-实验报告-小鼠
小鼠解剖实验报告总结(3篇)
第1篇一、实验目的本次实验旨在通过对小鼠进行解剖，了解小鼠的主要器官位置和结构，掌握解剖技巧，提高实验操作能力，为后续的生物学和医学研究打下基础。
二、实验材料与工具1. 实验动物：成年小鼠（体重约20-30g）2. 实验器材：解剖台、剪刀、镊子、解剖刀、解剖针、解剖剪、解剖显微镜、生理盐水、酒精、碘酒、棉球等三、实验步骤1. 实验动物准备：将小鼠置于解剖台上，用棉球蘸取适量的生理盐水湿润小鼠的皮肤，以便于解剖操作。
2. 解剖过程：（1）切开皮肤：用剪刀沿小鼠腹部正中线剪开皮肤，注意避免损伤内脏器官。
（2）暴露内脏：用镊子提起皮肤，显露内脏器官，包括心脏、肺、肝脏、胃、小肠、大肠、肾脏、膀胱、生殖器官等。
（3）解剖器官：用解剖刀和剪子依次解剖各个器官，观察其位置、形态和结构特点。
（4）记录数据：详细记录每个器官的位置、形态、大小等数据。
3. 实验结果分析：（1）心脏：心脏位于胸腔中央，呈红褐色，分为左右两个心房和两个心室，心脏壁由心肌组成。
（2）肺：肺位于胸腔两侧，呈粉红色，肺泡是肺的基本结构单位，肺泡壁与毛细血管壁紧密相连，有利于气体交换。
（3）肝脏：肝脏位于腹腔右上侧，呈红褐色，具有解毒、代谢和储存营养物质等功能。
（4）胃：胃位于腹腔左侧，呈粉红色，分为贲门、胃底、胃体和幽门，胃壁具有分泌胃酸和消化酶的功能。
（5）小肠：小肠位于腹腔中部，分为十二指肠、空肠和回肠，是消化吸收的主要场所。
（6）大肠：大肠位于腹腔右下方，分为盲肠、阑尾、结肠和直肠，主要吸收水分和电解质。
（7）肾脏：肾脏位于腹腔腰部，呈红褐色，具有过滤血液、生成尿液和调节体内水分和电解质平衡等功能。
（8）膀胱：膀胱位于腹腔底部，呈粉红色，是储存尿液的器官。
（9）生殖器官：雄性小鼠的生殖器官包括睾丸、附睾、阴茎等；雌性小鼠的生殖器官包括卵巢、输卵管、子宫和阴道等。
四、实验心得体会1. 解剖操作过程中，要熟练掌握解剖刀、剪子等工具的使用方法，注意操作规范，避免损伤内脏器官。
小鼠饲养实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠的饲养方法及注意事项。
2. 了解小鼠的基本生理特性，为后续实验研究提供基础。
3. 培养实验操作技能，提高实验观察和数据分析能力。
二、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠，体重20-25g，雌雄各半。
2. 实验器材：鼠笼、鼠垫、饲料、水、剪刀、镊子、记号笔等。
3. 实验试剂：生理盐水、消毒液等。
三、实验方法1. 实验动物的选择与处理（1）选取健康、体重均匀的小鼠，雌雄各半。
（2）用记号笔在小鼠的耳朵上做好标记，以便识别。
（3）对小鼠进行适应性饲养，观察其行为、食欲、排泄等情况。
2. 饲养环境（1）将小鼠放入鼠笼中，笼底铺设鼠垫，保持清洁干燥。
（2）提供充足的食物和水，食物应新鲜、营养丰富。
（3）保持室温在20-25℃，相对湿度在50%-70%。
3. 饲养管理（1）每天定时观察小鼠的饮食、活动、排泄等情况，记录数据。
（2）定期更换鼠垫，保持笼内清洁。
（3）定期对小鼠进行消毒，预防疾病传播。
4. 实验操作（1）在实验操作前，用消毒液对实验器材进行消毒。
（2）操作过程中，注意无菌操作，避免交叉感染。
（3）实验结束后，将小鼠放回鼠笼，继续饲养。
四、实验结果与分析1. 饲养情况（1）小鼠在适应饲养期间，食欲良好，活动正常，排泄物无异常。
（2）经过一段时间饲养，小鼠体重逐渐增加，符合正常生长规律。
2. 生理特性（1）小鼠具有夜行性，白天较为安静，夜间活动频繁。
（2）小鼠对温度和湿度敏感，室温过高或过低，会导致小鼠出现不适。
3. 饲养注意事项（1）饲养过程中，注意观察小鼠的饮食、活动、排泄等情况，发现问题及时处理。
（2）保持饲养环境清洁，定期更换鼠垫，预防疾病传播。
（3）操作过程中，注意无菌操作，避免交叉感染。
五、结论通过本次实验，我们掌握了小鼠的饲养方法及注意事项，了解了小鼠的基本生理特性。
在实验过程中，我们培养了实验操作技能，提高了实验观察和数据分析能力。
为后续实验研究提供了基础，为我国小鼠饲养和实验研究做出了贡献。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠;两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起;置于鼠笼或实验台向后拉;在其向前爬行时;用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤;将鼠体置于左手心中;把后肢拉直;以无名指按住鼠尾;小指按住后腿即可..这种在手中固定方式;能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作..2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显;雄鼠可见阴道开口和五对乳头..幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;近者为雌;远者为雄..另外;雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟;而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛..3、小鼠的标记方法1耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口;左耳为十位;右耳为个位..2剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位;注意逆着毛发生长方向刷..4、小鼠的基本采血1剪尾采血当所需血量很少时采用本法..固定动物并历出鼠尾;将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟;也可用酒精棉球涂擦;使局新血管扩张..将鼠尾擦干;再用刀片剪去1-2mm;让血液滴入盛器或直接用吸取;同时自尾根部向尾尖按摩..取血后;先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处;使伤口外结一层火棉胶薄膜;保护伤口..也可采用切割尾静脉的方法采血;三根尾势脉可交替切割;并自尾尖向尾根方向切割;每次可取0.2～0.3ml血;切割后用棉球压迫止血..这种采血方法在大鼠进行较好;可以较长的间隔时间连续取血;进行血常规检查..2眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液;而又需避免动物死亡时采用此法..用左手固定鼠;尽量捏紧头部皮肤;使头固定;并轻轻向下压迫颈部两侧;引起头部静脉血液回流困难;使眼球充分外突示眼眶后静脉丛充血;右手持毛细玻璃管;沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入..刺入深度小鼠2～3mm..当感到有阻力时再稍后退;保持水平位;稍加吸引;由于血压的关系;血液即流人玻璃管中..得到所需的血量后;拨出毛细管..若手法恰当;小鼠约可采血0.2～0.3ml..3心脏取血动物仰卧固定在固定板上;剪去心前区部位的被毛;用碘酒酒精消毒皮肤..在左侧第3～4肋间;用左手食指摸到心搏处;右手取连有4～5号针头的注射器;选择心搏最强处穿刺;当针刺入心脏时;血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器..此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏;否则;心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准;将针头抽出重刺;不要在心脏周围乱探;以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸;否则;太多的真空反而使心脏塌陷..若不需保留动物生命时;也可麻醉后切开动物胸部;将注射器直接刺人心脏抽吸血液..5、小鼠的常用给药方法1经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定;右手持灌胃针;将灌胃针插入动物口中;沿咽后壁徐徐插入食道..动物应固定成垂直体位;针插入时应无阻力..若感到阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以兔损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入小鼠3~4cm;常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳..操作时;常规消毒注射部位皮肤;然后将皮肤提起;注射针头取一钝角角度刺入皮下;把针头轻轻向左右摆动;易摆动则表示已刺入皮下;再轻轻抽吸;如无回血;可缓慢地将药物注入皮下..拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻;以防止药物外漏..3肌肉注射给药小鼠体积小;肌肉少;很少采用肌肉注射..当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时;采用肌肉注射..操作时1人保定小鼠;另一人用左手抓住小鼠的1条后肢;右手拿注射器..将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4;注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重..4腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠;使鼠腹部朝上;鼠头略低于尾部;右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺;针头刺入皮肤后进针3nm左右;接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..5尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中;使尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针;此处皮薄易于刺入;先缓注少量药液;如无阻力;表示针头已进入静脉;可继续注入..注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..动进入注射器..6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上;用大头针将四肢固定在解剖盘上..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察1肺：分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第四肋间..3肝：附于隔上;呈暗褐色;分5叶..4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈暗红色;长条扁平状..7胰：在十二指肠附近;呈粉红色..8肾：右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状;粉红色;左右各一;位于肾脏下方..小鼠为双角子宫;为Y字形..10睾丸：小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血；5、掌握大鼠的常用给药方法灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉；6、掌握大鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只1雌1雄；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起;放在鼠笼上部..轻轻向后拉鼠尾;大鼠向前挣脱时;用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;将大鼠尾巴钩绕于小指上;将尾巴固定..注意不要用力过大使大鼠窒息死亡..2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中;故其阴囊明显;成年雌鼠可见阴道开口和乳头;幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;雄性：距离长;毛发密和其他部位一样;雌性：距离短;毛发稀疏..3.给药1灌胃:将注射器装入药物溶液;装上灌胃针..抓取固定大鼠后;使大鼠头部朝上;从大鼠口角一侧进针;沿咽后壁缓缓插入食道..若感到巨大阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以免损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入大鼠4~5cm;常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；若药物灌入肺中;大鼠死亡..2腹腔注射：左手固定大鼠后;右手持针;45度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..3尾静脉注射：鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后;表示针头已进入静脉;可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中..注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..切勿从后3/1处注射;此处大鼠易发生断尾现象..4皮下注射：将大鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿纵轴方向刺入皮下;进针时感觉有阻力;继续刺入后突然阻力消失;判断针头可活动后注射入药液..注射成功后可见一个小丘状隆起;经过段时间后注射入的药物可被吸收..5皮内注射：小鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤;注射药液..若感觉注射时有阻力;注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功..为避免药液流出;停留片刻后将针头拔出;用干棉球按压针孔..4.麻醉：抓取固定大鼠后;通过腹腔注射的方式按10%水合氯醛2ml/kg的用量将适量的麻醉剂注射如大鼠体内;等待几分钟后观察大鼠反应..若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡..5.釆血1尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后继续采集血液;每次0.1ml..2心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置为搏动为剧烈处..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达2~3ml..3腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后;用手术剪沿腹正中线剪开腹腔;将腹主动脉充分暴露后腹主动脉与腹主静脉伴行;紧贴脊柱;右手持注射器;针尖斜面朝下;入针角度约25~30度;朝向心端方向刺入;深度以5mm左右为宜;抽吸血液;若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功;继续采血..一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml;采样过程迅速..6.大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上;仰位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部..3肝：紧邻隔下;呈暗褐色;分7叶;无胆囊..4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰：在十二指肠附近;不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾：为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外..10睾丸：小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..11颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺..实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作;掌握豚鼠和家兔的一般操作方法;包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖;了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置..二、实验材料1、实验动物：豚鼠1只雌性、家兔1只雄性2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功;注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡..2、豚鼠性别鉴定将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上;用手按压豚鼠的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性豚鼠可观察到阴茎;雌性豚鼠可观察到会阴部..3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上;右手持针;于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量;豚鼠体重260g;故需注射1.1ml10%水合氯醛..将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内;等待几分钟后观察豚鼠反应..若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡.. 4、豚鼠心脏釆血将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置为搏动为剧烈处;通常在胸骨左缘..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达4~5ml..5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：共七叶;右肺四叶;左肺三叶；2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部；3肝：紧邻隔下;呈暗红色;分四个主叶和四个小叶;可见一光亮的胆囊附着于肝下；4胃：分两部;贲门部和幽门部;胃容量约20-30g；5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠;大肠包括结肠、盲肠和直肠..盲肠特别发达;占腹腔容积的1/3;占体重的15%；6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状；7胰：一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;不规则状且呈粉红色；8肾：为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧；9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外.. 6、家兔的抓取和固定自笼内取出时;用手抓住家兔颈部被毛与皮肤;另一手托住其臀部;将其中心承托在掌上..切忌强提兔耳或某一肢体..用兔盒将家兔的头部及四肢固定;使其头部无法向后缩即为固定成功..7、家兔的性别鉴定家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定..将家兔抓取后使其腹面朝上;用手按压家兔的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性家兔可观察到阴茎;雌性家兔可观察到会阴部..8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后;先拔去耳缘静脉注射部位的被毛;用手指轻弹兔耳使静脉充盈..或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后;左手食指与中指夹住静脉的近心端;阻止静脉回流;用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端;右手持5ml注射器从远端刺入;然后移动左手拇指固定针头;回抽注射器;若有血液进去注射器即为采血成功;继续缓慢采血..一次最多可采5ml..9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳;用棉绳固定家兔开口;将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道..插入约导尿管的2/3的位置..回抽针管;观察到无气体进去针管后注射药物..灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳..10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;回抽针管后若有回血;则可将适量麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量..将适量的麻醉剂注射入家兔体内;等待几分钟后观察家兔反应..若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功..11、家兔处死空气栓塞法以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;向耳缘静脉中注入一定量的空气5ml即可;使之发生空气栓塞而致死..观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散..12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿.. 用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔打开;仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：共七叶;右肺四叶;左肺三叶..胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部;互不相通..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;由左心房、左心室、右心房、右心室组成..3肝：紧邻隔下;呈暗红色;可见一墨绿色的胆囊附着于肝下..4胃：分两部;贲门部和幽门部..5肠：分小肠和大肠;其总长度为体长的10倍..盲肠非常大;长约0.5米..在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁;呈圆形;为圆小囊..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰：一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;为分布零散而不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾：为扁豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9雄兔睾丸下降到阴囊;两侧阴囊为乳白色..实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧;要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作;了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠雌雄各一只；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术小鼠常规麻醉;采用俯仰卧位;置于固定台上..尿道口上5mm处脱毛;常规消毒..在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔..进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织..将脂肪组织拉至腹腔;分离附睾并结扎相关血管;即可切除睾丸..将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口..小鼠常规麻醉;采用俯卧或侧卧位;置于固定台上;以肋下0.5cm;脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛;常规消毒;切口约0.5cm;切开皮肤;一边扩张一边钝性分离;用眼科镊夹住创口看到的肌层;在离脊柱肋下剪开腰肌;长约0.5切口;立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角;用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口;在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎;结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角;将卵巢摘除;检查有无出血;把脂肪组织推回腹腔内;将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..背部切口创伤小;直观;视野清楚;易操作;不需牵拉其它脏器;手术时间短..3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内;将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部..此方法一个可以同时做几只;省时间..而且有自体移植;可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应;还是手术失败造成的..麻醉动物;用75%的酒精棉球;消毒动物的尾部以及手术者的双手;随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根;拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部..右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮;刀口深度应露出白色的健;但又不割坏血管..这样即提供了一块供体植皮;又得到一处受体植床..取下皮片后;将皮片手术刀从右手方向转到左手方向;这样皮片也就旋转了180度;使皮片上的毛与尾部的毛长向相反;然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上;用滤纸轻轻地来回按几下皮片;使其尽可能紧贴在上面;本次实验由于时间限制;不进行结果观察..4、孕鼠剖腹取胎实验1以颈椎脱臼法将孕鼠处死后;取仰卧位固定小鼠于动物固定板上;暴露腹部手术部位进行酒精消毒；注意处死动作要快;勿用力按压腹部;防止胎儿受损..。
鼠实验基本技术实验报告
一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。
2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。
3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。
4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。
5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。
二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。
- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。
- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。
- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。
5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。
6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。
7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。
- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。
8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。
- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。
小鼠基因筛选实验报告(3篇)
第1篇一、实验背景基因是生物体内控制遗传信息传递的基本单位，基因突变是生物进化的重要驱动力。
为了研究特定基因的功能，我们采用小鼠作为模型生物，通过基因筛选实验，旨在鉴定和验证与特定表型相关的基因。
二、实验目的1. 构建小鼠基因文库。
2. 通过分子生物学技术筛选与特定表型相关的基因。
3. 验证筛选得到的基因的功能。
三、实验材料1. 实验动物：C57BL/6小鼠。
2. 工具酶：限制性内切酶、DNA连接酶、Taq DNA聚合酶等。
3. 试剂：PCR引物、DNA标记物、DNA探针、克隆载体等。
4. 仪器：PCR仪、电泳仪、凝胶成像系统、显微镜等。
四、实验方法1. 构建小鼠基因文库（1）提取小鼠基因组DNA。
（2）使用限制性内切酶切割基因组DNA，获得特定长度的DNA片段。
（3）将切割后的DNA片段连接到克隆载体上，构建小鼠基因文库。
2. 基因筛选（1）根据已知表型，设计特异性引物，用于PCR扩增目的基因。
（2）对小鼠基因文库进行PCR扩增，筛选出与特定表型相关的基因片段。
（3）将筛选得到的基因片段进行测序，确定其序列。
3. 基因功能验证（1）将筛选得到的基因片段克隆到表达载体中，构建重组表达载体。
（2）将重组表达载体转化大肠杆菌，获得表达目的蛋白的菌株。
（3）通过免疫印迹、免疫荧光等技术检测目的蛋白的表达和活性。
五、实验结果1. 成功构建了小鼠基因文库，文库容量达到预期目标。
2. 通过PCR扩增，成功筛选出与特定表型相关的基因片段。
3. 对筛选得到的基因片段进行测序，确定其序列。
4. 通过基因功能验证，成功表达了目的蛋白，并验证了其功能。
六、实验讨论1. 基因筛选实验中，PCR扩增和DNA测序是关键步骤，需要严格控制实验条件，确保结果的准确性。
2. 在基因功能验证过程中，需要选择合适的表达系统和检测方法，以确保目的蛋白的正确表达和活性。
3. 本研究筛选得到的基因可能与特定表型相关，但其具体功能还需进一步研究。
小鼠日常培养实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解小鼠的生物学特性及其对实验环境的要求。
2. 掌握小鼠的饲养管理方法，包括饲料、饮水、笼具、环境控制等。
3. 观察小鼠的生长发育状况，确保实验动物的健康和繁殖能力。
4. 学习实验动物饲养过程中的常见问题及处理方法。
二、实验原理小鼠作为实验动物，其饲养环境和管理条件对实验结果的准确性具有重要影响。
本实验旨在通过模拟实验室条件，对小鼠进行日常培养，观察其生长状况，确保实验动物的健康和繁殖能力。
三、实验材料1. 实验动物：清洁级昆明小鼠。
2. 实验笼具：金属网笼、塑料笼具、塑料饮水器、塑料食盆。
3. 饲料：颗粒饲料、维生素、矿物质添加剂。
4. 饮水：去离子水或蒸馏水。
5. 环境控制：温湿度控制器、紫外线消毒器。
四、实验方法1. 笼具准备：选用金属网笼和塑料笼具，笼底铺设吸水垫，确保笼内干燥。
2. 饲料准备：将颗粒饲料放入塑料食盆，添加适量维生素和矿物质添加剂。
3. 饮水准备：使用塑料饮水器，保证小鼠随时可以饮用去离子水或蒸馏水。
4. 环境控制：将实验笼具放置在温湿度控制室内，保持室温20～26℃，相对湿度50%～60%。
5. 紫外线消毒：定期使用紫外线消毒器对笼具、饮水器、食盆等进行消毒，防止病原微生物滋生。
6. 观察记录：每天观察小鼠的生长发育状况，包括体重、毛色、食欲、活动等，并做好记录。
五、实验结果与分析1. 小鼠生长发育状况：实验过程中，小鼠生长状况良好，体重逐渐增加，毛色光亮，食欲旺盛，活动自如。
2. 繁殖能力：在适宜的饲养条件下，小鼠繁殖能力较强，雌鼠平均产仔数在8～12只。
3. 常见问题及处理方法：- 食欲不振：检查饲料是否变质，及时更换新鲜饲料；调整饲料种类，满足小鼠营养需求。
- 腹泻：检查饮水是否清洁，及时更换；调整饲料成分，避免过量摄入脂肪和蛋白质。
- 皮肤病变：检查笼具是否清洁，及时更换笼垫；定期使用紫外线消毒器对笼具进行消毒。
- 呼吸道疾病：保持室内空气流通，避免过度拥挤；定期对笼具和饮水器进行消毒。
小鼠大体解剖实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 学习和掌握小鼠的解剖学结构，了解其内部器官的分布和功能。
2. 培养实验操作技能，包括动物抓取、麻醉、解剖等。
3. 增强对生物学基本知识的理解和应用能力。
二、实验材料与仪器1. 实验动物：健康昆明小鼠2只2. 实验仪器：解剖台、手术刀、剪刀、镊子、解剖剪、解剖针、生理盐水、纱布、注射器、酒精、棉球、解剖显微镜等。
三、实验步骤1. 动物准备- 将小鼠置于解剖台上，用纱布包裹四肢，使其固定。
- 用酒精棉球对小鼠进行消毒。
- 在小鼠的头部进行标记，以便后续操作。
2. 麻醉- 称量小鼠体重，根据体重计算所需戊巴比妥钠的剂量。
- 将戊巴比妥钠溶液注射至小鼠腹腔，剂量为0.5ml/100g体重。
- 观察小鼠的反应，待其进入麻醉状态。
3. 解剖- 在小鼠腹部正中线处切开皮肤，暴露腹壁肌肉。
- 用解剖剪沿腹壁肌肉剪开，暴露腹腔。
- 观察腹腔内的器官，包括肝脏、胃、肠、脾、肾脏、卵巢/睾丸等。
4. 器官分离- 用解剖剪将肝脏、胃、肠、脾、肾脏、卵巢/睾丸等器官与腹腔相连的组织分离。
- 将器官放在解剖显微镜下观察，记录其形态和结构。
5. 系统观察- 观察心脏，记录其形态、大小和结构。
- 观察肺脏，记录其形态、大小和结构。
- 观察大脑，记录其形态、大小和结构。
- 观察眼睛，记录其形态、大小和结构。
- 观察骨骼系统，记录其形态、大小和结构。
6. 器官保存- 将器官用生理盐水清洗，并用纱布包裹。
- 将器官放入福尔马林溶液中保存。
四、实验结果1. 腹腔器官- 肝脏：呈暗红色，质软，表面光滑。
- 胃：呈暗红色，质软，分为胃底、胃体和胃窦。
- 肠：呈暗红色，质软，分为小肠和大肠。
- 脾：呈暗红色，质软，呈椭圆形。
- 肾脏：呈红褐色，质软，呈豆形。
- 卵巢/睾丸：呈淡红色，质软，呈椭圆形。
2. 系统器官- 心脏：呈粉红色，质软，分为心房和心室。
- 肺脏：呈粉红色，质软，呈海绵状。
- 大脑：呈粉红色，质软，分为大脑半球、小脑和脑干。
小鼠实验操作实验报告
1. 掌握小鼠的抓取、固定和给药等基本操作方法。
2. 学习观察小鼠的行为反应，了解药物对小鼠的影响。
3. 培养实验操作的规范性和准确性。
二、实验材料1. 小鼠：成年昆明种小鼠，体重20-25g，雌雄不限。
2. 实验器材：小鼠实验箱、手术器械、注射器、生理盐水、药物等。
三、实验方法1. 实验分组：将小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。
2. 给药方法：实验组给予药物，对照组给予等量生理盐水。
3. 实验步骤：（1）抓取小鼠：用左手抓住小鼠尾部，用右手轻轻抓住小鼠背部皮肤，将其翻转至实验者面前。
（2）固定小鼠：将小鼠放在实验台上，用左手握住小鼠头部，右手握住小鼠尾部，轻轻将小鼠固定在实验台上。
（3）给药：将注射器插入小鼠的耳静脉，缓慢注入药物。
（4）观察小鼠行为反应：给药后，观察小鼠的行为变化，包括活动度、呼吸、瞳孔等。
四、实验结果1. 实验组小鼠给药后，活动度明显降低，呼吸减慢，瞳孔缩小。
2. 对照组小鼠给药后，活动度、呼吸和瞳孔无显著变化。
五、实验分析1. 给药后，实验组小鼠出现的行为反应，提示药物对小鼠具有一定的抑制作用。
2. 对照组小鼠给药后无显著变化，说明生理盐水对小鼠无影响。
1. 实验操作过程中，应严格按照操作规程进行，确保实验结果的准确性。
2. 抓取、固定和给药等操作要轻柔，避免对小鼠造成伤害。
3. 观察小鼠行为反应时，要全面、细致，避免遗漏重要信息。
七、实验总结本次实验通过观察小鼠给药后的行为反应，了解了药物对小鼠的影响。
在实验过程中，掌握了小鼠的抓取、固定和给药等基本操作方法，培养了实验操作的规范性和准确性。
同时，本次实验也提高了对实验动物福利的认识，为今后的实验研究奠定了基础。
八、注意事项1. 实验过程中，严格遵守实验动物福利法规，确保实验动物的权益。
2. 操作过程中，注意个人安全，防止意外伤害。
3. 实验结束后，妥善处理实验器材和实验动物，保持实验室环境卫生。
九、参考文献[1] 张华，李明. 小鼠实验操作教程[M]. 北京：科学出版社，2015.[2] 王晓东，张晓红. 小鼠实验技术[M]. 北京：人民卫生出版社，2013.。
实验动物学实验报告图文
实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法4、去毛(脱毛剂法5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
小鼠采血方法实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握小鼠采血的方法和技巧。
2. 了解不同采血方法的特点和适用范围。
3. 提高动物实验操作的规范性和安全性。
二、实验材料1. 实验动物：健康小鼠若干只。
2. 实验器材：解剖显微镜、手术刀、剪刀、镊子、无菌手术器械、无菌棉球、液体火棉胶、注射器、无菌生理盐水、消毒液等。
三、实验方法1. 采血方法：本次实验主要采用剪尾采血和眼眶后静脉丛采血两种方法。
（1）剪尾采血：a. 将小鼠置于实验台上，用左手拇指和食指抓住小鼠颈部皮肤，将其头朝下。
b. 将小鼠尾巴浸泡于50℃热水中数分钟，使尾部血管充盈。
c. 擦干尾部，用剪刀或手术刀剪去尾尖1-2mm。
d. 用注射器吸取无菌生理盐水，注入伤口处，使血液流出。
e. 用无菌棉球压迫伤口处止血，并涂上液体火棉胶。
（2）眼眶后静脉丛采血：a. 将小鼠置于实验台上，用左手拇指和食指抓住小鼠颈部皮肤，将其头朝下。
b. 将麻醉药物滴入采血侧眼球，对小鼠眼部进行局部麻醉。
c. 用左手拇指和食指压迫小鼠颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。
d. 右手持硬质毛细玻璃管，沿眼角刺入眼眶底部，轻轻捻动毛细管，使其刺入眼眶静脉丛，可见血液流出。
e. 采集到所需血量后，用无菌棉球压迫伤口处止血。
2. 血液样本处理：a. 将采集到的血液样本注入无菌试管中。
b. 混匀血液样本，按照实验要求进行分离、检测等后续处理。
四、实验结果与分析1. 剪尾采血：a. 采血量：约0.1-0.2mL。
b. 采血时间：约5-10分钟。
c. 采血成功率：95%。
2. 眼眶后静脉丛采血：a. 采血量：约0.2-0.3mL。
b. 采血时间：约10-15分钟。
c. 采血成功率：90%。
五、实验讨论1. 剪尾采血方法操作简便，适用于少量多次采血，但可能导致小鼠尾部疼痛，影响动物福利。
2. 眼眶后静脉丛采血方法适用于中等量采血，成功率较高，但需要局部麻醉，可能对小鼠造成一定程度的刺激。
小鼠实验报告
小鼠实验报告小鼠实验报告一、实验目的：通过对小鼠进行实验，观察并分析小鼠的生理和行为反应，进一步了解小鼠的特征和行为模式。
二、实验材料与方法：1. 实验小鼠：10只健康小鼠。
2. 饲养条件：保持室温25℃，相对湿度50%，12小时光照和暗淡周期，提供干燥的小鼠饲料和饮水。
3. 实验仪器：实验笼子，实验纸，实验器械（如注射器、夹子等）。
4. 实验过程：（1）将小鼠放入实验笼子中，观察小鼠的行为，如自由活动、觅食、睡眠等行为。
（2）对小鼠进行注意力、记忆、学习等方面的行为测试，比如迷宫测试等。
（3）对小鼠进行药物注射实验，观察小鼠对药物的反应。
三、实验结果与讨论：1. 小鼠的生理和行为反应：（1）小鼠自由活动能力强，常常在实验笼子中穿梭奔跑。
（2）小鼠觅食行为明显，经常在实验笼子中寻找食物。
（3）小鼠的睡眠时间较多，一般在白天较少活动，晚上较为活跃。
（4）小鼠对外界刺激敏感，对声音、光线等变化有反应。
（5）小鼠对药物的反应较为敏感，经药物注射后的行为发生明显变化。
2. 小鼠的注意力、记忆和学习能力：通过迷宫测试，观察小鼠对迷宫的探索和寻找食物的能力。
实验结果显示，小鼠经过多次实验后，逐渐学会了记忆迷宫路线，找到了食物的位置，表明小鼠具备一定的学习和记忆能力。
3. 小鼠对药物的反应：经药物注射实验发现，小鼠对不同种类的药物有不同的反应，比如兴奋剂会使小鼠更加活跃，镇静剂会使小鼠昏昏欲睡。
部分药物可能对小鼠的生理机能产生一定的影响，需要进一步研究。
四、实验结论：通过对小鼠的实验观察和分析，我们了解到小鼠具备较强的自由活动能力和觅食行为，睡眠时间较多，对外界刺激敏感。
小鼠具备一定的学习和记忆能力，并对药物有一定的反应。
小鼠作为实验动物在生物医学研究中起到了重要的角色，对人类疾病的病理机制等方面的研究有一定的参考价值。
-实验报告-小鼠
姓名：薛桂凤学号：132015200300实验报告（一）一、实验目的：1. 掌握小鼠的抓取和固定。
2. 掌握小鼠的编号与标记方法。
3. 掌握小鼠的常用实验方法。
4. 掌握小鼠的常用麻醉方法。
5. 掌握小鼠的安死术。
6. 掌握小鼠的釆血方法。
7. 了解小鼠的采尿、粪的方法。
8. 了解小鼠各种脏器标本的采集方法。
二、实验器材：ICR小鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、固定器、烧杯、注射器（2 支）、剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水三、实验内容1. 抓取：单手固定、双手固定、固定器、固定板。
2. 称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重20g。
3. 编号：包括染色法及穿耳孔法。
4. 给药：包括尾静脉给药（小鼠放入固定器，露出尾巴、准备好注射器；左手食指托住尾巴，拇指配合，右手持注射器针尖轻轻抬起与血管平行刺入，轻推给药；血管由红变白后拔针、棉球按压）、皮下注射（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）、皮内注射（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）、腹腔注射（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药）、灌胃（小鼠固定身体呈一条直线，灌胃枕头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药）、肌肉注射（）注射针刺入肌肉回抽无血给药。
5. 釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法。
6. 麻醉：根据小鼠体重计算麻醉药物用量，水合氯醛0.16ml ，通过腹腔注射给药途径麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。
7. 安死术：颈椎脱臼法、过量麻醉法、空气栓塞法8. 解剖：观察小鼠的脏器解剖结构四、总结1. 小鼠性情比较温顺，个体小，比较容易抓取固定。
但是小鼠尾静脉血管较细，尾静脉注射有一点难度，可以先酒精擦拭使血管扩张，遵循先远后近的原则会提高尾静脉注射的成功率。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
小鼠实验报告样貌描述(3篇)
第1篇一、实验目的本实验旨在观察小鼠在不同处理条件下神经行为学的变化，以探讨某种药物对小鼠神经行为的影响。
二、实验材料1. 实验动物：健康昆明种小鼠，体重18-22g，雌雄各半，共60只。
2. 实验药品：某药物（剂量待定）。
3. 实验仪器：小鼠行为学测试系统、电子天平、温度计、计时器等。
4. 实验试剂：生理盐水、酒精、生理盐水溶液等。
三、实验方法1. 实验分组：将60只小鼠随机分为6组，每组10只，分别为对照组、低剂量组、中剂量组、高剂量组、阳性对照组和阴性对照组。
2. 实验药物处理：对照组给予生理盐水，低、中、高剂量组分别给予低、中、高剂量的某药物，阳性对照组给予已知具有类似作用效果的药物，阴性对照组给予相同剂量的溶剂。
3. 实验操作：（1）适应性饲养：将小鼠置于恒温（22±2℃）、恒湿（55±5%）的饲养环境中，适应性饲养3天。
（2）行为学测试：采用小鼠行为学测试系统，观察小鼠在不同处理条件下的行为学表现，包括活动度、站立次数、跌倒次数、攻击行为、逃避行为等。
（3）生理指标检测：实验结束后，记录小鼠体重、摄食量等生理指标。
四、实验结果1. 行为学观察：（1）活动度：与对照组相比，低、中、高剂量组小鼠活动度均有所下降，且随剂量增加，活动度降低越明显。
（2）站立次数：与对照组相比，低、中、高剂量组小鼠站立次数均有所减少，且随剂量增加，站立次数减少越明显。
（3）跌倒次数：与对照组相比，低、中、高剂量组小鼠跌倒次数均有所增加，且随剂量增加，跌倒次数增加越明显。
（4）攻击行为：与对照组相比，低、中、高剂量组小鼠攻击行为均有所减弱，且随剂量增加，攻击行为减弱越明显。
（5）逃避行为：与对照组相比，低、中、高剂量组小鼠逃避行为均有所减弱，且随剂量增加，逃避行为减弱越明显。
2. 生理指标检测：（1）体重：实验结束后，低、中、高剂量组小鼠体重与对照组相比无明显差异。
（2）摄食量：实验结束后，低、中、高剂量组小鼠摄食量与对照组相比无明显差异。
小鼠相关代谢实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本实验旨在研究小鼠的代谢特点，包括葡萄糖代谢、脂肪代谢和蛋白质代谢等方面。
通过对比不同饮食条件下小鼠的生理指标，探讨饮食对小鼠代谢的影响。
二、实验材料1. 实验动物：C57BL/6J小鼠，体重18-22g，雌雄各半。
2. 实验饲料：普通饲料、高脂饲料、低脂饲料。
3. 仪器设备：电子天平、血糖仪、血脂检测仪、蛋白质检测仪、酶标仪、离心机等。
4. 试剂：葡萄糖、胰岛素、胆固醇、甘油三酯、蛋白质标准品、酶标试剂等。
三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为三组，分别为普通饲料组、高脂饲料组和低脂饲料组，每组10只。
2. 饲养条件：将三组小鼠在相同条件下饲养，室温控制在22±2℃，相对湿度控制在50±10%，光照周期为12小时/12小时。
3. 饲料处理：普通饲料组给予普通饲料，高脂饲料组给予高脂饲料，低脂饲料组给予低脂饲料。
4. 实验指标检测：- 葡萄糖代谢：禁食12小时后，给小鼠腹腔注射葡萄糖溶液，检测血糖变化。
- 脂肪代谢：检测小鼠血液中的胆固醇和甘油三酯含量。
- 蛋白质代谢：检测小鼠血液中的蛋白质含量。
5. 数据处理：采用统计学方法对实验数据进行处理和分析。
四、实验结果1. 葡萄糖代谢：- 普通饲料组小鼠血糖升高速度较快，下降速度较快。
- 高脂饲料组小鼠血糖升高速度较慢，下降速度较慢。
- 低脂饲料组小鼠血糖升高速度较快，下降速度较快。
2. 脂肪代谢：- 普通饲料组小鼠血液中的胆固醇和甘油三酯含量较低。
- 高脂饲料组小鼠血液中的胆固醇和甘油三酯含量较高。
- 低脂饲料组小鼠血液中的胆固醇和甘油三酯含量较低。
3. 蛋白质代谢：- 普通饲料组、高脂饲料组和低脂饲料组小鼠血液中的蛋白质含量无显著差异。
五、实验讨论1. 葡萄糖代谢：高脂饲料组小鼠血糖升高速度较慢，下降速度较慢，可能是由于高脂饮食导致胰岛素抵抗，影响葡萄糖的利用。
2. 脂肪代谢：高脂饲料组小鼠血液中的胆固醇和甘油三酯含量较高，可能是由于高脂饮食导致脂肪摄入过多，引起血脂升高。
小鼠涂片实验报告结果(3篇)
第1篇一、实验目的1. 观察小鼠血涂片，了解小鼠血液细胞的基本结构；2. 学习血涂片制备方法，提高实验操作技能；3. 分析小鼠血液细胞形态，探讨其生理功能和病理变化。
二、实验材料1. 实验动物：小鼠；2. 实验器材：显微镜、载玻片、盖玻片、生理盐水、滴管、吸管、酒精灯、剪刀、镊子等；3. 实验试剂：姬姆萨染液、蒸馏水、甲醇等。
三、实验方法1. 取小鼠尾部，用酒精消毒；2. 用剪刀剪下尾部，用镊子取出少量血液；3. 将血液滴于载玻片上，用另一载玻片刮成薄膜；4. 将制备好的血涂片放入姬姆萨染液中染色，约5分钟；5. 用蒸馏水冲洗，去除多余的染液；6. 将染色后的血涂片放在显微镜下观察。
四、实验结果1. 红细胞：呈双凹圆盘状，大小不一，无细胞核，染色较深；2. 白细胞：分为两种，一种为小淋巴细胞，呈圆形，有细胞核，染色较浅；另一种为大淋巴细胞，呈椭圆形，有细胞核，染色较深；3. 血小板：呈不规则形状，无细胞核，染色较浅。
五、结果分析1. 红细胞：红细胞是血液中主要的携带氧气和二氧化碳的细胞，其形态和数量的变化可以反映小鼠的生理状态和病理变化。
在本实验中，红细胞形态基本正常，大小不一，说明小鼠生理状态良好；2. 白细胞：白细胞具有吞噬、消化、防御等功能，是机体抵抗感染的重要细胞。
在本实验中，白细胞分为小淋巴细胞和大淋巴细胞，形态基本正常，数量适中，说明小鼠免疫系统功能正常；3. 血小板：血小板具有凝血和止血作用，其形态和数量的变化可以反映小鼠的凝血功能。
在本实验中，血小板形态不规则，数量适中，说明小鼠凝血功能正常。
六、结论通过本次实验，我们成功制备了小鼠血涂片，并观察了其血液细胞的基本结构。
实验结果显示，小鼠红细胞、白细胞和血小板形态基本正常，数量适中，说明小鼠生理状态良好，免疫系统功能正常，凝血功能正常。
七、注意事项1. 实验操作过程中，应保持载玻片和盖玻片的清洁，避免污染；2. 染色时间不宜过长，以免影响细胞形态；3. 观察时应注意观察不同细胞的特点，以便准确判断。
小鼠动物实验报告
一、实验目的1. 了解小鼠腹腔注射免疫荧光染色技术的基本原理和操作步骤。
2. 观察小鼠腹腔巨噬细胞在免疫荧光染色下的形态和分布。
3. 掌握免疫荧光染色的实验操作技巧。
二、实验原理免疫荧光染色是一种以荧光物质标记抗体，用于检测和定位特定抗原的技术。
在实验中，将荧光素标记的抗体与小鼠腹腔巨噬细胞结合，通过荧光显微镜观察，可以直观地看到巨噬细胞的形态和分布。
三、实验材料1. 实验动物：昆明种小鼠，体重20-25g。
2. 试剂：荧光素标记的抗体（抗小鼠巨噬细胞抗体）、FITC标记的抗体（抗小鼠IgG抗体）、细胞培养液、磷酸盐缓冲盐溶液（PBS）、无菌注射器、无菌针头、荧光显微镜等。
四、实验方法1. 小鼠腹腔注射：取昆明种小鼠，用无菌注射器抽取荧光素标记的抗体（抗小鼠巨噬细胞抗体）0.2ml，进行腹腔注射。
2. 细胞收集：注射后24小时，取小鼠腹腔液，加入细胞培养液，离心洗涤后收集细胞。
3. 胶体金标记：将收集到的细胞悬液与FITC标记的抗体（抗小鼠IgG抗体）混合，室温孵育30分钟。
4. 荧光显微镜观察：将孵育好的细胞悬液滴加到载玻片上，用荧光显微镜观察小鼠腹腔巨噬细胞的形态和分布。
五、实验结果通过荧光显微镜观察，可见小鼠腹腔巨噬细胞被荧光物质标记，呈球形或椭圆形，大小不一。
荧光主要分布在细胞膜和细胞质中，部分细胞核也被荧光物质标记。
细胞之间相互连接，形成一定的组织结构。
六、实验讨论1. 免疫荧光染色技术具有操作简便、灵敏度高、特异性强等优点，广泛应用于免疫学、病理学等领域。
2. 在本实验中，小鼠腹腔巨噬细胞被荧光物质标记，通过荧光显微镜可以直观地观察到巨噬细胞的形态和分布。
3. 实验过程中，应严格控制操作条件，如温度、时间等，以保证实验结果的准确性。
七、实验结论本次实验成功观察到了小鼠腹腔巨噬细胞在免疫荧光染色下的形态和分布，验证了免疫荧光染色技术在免疫学领域的应用价值。
八、实验注意事项1. 实验操作过程中，注意无菌操作，避免污染。
小鼠实验报告
一、实验目的本研究旨在探讨心肌梗死后心肌细胞的凋亡情况，为心肌梗死后心肌细胞损伤的防治提供理论依据。
二、实验材料1. 实验动物：清洁级雄性昆明小鼠，体重20-25g，由本实验室动物中心提供。
2. 试剂与仪器：- 试剂：Annexin V-FITC/PI双染试剂盒、Trizol试剂、逆转录试剂盒、实时荧光定量PCR试剂盒、细胞凋亡检测试剂盒等。
- 仪器：光学显微镜、激光共聚焦显微镜、荧光定量PCR仪、凝胶成像系统、酶标仪等。
三、实验方法1. 心肌梗死模型的建立：将小鼠随机分为两组，每组10只。
模型组采用结扎左冠状动脉前降支的方法建立心肌梗死模型，对照组仅进行结扎手术，不进行冠状动脉结扎。
2. 心肌细胞凋亡检测：- Annexin V-FITC/PI双染法：取心肌组织，按照试剂盒说明书进行操作，检测心肌细胞凋亡率。
- 流式细胞术：取心肌组织，按照试剂盒说明书进行操作，检测心肌细胞凋亡率。
3. 逆转录PCR检测心肌细胞凋亡相关基因表达：- 提取心肌细胞总RNA，按照试剂盒说明书进行逆转录反应。
- 使用荧光定量PCR检测心肌细胞凋亡相关基因（如caspase-3、Bax、Bcl-2等）的表达水平。
四、实验结果1. 心肌梗死模型成功建立，模型组小鼠出现心悸、呼吸困难等症状。
2. Annexin V-FITC/PI双染法和流式细胞术结果显示，模型组小鼠心肌细胞凋亡率显著高于对照组（P<0.05）。
3. 逆转录PCR结果显示，模型组小鼠心肌细胞凋亡相关基因caspase-3、Bax表达水平显著升高，而Bcl-2表达水平显著降低（P<0.05）。
五、讨论本研究通过建立小鼠心肌梗死模型，观察心肌细胞凋亡情况，发现心肌梗死后心肌细胞凋亡显著增加。
Annexin V-FITC/PI双染法和流式细胞术结果显示，心肌细胞凋亡率在模型组显著高于对照组。
逆转录PCR结果显示，心肌细胞凋亡相关基因caspase-3、Bax表达水平在模型组显著升高，而Bcl-2表达水平显著降低。
观察小鼠实验报告总结与反思
观察小鼠实验报告总结与反思实验目的本次实验的目的是观察小鼠在不同条件下的行为变化，以进一步了解小鼠的行为特性及其适应能力。
通过观察记录收集数据，可以揭示小鼠对环境的适应性和潜在的应激反应。
实验方法1. 选取实验组和对照组，分别将小鼠放置在特定条件的环境中。
2. 观察小鼠的行为表现，包括活动性、食欲变化等。
3. 记录观察数据，统计分析结果。
实验过程实验组1：缺乏食物环境下的小鼠行为观察在实验开始前，将10只小鼠放置在没有食物的环境中。
观察小鼠的行为变化，并进行记录。
观察结果显示，在缺乏食物的环境下，小鼠的活动性明显减少。
它们变得更加迟缓，不再进行正常的探索和寻找食物的行为。
食欲也明显减退，小鼠的体重也有所下降。
实验组2：恶劣环境下的小鼠行为观察在实验开始前，将10只小鼠放置在高温、高湿度的环境中。
观察小鼠的行为变化，并进行记录。
观察结果显示，在恶劣环境下，小鼠的活动性明显受到影响。
它们变得更加躁动不安，试图离开这个环境。
同时，小鼠的进食量也明显减少，体重开始下降。
分析与讨论实验结果显示，小鼠在不同条件的环境下表现出明显的行为变化。
在缺乏食物的环境下，小鼠的活动性减少，食欲减退，体重下降；而在恶劣环境下，小鼠的活动性增加，寻求逃离，并且食欲减少，体重也开始下降。
这些实验结果表明小鼠具有适应环境的能力，但也受到环境的限制。
缺乏食物的环境会导致小鼠活动性减退，这是为了节省能量以增加生存的机会。
而在恶劣环境下，小鼠为了躲避危险，会增加活动性并减少进食。
这种行为是小鼠生存本能的体现。
然而，本实验也存在一些限制。
首先，实验样本相对较小，因此结果的推广性有限。
其次，实验只观察了小鼠的行为变化，没有对其生理机制进行研究。
进一步的实验可以探究小鼠行为变化背后的神经生物学基础。
反思与改进在实验过程中，我们注意到一些问题需要改进。
首先，实验的样本量较小，这可能导致结果的可靠性不高。
未来可以增加样本量，以提高结果的统计学功效。
小鼠注射_实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠注射的基本操作技术。
2. 熟悉小鼠注射过程中的注意事项。
3. 了解注射药物对小鼠生理反应的影响。
二、实验材料1. 实验动物：小鼠（体重20-25g，雌雄不限）。
2. 实验试剂：生理盐水、药物溶液。
3. 实验器材：注射器、注射针、酒精棉球、镊子、剪刀、解剖盘、剪刀、解剖刀、显微镜、培养皿等。
三、实验方法1. 实验动物分组：将实验动物随机分为两组，每组5只。
2. 注射部位：选择小鼠的腹部作为注射部位。
3. 注射剂量：根据实验需求，确定注射剂量。
4. 注射方法：（1）将小鼠固定在解剖盘上，用酒精棉球消毒注射部位。
（2）用镊子夹住注射针，轻轻插入注射部位，避免损伤内脏。
（3）缓慢推注药物，直至注射完毕。
（4）用酒精棉球擦拭注射部位，防止感染。
5. 观察指标：（1）注射前、注射后1小时、注射后24小时，分别记录小鼠的生理指标（如体重、体温、呼吸频率等）。
（2）观察小鼠的行为变化，如活动能力、食欲、精神状态等。
四、实验结果1. 注射前，两组小鼠的生理指标无明显差异。
2. 注射后1小时，注射药物组的小鼠体重、体温、呼吸频率等生理指标与生理盐水组相比，有显著差异。
3. 注射后24小时，注射药物组的小鼠生理指标逐渐恢复正常，与生理盐水组相比，无显著差异。
4. 注射药物组的小鼠在注射后1小时内，活动能力减弱，食欲下降，精神状态较差。
注射后24小时，小鼠的生理状态逐渐恢复正常。
五、实验讨论1. 本实验通过注射小鼠，观察注射药物对小鼠生理反应的影响，为后续研究药物作用机制提供实验依据。
2. 注射过程中，应注意以下几点：（1）选择合适的注射部位，避免损伤内脏。
（2）注射速度要慢，避免药物溢出。
（3）注射后，及时观察小鼠的生理反应，以便及时处理可能出现的问题。
3. 本实验结果表明，注射药物对小鼠的生理反应有显著影响，但在一定时间内，小鼠的生理状态可以恢复正常。
六、实验结论本实验成功掌握了小鼠注射的基本操作技术，了解了注射药物对小鼠生理反应的影响，为后续研究提供了实验依据。
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姓名：薛桂凤学号：132015200300
实验报告（一）
一、实验目的：
1.掌握小鼠的抓取和固定。
2.掌握小鼠的编号与标记方法。
3.掌握小鼠的常用实验方法。
4.掌握小鼠的常用麻醉方法。
5.掌握小鼠的安死术。
6.掌握小鼠的釆血方法。
7.了解小鼠的采尿、粪的方法。
8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。
二、实验器材：ICR小鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、固定器、烧杯、注射器
（2支）、剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水
三、实验内容
1.抓取：单手固定、双手固定、固定器、固定板。
2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重20g。
3.编号：包括染色法及穿耳孔法。
4.给药：包括尾静脉给药（小鼠放入固定器，露出尾巴、准备好注射器；左手食指托
住尾巴，拇指配合，右手持注射器针尖轻轻抬起与血管平行刺入，轻推给药；血管由红变白后拔针、棉球按压）、皮下注射（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）、皮内注射（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）、腹腔注射（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药）、灌胃（小鼠固定身体呈一条直线，灌胃枕头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药）、肌肉注射（）注射针刺入肌肉回抽无血给药。
5.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法。
6.麻醉：根据小鼠体重计算麻醉药物用量，水合氯醛0.16ml，通过腹腔注射给药途径
麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。
7.安死术：颈椎脱臼法、过量麻醉法、空气栓塞法
8.解剖：观察小鼠的脏器解剖结构
四、总结
1.小鼠性情比较温顺，个体小，比较容易抓取固定。
但是小鼠尾静脉血管较细，尾静
脉注射有一点难度，可以先酒精擦拭使血管扩张，遵循先远后近的原则会提高尾静脉注射的成功率。
2.通过此次试验，学习了关于实验动物小鼠的一些基本操作技术，对以后的科研实验
做了基本的准备。
但还需克服心理的恐惧，多加练习，增加熟练程度。