细胞增殖及细胞活力检测方法

细胞增殖及细胞活力检测方法

目前主要有两种用于检测细胞增殖能力的方法。一种是直接的方法，通过直接测定进行分裂的细胞数来评价细胞的增殖能力。另一种是间接的方法，即细胞活力（cell viability）检测方法，通过检测样品中健康细胞的数目来评价细胞的增殖能力。显然，细胞活力检测法并不能最终证明检测样品中的细胞是否在增殖。如细胞在某一培养条件下会自发启动凋亡程序，但药物的干扰可抑制凋亡的发生；这时若采用细胞活力检测法，显然可以区分两种条件下的细胞数量，但我们并不能从药物干扰组细胞数大于对照组的事实说明药物可促进细胞增殖的结论。所以最直接的证据应该采用方法一。

用于检测细胞增殖能力最经典的方法是用氚标记的胸腺嘧啶核苷处理细胞，再检测DNA链中氚含量。若细胞具有增殖能力，DNA合成过程中将会采用氚标记的胸腺嘧啶核苷作为合成原料，因此检测细胞DNA链内标记核苷酸的量可判断细胞是否进行DNA 的合成。

但更为常用的方法是BrdU检测法。用BrdU预处理的细胞中，BrdU可代替胸腺嘧啶核苷插入复制的DNA双链中，而且这种置换可以稳定存在，并带到子代细胞中。细胞经过固定和变性处理后，可用免疫学方法检测DNA中BrdU的含量（如采用鼠抗BrdU单克隆抗体特异识别BrdU,再采用辣根过氧化酶标记的山羊抗鼠IgG二抗标记，最后用比色法或荧光的方法进行定量测定），从而判断细胞的增殖能力。Calbiochem/EMD公司提供一种BrdU检测试剂盒，以微孔板的形式，合并所有清洗、固定、变性的步骤以单一试剂当中。比色检测在一抗二抗标记后在450nm下读数，

所有操作在3小时内结束。而且该试剂盒的灵敏度与市场上其他同类产品相比是最强的。1000个细胞以上水平的检测只需用BrdU预孵育2小时，100个细胞则采用过夜预孵育，即可检测细胞的增殖能力。

BrdU法的一个缺点是需要固定和变性等破坏DNA的处理。有些情况下，研究者可能希望在测定细胞增殖能力的同时检测细胞的总DNA含量，然而，在变性条件下，DNA 的双链结构将被破坏，DAPI和Hoechest 33342等核酸标记探针就不再能识别DNA，因而也无法估计DNA总量。Molecular Probes公司的Click-iT EdU检测试剂盒可以解决这个问题。这种方法不需要变性步骤，因为荧光探针标记的叠氮化物小分子，而不是庞大的抗体分子，可以很轻易的识别并结合未变性DNA双链中的EdU分子。采用BrdU方法时，你必须非常小心的去对DNA进行变性，才能一方面使BrdU抗体进入细胞，另一方面又保留足够的双链DNA分子来进行细胞周期的分析。有了EdU 后则不同，由于你不再需要变性，这一切都很简单了；另外，常常用于DNA变性的HCl，可能破细胞内坏蛋白的抗原识别位点，因而限制了BrdU检测法中同时检测其他蛋白的应用，但这种情况在EdU法中不存在。

图1：EdU及BrdU原理示意图（摘至invitrogen说明书）

在一些情况下，细胞活力的检测相当于细胞增殖能力的测定。用于细胞活力检测的方法又很多，这些方法主要采用特殊的试剂来测定细胞的代谢活力，Alamar Blue，MTT及其他四唑盐。它们通过检测细胞的氧化还原活性来检测细胞增殖能力，所以这是一种间接的方法。

Calbiochem的快速细胞增殖试剂盒，或者，严格来说，叫细胞活力试剂盒，采用一

种四唑盐试剂WST-1来对细胞活力进行快速的检测。线粒体剪切WST－1试剂，产生一种水溶性的formazan盐，所以这是一种相对可靠的测定健康细胞活力的方法。一种类似的但更为灵敏的方法是Calbiochem公司的超敏细胞增殖试剂盒，采用calcein-AM（一种荧光探针）来标记细胞。这种增加的灵敏度来自于额外的检测步骤，即采用PBS替代培养基或血清来减小背景。

Invitrogen公司还提供了一种采用荧光素酶检测细胞内ATP水平的方法。健康细胞中荧光素激发出的光可以很容易读出，并且具有非常小的背景。无荧光信号表明细胞线粒体不在产生ATP。因此，这些方法当然也可用于细胞毒性检测实验。

自由基（Free Radical, FR）是含有孤电子的原子或原子团，活性氧（Reactive Oxygen Species, ROS）是指化学性质活跃的含氧原子或原子团，包括超氧阴离子自由基、过氧化氢（H2O2）、单线态氧、羟自由基（HO·）、烷过氧化自由基、脂过氧化自由基等。

FR和ROS在细胞内可通过酶反应和非酶反应产生。其中线粒体是细胞内FR和ROS产生的主要来源，约占细胞内FR和ROS总量的98%左右[1]，由于线粒体内超氧化物歧化酶(SOD)浓度较高，大部分O2·-歧化为H2O2，后者可穿过线粒体膜进入胞浆。细胞内膜系统如滑面内质网及过氧化物酶体里含有一些酶, 如细胞色素p-450和b3家族、乙醇酸氧化酶、D-氨基酸氧化酶、尿酸氧化酶等，这些酶对脂溶性药物、不饱和脂肪酸、抗生素及其它代谢产物的氧化，亦可产生H2O2和O2·-等[2，3]。除此以外，一些可溶性氧化酶、吞噬细胞NADP氧化酶、磷脂酶A2(PLA2)等催化的反应，以及某些小分子的自氧化均是内源性ROS产生的重要来源[1]，配体反应也可介导产生FR和ROS[4]。

衰老的自由基学说认为，随着细胞复制衰老或生物整体衰老，FR和ROS在衰老的细胞和组织内累积，损伤生物大分子如蛋白质、脂类、核酸等，造成其结构改变和功能丧失，甚至引起基因突变、DNA复制停止等，最终引起复制衰老和整体衰老，FR和ROS经由哪些途径引起衰老的呢？

1．FR和ROS可改变细胞的氧化还原状态。细胞内的氧化还原状态主要由谷胱甘肽(GSH)和硫氧还蛋白(TRX)两对缓冲对进行调节，FR和ROS可氧化GSH和TRX，改变细胞内相对稳定的氧化还原状态，进而影响信号传导[5]。

2．FR和ROS通过氧化蛋白质侧链上关键的氨基酸残基，如丝氨酸的羟基和半胱氨酸巯基，进而改变蛋白质的结构、影响蛋白质多聚化、蛋白质与Fe-S或其它金属离子的结合等。如被氧化修饰的-OH或-SH位于酶的催化中心，则酶的催化活性丧失；如被氧化修饰的氨基酸残基位于DNA结合域，则转录因子失去了与DNA结合及调控转录的能力；而蛋白质若不能与Fe-S结合，则呼吸链电子传递及氧化磷酸化受阻。另外，损伤的蛋白质半寿期延长，而衰老的细胞中蛋白质合成速率下降，导致受损伤的蛋白质更新率下降[6]。

3． FR和ROS可氧化DNA，使其断裂或突变，DNA复制和转录受阻[7，8]。如果FR 和ROS 导致的DNA单链断裂发生于染色体端区末端，则端区缩短加快。在正常培养条件下，人二倍体成纤维细胞的端区缩短速率主要取决于细胞内的氧化压力[9]。