幽门螺杆菌感染与兔颈动脉粥样硬化相关性研究

幽门螺杆菌感染与兔颈动脉粥样硬化相关性研究
林晔;李广生
【摘要】目的:建立幽门螺杆菌感染的动脉粥样硬化的新西兰兔动物模型,并观察Hp对高脂饮食兔动脉粥样硬化形成过程中的影响,探讨研究Hp在动脉粥样硬化发生及发展进程中的可能机制.方法:(1)取42只新西兰兔随机分成对照组和实验组,对照组使用标准饮食喂养,实验组采用高脂饮食喂养,6周后两组检测血脂,建立兔高脂血症模型;(2)建立模型后按照处理方式的不同将实验组随机分为高脂饮食组、Hp 感染组、Hp治疗组.将Hp感染组及治疗组均同时感染Hp标准菌株Sydney Strain1(SS1),之后Hp治疗组给予药物根除Hp.三组在实验第6、8、12周分别检测血脂、同型半胱氨酸(Homocysteine,Hcy)、超敏-C-反应蛋白(high sensitivity-C reactive protein,hs-CRP)、白介素-6(interleukin-6,IL-6)及病理组织学观察,比较三组各项指标的差异.结果:(1)成功建立了兔的高脂血症动物模型,高脂饮食组的血脂水平在各时间点无明显改变,形成高脂血症稳态;(2)实验第8、12周时,Hp感染组与高脂饮食组、Hp治疗组相比,TC、TG、LDL-C、Hcy、hs-CRP及IL-6均增高及HDL-C降低(P＜0.05).(3)实验第8、12周,从大体及组织学观察,Hp 感染组的脂质斑块较另外两组更加明显、内膜增厚幅度更大、泡沫细胞堆积排列程度更显著(P＜0.05).高脂饮食组与Hp治疗组比较无明显差异(P＞0.05).结论:Hp感染会促进兔的慢性炎症、增高血脂,同等高脂血症基础上,Hp感染可加重动脉粥样硬化病变程度,提示Hp感染促进动脉粥样硬化的机制可能为影响炎症反应及脂质代谢,根除Hp药物干预可降低炎症反应及血脂水平,进一步减缓颈动脉粥样硬化程度.
【期刊名称】《赣南医学院学报》
【年(卷),期】2015(035)003
【总页数】7页(P340-345,382)
【关键词】幽门螺杆菌;炎症;血脂;颈动脉粥样硬化;根除Hp治疗
【作者】林晔;李广生
【作者单位】南昌大学附属赣州医院赣州市人民医院消化内科,江西赣州341000;
南昌大学附属赣州医院赣州市人民医院神经内科,江西赣州341000
【正文语种】中文
【中图分类】R543.4
幽门螺杆菌感染所致血管病变，感染因素所牵涉到的种种问题，广泛引起研究者的关注，学者普遍认为，炎症对于AS的发生过程中起着重要的作用，慢性Hp感染引起的炎症反应在AS的过程中有着千丝万缕的联系，Hp感染对于颈动脉硬化的
形成被不断从各方面研究证实具有一定的促进作用，从而引发一系列脑血管疾病的产生［1-4］，然而，国内外的相关研究对Hp如何导致AS的机制仍不十分清楚。

因此，本次研究的目的在于通过建立Hp感染的AS动物模型，观察Hp感染对高脂饮食兔AS形成的影响，提供动物实验研究基础。

1 材料与方法
1．1 材料
1．1．1 动物健康新西兰兔42只，月龄平均为2个月，平均体质量
(1．5±0．2)kg，动物试验的许可证号:SCXK(2012-0006)，由赣南医学院动物实
验室提供。

所有试验均按动物实验手册标准进行。

1．1．2 Hp Cap菌株使用常见菌株(sydney strain 1，SS1)，该菌株稳定性好、适应性强［5］，由赣南医学院微生物实验室提供。

1．1．3 主要仪器紫外反射透射分析仪，低温高速离心机，光学显微镜，小型液
氮样品储存罐，-80℃低温冰箱，切片机，烤箱，酶标仪450型，数码相机，300型电子天平，BNPROSPEC全自动生化仪，摄像机，Axioplan 2 imaging显微图像分析系统，HF-20型显微镜。

1．1．4 主要试剂硫化钠，蛋白酶K(10 g·L-1)，DAB，氯仿，异戊醇，醋酸钠，SDS，Tag DNA 聚合酶，10 Mm dNTP，35 Mm氯化镁，苏木素精，柠檬酸修
复液，二甲苯，无水乙醇，EDTA，tris碱，中性树胶。

兔CRP试剂盒、兔IL-6
试剂盒。

1．2 方法
取42只新西兰兔随机分为对照组和实验组，对照组3只给予普通饮食，实验组
39只予以高脂饮食，6周后两组检测血脂，建立兔高脂血症模型;建模后按照处理
方式的不同将实验组随机平均分为高脂血症对照组、Hp感染组、Hp治疗组。

将
各组给予高脂饮食喂养。

Hp感染组及治疗组均经兔耳缘静脉注射Hp标准菌株
SS1，给予Hp菌株感染。

Hp治疗组同时给予药物根除Hp治疗。

分别于实验第6、8、12周检测血脂、Hcy、hs-CRP、IL-6 及病理组织学观察。

1．2．1 建造高脂血症动物实验模型 42只新西兰兔均分笼喂养，自由饮水，普通标准饲料喂养1周后随机分为两组，对照组3只，继续予普通饮食;实验组39只，予高脂肪饮食［6］:蛋黄、猪油、胆固醇按照(15．0%∶5．0%∶1．0%)以及兔标准饲料。

1．2．2 抽血收集血液标本及血脂检测实验第6周，将兔空腹饥饿12 h，于第2天早晨收集空腹血5 mL(耳缘静脉抽血)，将血液放入离心机中2 000 r·min-1，离心15 min后，留取上血清，选用酶标法测定血脂。

1．2．3 病理组织学检查实验室第6周，处死动物后迅速切取颈动脉，剥离外颈
动脉膜周围多余组织，从侧面沿纵行迅速剪开，流动自来水冲刷表面，组织肉眼整体观察，再以10%的甲醛液固定，行HE染色，观察颈动脉病理组织形态变化。

1．2．4 Hp的培养、鉴定和菌液的配置取Skirrow＇s培养基一份，将Hp菌株
接种于培养基中，在有氧培养箱中培养3～5 d，温度控制37℃，先观察菌落形态，再用革兰氏染色鉴定Hp，用生理盐水稀释至4× 108CFU·mL-1［7］。

1．2．5 建模成功后的实验动物分组及处理
1．2．5．1 实验动物分组建模第6周后，将建好模的新西兰兔分成高脂饮食组、Hp感染组以及Hp治疗组，三组(每组12只)动物均持续高脂饮食。

1．2．5．2 实验动物处理在实验第6周Hp感染组和Hp治疗组经兔耳缘静脉注射4×108CFU·mL-1量的 SS1菌株，每间隔24 h注射0．5 mL×3次，首次给予Hp菌株感染。

同时，Hp治疗组采用灌胃法给予四联疗法根除Hp。

于实验第8周，两组采取同样的手法进行Hp感染以及Hp治疗。

Hp感染方法、剂量及时间
均参考国内常用剂量。

药物种类、剂量及疗程均参照中国2013年幽门螺杆菌相关共识［8］，选择四联根除Hp药物为枸橼酸铋钾66 mg+奥美拉唑6 mg+阿莫西林300 g+克拉霉素152 mg，BID×10 d(成人枸橼酸铋钾220 mg+奥美拉唑20 mg+阿莫西林1 000 mg+克拉霉素500 mg，BID×10 d)。

本实验中药物浓度参照“医学实验动物学”中的剂量换算而成［9］。

1．2．5．3 检测指标及观察时间实验第8周、第12周收集标本。

每到一个时间点抽取并处死6只动物，抽血以及病理组织取材，将血液标本和组织标本备用。

肉眼观察血管壁是否有粗糙面，表面是否出现斑块，如果出现进一步观察斑块大小以及血管内容体积是否变小，狭窄程度如何。

1．2．5．4 采集标本和检测的方法
1．2．5．4．1 血液标本的采集将实验动物饥饿过夜，心脏取血10 mL，将所取
血液置入离心机中，调节离心机转速3 000 r·min-1，10 min离心后取血清，80℃的温度和保留，以备批量检测血脂、血清hs-CRP、血清 IL-6。

1．2．5．4．2 病理组织取材、标本收集及处理方法将实验动物处死，解剖学手
法找到动物组织部位，将组织处理，方法同前，标本平均切成两份，一份用于HE 染色或苏丹Ⅲ染色，另一份冰冻保存。

1．2．5．4．3 病理组织学检查首先对大体标本进行肉眼下的观察，于实验的第
8周将标本使用HE染色置于显微镜下进行观察，实验第12周时将兔颈动脉使用
苏丹染色后在显微镜观察，在镜下完成动脉的内膜厚度、动脉的斑块面积、动脉管腔的面积及斑块面积/管腔面积数据进行测量，采集数据后取平均值。

1．2．5．4．4 血脂、hs-CRP、IL-6 检测用全自动生化分析仪检测仪检测血脂
指标、hs-CRP，按照说明ELISA法IL-6。

1．3 数据处理与分析所有数据进行制表分析，数据采用均数±标准差表示，组间
的比较采用t检验和单因素方差分析，使用SPSS 17．0统计软件进行统计，P＜0．05为差异具有统计学意义。

2 结果
2．1 入组实验动物情况实验周期内入组动物情况均良好，无1例死亡发生。

2．2 兔的高脂血症动物模型的建立
2．2．1 血脂水平实验进行6周后对高脂血症组及对照组指标进行评价，高脂血
症组血脂中常规指标TC、TG、LDL-C值与对照组比较明显升高，统计学结果显示有统计学意义(P＜0．05)。

见表1。

表1 第6周对照组和高脂血症组血脂常规指标值比较/mmol·L-1注:组间比较*P＜0．05组别n TC TG HDL-C LDL-C对照组3 1．35 ±0．33 1．23 ±0．26 0．73 ±0．11 0．79 ±0．35高脂血症组 3 24．89 ±2．34* 2．45 ±0．57* 0．76 ±0．13 22．77 ±1．24*
2．2．2 病理组织学检查
2．2．2．1 大体观察从肉眼上看，对照组颈总动脉血管壁十分光滑，血管弹性良好，无动脉粥样病变，大体上未见明显脂质块状体(见图1)。

高脂血症组明显可见动脉粥样病变，可见脂质斑块形成，并且有点状物在动脉血管内壁隆起(见图2)。

图1 对照组组织解剖图
图2 高脂血症组组织解剖图
2．2．2．2 病理组织形态学观察显微镜下观察，对照组颈总动脉组织结构清晰，内、中、外三层膜结构无任何病理改变，内膜未见脂质层结构增生，胶原纤维、平滑肌纤维、弹力纤维分布良好，没有观察到明显病理组织改变(图3);高脂血症组颈总动脉观察到血管壁增厚，脂质增生明显，内膜下可见泡沫细胞分布，伴少许淋巴及嗜中性粒细胞浸润(图4)。

图3 对照组血管(颈动脉)HE染色
图4 高脂血症组血管(颈动脉)HE染色
2．3 实验动物各时间点血清指标与病理
2．3．1 实验动物血脂水平在实验6、8、12周高脂饮食组相互间比较并无显著差异(P＞0．05)，说明模型自第6周后的各项血脂指标已经进入平稳阶段;Hp感染组血脂水平明显升高，与高脂饮食组比较差异显著(P＜0．05);Hp治疗组血脂水平较高脂饮组比较没有明显变化(P＞0．05)，结果见表2。

-1
表2 各组血脂水平比较/mmol·L注:与高脂饮食组比较，*P＜0．05;与 Hp治疗组的比较，#P＜0．05;与同组第8周相比，△P＜0．05组别 TC第6周第8周第12周TG第6周第8周第12周高脂饮食组 22．78 ±1．92 23．85 ±1．12 22．77 ±1．26 2．25 ±0．621．89 ±0．68 2．12 ±0．58 Hp 感染组22．85 ±2．14 26．95 ±2．01*#32．85 ±2．87*#△ 2．02 ±0．54 2．65 ±0．69*# 3．45 ±1．21*#△Hp 治疗组 23．12 ±2．20 24．07 ±1．98
23．26 ±1．98 2．09 ±0．57 1．75 ±0．58 2．45 ±0．93组别 HDL-C第6周第8周第12周LDL-C第6周第8周第12周高脂饮食组 0．61 ±0．18 0．71 ±0．13 0．73 ±0．17 21．57 ±1．38 21．91 ±1．29 21．97 ±1．37 Hp 感染组 0．69 ±0．15 0．62 ±0．10*# 0．29 ±0．13*#△ 22．05 ±1．29 23．98 ±1．83*#29．19 ±2．14*#△Hp 治疗组 0．61 ±0．19 0．65 ±0．15 0．63 ±0．13 21．89 ±1．32 22．23 ±1．51 22．05 ±1．35
2．3．2 各实验组hs-CRP比较实验各周显示Hp感染组hs-CRP值升高，第8、12周hs-CRP值与高脂饮食组比较明显升高(P＜0．05);Hp治疗组值较其它两组均有所降低(P＜0．05)。

见表3。

表3 各组新西兰兔超敏C-反应蛋白水平/μg·L-1注:与高脂饮食组比较，*P＜0．05;与Hp治疗组比较，#P ＜0．05;与同组第8周比较，△P ＜0．05组别 hs-CRP第8周第12周高脂饮食组 133．58 ±24．34# 160．48 ±32．23#△Hp 感染组 160．62 ±31．32*# 182．42 ±31．97*#△Hp 治疗组 131．53
±23．42* 148．31 ±24．56＊△
2．3．3 各实验组IL-6比较 Hp感染组IL-6在第12周与第8周比较明显增高;Hp感染组IL-6与其他两组比较明显增高，实验显示，Hp感染可以促使血浆IL-6水平明显升高(P＜0．05)，见表4。

表4 各组新西兰兔的白介素-6水平/μg·L-1注:与高脂饮食组相比，*P＜0．05;与Hp治疗组相比，#P＜0．05;与同组第8 周相比，△P ＜0．05组别 IL-6第8周第12周高脂饮食组126．56 ±2．52 135．85 ±3．65 Hp 感染组 156．24
±5．12*# 162．45 ±6．12*#△Hp治疗组133．56 ±4．35 135．24 ±5．32 2．3．4 病理组织学检查
2．3．4．1 实验第8周、12周兔颈动脉大体观察肉眼观察8周时高脂饮食组动脉粥样硬化病变，可见脂质斑块形成，并且有点片状物在动脉血管内壁隆起;Hp治
疗组病变程度与高脂饮食组相似，Hp感染组的动脉粥样硬化更加明显，主要体现在黄色斑块在血管内膜大量堆积呈现隆起状态，并且表面脂纹较高脂饮食组比较明显较深;12周时实验各组均呈现质地增厚，血管壁弹性较正常动脉比较明显僵硬，均可观察到黄色斑块堆积，各组比较属Hp感染组形成脂纹更加明显。

见图5～7。

图5 高脂饮食组的颈动脉剖面图
图6 Hp感染组的颈动脉剖面图
图7 Hp治疗组的颈动脉剖面图
2．3．4．2 第8周各组新西兰兔颈动脉的镜下观察及血管内膜厚度从HE染色显微镜下观察发现，高脂饮食组血管内膜增厚，光学显微镜下可观察到泡沫细胞堆积(见图8);Hp感染组血管结构较为紊乱，并伴随着内膜明显增厚，泡沫细胞大量堆积，排列方式多以镶嵌式排列分层排列(见图9)，Hp治疗组较Hp感染组比较动
脉粥样硬化病变明显减轻(见图10)。

从显微镜下观察，实验各组在第8周时，内
膜明显较第6周增厚，两组数据比较(P＜0．05);实验第8周结果表明，Hp感染
组内膜增厚较明显，与其它两组比较统计学有明显差异(P＜0．05);Hp治疗组与高脂饮食组比较，并无显著差异(P ＞0．05)，结果再次表明，Hp感染可加重颈动脉血管壁病变(见表5)。

图8 高脂饮食组
图9 Hp感染组
图10 Hp治疗组
表5 各组第6、8周血管内膜厚度/μm注:与 Hp感染组比较，#P ＜0．05;与第6 周比较，*P ＜0．05组别第6周第8周高脂饮食组 33．62 ±5．42 43．34
±6．23*#Hp 感染组 52．12 ±3．56 62．32 ±4．98*Hp 治疗组 35．31
±3．48 45．23 ±5．32*#
2．3．4．3 第12周各组兔颈动脉斑块面积比较Hp感染组兔颈总动脉斑块面积
与其它两组比较呈现明显增高趋势，统计学比较有明显差异(P＜0．05);Hp治疗组与高脂饮食组比较差异不大(P＞0．05)。

兔颈动脉斑块面积/管腔面积(%)Hp感染组较其他两组比较明显偏大(P＜0．05)，Hp治疗组与高脂饮食组比较无显著差异(P＞0．05)，说明Hp感染可能加重颈总动脉血管病变，根除Hp治疗后可能缓解(见表6)。

表6 各实验组第12周兔颈动脉斑块面积比较注:与Hp 治疗组比较，#P ＜0．05;与高脂饮食组比较，*P ＜0．05组别总管腔面积/mm2总斑块面积/mm2斑块/管腔面积/%高脂饮食组23．25 ±2．38 3．36 ±0．83 17．63 ±2．15 Hp 感染组 23．98 ±3．24 5．91 ±1．83*#22．36 ±2．23*#Hp治疗组22．35
±2．32 4．62 ±1．33 14．76 ±2．34
3 讨论
目前建立颈动脉AS相关模型的研究办法，主要有对动物施行直流电刺激血管外膜及机械损伤血管内膜和空气造模以及高脂肪的饮食等方法［10］，本次实验采用了公认较为准确的新西兰兔建立AS模型，通过对兔持续2个月的高脂饮食，成功建立了兔的动脉粥样硬化模型，经检测兔血液内的TC、LDLC、TG的值明显较正常饲养组高，通过肉眼大体观察AS模型的兔颈动脉壁增厚，内膜表面可及明显的黄色脂纹或斑块，血管管腔缩小，弹性下降，同时血管的内膜出现增厚等改变，而对照组的兔颈动脉病理标本的血管内膜光滑，弹性良好，肉眼下没有看到脂质斑块的形成;通过在镜下的观察，AS模型的颈动脉内膜明显增厚，内膜可见平滑肌细胞增生明显，并可见脂质积淀所构成的典型泡沫细胞，而对照组中兔颈总动脉的结构清晰，组织细胞分布均匀，内膜无脂质沉积，内外膜没有看到病理性改变，进一步验证了模型建立的准确性，该方法与以往的实验办法和模型相比，具有造模时间相对较短，所致血管病变程度高且典型，具有良好的可重复性，对于今后建立类似高脂血症模型兔进行动物实验研究获得了一定经验。

脂肪浸润学说指出脂质的代谢异常也是AS发生的病理基础，在AS的病程中起着关键性的作用［11］，本次研究建立了高脂新西兰兔模型以及Hp感染、治疗组
模型，通过对兔颈动脉的大体及镜下观察AS的形成，同时也对IL-6及CRP进行了检测，通过本次研究观察到，Hp感染组的斑块面积明显多于高脂饮食组及Hp
治疗组，说明在AS模型建立过程中，Hp感染组颈动脉的粥样硬化病变程度明显
较Hp治疗组与高脂饮食组严重，这说明Hp的感染加重以及加速了AS的进程;在Hp感染组中，CRP的血清含量在第8周明显得到增高，而给予抗Hp治疗以后，CRP水平明显下降，由于CRP是炎性反应的非特异性标志物，说明体内的炎症反应明显，排除其他的感染因素，该现象直接指向了Hp引起的全身炎性反应。

通过文献回顾［2-3，12-14］，考虑 Hp的感染使得AS加速加重的主要机制可能与
下列因素相关:①Hp可以促进IL-6、TNF-ɑ等细胞因子的释放，激活局部及全身
的炎性反应，CRP的释放可进一步促进粘附因子的产生，从而加速AS的发展进程。

②Hp可以通过浸润生长于动脉内膜，引起血管内皮局部的炎症，对局部细胞直接作用并损伤继而引发局限性的炎性反应，从而触发AS斑块的形成。

③Hp通过引
起体内纤维蛋白原升高而导致血液的高凝状态［6］，且可激活外源性凝血系统，引发局限性血栓的形成。

④Hp可刺激机体产生热休克蛋白，激活免疫系统补体造成毒性反应，使得血管内皮细胞损伤继而诱发AS。

⑤Hp可导致维生素B12的吸
收障碍间接引起高同型半胱氨酸在体内血液浓度升高，促进AS的发生。

⑥Hp可
能引起血管内皮细胞的损伤，使血管正常的收缩及舒张功能异常，引发血管痉挛及血流动力学改变，从而引起局部血栓形成。

⑦Hp可引起血液内氧自由基增加，引发氧化应激，而氧化应激被认为是AS形成过程中的核心过程［15］。

⑧Hp可能激活动脉硬化斑块内的T细胞激活，引发斑块内的免疫反应。

在模型建立的过程中发现，高脂饮食组在第6、8、12周的血脂检查并未发生明显变化，说明稳定的高脂血症可通过持续的高脂喂养诱发其发生，Hp感染组在实验
第8、12周时血液中TC、TG、LDL-C值与第6周比较，明显增高但HDL-C却明显降低。

第8、12周血脂水平较第6周亦有明显变化，有统计学意义;Hp治疗组
在6、8、12周中的血脂变化并未发生明显改变，血脂代谢的异常引起的TC、TG、LDL升高，可加速AS的病程，而HDL降低则失去抗AS的作用，该实验结果进
一步验证了在Hp的感染过程中，可以引发和诱导体内的脂质代谢出现异常，进一步加速颈动脉粥样硬化病变进展。

本实验研究发现，各组兔颈动脉壁均表现增厚，弹性下降，均可肉眼观察到血管内膜区域的黄色斑块堆积，Hp感染组形成的脂纹厚且广泛，而抗Hp治疗组与高脂饮食组的血管硬化严重程度明显较Hp感染组低，抗Hp治疗组表现与高脂饮食组最终形成的血管硬化程度差异不太明显，这说明抗Hp的治疗能够有效阻断Hp感染源，从根本上去除Hp影响AS的各环节因素，对于Hp感染引发的AS具有明
确的治疗作用。

动脉粥样硬化的形成和发展与炎症反应的发生关系密切这一观点已得到公认［16-18］，Hp的感染可以通过细胞毒素分泌等多种渠道诱导发生局部
和全身的炎症反应，炎症反应参与诱发和加速了AS的发生发展过程，当使用药物进行抗Hp治疗时，炎症反应可得到一定的减轻，从而使动脉粥样硬化的程度减慢，然而对于抗Hp治疗是否能够逆转AS形成的这一过程目前仍缺乏相应的证据。

参考文献:
【相关文献】
［1］ Ameriso SF，fridman EA，Leiguarda RC，et al．Detection of Helelicobacter pylori
in human carotid at herosclerotic plaques［J］．Stroke，2001，32(1):385-391．
［2］ Mendall MA，Groggin PM，Molineaux N，et al．Relation of Helicobacterpylori and coronary heart disease［J］．Br Heart J，1994，7(1):437．
［3］ Diomedi M，Pietroiusti A，Silvestrini M，et al．CagA-positve Helicobacrer pylori
strain influence the natural history of atherosclerotic stroke［J］．Neurology，2004，63(3):800-804．
［4］ Stone AF，Mendall MA，Kaski JC，et al．Effect of treatment for Chlamydia pneumoniae and Helieobacter pylori on markers of inflammation and cardiac events in patients with acute coronary syndromes:South Thames trial of antibiotics in myoeardial infarction and unstable angina(STAMINA)［J］．Circulation，2002，10(6):1219-1223．［5］李晶，赵飞．幽门螺杆菌动物模型驯化菌株SS1与其初始菌株的差异蛋白质组分析［J］．世界华人消化杂志．2009，17(15):1508-1512．
［6］毛旭东，朱建国．高脂肪饮食诱导糖尿病小鼠模型［J］．安徽农业科学，2013，
26(5):190-202．
［7］冯胜军，吴丽丹．不同培养基上菌群生长特性及外膜蛋白表达差异的初步研究［J］．南方医科大学学报，2009，29(11):2279-2281．
［8］谢川，吕农华．幽门螺杆菌共识修改背景和概况［J］．中国实用内科杂志，2013，
6(3):378-381．
［9］施新猷．人与动物计量折算系数表［J］．现代医学实验动物学，2005，6(14):333-335．［10］李玉洁，杨庆，朱晓新．球囊导管损伤法复制兔动脉粥样硬化模型炎性反应的特征［J］．中华老年心脑血管病杂志，2007，9(4):283-284．
［11］ Milio G，Conado E，Sorrentino D，et al．AsymptomaticCarotid Lesions andAging:Role of Hypertension and Othel-Traditional andEmergingRisk Factors ［J］．Arch Med Res，2006，37(3):342-347．
［12］贾庆帅，曲乐丰．幽门螺杆菌感染致兔动脉粥样硬化模型的超声表现［J］．上海医学，2010，33(8):757-759．
［13］ vander M，Maat M，Hak A，et al．Creactive protein predicts progression of atherosclerosis measured at various sites in the arterial tree．the Rotterdam study ［J］．Stroke，2012，48(3):2750-2752．
［14］ Galkina E，Ley K．Immune and inflammatory mechanisms of atherosclerosis ［J］．Annual Review of Immunology，2009，27(8):165-197．
［15］杨旭，赵晓丽．幽门螺杆菌与动脉粥样硬化血栓形成性脑卒中相关性研究［J］．中华老年心脑血管病杂志，2011，13(2):100-102．
［16］ Leiguarda RC．Helicobacter pylori infection contributes to high risk of ischemic stroke:evidence from a meta-analysis［J］．J Neurol，2012，31(12):21-23．
［17］杨旭，许贤豪．幽门螺杆菌与动脉粥样硬化［J］．中国卒中杂志，2011，6(3):243．［18］ vander M，Maat M，Hak A，et al．Creactive protein predicts progression of atherosclerosis measured at various sites in the arterial tree．the Rotterdam study ［J］．Stroke，2012，48(3):2750-2752．。