常用小型实验动物灌胃给药技术方法
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
大鼠小鼠给药标准操作规程
目的规范实验人员进行大、小鼠给药的操作程序。
适用范围适用于对大、小鼠的给药操作。
职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的给药方法，并严格遵守本规程。
规程.1 大小鼠常用的给药方法有：灌胃给药、皮内注射、皮下注射、腹腔注射、尾静脉注射、肌肉注射。
.2 灌胃给药操作规程（如图）.2.1 灌胃针、注射器规格的选择.2.1.1 小鼠：灌胃针针长 5-7cm，直径 0.9-1.5mm，1mL 注射器.2.1.2 大鼠：灌胃针针长 6-8cm，直径 1-2mm，2.5-5mL 注射器.2.2 将灌胃针与注射器连接好并吸入一定量药液放置一旁备用；.2.3 左手保定实验动物，使之身体呈垂直或略向后仰，颈部拉直。
.2.4 右手持灌胃器，沿体壁用灌胃针测量口角至最后肋骨之间的长度，作为插入灌胃针的深度。
然后经口角插入口腔，与食管呈一直线，轻轻转动针头，刺激动物的吞咽，再将灌胃针沿上颚壁缓慢插入食管，小鼠插入深度约为2-3cm，大鼠插入深度约为 3-4cm，通过食管的膈肌部位时略有抵抗感。
.2.5 如动物正常呼吸且无异常挣扎行为，即可注入受试物。
如遇阻力应抽出灌胃针重新插入。
.2.6 剂量：小鼠约为 0.1-0.3ml/10g 体重，大鼠约为 1-2ml/100g 体重。
.2.7 注意事项：灌胃时需要先了解食道和气管的结构避免误插进入气管4.3 皮内注射操作规程（如图）.3.1 注射部位：选实验动物颈背部皮肤或小鼠腋下约 1cm 处皮肤；.3.2 提前剪毛，常规消毒注射部位的皮肤，注射针头与皮肤呈 15-30°角刺入皮肤浅层，向上挑起并稍刺入，将药液注入皮内。
.3.3 注射后皮肤隆起一白色小皮丘，皮肤上毛孔变大。
.3.4 剂量：小鼠不超过 0.05ml/次，大鼠不超过 0.1ml/次。
.4 皮下注射操作规程（如图）.4.1 注射部位：选实验动物颈背部皮下；.4.2 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下；.4.3 将针头轻轻左右摆动，易摆动表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
常见实验动物的捉持和给药方法
常见实验动物的捉持和给药方法一、小白鼠的捉持和给药方法1、捉持方法右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼）上面，轻向后拉其尾；此时小鼠前肢抓住粗糙面不动；用左手拇指和食指捏住双耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤及尾部，便可将小鼠完全固定。
腾出右手，可以给药。
此外，也可单手捉持，难度较大，但速度快。
先用拇指和食指抓住小鼠尾巴，用小指、无名指和手掌压住尾根部，再用腾出的拇指、食指及中指抓住鼠双耳及头部皮肤而固定。
2、给药方法ａ.灌胃法小鼠固定后，使腹部朝上，颈部拉直，右手用带灌胃针头的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口交插入口腔，再从舌背进沿上腭进入食道。
若遇阻力，应退出后再插，切不可用力过猛，防止损伤或误入气管导致动物死亡。
灌胃量一般不超过0.25ml/10g。
ｂ.腹腔注射法抓鼠方法同上，右手持注射器（5～6号针头），从耻骨联合上一侧向头端以30度角刺入腹腔（应避开膀胱）。
可先刺入皮下2～3mm，再刺入腹腔，以防药液外漏。
针头刺入部位不宜太高太深，以免刺破内脏。
注射量一般为0.1～0.25ml/10g。
ｃ.皮下注射法一般两人合作。
一人左手抓住小鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾；另一人左手提高背部皮肤，右手持住注射器（针头号同上），将针头刺入提起的皮下。
若一人操作，左手小指和手掌夹住鼠尾，拇指和食指提起背部皮肤，右手持注射器给药。
一般用量为0.05～0.25ml/10g。
ｄ.肌肉注射法两人合作时，一人抓鼠方法同上，另一人左手拉直一侧后肢，右手持注射器，注射部位多选后腿上部外侧（针头号同上）。
如一人操作，抓鼠方法类似腹腔注射，只是药液注射在肌肉内。
每腿的注射量不宜超过0.1ml。
ｅ.尾静脉注射法将小鼠置于待置的固定筒内，使鼠尾外露，并用酒精或二甲苯棉球涂擦，或插入40℃～50℃温水中浸泡片刻，使尾部血管扩张。
左手拉尾，选择扩张最明显的血管；右手持注射器（4～5号针头），将针头刺入血管，缓慢给药。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法实验动物得给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起得变化，常需要将药物注入动物体内。
给药得途径与方法多种多样，可根据实验目得、实验动物种类与药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1、皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少得部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2、皮内注射此法用于观察皮肤血管得通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量得放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度与局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法就是：将动物注射部位得毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3、肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中得药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过得部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4、腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0、5厘米，再使针头与皮肤呈45度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用得较多。
5、静脉注射就是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠得静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧与背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部得固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行得角度进针。
药理学小鼠灌胃实验报告
药理学小鼠灌胃实验报告药理学小鼠灌胃实验报告摘要：药理学研究是为了解药物在生物体内的吸收、分布、代谢和排泄等过程，为药物的合理应用提供依据。
小鼠灌胃实验是一种常用的药效学研究方法，通过给小鼠经口给药，观察药物的生物利用度、毒副作用等指标，可以评价药物的药理学特性。
本文将从深度和广度两个方面对药理学小鼠灌胃实验进行全面评估。
一、实验原理及操作步骤1. 实验原理药物的药理学特性可以通过小鼠灌胃实验来评价。
该实验方法主要通过给小鼠灌胃给药，观察药物在小鼠体内的吸收、分布、代谢和排泄等过程，从而了解药物的药效学特性。
2. 操作步骤（1）实验前准备：选择雄性小鼠作为实验对象，确保小鼠的健康状态和芳龄相近。
准备好药物溶液，根据实验需要确定适当的剂量。
（2）给药：使用专用的灌胃针，将药物溶液缓慢灌入小鼠的胃部。
注意控制给药速度，避免因过快引起窒息或误灌导致不准确的实验结果。
（3）观察与记录：给药后，观察小鼠的行为变化和可能的毒副反应，记录实验数据。
（4）实验结束：根据实验设计的要求，观察一定的时间后，将小鼠处死，采集相应的样本进行分析，如血液、脏器等。
二、实验结果与讨论1. 药物的生物利用度药物的生物利用度是指药物经口给药后进入循环系统的百分比，是评价药物口服给药效果的重要指标。
通过小鼠灌胃实验可以评价药物的生物利用度，并为进一步研究药物的药代动力学提供参考。
2. 药物的毒副作用在药理学研究中，了解药物的毒副作用是至关重要的。
小鼠灌胃实验可以观察药物给予后小鼠的行为变化、脏器损害等，从而评估药物的安全性和毒副作用。
3. 药物的代谢和排泄小鼠灌胃实验还可以通过观察药物在小鼠体内的代谢和排泄情况，了解药物在体内的代谢途径和动力学特性。
这对于评价药物的合理用药和药物的代谢途径研究具有重要意义。
三、个人观点和理解药理学小鼠灌胃实验是一种常见的评价药物药理学特性的方法。
通过灌胃给药，可以模拟人体的口服给药情况，更加贴近临床的实际应用情况。
药理实验报告灌胃
1. 探究灌胃给药方式对戊巴比妥钠药效的影响。
2. 分析不同给药途径对药物吸收速度、血药浓度及药理效应的影响。
3. 评估灌胃给药在药物研究中的应用价值。
二、实验原理1. 药物剂量的大小决定血药浓度的高低，血药浓度又决定药理效应，因此药物剂量决定药理作用的强弱。
2. 给药途径不同，吸收速度有差别，药物反应的潜伏期和程度亦有差别。
一般来说，腹腔给药的药效大于皮下给药，皮下给药的药效大于灌胃给药。
三、实验材料1. 实验动物：18-22g的小鼠10只，分为两组，每组5只。
2. 药物：戊巴比妥钠溶液（0.2%、0.4%、0.8%）。
3. 仪器：电子天平、注射器、灌胃器、秒表、温度计。
四、实验方法1. 将10只小鼠随机分为两组，分别为A组和B组。
2. A组采用腹腔注射给药，B组采用灌胃给药。
3. 分别对A组和B组小鼠进行编号，记录体重。
4. 将戊巴比妥钠溶液按0.2%、0.4%、0.8%的浓度分别配制，备用。
5. 对A组小鼠进行腹腔注射，剂量为0.1mL/10g体重，记录给药时间。
6. 对B组小鼠进行灌胃给药，剂量为0.1mL/10g体重，记录给药时间。
7. 给药后，分别观察A组和B组小鼠的活动情况，记录翻正反射消失时间和恢复时间。
8. 测量A组和B组小鼠的体温，记录体温变化。
9. 统计分析A组和B组小鼠的药效数据，比较两种给药方式的差异。
1. A组小鼠在腹腔注射戊巴比妥钠后，翻正反射消失时间为5-10分钟，恢复时间为15-20分钟；B组小鼠在灌胃给药后，翻正反射消失时间为10-15分钟，恢复时间为20-25分钟。
2. A组小鼠体温在给药后无明显变化；B组小鼠体温在给药后略有下降，但恢复时间较快。
3. 统计分析结果显示，A组小鼠与B组小鼠在翻正反射消失时间和恢复时间上存在显著差异（p<0.05）。
六、实验分析1. 本实验结果表明，灌胃给药对戊巴比妥钠的药效有一定影响，与腹腔注射相比，灌胃给药的药效较弱。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验动物的捉拿和给药方法
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1．捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起．置于鼠笼上面或其他粗糙面上，向后拉轻鼠尾，迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部朝上，然后以无名指及小指压往鼠尾，使小鼠完全固定(实验图1)．实验图1 小白鼠的捉拿法2．给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，右手持灌胃器自口角插入口腔，沿上颚轻轻进入食管，如动物安静，呼吸元异常、口唇无紫绀现象，即可注入药液(实验图2)．灌胃器0．1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后，右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏，注射量一般为0．1~O．2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前，右手持注射器，将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作，一人固定小白鼠后，另一入持注射器，将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液，注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1．捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢，无名指和小指夹住蛙的两下肢，将蛙固定于手中。
2．给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差，被针头刺破后，针眼不易闭合会便药波外溢，故注射针头必须通过一层隔膜，再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时，针头应自大腿上端刺人，经过大腿肌层入腹壁肌层．再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1．Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1．捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起，以右手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作，由一人固定兔身，另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开，并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
实验动物的捉拿和给药方法
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1．捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起．置于鼠笼上面或其他粗糙面上，向后拉轻鼠尾，迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部朝上，然后以无名指及小指压往鼠尾，使小鼠完全固定(实验图1)．实验图1 小白鼠的捉拿法2．给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，右手持灌胃器自口角插入口腔，沿上颚轻轻进入食管，如动物安静，呼吸元异常、口唇无紫绀现象，即可注入药液(实验图2)．灌胃器0．1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后，右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏，注射量一般为0．1~O．2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前，右手持注射器，将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作，一人固定小白鼠后，另一入持注射器，将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液，注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1．捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢，无名指和小指夹住蛙的两下肢，将蛙固定于手中。
2．给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差，被针头刺破后，针眼不易闭合会便药波外溢，故注射针头必须通过一层隔膜，再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时，针头应自大腿上端刺人，经过大腿肌层入腹壁肌层．再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1．Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1．捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起，以右手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作，由一人固定兔身，另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开，并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
药理实验
实验一常用动物的捉拿与给药方法【实验目的】1、了解小鼠的饲养方法2、练习并掌握小鼠的捉拿与给药方法【实验材料】1、器材：鼠笼、饮水瓶、大烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签2、药品：生理盐水、苦味酸溶液、75%酒精3、动物：小白鼠，20～30g【实验方法】1、捉拿与固定：用右手捉住鼠尾，将其提起置于鼠笼或者粗糙平面上，向后轻拉鼠尾，用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳及颈背部皮肤，将小鼠置于左手掌心，以小指夹住小鼠尾巴即可。
2、给药法⑴灌胃：将小鼠固定，口朝上，颈部拉直，右手持灌胃针，先从口角处插入口腔，再沿上颚轻轻插入食管。
一般给药剂量。
⑵腹腔注射：将小鼠固定，右手持注射器自下腹部一侧刺入皮下后，再刺入腹腔，缓慢注入药物。
一般给药剂量。
⑶皮下注射：两人合作，一人左手抓住小鼠头部，右手拉住小鼠尾巴固定小鼠，另外一人用左手提起皮肤，右手持注射器刺入皮下注入药物。
一般给药剂量为肌肉注射：最好两人合作，一人固定小鼠，另外一人将针头迅速垂直刺入后肢外侧肌肉，回抽无回血即可注入药物，一侧给药剂量为。
⑸静脉注射：一般采用尾静脉注射。
将小鼠固定，使尾巴露出来，在50℃热水中浸泡或者用75%酒精擦拭尾巴，使血管扩张，左手拉住鼠尾，右手持注射器，从鼠尾巴末梢开始进针，注入药液。
一般给药剂量为【心得体会】实验二不同给药途径对药物作用的影响【实验目的】观察不同给药途径对药物作用的影响【实验材料】4、器材：大烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签少许5、药品：10%硫酸镁溶液、5%氯化钙溶液、苦味酸溶液6、动物：小鼠，18～22g【实验方法】1、取小鼠3只，称重编号，分别放入大烧杯中，观察小鼠的正常活动，记录半个小时内活动、呼吸、粪便情况。
2、给药：一号小鼠灌胃10%硫酸镁溶液10g二号小鼠肌肉注射10%硫酸镁溶液10g三号小鼠静脉注射10%硫酸镁溶液10g3、观察小鼠的反应及活动，记录半小时内小鼠活动、呼吸及粪便变化。
4、当第三只小鼠出现垂头，俯卧时，立即静脉缓慢注射5%氯化钙溶液，直至恢复站立。
常用试验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法（一）灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2〜0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10〜20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10 —12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
常见小鼠给药及采血方法
常见小鼠给药及采血方法发布日期:2008-6-27 热门指数:5244 分享| 收藏小鼠灌胃小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。
做的多了自然就熟练了。
具体操作过程如下：1. 准备灌胃针头。
一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。
但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。
2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。
抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。
因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。
3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。
灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。
（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。
）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。
4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。
小鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。
2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
11.常用实验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
药理实验
实验一常用动物的捉拿与给药方法【实验目的】1、了解小鼠的饲养方法2、练习并掌握小鼠的捉拿与给药方法【实验材料】1、器材：鼠笼、饮水瓶、大烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签2、药品：生理盐水、苦味酸溶液、75%酒精3、动物：小白鼠，20～30g【实验方法】1、捉拿与固定：用右手捉住鼠尾，将其提起置于鼠笼或者粗糙平面上，向后轻拉鼠尾，用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳及颈背部皮肤，将小鼠置于左手掌心，以小指夹住小鼠尾巴即可。
2、给药法⑴灌胃：将小鼠固定，口朝上，颈部拉直，右手持灌胃针，先从口角处插入口腔，再沿上颚轻轻插入食管。
一般给药剂量0.1-0.3ml/10g。
⑵腹腔注射：将小鼠固定，右手持注射器自下腹部一侧刺入皮下后，再刺入腹腔，缓慢注入药物。
一般给药剂量0.1-0.3ml/10g。
⑶皮下注射：两人合作，一人左手抓住小鼠头部，右手拉住小鼠尾巴固定小鼠，另外一人用左手提起皮肤，右手持注射器刺入皮下注入药物。
一般给药剂量为0.1-0.2ml/10g⑷肌肉注射：最好两人合作，一人固定小鼠，另外一人将针头迅速垂直刺入后肢外侧肌肉，回抽无回血即可注入药物，一侧给药剂量为0.02-0.05ml/10g。
⑸静脉注射：一般采用尾静脉注射。
将小鼠固定，使尾巴露出来，在50℃热水中浸泡或者用75%酒精擦拭尾巴，使血管扩张，左手拉住鼠尾，右手持注射器，从鼠尾巴末梢开始进针，注入药液。
一般给药剂量为0.1-0.2ml/10g【心得体会】实验二不同给药途径对药物作用的影响【实验目的】观察不同给药途径对药物作用的影响【实验材料】4、器材：大烧杯、托盘天平、灌胃器、注射器、棉签少许5、药品：10%硫酸镁溶液、5%氯化钙溶液、苦味酸溶液6、动物：小鼠，18～22g【实验方法】1、取小鼠3只，称重编号，分别放入大烧杯中，观察小鼠的正常活动，记录半个小时内活动、呼吸、粪便情况。
2、给药：一号小鼠灌胃10%硫酸镁溶液0.2ml/10g二号小鼠肌肉注射10%硫酸镁溶液0.2ml/10g三号小鼠静脉注射10%硫酸镁溶液0.2ml/10g3、观察小鼠的反应及活动，记录半小时内小鼠活动、呼吸及粪便变化。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
〔一〕注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤外表鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多项选择臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
小鼠给药途径实验报告
一、实验目的1. 探究不同给药途径对小鼠生理反应的影响。
2. 评估不同给药途径的便捷性、安全性及效果。
二、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠10只，体重约为20g。
2. 实验药品：生理盐水、盐酸氯丙嗪溶液（10mg/ml）。
3. 实验器材：注射器、灌胃器、小鼠固定器、酒精棉球、剪刀、镊子等。
三、实验方法1. 将10只昆明小鼠随机分为5组，每组2只，分别编号为1-5号。
2. 第1组：灌胃给药，将盐酸氯丙嗪溶液（10mg/ml）按0.2ml/只灌胃。
3. 第2组：皮下注射给药，将盐酸氯丙嗪溶液（10mg/ml）按0.2ml/只皮下注射于小鼠背部。
4. 第3组：腹腔注射给药，将盐酸氯丙嗪溶液（10mg/ml）按0.2ml/只腹腔注射。
5. 第4组：肌肉注射给药，将盐酸氯丙嗪溶液（10mg/ml）按0.2ml/只肌肉注射于小鼠后肢。
6. 第5组：生理盐水对照组，给予等量生理盐水。
7. 在给药前，观察并记录每只小鼠的行为、活动、呼吸等生理指标。
8. 给药后，每隔30分钟观察并记录每只小鼠的生理指标，直至小鼠出现死亡或反应停止。
9. 记录每组小鼠的死亡时间、死亡原因、生理反应等数据。
四、实验结果1. 第1组（灌胃组）：小鼠出现嗜睡、反应迟钝、活动减少等症状，死亡时间为给药后40分钟。
2. 第2组（皮下注射组）：小鼠出现嗜睡、反应迟钝、活动减少等症状，死亡时间为给药后50分钟。
3. 第3组（腹腔注射组）：小鼠出现嗜睡、反应迟钝、活动减少等症状，死亡时间为给药后60分钟。
4. 第4组（肌肉注射组）：小鼠出现嗜睡、反应迟钝、活动减少等症状，死亡时间为给药后70分钟。
5. 第5组（生理盐水对照组）：小鼠无异常反应，死亡时间为给药后120分钟。
五、讨论与分析1. 通过本次实验，我们可以看出不同给药途径对小鼠生理反应的影响存在差异。
2. 灌胃给药效果最慢，可能是由于药物在消化道内需要经过吸收过程。
3. 皮下注射给药效果较快，但死亡时间较灌胃给药短，可能是由于药物直接进入血液循环。
实验动物的给药方法
实验动物得给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起得变化，常需要将药物注入动物体内。
给药得途径与方法多种多样，可根据实验目得、实验动物种类与药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1、皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少得部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2、皮内注射此法用于观察皮肤血管得通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量得放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度与局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法就是：将动物注射部位得毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3、肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中得药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过得部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4、腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0、5厘米，再使针头与皮肤呈45度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用得较多。
5、静脉注射就是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠得静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧与背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部得固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行得角度进针。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
一．经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，就是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内得·种常用给药法。
1．鼠类：鼠类得灌胃器由特殊得灌胃针构成.左手固定鼠,右手持灌胃器，将灌胃针从鼠得右U角中,插入口中,沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置,灌胃針插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。
2.兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行.先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。
然后将灌胃管（常用导尿管代替）从开口器得小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管就是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水得烧杯中，若无气泡产生,表明灌胃管被正确插入胃中,未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液.(二）口服法口服给药就是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.此法优点就是简单方便,缺点就是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大。
大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高,使其自然吞咽.二、注射给药法（一）皮下注射皮卜注射一般选取皮下组织疏松得部位,大鼠、小鼠与豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射;家兔可在背部或耳根部作皮卜注射;猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。
皮下注射用左手拇指与食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器,使针头水平刺入皮下。
推送药液时注射部位隆起。
拨针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏。
（二）肌肉注射肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过得部位。
大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁得肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射.注射时针头宜斜刺迅速人肌肉,回抽针栓如无回血，即可注射。
（三)腹腔注射给大鼠、小鼠进行腹腔注射时,以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位,使内脏移向上腹,右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿4５角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液,即可注入药液。
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2．1小鼠经口灌胃给药方法 会看见兔自动吞咽，如插入不对，动物就会乱动，此
先保定动物，即用右手将小鼠尾巴提起，置于鼠 时应立即拔出灌胃器，重新插入灌胃器，灌胃针进入
笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎时，用左手的拇 深度为 15～18cm。药物注完后，慢慢拔出灌胃器。
第3期 赵明德：常用小型实验动物灌胃给药技术方法介绍 259
部使口张开。然后，右手持抽好药液的灌胃器，用有
2 灌胃操作方法
弧度灌面从右口角处慢慢插入。如插入位置正确就
实践经验，我们发现如用一块湿的纱布盖在大鼠身 3．2 豚鼠
上，既可以防滑，又可以给初学者一种安全感。为了 豚鼠虽然性情比较温顺，但是胆小，容易被惊
防止大鼠咬伤，应戴上帆布手套。大鼠体型较大，所 吓。所以，捕捉豚鼠时，动作要敏捷而轻柔。保定动
经根和前庭蜗神经根，以便观察毗邻关系。修洁小
脑下脚时，应该用解剖镊撕去部分纤维，使其与周边
关系呈自然移行状。
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泸州医学院学报 2OO4年 第27卷 第3期
J ofhIzI．DuMedicalCollege Vd．27 No3 硎
教育出版社，1991年8月。235～237．
5cm左右。豚鼠一次灌胃最大容量2．Oml／lOOg．w。
3．孙敬方．动物实验方法学 [M]．北京：人民卫生出版
兔头颈部，将其固定，用拇指和食指使劲压迫其口角
第二版，北京：人民卫生出版社，1991．156—167．
(2{)03—12一l1收稿)
(~0os—l】一19收稿)
常用小型实验动物灌胃给药技术方法介绍
赵明德
(啻蓦州『医学院实验动物科，四川泸州 64~000)
3 注意事项
死亡。以灌胃器轻轻压其头部，使口腔与食道成一
条直线，再将灌胃针沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃 3．1 小鼠、大鼠
针进入约3cI'／l左右时即达胃内。如果灌胃针的位置 保定动物时，一定要固定好动物，使动物头不要
以不能象保定小鼠那样可以把尾巴压住。同样在保 物时，要在其头部盖上一块纱布。固定动物，要使其
定大鼠时不能用力过大和握其颈部，尤其在采取抓 头不能随意摆动。灌灌胃的关键是左 大，不要损伤动物食道。
效的研究和药物剂量的确定，经口灌胃给药方法是 滑，有条件时可在针尖处点焊成球型。加工成有20
一 种重要的途径。在国内文献上却很少见到具体的 度弧度的灌胃针，连接1nd或5ml的注射器．即成为
描述。在此，作者将在实践中摸索出的一套实用于 大小鼠的灌胃器。在打磨针头或加工弧度时用力一
鼠上腭壁插入食道。如果灌胃器插入顺畅，位置正 1．施新猷．现代医学实验动物学 【M]．北京：人民军医
确，豚鼠会自动吞Ⅱ因。否则，豚鼠会乱动，此时应立 出版社，2000年9月。307—314．
即拔出灌胃器，重新插入灌胃器，灌胃器进入深度为 2．朱清华，祝庆蕃．实验动物学 M【]．广州：广东高等
关键词 小型动物i灌胃；培药方法
中匿分类号 Q33 文献标识码 B 文章编号 1000—2669(0o4)3—0258-02
随着生命科学技术的发展，动物实验已成为医 小鼠、大鼠灌胃器的来源有两个，一是从市面上
灌胃针。小鼠一次最大灌胃量为：0．4ml／10g．w。 针时，如果遇到阻力，不能用力继续进针，应停止进
2．2 大鼠经口灌胃给药方法 针，等待其自动吞咽时，迅速进针。否则，容易损伤
大鼠的捕捉方法与小鼠基本相同。根据长期的 动物食道。
参 考 文 献
1．李忠华．王兴海主编．解剖学技术 【圳 第2暖．北京
人民卫生出版挂．1997；57～印
2．4 家兔经口灌胃给药方法
社，200j年11月。197—226．
把实验兔放在实验台上，用左手掌从头部握住
4．徐叔云，卞如濂，陈 修，等．药理实验方法学 [M]．
学实验研究的基本方法。根据实验研究目的、实验 购买特制的I2一l6号灌胃针．二是自制。自制方法
动物的种类及药物剂型、荆量的不同，要求对实验动 为：取 l2号普通注射针头，首先将针头尖部去掉，然
物实施不同的给药方法。尤其对于药物的毒理、药 后用细锉刀把去掉部分锉平、锉光，再用沙纸磨光
1 灌胃器具制作
取 I2号腰椎穿刺针。加工方法同小鼠、大鼠灌
1．1小鼠、太鼠、豚鼠灌胃器的制作 胃器的制作，针体长约9cm。并连接10nd或 I1I注
射器．即家兔灌胃器。
2．张朝佑主编．人体解剖学 M【】．第2版．北京人民卫生
出版社．1998；1215—1200
附图：经剥制后的标本
4 结 果 5 操作体会
经上述方法所制成的标本如附图所示。 该标本显示结构较多，内容复杂，要求操作者对
该部分的理论非常熟悉。在去除小脑中脚时，最好
指和食指捏住小鼠两耳后颈背皮肤，翻转小鼠置于 用此方法给兔灌胃给药，基本上不会把药物误注入
掌心，拉直后肢，以小指压住小鼠尾巴即可。在保定 气管。家兔～次的最大灌胃量为：80—15Oral／只。
小鼠过程中，不要用力过大，勿握其颈部，以免窒息
小鼠、大鼠、豚鼠、家兔经口灌胃给药的方法介绍如 定要均匀，否则就会将针管弄扁，影响针管畅通。豚
下。 鼠灌胃器，可采用大鼠灌胃器。
1．2 家兔灌胃器的制作
边切边拉．切口的深度与剥离的进程同步，将显示内
容全部暴露后，
最后再用解剖刀修洁整齐；并注意保留三叉神
插入正确，小鼠可自行吞服药，灌胃针插入位置不正 随意摆动，但不能挤捏颈部。灌胃器针头弧度面向
确，小鼠会强烈挣扎，必须拔出重插，否则可能将药 前从动物右角处插入，灌胃动作要轻柔。不能虐待
物灌入气管，造成小鼠死亡。注完药液后轻轻抽出 动物，尤其是大鼠，否则，容易被其咬伤。插入灌胃
2．3 豚鼠经口灌胃给药方法 器的位置要正确，不要误人气管。
把豚鼠放在实验台上，用一块干纱布罩住其头，
将豚鼠固定在左手掌下，用拇指和食指挤压其口角
部让口张开。然后，右手持抽好药物的灌胃器，沿豚 参 考 文 献
作者简介：赵明德(1968一)，男，实验师
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手把大鼠头部固定好，使其头不能随意摆动。其他 3．3 家兔
操作方法与小鼠基本相同。灌胃针进入深度为5cm 保定家兔，一定要使其头部不能随意摆动，要做
左右。大鼠一次灌胃最大容量2ml／lOOg．w。 到这一点，左手要用力卡住兔左右嘴角。插入灌胃