
5.1水孔蛋白促进植物体内水分运输的功能
5.2水孔蛋白对细胞的渗透调节作用
5.3参与气孔运动
5.4参与光合作用
5.5调节植物对中性分子(甘油、NH 、尿素)和营养元素(硼、硅)的吸收
5.6参与开花生理
5.7参与果实的发育与成熟、种子的成熟与萌发
5.8还参与栓塞的修复
5.9还能防止渗透伤害
6、水孔蛋白的调控
6.1基因表达
6.2翻译后修饰
6.3调控
6.3.1转录水平调控
6.3.2磷酸化调控
6.3.3 pH调控
6.3其他调节机理
7、水孔蛋白与植物抗旱性、抗盐性
一、植物水孔蛋白简介
水孔蛋白(aquaporin，AQP)是指细胞膜上能选择性地高效转运水分子的膜内在蛋白，属于MIP(major intrinsic protein)超家族，分子质量在23～31 ku[1]．1988年，Agre研究小组最先从人红细胞质膜中分离得到水孔蛋白CHIP28蛋白，即AQP1[2]．1992年他们在爪蟾卵母细胞表达系统中对所得蛋白质进行功能鉴定，第一次从分子水平证实细胞膜上存在蛋白质介导的水分跨膜转运[3]．1993年，Maurel等[4]从拟南芥中分离得到第一个植物水孔蛋白γ-TIP．迄今，已在真细菌、古生菌、真菌、动物和植物等几乎所有生物中发现AQP[5]．AQP的发
现及其结构和功能的研究，为人们从分子水平认识和阐明细胞内水分运输及其调控的分子机制奠定了基础．本文着重就植物AQP的多样性与分类、结构特征、生理功能、活性调节及基因表达调控等方面的最新研究进展作简要综述．
二、植物水孔蛋白的发现
在植物中发现水孔蛋白并不是由于寻找有水分转运活性的蛋白，或者研究植物水分生理的结果。

而只是因为这些蛋白在细胞膜上丰度比较高而发现了这些膜内在蛋白(MIP,major intrinsic membrane protein)。

α-TIP是一种种子特异性表达的液泡膜内在蛋白，占蚕
豆下胚轴总提取蛋白的2％，很容易用TritonX-114提取出来，再利用去污剂分相纯化得到(Johnson等，1989)。

Maurel等克隆到了与α-TIP同源的γ-TIP，并且发现γ-TIP与细胞的膨大有关(Maurel等，1993)。

来自拟南芥的γ-TIP在爪蟾卵母细胞中表达时，具有水孔蛋白的活性(Maurel等，1993)，这是在植物中首次发现水孔蛋白。

所以说AQP1功能的确定为植物水孔蛋白的发现奠定了基础(Chrispeels等，1994；Preston等，1992)。

随着RT-PCR等分子生物学技术的应用，又发现了许多种植物水孔蛋白。

三、植物水孔蛋白的结构及生化特性
1、植物水孔蛋白的结构特征
AQP家族都具有高度保守的结构特征．AQP以四聚体形式存在，而每个单体形成独立的水通道．每个AQP单体都含有由5个短环(loop)相连的6个亲水的跨膜α螺旋．N端和C端伸入细胞质，B、D环位于细胞内，A环、C环及E环在细胞外．其一级结构呈内部同源性，即它的N端及C端的氨基酸具同源性，以对称形式存在，这被推测为是基因内部扩增而成．B环和E环各含有高度保守的氨基酸序列：天冬酰氨-脯氨酸-丙氨酸(Asn-Pro-Ala，NPA)．已知序列的MIP蛋白中几乎均具有该结构域．胞内的B环和胞外的E环各自形成半个跨膜螺旋，并围绕成腔型使NPA折叠形成狭窄的水孔，形成“水漏模型”(hour-glass model)参与AQP的活性调控．大多数AQP均有一个对Hg2+敏感的残基Cys189，其邻近的NPA结构域结合Hg2+后水孔受阻
塞，因此常用HgCl2研究AQP的通透性．到目前为止，人们已经获得了18个AQP的结构特征，为AQP对水和其他溶质的通透机制提供了精细的信息．T觟rnroth-Horsefield等获得菠菜(Spinacia oleracea)SoPIP2;1在关闭和开放状态下的X衍射结构，分辨率分别为2.1魡和3.9魡．在关闭构象中D环从胞质端盖在通道上方，从而封闭水通道，在开放构象中D环位移16魡而打开水通道.
2、植物水孔蛋白的生化特性
与脂双层扩散相比,水通道蛋白具有活化能低<20.9kJ/mol,水通透系数高>0.02 cm/s,无温度依赖性,对汞敏感,相对专一性选择运转水分子等特性,使它具有大量快速跨膜转运水分子的优势。

也不同于许多离子通道需要大量耗能主动运输,水孔蛋白是在水势梯度的驱动下进行被动水分跨膜运输的[1],因此它耗能少、效率高。

这样才使得植物能在短期大量转运水分来达到水分平衡,适应多变的外界环境或是完成某些特殊的生理生化过程。

四、植物水孔蛋白的分类
AQP在植物中分布广泛，具有丰富的多样性．到目前为止，在拟南芥、烟草、菠菜、马铃薯、胡萝卜、玉米、水稻等许多植物中都发现了AQP[1,5]．AQP是由多基因家族编码的．在拟南芥中已发现有35个基因编码AQP，而玉米和水稻中也存在33个AQP基因[1,6]．最近在非维管束植物球蒴藓(Physcomitrella patens)中发现有23个
AQP基因[7]．
根据氨基酸序列的同源性及结构特征，通常将植物AQP分为5类(表1)：质膜内在蛋白(plasmamembrane intrinsic proteins，PIPs)位于质膜上，分为PIP1、2、3三个亚类；液泡膜内在蛋白(tonoplast intrinsic proteins，TIPs)处于液泡膜上，分为α、β、γ、δ和ε-TIP五个亚类；类Nod26膜内在蛋白(nodulin 26-like intrinsic proteins，NIPs)存在于根瘤菌和豆科植物的共生膜上；小分子碱性膜内在蛋白(small and basic intrinsic proteins，SIPs)，分为SIP1和SIP2二个亚类；以及类GlpF(glycerolfacilitator)膜内在蛋白(GlpF-like intrinsic proteins，GIPs)[8-10]
大部分PIP和TIP都属于水选择性通道蛋白，NIP则能同时介导水和甘油等多种小分子的跨膜运输．除了NOD26，大部分NIP对水的通透性较差[5]．SIPs是植物AQP中的最小家族，其N端极短，C端
可能存在内质网膜定位信号[11]．在酵母中表达时，SIP1表现出水通道的活性，而SIP2则可能是其他小分子或离子的运输通道[11]．GIPs是在苔藓植物球蒴藓中发现的甘油特异性AQP，类似于
大肠杆菌中的细菌甘油转运通道(Escherichia coliglycerol facilitator，EcGlpF)．系统发育分析表明[8]，与EcGlpF具有高度相似性的PpGIP1-1是通过细菌的甘油转运通道基因的水平转移而来，并通过PpGIP1-1在爪蟾卵母细胞中的表达进一步证实，其对甘油有很高的通透性，而对水没有或者只有极低的通透性．最近，Danielson和Johanson[7]分析苔藓植物球蒴藓全基因组时发现23个AQP基因，它们分别属于已知的PIPs、TIPs、NIPs、SIPs和GIPs五类AQP以及HIP(hybrid intrinsic proteins)和XIPs(X intrinsicproteins，XIPs)两个新类别．目前，HIP仅见于球蒴藓中，
而XIPs除存在于球
蒴藓中之外，还在蓖
麻(Ricinus
communis)、毛果杨
(Populus
trichocarpa)、茄属
的Solanum
lycopersicu和柑
橘属的
Citrusclementina
等双子叶植物中发现．据此，植物AQP的最新分类被扩展到7类[5,7]．另外，他们的研究还表明，早期陆生植物的MIP超家族是一个多样性丰富的家族，祖先植物可能具有在现存苔藓中发现的MIP超家族的7类AQP．高等植物在进化过程中GIP和HIP丢失，随后XIP 在单子叶植物的进化中丢失(图1)
五、植物水孔蛋白的功能
1、水孔蛋白促进植物体内水分运输的功能
许多植物不同部位都分布有水通道蛋白,流经根中的水有70%~90%通过水通道蛋白来传输,该途径是水进出细胞的主要途径。

水分在植物体内的大量运输是通过维管系统长距离运输实现的。

根吸收的水分经过凯氏带进入导管,茎、叶又从导管中获取水分,这些生理过程都有水孔蛋白的参与。

拟南芥中发现的水通道蛋白δ-TIP主要存在于茎的维管束中,作用是在幼嫩的维管束细胞中产生水的流动,而在成熟的维管束组织中保持水的透性。

水孔蛋白的主要功能是通过增加渗透势或水力学导度来增加跨膜水流速率。

PIP及TIP共同协调细胞质渗透势来维持植物正常的代谢过程,体内蛋白抑制及反义突变研究表明,水孔蛋白对植物体内水分的大量流动很重要。

从海洋植物中分离出两种水孔蛋白编码基因PoPIP1;1和PoTIP1;1,通过在爪蟾卵母细胞中表达说明它们具有水分运输的功能;不同品种的植物从遮荫处移至日光下,其根系水导度下降。

究其原因可知,此反应对HgCl2很敏感,且与水孔蛋白密切相关的细胞——细胞运水路径受到阻碍,反
面证明了水孔蛋白的运水功能;将6个RsPIPs和2个RsTIPs基因转入缺少内源水孔蛋白基因的Saccharomyces cerevisiae BT5458中,通过阻流层析对其酵母转化体中的膜水通透性进行了检测,得出处理比对照分别高出10倍和5倍(RsPIPs, RsTIPs),说明水孔蛋白增加了膜水通透性,具有促进水运转的功能。

2、水孔蛋白对细胞的渗透调节作用
水孔蛋白存在于不同类型细胞的液泡膜上，这表明许多植物细胞具有高度的液泡膜水分渗透性液泡膜上的水孔蛋白能减少对跨细胞水分运输的液泡阻力，在烟草悬浮培养细胞和洋葱表皮细胞中，液泡膜的渗透性为原生质膜渗透性的100倍，这表明水孔蛋白在液泡膜上水分运输方面具有另外一种作用。

在许多成熟的植物细胞中，液泡占据细胞内大部分体积，而原生质仅仅占据液泡与原生质膜之间的狭小空间。

液泡膜上无限制的水分运输可以使植物细胞有效地利用巨大的液泡空间来缓冲细胞质内的渗透漩动这样就可以避免细胞质的坍塌或膨胀，尤其是在细胞问隙的某些变化引起细胞内渗透发生突然变化的时候，这种作用更为突出。

在拟南芥细胞中，质膜体(plasmalemma—some)深深地突人到液泡之中，原生质膜水孔蛋白聚集于质膜体上[272，这可能有利于液泡和质外体之间进行水分交换，而细胞质的渗透波动很小因此，在植物细胞中水 L蛋白具有很强的渗透调节功能，而这种功能与这些细胞的典型区室化(compartmentation)有直接的关系。

3、参与气孔运动
拟南芥AthH2基因在气孔保卫细胞中高效表达；向日葵(Helianthus annuus)SunTIP7和SunTIP~O在保卫细胞中表达，前者在气孔关闭时表达上调，后者表达量保持不变(Sarda等1997)。

蚕豆(Vicia faba)BBAQ1在蚕豆保卫细胞中专一表达，而在其他表皮细胞中几乎没有表达(Sun等2001)。

菠菜(Spinacia oleracea)SoPIP1：1定位于保卫细胞上(Fraysse等2005)。

上述研究表明水孔蛋白参与气孔的运动。

保卫细胞膜上的水孔蛋白可能作为渗透压感受器，而与某些离子通道(如K 、C1一)相耦联(MacRobbie 2006)。

在低渗条件下，内向水流通过液泡膜上的水通道，促使水孔蛋白构象发生改变并激活与之耦联的离子通道，导致保卫细胞液泡内大量离子外流，细胞收缩引发气孔关闭。

4、参与光合作用
有证据显示植物AQP参与CO2的跨膜运动，进而影响光合作用．Uehlein等研究发现，烟草植物NtAQP1参与CO2的膜运输，并在光合作用和气孔开放中具有重要功能．NtAQP1过量表达能提高植株对CO2和水的通透性，促进叶片生长．Flexas等研究证实，烟草植物NtAQP1可介导CO2在叶肉内运输．与野生型烟草相比，NtAQP1过量表达植株对叶肉细胞CO2的导度提高20%、光合作用速率提高20%．在同样条件下，转反义NtAQP1植株叶肉细胞对CO2的导度和光合作用速率比野生型烟草分别下降13%和30%。

5、调节植物对中性分子(甘油、NH 、尿素)和营养元素(硼、硅)的吸收
甘油对于植物细胞的渗透调节有作用，其代谢中间产物也有一定生理意义，如磷脂酰甘油即与植物的抗冷性有关。

Rivers等(1997)报道Nod26能够运输水分和甘油，同时还发现它也能运输甲酰胺。

Biela等(1999)发现烟草NtAQP1(属于PII)1类)能同时运输水分和甘油。

Gerbeau等(1999)报道，烟草NtTIPa除了可运输水分外，还能介导甘油和尿素的跨膜转运。

拟南芥AtNLM1(AtNIP1；1 和AtNLM2(AtNIP1；2)在酵母中表达时具有运输甘油的能力，细胞外甘油浓度达100 mmo1．L。

时，运输即达到饱和程度(Weig和Jakob 2000)。

豌豆PsNIP一1是水一甘油通道，而PsPIP1；1可能运输甘油和甘氨酸(Schuurmans等2003)。

由这些可见，除SIP和PIP2外，植物中的TIP、NIP和PIP1均具有运输甘油的能力。

植物中存在专一性的NH 转运载体，即AMT／MEP／Rh蛋白家族(Loqud等2005)。

但氨在植物细胞内的运输则可能依赖于水孔蛋白。

大豆根瘤中类菌体外周膜对NH 的通透性能为HgC12部分抑制，于是推测Nod26能够运输NH (Niemietz和Tyerman 2000)。

在爪蟾卵母细胞中表达小麦(Triticum aestivum)Ta"Pl2 ．，可显著提高膜对NH1的通透性(Holm等2005)。

拟南芥AtTIP2；1和AtTIP2；3运输NH 的能力随PH的升高而增强(Loqud等2005)。

将拟南芥从仅含硝酸盐的培养基上转移到同时含硝酸盐和氨的培养基上后，AtTIP2；．，与AtTIP2；3的表达迅速上调，且Af刀P2 ．，的表达量与液泡内氨的浓度变化相一致，说明
AtTIP2；．，与AtTIP2；3能够对外界氨的积累迅速作出响应，并介导氨从细胞质向液泡的转运。

但AtTIP2；．，在拟南芥中的过量表达并未使植株耐受甲基胺毒害的能力增强，根中氨与甲基胺的浓度与野生型的也无差异，表明植物对土壤中NH 的吸收并不直接依赖于水孔蛋白，而是首先由AMT／MEP／Rh蛋白将其转运进入根细胞后，再由水孔蛋白以NH 的形式从细胞质内向液泡中运输贮存。

目前对于水孔蛋白运输NH 的分子机制主要有2种观点，一种认为NH 分子进入水通道后被质子化，然后以NH 的形式释放到膜内并贮存起来(Holm等2005；Kaldenhoff和Fischer 2006)；另一种认为膜外的氨只能以NH 的形式穿过水通道，进入膜内后再被质子化并贮存(Loqu~等2005)。

由于pH对水孔蛋白活性的调控是通过使D环内组氨酸质子化而引起蛋白质构象变化来实现(Hedfalk等2006)，因此推测前一种观点可能较正确。

在水孔蛋白介导的NH 运输过程中，其质子化状态可能处于动态变化中。

首先水孔蛋白被质子化，使得NH 分子易于进入水通道，随后质子被传递给NH 形成NH ，水孔蛋白去质子化引起构象改变，使NH4释放到膜内。

Klebl等(2003)和Liu等(2003)采用酵母突变株相继证实AtTIP2；l、AtTIPl；l、AtTIPl：2、AtTIP4；l和西葫芦(Cucurbita pepo)CpNIP1能有效地运输尿素分子。

有人认为植物对尿素分子的吸收需要质子一尿素共转运载体DUR3和水孔蛋白协同转运，其中水孔蛋白介导的尿素分子的运输主要发生在液泡膜上，即尿素分子通过水通道进入液泡内贮存(Kojima等2006)。

由于水孔蛋白对NH和尿素的运输主要集中在TIP类，因此Kaldenhof和
Fischer(2006)推测TIP可能与植物体内的尿素循环和氨基酸合成代谢有关。

硼能够稳定植物细胞壁和细胞膜，在细胞壁中，硼与鼠李糖半乳糖醛酸聚糖II (rhamno—galacturonan II，RGII)形成复合体，并连接果胶多肽形成网络。

缺硼能抑制细胞壁的合成，以致细胞分裂和伸长受阻；抑制花的发育，导致结实率下降，果实发育畸形；引起雄性不育，种子发育异常(Dordas等2000)。

由于硼的再利用程度很低，因此植物必须通过根不断从土壤中以硼酸的形式吸收硼元素。

Dordas等(2000)报道，南瓜根细胞质膜微囊对硼酸的通透性较微粒体膜高6倍，且受HgC1，部分抑制； PJ在爪蟾卵母细胞中表达后，细胞膜对硼酸的透性增加30％。

Takano等(2006)的研究表明，AtNIP5；1在爪蟾卵母细胞中表达后，膜对硼酸的通透性增加5～9倍；当培养基中硼酸浓度从l00 lamo1．L 降低到0．1 lamo1．L 时，AtNIP5；1的转录上调近l3倍。

T-DNA插入突变的研究还表明，AtNIP5；J突变株在硼缺乏情况下不能正常生长，只有当外界硼酸浓度不低于30 lamo1．L 时，突变株表型才相对正常。

说明AtNIP5；l对拟南芥硼代谢有意义，也表明植物对硼的吸收同时依赖于被动扩散和水孔蛋白介导的主动运输。

6、参与开花生理
AQP参与植物的花药开裂、花粉识别、花粉萌发和花朵开放．Bots 等利用NtPIP2基因的RNA干扰技术研究表明，NtPIP2的表达为花药
发育所必需，RNAi植株花药脱水减慢，花药开裂延迟．Ma等发现，月季(Rosa hybrida)RhPIP2;1参与乙烯诱导的花朵开放，RhPIP2;1在花瓣表皮细胞中高度表达，其表达量在花朵盛开前期随开放进程逐渐升高，达到盛开后迅速下降．外源乙烯处理可显著降低RhPIP2;1的表达，而1-MCP处理可提高其表达，表明RhPIP2;1基因在月季花瓣伸长中起着重要作用．
7、参与果实的发育与成熟、种子的成熟与萌发
棉花(Gossypium hirsutum)GhAQP1主要在胚珠中表达，在开花后9天的胚珠中表达量最高，表明其表达不仅具有组织特异性，而且受到胚珠发育调节．对多种植物种子成熟与萌发过程的研究表明，α-TIP为种子所特有，在蛋白质贮藏囊泡中表达，并在种子萌发及幼苗初期消失．豌豆PsPIP1;1、PsPIP2;1和PsTIP1;1在萌发种子中表达，而未见PsNIP-1的转录；在成熟干种子中，仅见PsPIP1;1的大量转录，而未探测到PsPIP2;1、PsTIP1;1和PsNIP-1的转录，推测PsPIP1;1可能参与种子吸水萌发过程．
8、还参与栓塞的修复
近年来。

人们发现根的轴向导水阻力受木质部导管中栓塞的存在与否影响很大，栓塞的形成可显著降低导管导水率，这表明水分张力增大，因而可诱导气孔关闭。

在栓塞的修复中，由于栓塞的形成，仅在导管的管壁及纹孔场壁覆盖1层水膜。

因此溶液浓度高，水势低。

当植物水孔蛋白被木质部薄壁细胞质中高浓度Ca2+激活开启后，水分就可从薄壁细胞流入导管。

9、还能防止渗透伤害
Netting认为，质外体水势高时，水分从导管流向叶肉细胞，轻度水分胁迫下，叶肉细胞失水、气孔关闭；若胁迫进一步加重，细胞则处于静息状态；重新供水时，细胞又恢复正常生理状态，植物水孔蛋白参与了所有这些过程。

六、水孔蛋白的调控
目前,尽管我们对不同植物细胞类型的水分渗透性的了解并不十分充分,不同类型的细胞的水分渗透性的千差万别表明植物种类的独特性、生长发育以及生理因子决定了植物膜的水分运输。

在珊瑚轮藻(Chara corallina)中,节间细胞的水传导率(Lp)取决于它们距顶尖的距离以及植物的营养生殖状态,Lp还受外部溶液或CO2浓度的调节。

在高等植物中,许多生理过程涉及水分跨膜运输的调节。

例如,根系的Lp因环境因子(如昼夜循环、干旱、盐分、低温以及营养和O2不足)而变化。

光合色素和生长素能增加表皮细胞的质壁分离复原速率,而ABA则降低胡萝卜的水分运输。

在植物生长发育过程中以及在对特异生理条件作出反应时,膜脂组成和流动性都发生变化。

这些变化使植物细胞具有独特的基线膜水分渗透性(baseline membrane water permeabili-ty)。

然而,水孔蛋白作为水分运输最强有力的通道,能迅
速而大幅度地调节膜水分运输能力。

1、基因表达
尽管水孔蛋白存在于植物的绝大部分组织中,但是每一种水孔蛋白的同工型的分布受到生长发育和生理的严格控制,也显示了其独特的作用。

例如,拟南芥δ-TIP和烟草pRB7两种水孔蛋白在维管组织中的薄壁细胞中优先表达,它们可能涉及到水分的长途运输,而拟南芥PIP1b/AthH2和γ-TIP则与伸长和细胞分化有关。

表1显示,水孔蛋白在植物体内的表达受环境条件(如干旱、盐分)和植物激素(如ABA、GA3)的调节。

水孔蛋白基因的正调节或负调节尤其令人感兴趣,这表明在胁迫条件下这些蛋白质在调节整株植株的水分平衡中起到重要作用。

所有这些因子能相互作用从而使每一种水孔蛋白具有生理上相关的表达格局。

例如,γ-TIP在伸长组织中优先表达,在经过GA3刺激后也优先表达。

TobRB7的启动子含有两个独特的顺式作用调节元件,在正常生长条件下以及在根节线虫侵染之后,它们指示根特异性表达。

2、翻译后修饰
菜豆种子中的α-TIP能被液泡膜结合的依赖于钙的蛋白激酶磷酸化,菠菜叶片中的原生质
膜上的水孔蛋白也能被磷酸化而对外质体水势作出反应。

以植物水孔蛋白为对象的蛋白酶和蛋白磷酸酶提供了水分运输和涉及植物
细胞的渗透调节的信号级联放大(signaling cascades)之间的有效联系。

人们研究了Xenopus卵细胞α-TIP的磷酸化的功能意义。

在此研究过程中,Maurel等使用了一系列特殊位点的α-TIP突变蛋白质,这些突变蛋白质中的3个假想的磷酸化位点单个或联合地被分裂。

他们对这些突变蛋白质进行了平行功能检验,其结果表明,这3个位点的直接磷酸化能使α-TIP的水通道活动增加100%~150%。

根据这些结果,可以认为水孔蛋白的磷酸化可原位控制水通道的开闭。

此外,这可能为亚细胞蛋白质运输提供了信号。

水孔蛋白中还发生另一些翻译后修饰,如南瓜种子中的蛋白水解成熟(从较大的前体23 kDTIP而来)。

这可能是另一些调节水孔蛋白表达和活动的新奇机理。

3、调控
关于对水孔蛋白调控的研究，目前主要集中在转录水平的研究；包括蛋白磷酸化在内的翻译后调节则是最近几年的研究热点。

转录水平的调节是对水孔蛋白活性的一个“粗调”过程，而蛋白磷酸化等翻译后调节则是一个“精调”过程，两者协同作用。

3.1转录水平调控
由于分子生物学技术的发展和成熟，已有越来越多的研究报道了水孔蛋白在植物不同组织器官、发育阶段、外界环境、生理状态和激素水平下的转录水平的表达模式，试图通过这一手段推测水孔蛋白参与的生理功能。

3.2磷酸化调控
发现了在大豆的NOD 26和拟南芥的α-TIP中有磷酸位点，而且也证实1992年，人们确实能够被蛋白激酶磷酸化（Johnson和Chrispeels，1992；Weaver和Roberts，1992）。

随后，Maurel等（1995）首次报道了蛋白磷酸化可调节拟南芥的α-TIP的水孔蛋白活性，其证据如下：将α-TIP序列中可磷酸化的三个Ser点突变为Ala后，发现它在爪蟾卵母细胞表达后的Pf值下降；在爪蟾卵母细胞表达系统中，其Pf值依赖于cAMP浓度；能提高提高蛋白激酶A的活性的cAMP促进剂处理可使α-TIP的水分能透活性提高80-100%。

最近，也发现大豆NOD 26的其Ser262可被依赖于Ca2+的蛋白激酶所磷酸化，NOD 26的磷酸化能增加爪蟾卵母细胞的Pf值；利用磷酸化特异性抗体又发现NOD 26的磷酸化水平随着根瘤的成熟而增加，渗透胁迫也能提高其磷酸化水平（Guenther等，2003）。

Gerbeau等（2002）利用细胞压力探针技术测定了拟南芥悬浮细胞的Lp，发现Ca2+处理能降低细胞Lp值的69%，而用蛋白磷酸酶的抑制剂F-处理却能提高其Lp值73%；同时利用停流技术发现Ca2+处理使细胞脂质体的Lp值下降60%，且其下降程度随Ca2+的增加而增加。

虽然影响细胞Lp的因素比较复杂，但Gerbeau等还是认为依赖于钙离子的磷酸化酶或蛋白水解酶可能参与了Ca2+对细胞或脂质体的Lp的影响。

另一个有关水孔蛋白磷酸化的著名实验是对菠菜（Spinaciaoleracea）水孔蛋白PM28A的研究。

Johansson等（1996）
在对菠菜叶质膜蛋白做SDS-PAGE时发现一条很浓的分子量为28KDa 的条带，约占总膜蛋白的20%。

回收这一28KDa的蛋白，酶解，对其中的五个多肽进行了测序，根据这序列从菠菜叶的cDNA文库中分离到一个全长cDNA与MIP的基因同源，称之为PM28A。

当时PM28A就被猜测可能是一个水孔蛋白，它在干旱时其mRNA表达量没有变化，这一结果促使人们思考它可能有如蛋白磷酸化等其他水平的调节。

果然，受渗透胁迫的菠菜与32P反应后所提的膜蛋白经SDS?-AGE和放射自显影后在28KDa处有信号，并随渗胁迫程度的增加而信号减小，即磷酸化水平降低。

体外磷酸化实验则证明了PM28A的磷酸化是依赖于Ca2+的。

在后续的工作中（Johansson等，1998），PM28A通过爪蟾卵母细胞表达系统证实是一个功能性的水孔蛋白。

点突变PM28A （S115A或S274A），然后在爪蟾卵母细胞在表达，并结合蛋白激酶抑
制剂k252a或磷酸酶抑制剂OA(Okadaic acid)的处理，通过测定卵母细胞的Pf值，发现这两个位点的磷酸化水平与PM28A的水通道活性有关。

不过，进一步的实验证明仅Ser274在体内是可磷酸化的。

综合这一系列的结果，Johansson等（1998）对PM28A如何通过磷酸。