总花青苷含量的测定
花青苷 显色 玉米 测试方法
花青苷显色玉米测试方法全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：花青苷是一种具有抗氧化作用的植物色素，常见于紫色和蓝色的水果和蔬菜中，具有显色的作用。
在玉米中也含有一定量的花青苷，可以使玉米变得更加鲜艳和吸引人。
设计一种能够测试玉米中花青苷含量的方法非常重要。
下面我们就来探讨一种关于花青苷显色玉米测试方法的详细介绍。
一、概述：花青苷是一种存在于植物中的天然色素，具有抗氧化和抗炎作用。
在玉米中，花青苷的含量可以通过显色反应来测试。
显色是一种将特定化学物质与待测样品发生反应后产生可见颜色变化的方法，通过观察颜色的深浅可以间接反映出待测样品中特定成分的含量。
二、材料和仪器：1. 玉米样品2. 乙醇3. 酸性乙醇4. 碳酸氢钠5. 玻璃棒6. 离心管7. 紫外可见分光光度计三、实验步骤：1.样品制备：取少量玉米样品，研磨成粉末状。
2.提取花青苷：将玉米粉末加入乙醇中，用玻璃棒搅拌均匀，静置一段时间。
然后使用离心管离心，将上清液收集。
3.显色反应：将提取得到的上清液加入碳酸氢钠溶液中，观察是否产生颜色变化。
花青苷与碱性溶液反应后会呈现出紫色或蓝色。
4.测定光密度：将反应产物用紫外可见分光光度计检测吸光度，根据吸光度值可以计算出样品中花青苷的含量。
四、结果分析：通过以上实验步骤，我们可以得到玉米样品中花青苷的含量。
根据吸光度值的不同可以判断出不同样品中花青苷的含量，从而为玉米的质量控制和改良提供参考依据。
五、注意事项：1. 实验过程中要注意避免样品污染和交叉污染。
2. 操作过程中要注意个人安全，避免酒精泼溅和气味吸入。
3. 实验室仪器要保持干净整洁，避免干扰测试结果。
六、结论：通过以上测试方法，我们可以准确测试玉米中花青苷的含量，为玉米的优化种植和后期加工提供科学依据。
希望本文能够对相关领域的科研工作者和生产人员有所帮助。
【2000字】。
第二篇示例：花青苷是一种存在于许多植物中的紫色素，特别是在玉米中含量较高。
花青素检测方法（花色素苷）
花青素检测方法（花色素苷）
A1 花青素的测定方法
A1.1 方法来源：企业内控方法
A1.2 方法原理：
A1.3 试剂：
A1.3.1 甲醇（AR）
A1.3.2 盐酸（AR）
A1.3.3 2%盐酸甲醇：盐酸：甲醇=2：100（V/V）A1.4 仪器和用具：
A1.4.1 电子天平（1/100000）
A1.4.2 玻璃仪器：容量瓶
A1.4.3 超声波清洗器
A1.4.4 紫外分光光度计
A1.4.5 比色皿（1cm）
A1.5 步骤
精密称取样品20mg，加60ml 2%盐酸甲醇超声溶解，取出冷却，定容至100ml，摇匀，过滤，待测。
A1.6 测定
用1cm 玻璃比色皿在540nm 波长下测定其吸光度A，用2％盐酸甲醇溶液作空白对照。
（吸光度应控制在0.3～0.7之间，否则应调整试样液浓度，再重新测定吸光度。
）
A1.7 计算
A × V
X = × 100%
1020 × W × 100
其中： X：花青素含量，%；
A：样品在波长为540nm处的吸光度值；
V：样品稀释体积，mL；
W：样品的称样量，g；
1020：飞燕草素的比吸光值。
总花色苷含量测定
总花色苷含量测定—分光光度法1、综合国内外资料,主要有以下几种计算吸光值A 的方法[1]:(1) 当叶绿素是该样品中主要存在的干扰色素时,需消除叶绿素吸收含量的影响;此时,计算公式为: A = (Amax - A620) - 0.1(A650 - A620)(2) 含有其它干扰物质时花色苷总量的测定:a) 直接法:在新鲜的植物提取物中,因为很少含有在花色苷的最大吸收区发生吸收的干扰物质,花色苷总量可以直接由可见区最大吸收波长处的吸光度来测定。
计算公式为: A = Amax直接法吸收光谱测定:用××分光光度计于250 - 800nm 下全波长扫描,得到花色苷在0.1 % 盐酸—80 % 乙醇中的可见光区最大吸收波长,在此最大波长下测定各样品的吸光值A 。
b) pH 示差法:在加工或储藏过程中,会产生褐色降解物,这些降解物和花色苷具有相同的能量吸收范围。
这类花色苷总量的测定,通常用pH示差法[8] 。
计算公式为: A = (Amax - A700) pH1.0 - (Amax - A700) pH4.5 pH 示差法吸收光谱测定:先确定合适的稀释因子,使样品在λmax下的吸光度在分光光度计的线性范围内;然后制备两个样品稀释液,其中一个用氯化钾缓冲液(0.025M,pH1.0) 稀释,另一个用醋酸钠缓冲液(0.4M,pH4.5) 稀释,将稀释液平衡15min 后,用蒸馏水做空白,分别测定两种样品稀释液在λmax和700nm处的吸光值A。
2、花色苷总含量的测定[2]：通过波长扫描,确定××花色苷在可见区的最大吸收波长为λmax。
利用花色苷的结构特性,当pH为1.0时在λmax处有最大吸收峰,而当pH 为4.5时,花色苷转变为无色查尔酮形式,在λmax处无吸收峰,用示差法计算溶液中总花色苷含量。
计算公式为: C (mg/ g) = (A0 - A1) ×V ×n ×M / (ε×m )式中: A0 、A1 —分别为pH1.0、pH4.5时花色苷在λmax处的吸光值V —提取液总体积(mL )n —稀释倍数M —cy-3-glu (矢车菊- 3-葡萄糖苷)的相对分子质量(449.4)ε—cy-3-glu的消光系数( 29600)m —样品质量( g)3、花色苷含量TAcy的计算公式为(以天竺葵色素-3-葡萄糖苷计)[3] :TAcy (mg/ hg) =(A ×433 ×10 ×V）÷(22 400 ×m)×100A = (OD500nm - OD700nm) pH1.0 - (OD500nm -OD700nm) pH4.5式中: V —提取液的总体积(mL)m —取样量(g)22 400 —天竺葵色素-3-葡萄糖苷的摩尔消光系数433 —天竺葵色素-3-葡萄糖苷的摩尔分子量。
植物花色苷含量检测试剂盒说明书 可见分光光度法
植物花色苷含量检测试剂盒说明书可见分光光度法注意：正式测定之前选择2-3个预期差异大的样本做预测定。
货号：BC1380规格：50T/24S产品内容：提取液：液体30mL×1瓶，4℃保存。
试剂一：液体30mL×1瓶，4℃保存。
试剂二：液体30mL×1瓶，4℃保存。
产品说明：花色苷是一类可食用的易溶于水等溶剂的天然色素。
花色苷使植物呈现多彩的颜色，本身更具有多种保健作用，因而在天然食用色素、保健品和医药行业都有着广阔的应用前景。
根据花色苷在不同pH下的结构性质测定花色苷含量，在pH为1时花色苷在530nm处有最大吸收峰,而当pH 为4.5时，花色苷转变为无色查尔酮形式在530nm处无吸收峰，通过测定不同pH下的530nm和700nm处的吸光度值计算样本中花色苷的含量。
自备实验用品及仪器：可见分光光度计、离心机、水浴锅、可调式移液器、1mL玻璃比色皿、研钵/匀浆器和蒸馏水。
操作步骤：一、样本处理：按照样品质量（g）：提取液体积(mL)为1：5~10的比例（建议称取约0.1g样品，加入1mL提取液），充分匀浆后转移到EP管中，封口膜封口防止挥发，60℃浸提30min，期间可震荡数次，提取后提取液定容至1mL。
12000rpm，常温离心10min，取上清液待测。
二、测定步骤：（1）可见分光光度计预热30min，蒸馏水调零。
（2）加样表：试剂名称（μL）测定管1测定管2样品100100试剂一900-试剂二-900充分混匀后测定测定管1和测定管2分别在530nm和700nm处的吸光度，测定管1在530nm和700nm处的吸光值记为A1、A1’，测定管2在530nm和700nm处的吸光值记为A2、A2’，计算ΔA=（A1-A1’）-（A2-A2’）。
三、花色苷含量计算：1、按样本鲜重计算：花色苷含量（μmol/g鲜重）=[ΔA÷(ε×d)×103×F]×V提取÷W=0.037×ΔA×F÷W。
保健食品中原花青素含量的测定方法
保健食品中原花青素含量的测定方法2009-10-09 00:00:00 北京中卫绿源健康技术发展有限公司1、原理原花青素易溶于含羟基的溶剂如甲醇等，本方法是将样品中的前花青素，用甲醇提取，加入盐酸家温水解后将其转化为深红色氰定（C15H10O6·HCL）后进行高压液向色谱测定。
2、试剂：2.1二氯甲烷分析纯2.2甲醇色谱纯2.3异丙醇分析纯2.4甲酸分析纯2.5盐酸分析纯3、检验方法3.1样品称取约500mg油溶性样品于100ml锥形瓶中，加入5.0ml二氯甲烷，振摇使其溶解。
加入45.0ml甲醇，振摇5min后过20μm滤膜。
取5.0ml滤液于25ml容量瓶中，加入5.0ml3mol/L盐酸，振摇并用异丙醇定容至刻度。
立即过5μm滤膜，取出一部分置于试管中，塞紧瓶塞并在100±5℃烘箱中放置45min进行水解，取出后放置至室温后进行液相色谱分析。
3.2标准除称取25.0mg标准品于100ml锥形瓶中外，其余步骤均同样品。
3.3定量方法标准曲线外标法定性定量分析。
4、色谱分析条件4.1流动相：水：甲醇：异丙醇：甲酸＝73：13：6：84.2检测波长：525nm4.3色谱柱：岛津Shim－Pak CLC ODS 15cm×6mm4.4柱温：35℃4.5流速：1ml/min原花青素含量测定方法1、原理原花青素是含有儿茶素和表儿茶素单元的聚合物。
原花青素本身无色，但经过用热酸处理后，可以生成深红色的花青素离子。
本方法用分光光度法测定原花青素在水解过程中生成的花青素离子。
计算试样中原花青素含量。
2、试剂2.1 甲醇分析纯2.2 正丁醇分析纯2.3 盐酸分析纯2.4 硫酸铁铵 NH4Fe(SO4)2•12H2O溶液：用浓度2mmol/l盐酸配成2%（w/v）的溶液。
2.5 原花青素标准品葡萄籽提取物，纯度95%3、仪器3.1 分光光度计3.2 回流装置4、分析步骤4.1 试样的制备4.1.1 片剂取20片试样，研磨成粉状。
pH示差法测定不同品系元宝枫叶片花青苷含量
中图分类 Q946.83+6 文件标识码 A DOI 编码 10.3969j.issn.10066500.2016.09.008
Abstract In this study， the leaves of Acer truncatum Bunge were studied， and their total anthocyanin contents in different strains were investigated by pHdifferential method. The results showed that using constant temperature oscillation incubator 25 ℃ oscillation extraction 6 hours it presented the best effect， and the pH selected were 1.0 and 4.0， and the buffering time was 60 minutes. By this method， the average recovery rate was 96.66%，therefore， this method can be used to the quantitative analysis of anthocyanins in Acer， and pHdifferential method could eliminated the influence of impurities. Among the five strains，the content of anthocyanin in 17 was the highest ，which was 0.845 3 mgg1 the average anthocyanin content of these five strains was 0.482 1 mgg1.
花青苷(花色苷)种类、提取及检测
花青苷种类、提取及检测一.种类花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。
不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。
二.提取国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。
花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。
提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。
花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。
采用盐酸酸化可保持提取液pH值较低，阻止无酰基花青苷的降解。
随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。
为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。
粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。
1.2.花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。
3.4.5.6.7.8.9.三.检测紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加3~5 滴AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/A max判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。
花青苷(花色苷)种类、提取及检测(2020年10月整理).pdf
花青苷种类、提取及检测一.种类花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。
不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。
二.提取国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。
花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。
提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。
花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。
采用盐酸酸化可保持提取液pH值较低，阻止无酰基花青苷的降解。
随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。
为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。
粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。
1.2.花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。
3.4.5.6.7.8.9.三.检测紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加3~5 滴AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/A max判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。
HPLC法测定果实中花色素苷含量
HPLC法测定果实中花色素苷含量上海农业2006,22(3):25—27ActaAgriculturaeShanghai文章编号:1000—3924(2006)03—25—03HPLC法测定果实中花色素苷含量骆军',张学英,李光平(上海市农业科学院林木果树研究所.上海201106;上海市农产品质量标准与检测技术研究所.上海201106)摘要:建立了果实中花色素苷的HPLC测定方法,采用ODS-C18柱(250nrn×4.6nrn),流动相A:1.6%甲酸水溶液;B:1.6%甲酸甲醇溶液,梯度洗脱为0～5min,85%A+15%B;5～10min,80%A+20%B;10～30min,72%A+28%B;30--36rain,40%A+60%B;36--48min,100%B.检测波长510lain,流速为1mL/n~.2种花色素苷在0.00104--0.0104rag/mE范围内线性良好,最低检出限为0.02mL,平均回收率为99.5%和99.25%,平均标准偏差为1.98%和2.50%,并测定了大石早生李和藤稔葡萄中花色素苷含量.关键词:HPLC;花色素苷;李;葡萄中图分类号:S662.3;S663.1文献标识码:A花色素苷是植物体内次生代谢物质,是苯丙氨酸代谢途径的产物,在细胞质和内质网膜内合成,再运输到液泡,呈现红色和紫色.水果中富含花色素苷,其种类和数量的多少使不同种或不同品种的果实表现出不同的颜色.花色素苷具有强抗氧化性,有抗癌,抗动脉硬化的作用,其对人体的保健作用越来越受到人们的重视.果实中花色素苷含量的多少不仅是影响果实外观色泽的重要因素,也是其保健价值高低的一个指标,因此,精确测定果实中花色素苷含量具有重要意义.1材料与方法1.1材料大石早生李(Prunussalicina)和藤稔葡萄(V.tiniferaL.×V.1abruscaL.)均采自上海市农业科学院果树试验园.试验仪器为Waters液相色谱,双波长检测器,色谱纯的矢车菊素一3一葡萄糖苷(Cyanin一3一glucoside),矢车菊素一3一芸香糖苷(Cyanin-3一rutinoside),2种标样均购自ApinChemicals公司.甲酸为分析纯,甲醇为色谱纯,水为0.22/_tm过滤的纯水.1.2方法从大石早生李和藤稔葡萄果实赤道部位取0.001800.2g果皮,液氮研磨,用30mL含1.6%甲酸的甲醇溶液在4℃下浸提过夜,超声波处理0?0013515min,用0.22m滤膜过滤后Waters液相色谱测定花色素苷含量.《.?o.o9.ODS-C18柱(250nm×4.6nm),流动相A:1.6%甲酸水溶液;B:1.6%甲酸甲醇溶液,.?0004梯度洗脱为0～5min,85%A+15%B;5～10min,80%A+20%B:10～30min,72%A+.-0o00o28%B;30～36min,40%A+60%B;48rain,100%B.检测波长510nlTl,流速为1mL/min.柱温为40℃;外标峰面积法定量ll】.标样色谱图见图1.16.5022.0027.5033.0038.50Time(min)图1标样色谱图Fig.1Chromatogramofstandardsample收稿日期:2005—10—19初稿;2006一O6—21二改稿作者简介:骆军(1971一).男.大学本科.副研究员.研究方向:果树裁培与育种Td:(021)52235473:E-mail:l@vah00.∞m.∞上海农业22卷2结果与分析2.1标准曲线从标准品溶液中精确量取0.25,0.5,1.0,2.5,5.0mL分别定容至25mL,得系列浓度标准品,分别进样10L,测定峰面积.以进样量为横坐标,峰面积为纵坐标,得回归方程分别为:y矢车菊泰3.葡萄糖苷=一7795.73+44794.45X,r=0.99996;Y矢车菊泰3.芸香糖苷=一9236.38+40698.3X,r=0.99985.2.2精密度试验将同一份样品,重复进样7次,测定峰面积积分,2个标样的标准偏差分别为1.7%和2.3%.2.3重复性试验精密称取李同一批样品5份,各0.2g,参照"1.2方法"处理与测定,结果2种花色素苷标准偏差为2.1%和2.0%.2.4稳定性试验同一供李试品溶液,分别于配置后0,2,4,6,8,10,12,24h测定,2种花色素苷峰面积的标准偏差为2.4%和2.7%,表明供试品溶液在24h内基本稳定.2.5回收率测定在李样品中加入标样后测得回收率(表1)在95%～104%之间.表1样品中2种花色素苷的测定结果,回收率和标准偏差Table1Determinationresultsofsamples,recoveryratioandstandarddeviation样品号SampleNo.矢车菊素一3一葡萄糖苷(Cyanln3-glucoside)矢车菊素-3.芸香糖苷(Cyadin3-rutinoside)含量外加花色素量实际检测量回收率标准偏差含量外加花色素量实际检测量回收率标准偏差ContentAddedMeasuredRecoveryStandardContentAddedMeasuredRecoveryStandard (pg)amount(vg)value(vg)ratio(%)deviation(%)(vg)amount(vg)value(gg)ratio(%)devia tion(%)366.56416.16377.59386.7752.0o52.0052.0052.00417.5298470.241o4429.9o101436.17953.1O357.212.70400.001.20364.590.9O373.9352.0o52.0052.0052.00407.13966.1O454.081O41.10417.631022.20423.33950.602.6浸提液pH值的确定从表2可以看出,3种浸提液以pH值为2.65时浸提的比较充分,t测验结果表明,pH 值为2.65的结果与另外2处理的结果在0.05概率水平上差异显着.表2浸提液pH值对浸提效果的影响Table2EffectofpHvalueonextraction3结论采用以上方法对大石早生李和藤稔葡萄果皮中花色素苷含量进行了测定(图2),结果表明:李果皮中含有矢车菊素.3.葡萄糖苷,矢车菊素.3.芸香糖苷2种花色素苷,葡萄果皮中含有少量矢车菊素.3一葡萄糖苷,没有检测到矢车菊素.3.芸香糖苷,各种花色素苷均能分出,这与文献报道结果一致b】.国内测定花色素含量大多采用比色法,如胡桂兵等[4】测定荔枝果皮中花色素含量,王少敏等测苹果果皮中花色素含量均采用分光光度计法.胡亚东等[6报道液相色谱法测定桃果皮花色素含量,用醋酸铵和甲醇做流动相,最低检出限是0.2,g/g,线性范围是0.0625～0.25mg/mL,本方法最低检出限是0.02~,g/mL,线性范围是0.00104--0.0104mg/mL,且重复性好.Francisco等…用酸性甲醇和水做流动相检测桃和李果实花色素含量的方法中,用了4个泵进行梯度洗脱,比较烦琐.实践证明,本方法能够准确定量分析果实中花色素苷含量,精度高,重复性好.3期骆军等:HPLC法测定果实中花色素苷含量0.00360.00270.00180.00090.000012.O0l8.O024.O030.O036.O0Time(min)0.0320.0240.0160.0080.00021.0028.0035.0042.0049.00Time(min)1:车菊素.3.葡萄糖苷(Cyanin.3.glueoside);2:矢车菊素.3-芸香糖苷(Cyanin-3-rutinoside)圈2李,葡萄样品色谱圈Fig.2Chromatogramofsamples参考文献[1]FranciscoA TB,MaIG,Paedarc,eta1.DAI).ESIMSanalysisofphenoliccompoundinnect arine,peachesandplums[J].J.Agile.Food.Chem.2001.49:4748—4760.[2]LauraJaakoh,KaiSHMtt,AnnaMa,eta1.Expressionofgenesinvolvedinanthoey~nbios ynthesisinrelationtOant}Ⅸ蜩nin,proanthoeyanidin,andflavonollevdsduringbilberryfruitdevelopment[J].PlantPhysiol,20 02,130(2):729—739.[3]JoseAFernande~lopez,LuisAlmela,JoseAMunoz,eta1.Dependencebetweencolouran dindividualanthoeyaninoontentindpe~nggrapes[J】.Foodresearchinternational.1998.31(9):667—672.[4]胡桂兵.陈大成,李平.等.荔枝果皮色素,酚类物质与酶活性的动态变化[J].果树科学,2000,17(1):35—40.[5]王少敏.高华君,刘嘉芬,等.套袋短枝红富士果实内含物及果皮色素的变化[J].果树科学,2000,17(1):76—77.[6]胡亚东.贾惠娟.孙崇德,等.桃果实中花青苷的提取,检测及应用[J].果树,2004.21(2):167—169. DeterminationofanthocyanincontentinfruitsbyHPLCLUOJun,ZHANGXue-ying,LIGuang-ping2('ForestryandPomologyResearchInstitute,SAAS,Shanghai201106,China; InstituteforShanghaiAgro-foodStandardsandTestingTechnology,Shanghai201106,Chin a)Abstract:Themethodofdetermininganthocyanincontentinfruitsby唧LCwasestablished.AODC18column(250nmx4.6nm)wasselected.ThemobilephaseAandBWaswaterandmethano lcontaining1.6%formicacidrespectively.ThegradientelutionWas0～5min,85%A+15%B,5～10min,80%A+20%B,10～30min,72%A+28%B,30～36min,40%A+60%B,and36～48min,100%B.ThedetectionwavelengthWas510nrn,andtheflowrate1mE/min.Thecalibrationcurvesforcyan in一3一glucosideandcyanin一3一rutinisidewere1inearwithintherangeof0.00104-0.0104mg/mL.Themeanrecoveryratios forthemwere99.5%and99.25%.andthemeanstandarddeviationsforthem1.98%and2.5%. ThedetectionlimitofthismethodWas0.02~,g/mL.ThemethodWasappliedtoDashizaoshengpl umandFujiminorigrape~mples.Keywords:HPLC;Anthocyanin;Plum;Grape。
红肉苹果果皮类黄酮组分及抗氧化活性分析_项亚_赵瑞雪_赖方秾_孙欣_孙晓红..
植物生理学报 Plant Physiology Journal 2016, 52 (9): 1353–1360 doi: 10.13592/ki.ppj.2016.01871353收稿 2016-05-03 修定 2016-08-31资助 国家自然科学基金(31372032)、国家现代苹果产业技术体系(CARS-28-01-07)、山东省良种产业化工程、‘泰山学者’建设工程和青岛市民生科技计划项目(15-9-2-99-nsh)。
* 通讯作者(E-mail:***************)。
红肉苹果果皮类黄酮组分及抗氧化活性分析项亚1,2, 赵瑞雪3, 赖方秾4, 孙欣1,2,5, 孙晓红1,2, 戴洪义1,2, 张玉刚1,2,*1青岛农业大学园艺学院, 山东青岛266109; 2青岛市园艺植物遗传改良与育种重点实验室, 山东青岛266109; 3山东省果茶技术推广站, 济南250013; 4青岛农业大学生殖细胞生物学实验室, 山东青岛266109; 5南京农业大学园艺学院, 南京210095摘要: 以红肉苹果杂种优系2010-5果皮为试材, pH 示差法测定总花青苷含量, 超高压液相色谱串联四极杆飞行时间质谱(UPLC-Q-TOF-MS/MS)分析推定类黄酮组分, 对其抗氧化活性进行了评价。
结果表明: 红肉苹果2010-5果皮总花青苷含 量为390.2 mg·kg -1(FW), 是其果肉总花青苷含量的1.4倍; 质谱技术推测出果皮中类黄酮主要有12种成分物质: 杨梅酮、儿茶素、矢车菊素-3-O -半乳糖苷、山奈酚-3-O -芸香糖苷、山奈酚衍生物、矢车菊素-3-O -琥珀酸-阿拉伯糖、花葵素-3-甲酰葡萄糖苷、矢车菊素-3-O -阿拉伯糖苷、矢车菊素-3-O -葡萄糖苷、槲皮素苷元、飞燕草素-3-乙酰芸香糖酰-5-葡萄糖苷和槲皮素衍生物。
与对照维生素C (Vc)相比, 红肉苹果果皮类黄酮提取物对3种自由基表现出较好的清除效果, 尤其是对DPPH 的清除效果最好, 达90%以上。
花青苷(花色苷)种类、提取及检测
花青苷种类、提取及检测一.种类花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。
不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。
二.提取国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。
花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。
提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。
花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。
采用盐酸酸化可保持提取液pH值较低，阻止无酰基花青苷的降解。
随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。
为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。
粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。
1.2.花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。
3.4.5.6.7.8.9.三.检测紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加3~5 滴AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/A max判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。
花色苷含量计算吸附量
花色苷含量计算吸附量
【最新版】
目录
1.引言
2.花色苷含量的测定方法
3.吸附量的计算方法
4.结论
正文
【引言】
花色苷是一种广泛存在于植物果实和种子中的天然色素，其具有强大的抗氧化作用，对于防止自由基对人体造成伤害具有积极意义。
因此，对于花色苷含量的测定以及其吸附能力的研究，对于我们了解和利用这种天然色素具有重要价值。
本文将介绍花色苷含量的测定方法以及吸附量的计算方法。
【花色苷含量的测定方法】
花色苷含量的测定方法通常采用紫外 - 可见光谱法。
这种方法的基本原理是花色苷在紫外光区域有强烈的吸收峰，通过测量样品在紫外光区域的吸光度，可以推算出花色苷的含量。
具体操作步骤包括样品的制备、标准曲线的绘制以及样品中花色苷含量的测定。
【吸附量的计算方法】
吸附量是指单位质量的吸附剂在一定条件下能够吸附的物质的量。
对于花色苷的吸附量，通常采用静态吸附法进行测定。
静态吸附法的基本原理是在一定条件下，吸附剂对花色苷的选择性吸附，通过测量吸附前后溶液中花色苷含量的变化，可以计算出吸附量。
具体操作步骤包括吸附剂的制备、吸附实验的进行以及吸附量的计算。
【结论】
花色苷含量的测定以及吸附量的计算，为我们提供了深入了解和利用花色苷的重要工具。
这种方法不仅可以用于科研领域的研究，也可以应用于食品工业等领域，为我们的生活带来便利。
花青苷 显色 玉米 测试方法
花青苷显色玉米测试方法花青苷，一种自然界中广泛存在的黄酮类化合物，尤其在玉米中含量丰富。
它不仅为玉米等作物提供了独特的蓝色或紫色，还具有多种生物活性功能。
在科研和工业应用中，准确测试玉米中花青苷的显色特性至关重要。
本文将详细介绍几种常见的花青苷显色测试方法。
一、可见光分光光度法可见光分光光度法是测定花青苷含量和显色特性的一种常用方法。
该方法的原理是利用花青苷在可见光区的特定波长处有吸收特性。
具体操作步骤如下：1.将玉米样品粉碎，提取花青苷。
2.将提取液适当稀释，以消除溶液的吸光度过高或过低的影响。
3.使用分光光度计，在花青苷的最大吸收波长（通常为530-540nm）处测量吸光度。
4.根据标准曲线计算花青苷含量。
二、高效液相色谱法（HPLC）高效液相色谱法是另一种用于测定花青苷显色特性的方法，具有较高的准确性和重复性。
具体步骤如下：1.将玉米样品中的花青苷提取出来。
2.使用HPLC对提取液进行分离，根据不同花青苷的保留时间进行定性分析。
3.采用外标法或内标法进行定量分析，计算花青苷含量。
三、紫外-可见光谱法紫外-可见光谱法可以用于分析花青苷的显色特性，通过对不同浓度花青苷溶液的紫外-可见光谱扫描，可以得到其吸收特性。
具体步骤如下：1.准备不同浓度的花青苷溶液。
2.使用紫外-可见分光光度计进行光谱扫描。
3.分析扫描图谱，确定花青苷的显色特性。
四、荧光光谱法荧光光谱法是研究花青苷显色特性的另一种方法，通过检测花青苷的荧光特性，可以了解其结构变化。
具体步骤如下：1.提取玉米样品中的花青苷。
2.使用荧光光度计进行光谱扫描。
3.分析荧光图谱，了解花青苷的显色特性。
结论：以上四种方法均可用于测试玉米中花青苷的显色特性。
在实际应用中，可根据实验条件和设备选择合适的方法。
花色素苷含量表达方式
花色素苷含量表达方式
花色素苷是一类常见的天然化合物，可在许多植物中发现。
它们通常负责给植物提供色彩，并在医药和保健品行业中使用。
花色素苷含量通常是评估植物中功能活性成分含量的指标之一。
在研究或生产中，正确地表达花色素苷含量通常是非常重要的。
以下是几种常见的表达方式：
1. % 花色素苷含量：这种方式是将花色素苷的含量与样品总重量进行比较。
例如，如果样品中含有2克花色素苷，且总重量为100克，则含量为2%。
2. mg/g：这种方式是将花色素苷的含量与样品干重进行比较。
例如，如果样品中含有10毫克花色素苷，且干重为5克，则含量为
2 mg/g。
3. μg/mL：这种方式是将花色素苷的含量与样品提取溶液的体积进行比较。
例如，如果样品提取溶液中含有100微克花色素苷，且体积为10毫升，则含量为10 μg/mL。
需要注意的是，不同植物中花色素苷的含量可能千差万别，因此在比较不同样品之间的花色素苷含量时应该格外小心。
同时，在进行含量测定时应该使用适当的方法和技术，以确保结果的准确性和可重复性。
- 1 -。
果汁中的花青苷化学分析方法
果汁中的花青苷化学分析方法花青苷是一类在自然界中广泛存在的天然色素，具有强大的抗氧化性能和保健作用。
果汁作为一种流行的饮品，其中含有丰富的花青苷。
因此，对果汁中花青苷的化学分析方法的研究，不仅有助于评估果汁的品质，还有助于揭示其保健功效的科学机制。
目前，对果汁中花青苷的化学分析方法主要包括色谱法、质谱法和光谱法等。
下面将分别对这些方法进行介绍。
色谱法是一种常用的分离分析方法，包括高效液相色谱（HPLC）和气相色谱（GC）。
其中，HPLC是目前分析果汁中花青苷最常用的方法之一、该方法通过将果汁中的花青苷化合物与色谱柱固定相进行相互作用，实现对花青苷的有效分离和测定。
HPLC色谱柱的选择，如C18柱、C8柱等，以及不同的流动相组成和温度条件都会影响花青苷的分离效果和检测灵敏度。
此外，还可以结合质谱检测器对花青苷进行鉴定和定量。
质谱法是一种分析样品化学组成和结构的强大工具，常用的质谱方法包括质谱仪（MS）和飞行时间质谱仪（TOF-MS）。
质谱法可以通过对花青苷分子的分子量、碎片离子和碎片离子比例进行分析，来鉴定和定量花青苷。
此外，质谱法还可以结合色谱法进行联用，实现对花青苷的完整分析。
光谱法是通过测量化合物在特定波长下的吸光度来定量分析的方法。
对于花青苷的分析，最常使用的光谱法是紫外-可见分光光度法（UV-Vis）。
通过设置特定波长下的吸光度峰，可以对花青苷进行定量分析。
此外，近红外光谱（NIR）和荧光光谱等光谱技术也可以用于花青苷的鉴定和定量。
总的来说，这些化学分析方法在果汁中花青苷的检测和定量方面具有各自的优势和适用范围。
选择合适的方法需要考虑样品复杂性、分析要求和设备条件等因素。
未来，可以通过方法的改进和优化，进一步提高对果汁中花青苷的分析灵敏度和准确性，以满足不同需求的科学研究和工业应用。
花青苷(花色苷)种类、提取及检测
花青苷种类、提取及检测一.种类花色素均具有类黄酮的基本结构，由两个苯环和一个含氧杂环组成的(C6-C3-C6)C15化合物(如图)，根据B环羟基化和甲基化位置和数目的不同而将花色素主要分为六类:天竺葵色素((Pelargonidin)、矢车菊色素((cyanidin)、芍药色素(peonidin)(3＇-甲基矢车菊色素)、飞燕草色素(delphinidin)、矮牵牛色素(petunidin)(3＇,5＇-甲基飞燕草色素)和锦葵色素(malvidin)( 3＇,5＇-二甲基飞燕草色素)。
不同植物中花色素发生糖苷化的位点(C3、C5和C7位等)和数目的差异，及酞化程度的不同使植物中存在着不同的花色素普，其结构复杂，但都以这六种花色素为基本结构(Grotewold，2006)。
二.提取国内外学者对花青苷的提取做了大量研究，提取目的及目标花青苷不同，提取方法略有差异。
花青苷易溶于水、甲醇、乙醇等极性溶液，花青苷的稳定性受酶、温度、氧气、光、pH值、金属离子等理化性质的影响，在中性和碱性条件下不稳定。
提取过程常采用酸性溶液，酸能够破坏植物细胞膜并溶解水溶性色素，甲醇溶液提取效率高于乙醇及水溶液。
花青苷一般用于食品着色，考虑到甲醇的不安全因素，一般选用体积分数为1%的乙醇溶液。
采用盐酸酸化可保持提取液pH值较低，阻止无酰基花青苷的降解。
随着盐酸被浓缩，pH 值升高，导致花青苷的降解。
为获得更接近于天然状态的花青苷，采用弱有机酸或中性溶剂做初步提取，弱有机酸多用甲酸、乙酸、丙酸、柠檬酸和酒石酸，中性溶剂一般采用丙酮作提取剂。
粗提后的花青苷提取液浓度很低，浓缩时一般不超过40℃，时间也不宜太长。
1.2.花青苷含量的测定：用0.1%的盐酸甲醇浸提叶片2 h后,测657nm、530nm处的吸光度。
3.4.5.6.7.8.9.三.检测紫外—可见光谱是花青苷结构鉴定的经典方法，其鉴定方法为：①花青苷有2个最大吸收波长,500~540nm附近及27nm附近，据此可判定是否为花青苷色素；②若B环有邻位酚羟基，则向体积分数0.01%盐酸-甲醇溶液中滴加3~5 滴AlCl3，甲醇或乙醇溶液时会出现蓝移；③糖苷位置可据花青苷吸光度比值A440/A max判定；④在波长300~330nm间有吸收峰，表明存在酰基；⑤若在波长440n处有肩峰，则5号位羟基没被取代；⑥若在紫外光下有荧光，表明在5号位有取代基。
花青苷的实验报告
一、实验目的1. 学习花青苷的提取方法。
2. 掌握花青苷的鉴定方法。
3. 了解花青苷在植物中的生理作用。
二、实验原理花青苷是一类广泛存在于植物中的水溶性色素，具有丰富的生物学活性。
在酸性条件下呈红色，碱性条件下呈蓝色。
花青苷的提取方法有酸提取法、碱提取法、有机溶剂提取法等。
本实验采用碱提取法提取花青苷，并利用紫外-可见分光光度法进行鉴定。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：紫甘蓝叶片、NaOH溶液、乙醇、盐酸、硫酸铜、无水乙醇、蒸馏水等。
2. 实验仪器：紫外-可见分光光度计、电子天平、研钵、烧杯、试管、移液器、滴定管等。
四、实验步骤1. 花青苷提取（1）称取紫甘蓝叶片2g，放入研钵中。
（2）加入10mL 1mol/L NaOH溶液，研磨至叶片成浆状。
（3）将研磨好的浆状物倒入烧杯中，加入10mL 95%乙醇，搅拌均匀。
（4）用滴定管加入10mL盐酸，使溶液pH值为1，静置过夜。
（5）用滤纸过滤，收集滤液。
2. 花青苷鉴定（1）取3支试管，分别加入1mL、2mL、3mL提取液。
（2）向3支试管中分别加入0.5mL 1%硫酸铜溶液，摇匀。
（3）观察溶液颜色变化，记录实验结果。
五、实验结果与分析1. 提取结果经过实验，从紫甘蓝叶片中成功提取出花青苷。
2. 鉴定结果在紫外-可见分光光度计下，观察溶液颜色变化。
结果显示，随着硫酸铜溶液的加入，溶液颜色由无色逐渐变为蓝色，证明提取液中含有花青苷。
3. 结果分析通过实验，成功提取并鉴定了紫甘蓝叶片中的花青苷。
花青苷在植物中具有多种生理作用，如调节植物生长发育、增强植物抗逆性、改善植物品质等。
本实验为花青苷的研究提供了实验依据。
六、实验结论1. 本实验采用碱提取法成功提取了紫甘蓝叶片中的花青苷。
2. 通过紫外-可见分光光度法鉴定，提取液中含有花青苷。
3. 花青苷在植物中具有多种生理作用，值得进一步研究。
七、实验讨论1. 本实验中，提取花青苷的方法较为简单，但提取效率可能不高。
藏药黑果枸杞中总花色苷与原花青素B_2的含量测定_段雅彬
黑果枸杞是茄科枸杞属的多年生耐盐、抗旱植物，主要分布 了总原花青素的含量［9］。本文根据文献报道选用紫外 － 可见分
于我国西北地区，含有大量的原花青素、花青素、多糖、维生素等 光光度法测定藏药黑果枸杞中的总花色苷［10］，并首次建立了黑 营养成分［1］，具 有 抗 氧 化、抗 衰 老、抗 肿 瘤、清 除 自 由 基 等 作 果枸杞中原花青素 B2 的 ＲP － HPLC 测定法，为藏药黑果枸杞的 用［2 ～ 4］。黑果枸杞是民 族 医 药 中 的 常 用 药 材，据《晶 珠 草 本》、 综合开发利用提供理论依据。
Murr． Methods The total cyanidin was determined by UV － Vis spectrophotometry． The procyanidin B2 was determined by ＲP － HPLC on a Diamonsil C18 column （ 250 mm × 4． 6 mm，5 μm） with the mobile phase of acetonitrile and 2% acetate solution under the gradient elution condition． The wavelength was 280 nm，and the flow rate was 1 ml / min． Ｒesults The procyanidin B2 showed good linearity from 1 to 50 μg / ml with linear correlation coefficient of 0． 9980． The average recovery was 98． 43% ． The content of total cyanidin and procyanidin B2 was 0． 639 g /100g and 0． 141 g /100g，respectively． Conclusion The methods are accurate，convenient，reliable and good reappearance for the determination of total cyanidin and procyanidin B2 in Tibetan medicine Lycium ruthenicum Murr．
浆果类水果中花青苷高效液相色谱测定方法的建立
浆果类水果中花青苷高效液相色谱测定方法的建立付红蕾;王堃宇;万浩亮;张佳;姜鹏;刘晓丽;韩令喜;李倩;魏亦山;聂继云【期刊名称】《农产品质量与安全》【年(卷),期】2024()3【摘要】建立了高效液相色谱法测定浆果类水果中矮牵牛素-3-O-葡萄糖苷等16种花青苷的方法。
浆果类水果中的花青苷经盐酸甲醇溶液振荡提取,C18色谱柱分离,二极管阵列检测器检测,以保留时间定性,外标法定量。
结果表明,花青苷在0.5~50 mg/L(矮牵牛素-3-O-葡萄糖苷和芍药素-3-O-葡萄糖苷)和0.5~100 mg/L(其余14种花青苷)范围内,线性关系良好,相关系数(R^(2))>0.99;方法检出限为0.05~0.20 mg/kg,方法定量限为0.15~0.60 mg/kg;实验室内相对标准偏差<10%(n=5),实验室间相对标准偏差<15%(n=3)。
该方法操作简便、结果稳定、灵敏度和精密度高,可用于浆果类水果中矮牵牛素-3-O-葡萄糖苷等16种花青苷的检测。
【总页数】8页(P25-31)【作者】付红蕾;王堃宇;万浩亮;张佳;姜鹏;刘晓丽;韩令喜;李倩;魏亦山;聂继云【作者单位】青岛农业大学园艺学院(青岛);青岛市农产品质量安全中心;江苏省徐淮地区徐州农业科学研究所【正文语种】中文【中图分类】R28【相关文献】1.前列欣浓缩丸中芍药苷高效液相色谱测定方法的建立2.超高效液相色谱-串联四极杆飞行时间质谱和超高效液相色谱-串联三重四极杆质谱用于血浆中苦杏仁苷及其代谢产物野黑樱苷的定性和定量分析3.中药复方制剂中盐酸小蘖碱、黄芩苷和芦丁含量的高效液相色谱测定方法建立4.液相色谱-串联质谱法同时测定浆果类、瓜果类水果中19种植物生长调节剂的残留量因版权原因，仅展示原文概要，查看原文内容请购买。