药理学动物实验基本方法
药理学动物实验基本方法
对象：大、小鼠等。
特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白 鼠），避免动物死亡。
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断头采血
方法：左手以拇指和食指保持动物的头颈部，使
其头略下倾，右手持剪刀猛力剪断鼠颈，让血液
滴入盛器。
对象：大、小鼠等。
特点：需要血量较大（小白鼠可采血0.8～1.0ml， 大白鼠可采血5.0～8.0ml） ，且不需要继续保存 动物生命时用本法。
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
•犬的捉持
实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
实验动物的捉 拿.MPG
如犬不合作， 则先用一根特 制长柄狗头夹， 从后面夹住犬 颈，限制犬头 部活动，再按 上述方法捆住 犬嘴。
对象：兔、豚鼠等。
特点：采血量较大，继续保存动物生命。
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静脉采血
方法：将家兔放在固定箱内，剪去拟采血耳壳上的毛，用电灯照射
加热或用二甲苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘 静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝 剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口，以待止血。如一时不 易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。
胃管注入药 液。
豚鼠灌胃同 家兔
•皮下注射给药——大小鼠
常用动物实验方法及检查方法
常用动物实验方法及检查方法
动物实验是为了研究人类和动物的疾病、试验新药等目的而进行的实验。它具有可控性、可再现性、安全性等优点，但也存在着动物伦理问题。以下是常用的动物实验方法及
检查方法。
一、行为实验方法
行为实验是通过观察动物在特定条件下的行为反应来研究其认知、学习、记忆、情感
和行为等方面的实验方法。常用的行为实验方法包括：
1.水迷宫实验
将小鼠放置在特定的水池中，让其寻找出口。通过观察小鼠在水中的海豚式游泳和潜
水以及在水池边的行动判断其学习、记忆等能力。
2.开放田野环境实验
观察动物在自然环境下的日常行为，并通过对比不同环境下的行为反应等来研究其行
为特征。
3.运动学实验
通过摄像提供的数据分析动物运动学表现，可以研究动物的协调能力、平衡能力等。
生理实验是通过测量动物生理生化指标及其变化等研究其生理功能和机制的实验方法。常用的生理实验方法包括：
1.心电图实验
将小鼠放置在仪器上，通过在不同时间点测量其心电图数据来了解其心脏跳动、节律、速率等指标。
通过安装电极在动物头皮上进行记录和测量电活动，来研究动物的神经活动和行为的
关系。
3.血液分析实验
测量小鼠血液中各营养和代谢物的浓度及其变化，如血糖、血脂、酸碱度、肝功能酶等，以研究其生理机能和代谢变化。
1.肿瘤模型实验
通过给动物注射癌细胞来建立肿瘤模型，观察肿瘤的生长和转移，评价药物的治疗效果等。
2.心血管疾病模型实验
通过手术创建给予动物心脏和血管疾病，如高血压、冠心病、心力衰竭等模型，研究心血管药物的疗效。
3.动脉硬化模型实验
通过高脂饮食、药物处理等方式建立动脉硬化模型，在病理变化、药物治疗等方面进行研究。
动物实验基本方法
图 11-2 小鼠尾静脉注射方法 （二）大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则 会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和 灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤， 置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一 把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，背卧位绑在 大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。 （三）蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹 侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（图 11-3）。
6．移植法一般是将动物的器官、组织或细胞进行相互移植的一种方法。如骨髓移植时， 将小鼠 A（供体）的骨髓注入到小鼠 B 的血液中（受体），很快可见脾结节化（脾造血）。 脾结节的数量反应了造血干细胞的多少，由此可以观察干细胞的变化。各小鼠之间的骨髓 移植叫同种骨髓移植，同一品系小鼠内各小鼠之间的骨髓移植叫同系骨髓，小鼠骨髓移植 给大鼠则叫异种骨髓移植。动物各种组织、器官的移植也是实验研究中常用的方法。
5．瘘管法用无菌手术方法给动物造成不同的人造瘘管如胃肠道瘘管、膀胱瘘管、唾液 腺瘘管、食道瘘管、胆囊瘘管等。这些瘘管可以收集内脏液体，是生理学消化研究的主要 方法。此种方法是慢性动物实验所常用的方法。慢性动物实验一般是先在无菌操作下制备 好实验模型（瘘管法是其中一种），待动物恢复健康后进行研究。这类研究方法的优点在 于被研究的对象，其机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态，条件比较稳定，所得的 结果接近生理情况。但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健康后才能从事实验，花费 时间较长，工作量较大，因而在选用上受到一定限制。除了用手术制备的动物实验外，运 用药物或食铒等措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物疾病模型的方法也可归为慢性 动物实验。
理学小学期药理实验动物基本知识及基本操作实验方法
三、实验动物的麻醉
常用麻醉方法 全身麻醉 吸入麻醉 注射麻醉 局部麻醉
三、实验动物的麻醉
麻醉操作要求 麻醉的基本原则 注意不同个体的耐受性 及时判断麻醉的深浅 静脉麻醉坚持先快后慢原则 补充麻醉 麻醉注意事项
四、实验动物手术
术前准备 理论准备：了解结构、方法、应急措施等 材料准备：动物准备、器械准备 药品准备、其他准备 仪器准备
手术器械与使用
1.手术刀
执刀姿势视切口大小、位置等不同而有指压
执刀姿势视切口大小、位置等不同而有指压式（又称琴弓式或执弓式）、捉刀式（或称抓持式）、执笔式及反挑式（外向执笔式）等持法，见图6中a-d。指压式为最常用的一种执刀方法，发挥腕和手指的力量，多用于腹部皮肤切开及切断钳夹的组织。抓持式用于切割范围较广、用力较大的坚硬组织，如筋腱、坏死组织、慢性增生组织等，力量在手腕。执笔式用以切割短小切口，用力轻柔而操作精细，如分离血管和神经以及切开腹膜小口等，动作和力量主要在手指。反挑式的手法是刀刃由内向外挑开，以避免深部组织或器官损伤，如腹膜切开或挑开狭窄的腱鞘等。
配制溶液时，可按表1内的数字用天平称取各种物质，然后将其溶解于蒸馏水中。为求配制手续简便起见，可预先配好各种物质的浓溶液（也称原液、基础液），用量筒或吸管按比例吸取一定的容积，然后用蒸馏水稀释至所需量即可。 配制方法见表2。
BL-420生物机能实验系统概述
药理学实验
针对药理学有关知识内容与实验课的要求，拟开设以下几个方面的实验：
实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练（4学时）实验目的与要求：通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉
拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点：
一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持
二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——；皮下注射——；腹腔注射——；肌肉注射——；尾静脉注射——；⑵家兔灌胃——；耳缘静脉给药——；
三、常用动物取血方法
⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从内眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动，并略加捻转，血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠，拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧，使眼球突出，用无钩弯镊将眼球摘除，将鼠倒置，血即流出
1. 小鼠捉持法
以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻拉小鼠尾部，使小鼠固定
于粗糙面上。用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小
指和掌心夹住背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息（见
图1—1）。
另一种捉持方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴，后用手掌及
小指和无名指夹住其尾部，再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤（见图1—2）。
前者易学，后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法2
2. 小鼠灌胃
以左手捉持小鼠，头部朝上，使其头颈充分拉直。右手拿起装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面紧沿上腭进入食道（见图1—3）如插入正确，灌胃针头容易进入，如遇阻力，可能插入气管，应退出再插。灌胃液最多不超过0.1ml 。
新药研究中的动物实验方法ppt课件
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新药研究
• 从发现到批准投产上市，从药学、药理学、毒理学和临床 医学等各方面的系统研究过程 • 安全性、有效性评价 • 药物临床前研究应当执行有关管理规定，其中安全性评价 研究必须执行《国家非临床研究质量管理规范（GLP）》 认证 • 从事药物临床试验的医疗机构须通过国家药物临床试验机 构资格认证，必须执行《药物临床试验质量管理规范 （GCP）》
新药研究
• • • • • • • • • 主要药效学试验中的动物实验方法 急性毒性试验中的动物实验方法 长期毒性试验中的动物实验方法 安全药理学试验中的动物实验方法 生殖毒性试验中的动物实验方法 致突变试验中的动物实验方法 致癌试验中的动物实验方法 刺激性、过敏性和溶血性试验中的动物实验方法 依赖性试验中的动物实验方法
二、急性毒性实验常用方法
（一）近似致死剂量法 非啮齿类动物的急性毒性试验 6只健康比格犬（4-6月龄）或猴（2-3岁） 估计可能引起毒性和死亡的剂量范围 按50%递增法，一般设计出含10个左右剂量的剂量 序列表； 根据估计，由剂量序列表中找出可能的致死剂量范 围
（一）近似致死剂量法
过敏试验、肝癌、心梗、肺水肿、肝炎、平喘、抗结核、真菌、组胺试验、 感染 胰腺炎、高血压、肝癌、糖尿病、条件反射、消化系统、冠心病、心衰、 脑血管病、尿崩症 依赖性试验、疫苗试验、神经生理、行为科学、动脉硬化、致癌、抗疟药、 繁殖试验 肝癌、心律失常、中毒性肝炎、针麻、脑生理、血压生理、动脉硬化
药理学实验的基本知识和基本技术
药理学实验的基本知识和基本技术
一、实验动物的种类选择
药理学实验常用的动物有小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫、犬、蛙、蟾蜍等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
小白鼠：系实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
大白鼠：与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
豚鼠：是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
家兔：温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
猫：与家兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压较稳定，故常用于血压实验。但价格较贵。此外，猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
犬：药理实验需大动物时常用犬。常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药及抗休克药的研究等。犬还可以通过训练，用于慢性实验研究，如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法
动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以
了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重
要作用。下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。根据研究目的的不同，
可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射
器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。常见的注射方
式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。常见的动
物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察
动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。动物观察可以采
用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重
变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿
液等样本进行检测。常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。取
样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
药理学实验一常用实验动物的实验基本操作
实验一常用实验动物的实验基本操作
实验目的：掌握动物实验的基本操作
一、实验动物的选择及捉拿固定
（一）实验动物的选择
1．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？
小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。
2．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？
大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
3．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？
家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。家兔广泛应用于医学研究中。由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束，常用于研究减压神经与心血管活动的关系。家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
新药研究中的动物实验方法PPT课件
• 主要药效学指标：心肌梗死面积
• 次要药效学指标：血清酶学指标
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• 说明新药作用特点的指标：凝血、血小板功能
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第一节 主要药效学试验中的动物实验方法
一、主要药效学研究方法
• 剂量：应作出量效关系，尽量求出ED50或有效剂量范围
• 给药方法：采用拟推荐临床用的给药方法，预防性给药/ 治疗性给药
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（四）上下法（阶梯法、序贯法）
• 特点：节省动物；同时进行毒性症状的观察、估 算LD50及其可信限，适合能引起动物快速死亡的 药物
✓限度试验：用于有资料提示受试物毒性可能较小 的情况
✓主试验：用于相关毒性资料很少或没有时，或预 期受试物有毒性时
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实验动物的反应单一；临床病人广泛，对药物的敏感性 各不相同
实验动物与人的生理状态差异：某些疾病的存在是发生 某些毒性反应的重要前提
试验剂量与临床剂量的差异
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三、安全性评价的基本要求
• 找出毒性剂量：LD50；长期给药产生毒性的剂量 • 确保安全剂量范围：单次或多次给药的有效范围
不大好建立的模型：癫痫、慢性萎缩性胃炎等。需要 多种方法验证
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实验一药理学实验基本技能
实验一药理学实验的基本技能
一、实验动物的基本技能和实验技术基础
1.实验动物的标记
大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。常用的方法：1号 ---左前腿
2号 ---左腰部
3号 ---左后腿
4号 ---头部
5号 ---正中
6号 ---尾根部
7号 ---右前腿
8号 ---右腰部
9号 ---右后腿
10号 ---不标记
2.实验动物的捉持（大、小鼠）
(1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。
（2）大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
图 1 小白鼠捉持法
3、实验动物的给药方法（大、小鼠）
（1）小鼠的给药方法
灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
图 2 小白鼠灌胃法实验图 3 小白鼠腹腔注射法
皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。然后注入药液。一般给药量为0.1～0.20ml/10g （体重）。
药理学动物实验基本方法
对象：兔、豚鼠等。
特点：采血量较大，继续保存动物生命。
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静脉采血
方法：将家兔放在固定箱内，剪去拟采血耳壳上的毛，用电灯照射
加热或用二甲苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘 静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝 剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口，以待止血。如一时不 易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。
2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下用。 实验动物：大鼠、小鼠。
常用染色剂： (1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。 ——作为“个”位数。
(2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。——作为“十”位数。
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LOG方O法步骤：
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(1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位数， （4）左前肢为10号、
•皮下注射给药——大小鼠
颈背部、腋下、 腹侧和后肢的皮 下
注射针头取一 锐角角度刺入 皮下。
将针头轻轻向 左右 摆动，易 摆动则表示已
刺入皮下。
再轻轻抽吸， 如无回血，
可缓慢地将 药物注入皮下
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•静脉注射给药——大小鼠
药理学实验方法
药理学实验方法
药理学实验方法
第－讲实验动物的选择
在药理学实验中，要根据实验目的，选择不同动物，常用动物有：
１、青蛙和蟾蜍
心脏（离体、在体）实验, 制备坐骨Ｎ－腓肠标本等。
２、小白鼠：
药物初筛：镇痛、耐缺氧、抗肿瘤药物、LD５０测定、避孕药实验等。
３、大白鼠：
抗炎作用，大白鼠踝关节肿胀实验，血压测量，胆管插管等。
长期性毒性试验。
４、豚鼠：
对组胺敏感，并易于致敏，常用抗过敏药（平喘药、抗组胺药）实验。离体心房、心脏、肠管实验等。
豚鼠对结核菌也敏感，也用于抗结核病药物实验。
5、兔：
家兔易得，驯服，便于静脉注射和灌胃，常用于观察药物对心脏的作用和对CNS 的作用。
又由于其体温变化较敏感，也常用于体温实验及热原检查。
家兔也常用于避孕药实验。
6、猫：
猫的血压比较稳定，具有咳咳嗽反射和呕吐动作。因而常用于心血管药物实验和镇咳药、镇吐药实验。
7、狗：
狗的血压比较稳定，常用于降压药、升压药和抗休克药实验。
狗比较容易驯服，最适用于慢性实验。手术造瘘（胃、肠）以便观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。
此外，长期毒性实验也常用狗来进行。
* 附:给药途径及剂量限制
1. 小白鼠
（1）灌畏法:0.1～0.25ml／10g体重。
（2）皮下注射：0.1～0.3ml／10g体重。
（3）肌肉注射：0.2ml／每侧。
（4）腔注射：0.1～0.25ml／10g体重。
（5）静脉注射：0.05～0.1ml／10g体重。
1.大白鼠
（1）灌畏法:2.0ml／10og体重。<3.0ml/只。
（2）腔注射：0.1～0.25ml／10g体重。
药理学的实验方法
药理学的实验方法
药理学是研究药物对生物体产生作用和作用机制的学科，其中的实验方法主要包括以下几种：
1. 组织切片实验：将动植物组织切片置于培养液中，观察药物对组织的影响，如生理效应、细胞色素P450等。
2. 动物实验：将药物给予实验动物，并通过测量生理指标、组织活性等来评估药物的效应。
3. 体外实验：在体外体系中，如培养细胞、酶活性测定等研究药物与靶标的相互作用。
4. 毒理实验：通过动物模型或细胞培养等方法，评估药物的毒性和安全性。
5. 受试者研究：在人体中进行阶段性实验，评估药物的药代动力学、药效学和安全性。
6. 分子生物学技术：通过PCR、Western blot等方法研究药物与基因或蛋白质的相互作用。
在具体的实验设计中，研究者通常会根据药物的特性、研究目的和资源条件等因
素选择适当的实验方法，并结合经验和专门的研究方法论对实验进行设计和执行。
药理学实验课
•给药途径
•灌胃给药
注意事项：
1.用左手拇指和食指抓住鼠两耳 和头部皮肤，其他三指抓住背部 皮肤，将鼠抓持在手掌内，固定 好动物，头部和颈部保持很平,右 手取注射器进行灌胃。 2.灌时针头沿鼠口角通过食管进 入胃内。灌时如很通畅，则表示 针头已进入胃内；如动物有呕吐 动物或强烈挣扎，必须拔出后按 上述方法重新操作。决不可进针 不顺硬向里插。
•给药途径
•静脉给药Biblioteka Baidu
注意事项：
1.操作时先将动物固定在暴露尾部的鼠 尾固定器中，使尾巴露出。尾部用45～ 50℃的温水浸润半分钟或用75%酒精 反复擦拭，使血管扩张，并可使表皮角 质软化。 2.采用右手持注射器连4(1/2)号细针头， 对准血管中央以小于30°角进针，一般 尽量选用尾静脉下1/3处，约距尾尖23厘米。当针头在尾静脉平行推进少许 后，左手的三指将针头和鼠尾一起捏住 并固定。先缓注少量药液，如无阻力， 表示针头已进入静脉，可继续注入。如 出现白色皮丘说明未刺入血管，应拔出 针头重新穿刺。注射完毕后把尾部向注 射侧弯曲以止血。
实验目的
（1）学习动物基本操作技能—小鼠的捉 拿、固定及不同给药途径的给药方法。
（2）掌握药效学研究试验设计基本原则。
（3）学习抗精神分裂症、抗惊厥药物作用研究方法。
（4）利用小鼠电刺激激怒实验，小鼠惊厥实验观察未知 化合物或混合物的药物作用。
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3.选中A 列、B 列,单击菜单栏“数据”→“排序”,在弹出的对话框中,选择以‘’随机数”为排 序的“主要关键字”,按“确定”按扭,则按B 列随机数字的大小完成A 列、B 列的排序。 4.分别在C2～C11、C12～C21 和C22～C31 单元格中,依次键入“1”、“2”、“3”;用鼠标同时
(5)尾巴根为10号。
（6）额部为20号
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2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下用。
实验动物：大鼠、小鼠。
常用染色剂：
(1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。
——作为“个”位数。
(2) 0.5%中性红或品红溶液，可染
成红色。——作为“十”位数。
（4）药物组
■一般应设三个剂量组，大动物，操作特殊困难者可设两
个剂量组；
■能够测出LD50的受试药物，动物试验给药剂量一般为
1/10～1/5 LD50；
■很多中药制剂毒性甚小，无法测出LD50者，一般常用人
用剂量（g或mg生药/kg体重）来折算动物用量；
■正式实验时常以等效剂量作为中剂量或小剂量，大、中、
部按随机化原则，将每个对象分配到各组。
例：将SD大鼠32只，体重180g～220g,按体重大小配成8 个单位组,每个单位组中的4 只大鼠随 机分配接受A、B、C、D 4 种处理,试给出随机化分组的结果
选中A、B、C 列,单击菜单栏“数据”→“排序”命令,在弹出的“排序”对话框中,选择以“编号”
为排序的“主要关键字”,这样就可以得到各个实验对象的分组编号。（见表1）
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随机区组分组
随机区组分组是按照一定条件，将几个条件相同的试验对象分为一个区组，然后在每个区组内
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6
静脉采血
方法：将家兔放在固定箱内，剪去拟采血耳壳上的毛，用电灯照射
加热或用二甲苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘
静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝 剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口，以待止血。如一时不
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2
眼眶静脉丛采血
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按
于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管 段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用）刺入深度小鼠2～3mm，大
鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，得到所需要的血量 后，拔出。
（2）阳性药对照组 ① 要求 所选药必须是药典所有的或国家批准的药，如用西药，则采用公
认的，疗效可靠的。
② 目的 说明所用方法的可靠性；对比新药的优劣和特点。
（3）模型对照组 ① 要求 ② 目的 除不用药外，其他处理同给药组，模型要符合中医证或病的模型。 对比观察受试药的药理作用。
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右手将开口器 从一侧口角插 入口腔并固定。
胃管经开口器 的孔插入，向 前推进约15cm， 可达胃内。
在插管时应将 胃管另一端泡 在水中确认没 有冒气泡，即 可用注射器经 胃管注入药 液。
豚鼠灌胃同 家兔
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•皮下注射给药——大小鼠
颈背部、腋下、 腹侧和后肢的皮 下
药理学动物实验基本方法
药学院药理学科组
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Contents
1 2 3 4
实验动物的捉持与给药 实验动物的采血 实验动物的编号和分组 实验动物的麻醉
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小鼠
大鼠
一、捉持与给 药
豚鼠
家兔
犬
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使用excel对试验对象完全随机分组的操作步骤如下:
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1.在单元格A1、B1、C1中分别键入编号、随机号、分组号， 随后在A2、A3中分别键入 1、 2，然后拖动鼠标利用 excel 的自动填充功能完成1～30的编号。
2.在B2单元格键入“=RAND() ”后回车产生一个随机数
易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。
对象：犬——在前肢静脉、后肢小隐静脉采血；小型猪——为耳大
静脉、后肢静脉
特点：采血量较大，继续保存动物生命。
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三、实验动物编号与分组
（一）编号：
1 、单色涂染法：在每组动物不超过 l0 只或一个
实验不超过40只的情况下适用。
小剂量差以2～3的等比级数为宜；
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（二）分组的方法
完全随机分组时将试验对象完全按随机原则分组。它的设计、
完全随机分组
分组、和统计处理都比较简单，但试验效率较低。 例：将30只SD 大鼠随机分配到甲、乙、丙3组。
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•豚鼠的捉持
先用左手轻轻 扣、按住豚鼠 背部。
顺势抓紧其肩 胛上方皮肤， 拇指和食指环 箍其颈部。
用右手轻轻托 住其臀部， 即可将豚鼠抓 取固定。
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•兔的捉持
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
回抽注射器针 栓，如有回血， 则证明针尖在 血管内，即可 推注药液。
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•静脉注射给药——兔
兔放在固定架内， 酒精消毒并揉搓 血管，使兔的耳 缘静脉充盈。
用左手食指和中 指夹住兔的耳缘 静脉的近端，拇 指绷紧静脉的远 端，无名指和小 指放在耳郭下作 垫。
实验动物的捉 拿.MPG
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•灌胃给药——大小鼠
剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
左手捉持动物， 使头部向上。
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3、穿耳孔法 用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔或缺
口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位，右耳代
表个位。实验动物：兔、犬、猪 4、标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴 5、烙印法 6、剪毛法
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实验动物：大鼠、小鼠。
常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，
可染成黄色。
LOGO 方法步骤：
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(1)涂染原则：从左到右、从上到下。
(2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。
(3)两耳后部4号、背中部5号、
后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。
5
心脏采血
方法：将动物背位固定，在左胸第2至第4肋间剪毛一块，用碘酒和
酒精消毒。然后用配有7号针头的10ml注射器，在心跳最明显处作穿
刺。针头刺入心脏后即见血液流入注射器；或边刺边抽，直至血液流 入注射器。取得所需血量后，迅速将针头拔出，这样心肌上的穿刺孔
较易闭合。
对象：兔、豚鼠等。
特点：采血量较大，继续保存动物生命。
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1
尾尖采血
方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中 浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩
张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血
液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。
对象：大、小鼠
特点：小量采血，可以多次采血。
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•大鼠的捉持
以左手拇指和 食指捏住大鼠 两耳后部的头 颈皮肤，其余 三指和手掌握 住大鼠背部皮 肤，完成抓取 固定。
首先戴好防护 手套
用右手拇指和 食指抓住大鼠 尾巴中部将大 鼠提起，放在 大鼠饲养盒的 面罩上。
左手顺势按、 卡在大鼠躯干 背部，稍加压 力向头颈部滑 行。
大白鼠可采血5.0～8.0ml） ，且不需要继续保存
动物生命时用本法。
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4
叉处，与血管平行刺入。
对象：大、小鼠等。
腹主动脉采血
方法：动物要麻醉后进行，用针管在腹主动脉分
特点：需要血量较大，且不需要继续保存动物生
命时用本法。
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LOGO 方法步骤：
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(1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位数， （4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。
注射针头取一 锐角角度刺入 皮下。
将针头轻轻向 左右 摆动，易 摆动则表示已 刺入皮下。
再轻轻抽吸， 如无回血， 可缓慢地将 药物注入皮下
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•静脉注射给药——大小鼠
将大小鼠放在金 属笼或小鼠固定 器 中，通过金属 笼或大小鼠固定 器的孔拉出鼠尾 巴
用左手捏住鼠 尾巴中下部， 用75％ 酒精棉球反 复擦拭尾部
用右手抓住兔 颈部的被毛和 皮肤，轻轻把 兔提起。
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•犬的捉持
实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
如犬不合作， 则先用一根特 制长柄狗头夹， 从后面夹住犬 颈，限制犬头 部活动，再按 上述方法捆住 犬嘴。
对象：大、小鼠等。
特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白 鼠），避免动物死亡。
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3
断头采血
Leabharlann Baidu
方法：左手以拇指和食指保持动物的头颈部，使
其头略下倾，右手持剪刀猛力剪断鼠颈，让血液
滴入盛器。
对象：大、小鼠等。
特点：需要血量较大（小白鼠可采血0.8～1.0ml，
三、实验动物编号与分组
（二）分组： 1、组别的要求： 正常对照组 模型组 阳性药组 药物不同剂量组
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（1）正常对照组 ① 要求 不加任何处理，指在正常条件下进行观察和对照，给药组如是灌
胃给药，对照组应用灌胃溶剂。 ② 目的 对比观察模型是否成功；观察被试药能否使病理改变恢复正常。
右手拿注射器， 针尖的斜面朝 上，将针 头从远心端插 入血管
回抽有血即可 注射，拔针后 用棉球止血
豚鼠可用足 背静脉注射
实验动物的 给药.MPG
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二、实验动物的采血
尾尖采血 眼眶静脉丛采血 断头采血 腹主动脉采血 心脏采血 静脉采血
腹主动脉采血
1 2 3 4 5 6
•小鼠的捉持
1、用右手拇指 和食指捏住小 鼠尾巴中部将 小鼠提起，放 在饲养合的面 罩上。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
翻转左手掌， 以左手掌心和 中指夹小鼠背 部的皮肤，使 小鼠整个呈一 条直线。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
注射时，以左 手拇指和中指 捏住鼠尾两侧， 用食指从下面 托起尾，
右手持4号针 头的注射器， 使针头与 静脉平行 （小于30度角）
大鼠亦可用 舌下静脉注 射
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•静脉注射给药——犬
先将注射部位毛 剪去 。
前肢皮下头静脉 或后肢小隐静脉 注射 。
在静脉血管的 近心端，用乳 胶管扎紧肢体， 使血管充盈， 注射器针头向 静脉血管的近 心端方向穿刺 。
1、将灌胃针连 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
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•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架 内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。