1 药理实验基本操作
药理一 药物剂量对药物作用的影响及小白鼠常用给药方法
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重点和难点
• 重点:观察实验动物用药前后的表现并 分析其发生机制 • 难点:实验动物的捉拿方法和常用给药 途径的给药方法
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主要实验步骤
1.取小鼠3只,称重并标记(1、2、3),观察正常表 现 2.给1号小鼠腹腔注射0.1%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g 给2号小鼠腹腔注射1%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g 给3号小鼠腹腔注射2%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g 3.观察3只小鼠用药后15分钟内的表现
药理实验一 药物剂量对药物作用的影响 及小鼠常用给药方法
实验目的
• 掌握小白鼠的捉拿方法和常用给药途径 和方法 • 掌握药物剂量和药物作用的关系
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实验原理
• 戊巴比妥钠为镇静催眠、抗惊厥药,随 着药物剂量的增加,药物作用越明显, 对中枢的抑制作用逐渐增强,依次出现 镇静、催眠、麻醉和抗惊厥的作用。
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结果记录
药物剂量对药物作用的影响 活动情况 小鼠号 剂量
用药前 用药后 用药前 用药后 用药前 用药后
痛觉反射
翻正反射
1号 2号
3号
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药理实验一 药物剂量对药物作用的影响 及小鼠常用给药方法
板书内容
主要实验步骤
1.取小鼠3只,称重并标记(1、2、3),观察正常表现 2.给1号小鼠腹腔注射0.1%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g 给2号小鼠腹腔注射1%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g 给3号小鼠腹腔注射2%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g 3.观察3只小鼠用药后15分钟内的表现
实验实训指导书药理学
实验一药理学实验基本知识和技术
实验目的:1、掌握基本操作,锻炼动手、动脑能力;
2、更好地掌握药理学基本理论知识;
3、培养科学思维。
实验内容:一、药理实验的基本目的与要求
二、实验动物:
1、动物的选择;
2、动物的标记与捉拿、固定方法;
3、动物的取血方法(尾尖、眼眶静脉丛、摘眼球、断头);
4、动物的给药方法(灌胃、腹腔、皮下、尾静脉);
5、动物的麻醉方法;
6、动物的处死方法。
三、实验设计基本原则。
实验步骤:
一、药理学实验的基本目的与要求
药理学实验课在药理学教学中占有非常重要的地位。药理学实验课的目的在于通过实验验证药理学的基本理论,加深理解与掌握药理学的基本知识和规律;也是了解获得药理学知识的科学途径。同时,培养学生独立思考,独立工作,科学思维的能力;培养学生动手操作、分析问题和解决问题的能力;还应培养学生对科学工作的严肃的态度、严格的要求、严密的工作方法及实事求是的工作作风。
为了达到上述目的,要求做到下列事项:
1. 实验前:预习实验内容并复习相关理论知识;
2. 实验时:
(1)实验分小组进行,实验前分工明确,实验时密切配合;
(2)确定实验仪器、药品、动物与实验指导相符时,将实验器材妥善安排,正确装置、保管;
(3)实验操作按步骤进行,仔细观察实验中出现的现象,实事求是地做好记录;
(4)注意爱护动物、节约实验药品;
(5)实验过程中保持实验室肃静、清洁。
3. 实验后:
⑴各组同学将实验动物处死,实验台擦干净,将实验方盘送回准备室;
⑵值日生搞好实验室卫生,将死亡动物送至指定场所;
⑶整理实验结果,经分析思考作出结论,按要求写出实验报告,按时交给指导老师。
药理学实验基本技能
常用实验动物的特点及应用
一、青蛙和蟾蜍(frog v hoptoad)
(一)生物学特性 两栖类变温动物,有两个心房、一个心室, 房室区分不明显。蟾蜍背部有许多突起毒腺, 分泌毒素。 (二)在生物科学研究中的应用 1.药物对心脏的灌流实验。 2.药物对神经、肌肉、神经-肌接头的影响。 常用于: 蛙心灌流 坐骨神经-腓肠肌标本 坐骨神经-缝匠肌标本
期前收缩和代偿间隙
⒈普通电极 刺激离体的组织时常用,电极的 金属丝装嵌在绝缘的有机玻璃套内,前端裸 露少许金属丝,用以接触组织。 ⒉保护电极 刺激组织时,避免电流刺激周围 组织,需用保护电极。电极的金属丝包埋在 绝缘套内,前端有一凹槽露出电极丝用于刺 激组织。 ⒊乏极化电极 常用的乏极化电极有银-氯化 银电极、锌-硫酸锌电极和汞-氯化汞电极。
二 、 常 用 手 术 器 械
常用器械及操作
第三章 常用仪器和设备
第一节BL-420生物机能实验系统
(a)BL-420E+系统
(b)BL-420F系统
BL-420生物机能实验系统
第二节 BI-2000微循环图像分析系统
第三节 MedLab生物信号采集处理系统
生物信号类型 (一)按原始信号的性质分类 1.电信号:心电、神经放电、神经干动作电位、脑电。
2.非电信号:骨骼肌张力、血压、 骨骼肌张 力、血压、呼吸道压力、心肌收缩力、肠 肌张力等。
药理实验指导教案
药理实验指导教案
一、实验目的
通过药理实验,了解药物的作用机制、药力学参数以及药物相互作用等相关知识,培养学生科学实验的能力。
二、实验材料与设备
1. 实验药物:如阿司匹林、盐酸吗啡等。
2. 药理实验动物:如小鼠、大鼠等。
3. 实验器材:如注射器、实验仪器等。
4. 实验材料:如生理盐水、缓冲液等。
三、实验内容及步骤
1. 实验前准备
(1)准备好实验动物,确保健康状况良好。
(2)配制药物溶液,根据药物剂量和实验要求进行稀释。
(3)准备实验器材和材料。
2. 药效学实验
(1)组织实验动物,随机分组。
(2)给予实验动物不同剂量的实验药物,如阿司匹林。
(3)观察实验动物的反应,如频率、强度等。
(4)根据实验结果,绘制药物剂量-反应曲线图。
(5)计算药物的EC50值。
3. 药物代谢实验
(1)给予实验动物一定剂量的药物,如盐酸吗啡。
(2)在一定时间间隔内,采集实验动物的生物样本,如血液、尿
液等。
(3)采用适当的实验方法,分离和检测药物及其代谢产物。
(4)绘制药物的浓度-时间曲线图,并计算药物的半衰期。
4. 药物相互作用实验
(1)选择两种具有不同作用机制的药物,如阿司匹林和盐酸吗啡。
(2)给予实验动物单独使用这两种药物,并记录其反应。
(3)给予实验动物同时使用这两种药物,并记录其反应。
(4)比较两种情况下实验动物的药效差异,评估药物之间的相互
作用。
5. 实验结果分析
根据实验数据和观察结果,进行统计学分析,并进行合理的解释和
讨论。
四、实验安全注意事项
1. 遵循实验室安全操作规范,佩戴实验服和防护手套。
2. 确保实验动物的福利,遵循动物实验伦理的相关规定。
药理学常见实验操作方法
药理学常见实验操作方法
药理学是研究药物在生物体内的活性、代谢、毒性和药物与生物体之间的相互作用等问题的学科。药理学实验是药理学研究的重要手段,通过实验可以研究药物的药效、药代动力学、药物的药理作用和机制等方面的问题。下面将介绍一些药理学常见的实验操作方法。
1. 细胞培养实验:细胞培养实验是研究药物对细胞的作用的一种常见的药理学实验方法。首先需要选择合适的细胞系进行培养,如癌细胞、原代细胞等。接下来,将药物加入到细胞培养基中,观察药物对细胞的影响,如细胞的增殖、凋亡、分化等。可以使用细胞形态学方法、免疫组化、蛋白质分析等技术手段来评估药物对细胞的影响。
2. 动物实验:动物实验是研究药物在整个生物体内的药效和毒性的重要手段。常见的动物实验包括药物的急性毒性实验、慢性毒性实验、药物代谢动力学实验、药效学实验等。首先需要选择合适的动物模型,如小鼠、大鼠、猴子等。然后,将药物给予动物进行观察和检测,如观察动物的行为、记录动物的生理指标、取动物组织样本进行药物浓度测定等。
3. 体外药物解剖学实验:体外解剖学实验是研究药物在体内分布、转化和代谢的重要手段。常见的体外实验包括药物的分配实验、药物代谢实验、药物排泄实验等。该实验通过收集和分析体内样本(如血液、尿液、组织)中的药物浓度以及代谢产物的浓度来评估药物在体内的代谢和排泄情况。使用的方法包括液相色
谱质谱联用技术、高效液相色谱技术、放射性同位素标记技术等。
4. 离体器官实验:离体器官实验是研究药物在特定器官上的药理作用的一种常见实验方法。常见的离体器官实验包括离体心脏实验、离体肠段实验、离体骨骼肌实验等。该实验将动物的某个器官取出,放置在体外培养液中,然后加入药物进行实验。通过记录器官的生理活动的变化来评估药物对该器官的作用。
药理实验1
实验一 给药途径对药物作用的影响
目的:比较不同给药途径对等剂量尼可刹米作用的影响 原理:大剂量的尼可刹米可兴奋脊髓,引起动物惊厥甚 至死亡。给药途径不同,吸收速度有差别,药物反应 的潜伏期和程度亦有差别。 动物:小鼠6只,体重(20±2)g 器材:鼠笼、天平、注射器(1ml)、针头(5号)、小 鼠灌胃器 药品:20g/l尼可刹米溶液 方法步骤:取小鼠6只,随机分为3组,每组2只,称重编 号后,分别采用灌胃、皮下注射和腹腔注射给药,给 药剂量均为4mg/10g(按0.2ml/10g给药)。
结果:记录给药时间,动物反应及潜伏期(从给药 到首次出现惊厥的时间间隔),将试验结果填入 表内。
表1 不同给药途径对尼可刹米作用的影响
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鼠号 1 2 3
尼可刹米 剂量
给药 途径
作用潜伏期 (min)
动物反应
讨论题:结合实验结果说明不同给药途径对尼可刹米作用的影响? 注意事项:给小鼠灌胃,一定掌握要领,注意不要刺破食管和胃 壁。
药理学实验基本操作方法
药理学实验基本操作方法
药理学实验基本操作方法是指在药理学研究中进行药物活性、毒性、代谢及药效评价等方面的实验操作方法。下面将详细介绍药理学实验的基本操作方法。
1. 药物制备:首先需要准备所需的药物溶液。根据实验需要,药物可以是天然的、合成的或者已经商业化的。药物溶液的配制方法包括溶于溶剂中、配制不同浓度的药物溶液等。药物在实验前需要进行精确称量,确保药物剂量的准确性。
2. 动物实验模型:选择合适的动物模型是进行药理学实验的关键。常用的动物模型包括小鼠、大鼠、猪、猴等。通过选用适合的动物模型可以更好地模拟人体的生理和病理状态,从而评价药物的疗效和安全性。在动物实验前,需要进行动物的饲养和培养。
3. 药物给药方式:药物给药方式的选择取决于药物的性质和实验的目的。常用的给药方式包括经口给药、静脉注射、皮下注射、直肠给药等。给药时需要注意用药剂量、次数和给药时间的准确控制。
4. 临床观察和测量指标:在药理学实验中,需要对动物进行临床观察和测量,以评价药物的药效和毒性。常见的观察指标包括体温、心率、呼吸频率、血压等。另外,还可以通过采集血液、尿液等样本,进行对药物代谢、药物浓度的测定。
5. 数据处理和统计分析:药理学实验结束后,需要对实验数据进行处理和统计
分析。数据处理通常包括数据整理、计算药物的半数抑制浓度(IC50)、最大效应等指标,绘制药效曲线等。统计分析可以通过方差分析、t检验、相关性分析等方法进行。
6. 实验设备消毒和废弃物处理:在药理学实验过程中,需要定期对实验设备进行消毒,以防止交叉感染。实验结束后,需要按照相关规定安全处理药物残余和废弃物,确保实验环境的安全和卫生。
药理实验1
阿托品三种不同给药途径对药物作用的影响
一、实验目的
1、观察阿托品不同给药途径对家兔心率的影响。
2、理解给药途径对药物效应的影响。
3、掌握家兔给药方法的基本操作。
二、实验器材
对象:家兔
器材:哺乳动物手术器械一套、粗天平、压力换能器、注射器若干等
药品:硫酸阿托品(5mg/ml)、20%乌拉坦(5ml/kg)、班氏试剂。
三、实验原理
给药途径不同可直接影响药物效应的快慢和强弱,依据药效出现时间从快到慢,其顺序一般为:静脉注射、吸入、腹腔注射、舌下、肌肉注射、皮下注射、口服、直肠、皮肤。
四、实验步骤
1、取三只健康的家兔称重、用班氏试剂编号。
2、仪器连接。
3、用20%乌拉坦进行麻醉。
4、给药
(1)第1号家兔:兔耳缘静脉推注硫酸阿托品0.1ml/kg(0.1ml/kg)。
(2)第2号家兔:皮下注射硫酸阿托品0.1mg/kg(0.1ml/kg)。
(3)第3号家兔:肌肉推进硫酸阿托品0.1mg/kg(0.1ml/kg)。
5、观察不同给药途径给药后家兔的心率变化和起效时间。
五、注意事项
1、本实验麻醉应适量,麻醉药注射速度,一般前1/3快推,中1/3中速,后1/3慢,同时注意角膜反射和呼吸变化。
2、用药量应准确以确保实验结果的准确性。
六、实验结果
1、实验记录
2、预期结果
静脉注射起效最快,药效最强; 肌肉注射起效较慢、药效较弱; 皮下注射起效最慢、药效最弱。
七、思考题
1、通过实验了解药物在体内的吸收、分布的概念。
2、给药途径的不同药物作用为什么会出现差异?
八、参考文献
参考文献:《药理学》第七版、《药物化学》第七版、《基础医学实验教程》、
药理学实验一常用实验动物的实验基本操作
实验一常用实验动物的实验基本操作
实验目的:掌握动物实验的基本操作
一、实验动物的选择及捉拿固定
(一)实验动物的选择
1.小白鼠的生物学特征是什么?主要用于哪些实验?
小白鼠性情温顺,易于捕捉,胆小怕惊,对外来刺激敏感。它胃容量小,不耐饥渴,随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物,如:某些药物的筛选实验、半数致死量(LD50)测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右,常用于避孕药实验及抗癌药实验。
2.大白鼠的生物学特征是什么?主要用于哪些实验?
大白鼠性情温顺,行动迟缓,易于捕捉,但受惊吓或粗暴操作时,会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达,对外界刺激敏感,抵抗力较强。大鼠无胆囊,肾单位表浅,肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定,可用它作血压实验,也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
3.家兔生物学特征是什么?主要用于哪些实验?
家兔属于草食性动物,性情温顺但群居性差,听觉、嗅觉十分灵敏,胆小易惊,具夜行性和嗜睡性。它主要利用呼吸散热维持体温平衡,耐冷不耐热,厌湿喜干。家兔广泛应用于医学研究中。由于兔耳血管丰富,耳静脉表浅,易暴露,是静脉给药及采血的最佳部位。兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束,常用于研究减压神经与心血管活动的关系。家兔的体温调节较稳定,反应灵敏,常用于发热研究和热源试验,是药品质控中热源检查的指定动物。家兔对组织胺不敏感,不发生呕吐,因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
药理实验报告书写规范.doc
药理学各次实验报告书写的规范与要求如下:
实验一:常用动物基本操作
一、实验目的
1. 掌握大、小鼠性别辨别、标记、捉拿、给药和取血方法。
2. 学习家兔麻醉、固定、颈总动脉分离、动脉插管制做及正常血压测量。
二、实验器材(按具体使用器材书写,不必拘泥于讲义)
1. 鼠类实验器材:1 ml注射器,灌胃针头,电子秤,小鼠固定筒,大鼠固定筒,75%酒精棉球,棉签,帆布手套。
2. 家兔用实验器材:磅秤,家兔固定箱,20 ml注射器,兔开口器,导尿管,75%酒精棉球,剪刀,镊子,止血钳,动脉夹,结扎线,硅胶管。
三、实验药品(按具体使用药品书写,不必拘泥于讲义)
生理盐水,苦味酸水溶液。
四、实验动物(写明所用动物品系、数量、性别、体重)
1. 昆明种小鼠:2只,雌雄各半,体重18-22克。
2. SD大鼠:1只,雌雄不限,体重180-220克。
3. 大耳白家兔:1只,雌雄不限,体重2-3千克。
五、实验方法(按实际操作情况书写,不能照抄讲义)
1. 大鼠、小鼠和家兔的捉持方法:
2. 大鼠、小鼠的性别鉴定:
3. 大鼠、小鼠的标记方法:
4. 不同途径给药方法
(1)大鼠、小鼠和家兔的经口灌胃:
(2)大鼠、小鼠的腹腔注射:
(3)大鼠、小鼠的皮下注射:
(4)家兔耳缘静脉注射:
(5)小鼠尾静脉注射:
5. 小鼠、家兔处死方法
6. 教师示教:家兔的麻醉、固定、颈总动脉分离、动脉插管制做及正常血压测量。
实验二:不同给药途径对药物作用的影响
一、实验目的
1. 掌握硫酸镁的药理作用及机制。
2. 观察不同给药途径对药物作用的影响。
二、实验器材(按具体使用器材书写,不必拘泥于讲义)
1 药理实验基本操作
实验1 药理实验基本操作
一、药理学实验注意事项
安全、值日。
二、试验报告的撰写
实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含:试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。
三、药理学实验设计的三大原则
重复、随机、对照。
四、药理学实验常用动物简介
1.常用种类:小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡,青蛙、蟾蜍,猴和猩猩等实验动物。
①青蛙和蟾蜍易饲养,一般用其心脏,观察药物对心脏的作用;其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用,用于局麻药和肌松药的研究;
②小鼠,最常用,易大量繁殖,适用于需要大量动物的试验,如半数致死量和药物的初步筛选试验;
③大鼠,可用于不便用小鼠进行的试验,如血压试验;大鼠对炎症比较敏感,可用于观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊,便于通过胆管收集胆汁;大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物;
④豚鼠,用于筛选平喘药和抗组胺药,抗结核药;也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究。
⑤新西兰兔,兔子的皮肤对刺激物的反应接近人,适用于观察药物对皮肤的局部作用;成年雌兔常用于避孕药研究;作用于心脏、血压、呼吸的药物,以及解热药和热源检查;眼用药物的药效学和药动学研究。
⑥猫,血压试验和止咳药物的药效和机制研究等;
⑦犬,适于慢性试验,新药临床前毒性试验,犬和猫对呕吐反应很灵敏,常用于观察药物的致吐和镇吐作用。犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物;
⑧猴和猩猩,高级动物,接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安全性评价也需要使用猴。
药学毒理学实验操作指南
药学毒理学实验操作指南
引言:
药学毒理学是一门研究药物对生物体产生的毒性效应的学科,对于药物的研发和安全性评价具有重要意义。在进行药学毒理学实验时,正确的操作方法和技巧是确保实验结果准确可靠的关键。本文将为您提供一份药学毒理学实验操作指南,帮助您顺利进行实验。
一、实验前准备
在进行药学毒理学实验之前,必须进行充分的实验前准备工作,包括实验室设备和试剂的准备、动物的选择和饲养等。
1. 实验室设备和试剂准备:
确保实验室设备完好无损,并根据实验需求准备好所需的试剂和溶剂。试剂的纯度和浓度应符合实验要求,避免使用过期的试剂。
2. 动物的选择和饲养:
根据实验的需要,选择适合的实验动物,并进行合理的饲养。动物应处于良好的健康状态,饲养环境应符合动物福利要求。
二、实验操作步骤
在进行药学毒理学实验时,应按照一定的操作步骤进行,确保实验的准确性和可重复性。
1. 毒性试验的选择:
根据实验目的和要求,选择适当的毒性试验方法。常用的毒性试验包括急性毒
性试验、亚急性毒性试验和慢性毒性试验等。根据实验室条件和资源限制,选择合适的试验方法。
2. 实验组织和分组:
根据实验设计,将实验动物随机分为实验组和对照组。实验组接受药物处理,
对照组接受相同条件下的安慰剂处理或无处理。
3. 药物给药:
根据实验要求,选择适当的给药途径和剂量。常用的给药途径包括口服、皮下
注射、静脉注射等。给药剂量应根据动物体重和药物的生理活性确定,并进行适当的计算和调整。
4. 毒性指标的测定:
根据实验目的,选择合适的毒性指标进行测定。常用的毒性指标包括生理指标、生化指标和组织病理学指标等。测定前,应确保测定方法的准确性和可靠性。
药理学实验课基本技能和主要步骤
药理学实验
二、吗啡镇痛实验
1 实验目的及原理
➢实验目的: ①掌握镇痛药的实验方法。(热板法、扭体法) ②观察药物的镇痛作用。
➢实验原理:热刺激或者化学刺激物使小鼠 产生疼痛反应,观察给药前后小鼠疼痛反应 的变化。(痛阈值、扭体次数)
2
主要实验材料
实验动物:小鼠(雌性) 实验药物: 0.4%吗啡 主要仪器:热板测痛仪(RB-200智能热板仪)
3 实验主要步骤3
③ 安装离体实验装置
取回肠,固定于平滑肌槽内
调整悬挂丝线松劲程度 调节通气阀每秒钟1-2个气泡
点击桌面中BL-420图标,进入主菜单
3 实验主要步骤4
④ 添加药液
正常曲线
乙酰胆碱
阿托品
乙酰胆碱
1. 肠管 稳定10分 钟,记录 一段正常 活动曲 线。
2. 加入1:10 万乙酰胆碱 溶,记录其 收缩幅度
学习基本的实验方法
C
培养实事求是的学习作风
D
培养动手能力、科研能力
药理学实验
一、基本实验操作 不同给药途径的药物对小鼠睡眠时间的影响
1
实验目的及原理
实验目的: 1)掌握小鼠给药的基本方法。 2)比较不同给药途径药物起效的时间快慢。
实验原理:不同的给药途径的药物起效时间不 相同。
2
主要实验材料
实验动物:小鼠
药理实验基本操作指南下载
家兔属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食 性哺乳动性。家兔耳大、血管清晰,便于 注射和取血。
5
1 2 3
4 5 6
7 8 9
1
4
2
3
图1
两种动物毛发染色编号法
图2 小鼠捉持方法
图3 小鼠捉持方法
图4-1 家兔捉拿方法1
图4-2 家兔捉拿方法2
图5-1 家兔固定方法1
图5-2 家兔固定方法2
图6 小鼠灌胃方法
小白鼠是野生鼷鼠的变种,属于动物界,脊椎 动物门,哺乳纲,啮齿目,鼠种。我国目前饲养最 广泛的是1946年从印度某研究所引入到云南昆明饲 养的品种,又名昆明种。50年代由昆明引到北京生 物制品研究所,以后输送到全国各地饲养。
大白鼠
大白鼠
豚鼠是啮齿目豚鼠科的通称,因肥笨且头 部长的像猪得名。也叫荷兰猪。普通短毛的豚鼠 是著名的实验动物,几乎都成为实验动物的代名 词。
动物给药的方法
• 小白鼠 • 腹腔注射(i.p.):以左手固定小鼠,方法同灌胃,右手持 注射器,取30度-45度角将针头从下腹部向头端视动物大小刺 入1-2厘米。进针部位不宜过高,刺入不宜太深,以免伤及内 脏。将注射针头回退少量距离,轻轻回抽注射器,如无明显 回血、回液即注入药物(见图7,图8)。小鼠腹腔注射量一 般为0.1-0.3ml/l0g。
• 大鼠 捉持和固定方法基本同小鼠,无经验者可戴 上防护手套,并应动作轻柔。用右手捉住鼠尾,放 在鼠笼盖上,向后轻拉鼠尾;左手掌面向鼠背,食 指和中指压住鼠的头顶,拇指和无名指分别从鼠的 两腋下插入,将鼠的两前肢卡住;或拽紧鼠后颈及 后背皮肤即可。
药理学试验指导
药理学实验指导
江苏建康职业学院
2010年1月
目录
1、实验一药理学实验的基本知识与技术 (1)
2、实验二药物剂量对药物作用的影响 (5)
3、实验三药物剂型对药物作用的影响 (6)
4、实验四肾功能损害对药物作用影响 (7)
5、实验五给药途径对药物作用的影响 (8)
6、实验六溶媒对乳糖酸红霉素溶解度的影响 (8)
7、实验七药物血浆半衰期的测定 (9)
8、实验八传出神经系统药物对血压的影响 (11)
9、实验九传出神经药物对肠肌的作用 (12)
10、实验十去甲肾上腺素的缩血管作用 (14)
11、实验十一有机磷酸酯类中毒及解救 (14)
12、实验十二普鲁卡因的传导麻醉作用 (15)
13、实验十三苯巴比妥的抗惊厥作用 (16)
14、实验十四氯丙嗪的镇静和降温作用 (17)
15、实验十五药物的镇痛作用 (18)
16、实验十六尼可刹米对抗吗啡中毒的呼吸抑制 (19)
17、实验十七药物的抗心律失常作用 (20)
18、实验十八普萘洛尔的抗缺氧作用 (20)
19、实验十九理化因素及药物对离体蛙心的影响 (21)
20、实验二十枸椽酸钠的抗凝血作用 (23)
21、实验二十一糖皮质激素对细胞膜的保护作用
22、实验二十二链霉素毒性反应及钙剂的对抗作用 (23)
23、实验二十三磺胺类药物的溶解性 (24)
24、常用仪器简介 (25)
25、附录一:几种常用注射麻醉剂的参考剂量 (31)
26、附录二:常用生理溶液的成分和配制 (32)
27、附录三:常用实验动物的一些生理常数 (33)
28附录四:动物与人体的每千克体重剂量折算系数表 (33)
药理学实验的基本操作及不同给药途径
2021/12/288
第一页,共23页。
教学目标
了解:
实验动物的分类、选择、麻醉及编号。
理解:
1 药理学实验课的目的、要求。 2 临床常用的给药途径。 掌握:
11、小白鼠的性别鉴定、捉拿及给药方法:腹腔注 射、皮下注射、肌肉注射、灌胃给药。
药理学教研室10药理学实验常用实验动物药理学教研室11实验内容一基本操作小白鼠捉持法小白鼠的给药方法小白鼠腹腔注射法小白鼠皮下注射法小白鼠肌肉注射法小白鼠灌胃给药法小白鼠静脉注射法二不同给药途径对药物作用的影响药理学教研室12小白鼠的捉持以右手提鼠尾放于粗糙面上将鼠尾轻轻向后以左手拇指及食指捏其双耳及头部皮肤无名指小指和掌心夹其背部皮肤和尾部便可将小鼠牢固捉持小白鼠的捉持
体重。
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小白鼠尾静脉注射
尾静脉注射.avi
1. 采用尾静脉注射 。 2. 小鼠置于固定的筒内或 铁丝罩内,或扣于烧杯内, 鼠尾45-50℃温水浸泡或用
75%的酒精棉球擦拭。
3. 选择鼠尾左右两侧静脉 注射,注射时若出现隆起 的白色皮丘,应重新向尾 根部位移动注射。 4. 给药体积:0.05-0.1
离心机、分光光度计等仪器的使用应在老师指导下进行
注意自身安全,防止被小动物咬伤。
按照实验教程上的步骤进行操作,准确计算给药量。
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实验1 药理实验基本操作
一、试验报告的撰写
实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含:试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。
二、药理学实验设计的三大原则
重复、随机、对照。
三、注射器的使用方法
试验目的:掌握注射器的使用方法
试验材料:
器材:注射器 1 ml、2 ml、5 ml;针头:4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.0-6号针头,静脉注射用4.5号或5号针头,口服灌胃用12号针头;大鼠与兔子用16号针头。
药品:生理盐水
试验方法:
1、安装针头:选择适宜号数的针头,安装在针管的管嘴上,拧紧,要求针尖斜面与针管刻度面一致。
2、吸取药液:将针尖浸入药液中,左手持针管,右手提抽针芯,缓慢吸取药液至需要量。
3、排尽气泡:将吸入药液的注射器垂直向上,先抽一下针芯,使针头内的药液进入针管,并使针管内的空气汇集在药液上面,然后轻轻推动针芯,使空气自针头排出,直至溢出药液为止。若遇小气泡不易排出时,可再抽入空气少许,使该微量气泡汇合于抽入的空气中,然后一并排出(注意:避免将针头朝着自己或他人,防止液体喷射到人身上)。
4、持注射器:
(1)用右手拇、中二指持注射器(针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量)。食指固定在针头与针管接头处;进针后,用食指夹住针管,拇指推动针芯注药。
(2)用右手拇、中二指持注射器(针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量)。无名指固定在针头和针管接头处,食指推动针芯注药。
注意事项:
1、选择适宜的注射器及针头;
2、按接针头时须旋转90度;
3、针头斜面与针管刻度面一致;
4、排尽气泡;
5、注射器针头按接处需用食指或无名指固定;
6、注射器用后须洗净,以防药液污染;
四、实验动物简介
1.常用种类:小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡,青蛙、蟾蜍,猴和猩猩等实验动物。
①青蛙和蟾蜍易饲养,一般用其心脏,观察药物对心脏的作用;其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用,用于局麻药和肌松药的研究;
②小鼠,最常用,易大量繁殖,适用于需要大量动物的试验,如半数致死量和药物的初步筛选试验;
③大鼠,可用于不便用小鼠进行的试验,如血压试验;大鼠对炎症比较敏感,可用于观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊,便于通过胆管收集胆汁;大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物;
④豚鼠,用于筛选平喘药和抗组胺药,抗结核药。
⑤新西兰兔,兔子的皮肤对刺激物的反应接近人,适用于观察药物对皮肤的局部作用;成年雌兔常用于避孕药研究;作用于心脏、血压、呼吸的药物,以及解热药和热源检查。
⑥猫,血压试验等;
⑦犬,适于慢性试验,新药临床前毒性试验,犬和猫对呕吐反应很灵敏,常用于观察药物的致吐和镇吐作用。
⑧猴和猩猩,高级动物,接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安全性评价也需要使用猴。
2.我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类:
①一级动物(普通动物,CV):是实验动物中微生物控制要求最低的动物。外观健康,未见异常,在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化,动物本身所携带的微生物状况不明确,仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
②二级动物(清洁动物,CL):在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。不带有动物传染病病原体,如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物。
比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③三级动物,即无特定病原体动物(SPF):在屏障系统或系统内饲养和繁殖,经检验无特殊病原菌,无传染病的健康实验动物。SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物,饲养于屏障系统中,体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫,属于健康无病的动物。
现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。
④四级动物(无菌动物,GF):在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。无菌动物来源于无菌剖宫产,然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中,经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成。
一般研究肿瘤药物,要用到这个级别的动物。
还有一种为悉生动物,也是在隔离系统内饲养,人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。级别位于三级和四级之间。
五、常用动物的捉拿及给药方法
(一)小白鼠
1、捉拿法:用右手提起鼠尾,放于粗糙物(如鼠笼)面上,并向后拉,趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时,以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤,翻转鼠体,使腹部向上平卧于掌心内,用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。
2、给药法
(1)灌胃:将小鼠固定后,使口部向上,将颈部拉直,使口腔与食管呈一条直线,右手持小鼠灌胃针,自口角插入口腔内,沿上颚后壁轻轻插入食管内,如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液(若遇阻力,可抽出再插,避免穿破食管或误入气管内而致死亡)。
灌胃体积:0.1-0.2 ml/10 g,每只最大量不超过1.0 ml。
(2)皮下注射:通常选择背部皮下注射,操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤,右手持注射针水平刺入皮下,针尖向左右摆动,易摆动说明针尖确实已经刺入皮下,然后注射药液。拔针时旋转出针,以手捏住针刺部位,防治药液外漏。
注射体积:0.1-0.3 ml/10 g。
(3)腹腔注射:左手捉拿动物,将腹部朝上,右手拿注射器,针头刺入方向与腹部呈45度角,一般由左右下腹部刺入。为避免刺破内脏,可将小鼠头部放低,使脏器移向横隔处,勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。
注射体积: 0.2 ml/10 g,每只最大量不超过1.0 ml。
(4)性别辨认:雌性小鼠:肛门与生殖器距离近,有阴道;
雄性小鼠肛门与生殖器距离远,有睾丸。大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。
(二)大白鼠
1.大鼠灌胃
大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买,操作方法和小鼠灌胃大同小异,只是由于大鼠体积较大,抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的,不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6~8 cm,直径约1.2 mm。
大鼠灌胃时,右手持灌胃注射器,左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤,使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线,不需要固定大鼠的尾巴,就可以实施灌胃操作了,其余的操作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重,因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。
2.大鼠腹腔注射
腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。