休克分类与家兔休克模型建立方法
家兔休克实验自主设计
失血性休克【实验目的】1. 学会复制家兔失血性休克模型2. 观察失血性休克各阶段家兔的各项生理指标变化，从而进一步了解休克发生发展的机制及对机体的影响。
3. 观察休克过程中家兔肠系膜微循环变化特点。
【实验原理】失血可使有效循环血量减少。
失血的程度不同，对机体的影响也不同。
少量失血可通过机体的一系列抗损伤措施，使血压不出现明显的降低；当机体快速失血过多、过快时，可超出机体的抗损伤能力，导致休克的发生。
但及时的补充循环血量可有效改善血流动力学变化。
休克的淤血缺氧期时微循环血液减慢，毛细血管静水压增高，加之血管壁通透性增加，水与低分子物质大量漏出血管外，使血液浓缩，血液粘稠度增加，红细胞聚集趋向性增加。
平衡盐溶液可补充血容量和稀释血液，使血流加速，从而改善微循环；同时，也能纠正酸中毒，有利于微循环改善和心功能的维持。
【实验材料】1．实验对象：家兔；2．实验试剂：25％乌拉坦溶液，0.9％生理盐水，0.7%肝素3．实验仪器：铁架台，电子秤，powerlab生物信号采集系统，微循环生物信号处理系统，心电图仪器，体温计1支，手术器械一套，兔手术台，注射器，血管插管，动脉夹2个，呼吸、血压换能器各1个，输液装置，棉线若干，纱布。
4．手术步骤和失血性实验前各观察指标的准备工作4.1．称重与麻醉：家兔称重后，将25%乌拉坦溶液以3ml/kg 的体重剂量由兔耳缘静脉内缓慢注入，密切观察家兔的肌张力和反射。
当出现耳朵下垂，角膜反射和夹肢反射明显迟钝或消失，四肢瘫软时，即可停用麻醉剂。
4.2．固定4.3．剪毛：手术部位是颈部、腹部4.4．气管插管：颈部正中切口，切口长约5-7cm，逐层钝性分离组织，暴露出气管并在其下穿一根粗结扎线，在甲状软骨下约1cm处的气管上剪一“┴”形切口，插入Y形气管插管并结扎固定。
气管插管一端通过压力换能器与PowerLab 10T型生物信号处理系统连接，记录一段正常呼吸曲线。
4.5．分离血管和血管插管：4.5.1．双侧颈总动脉分离：在气管的背外侧找到左、右侧颈总动脉，它被包在血管神经鞘里，颈总动脉的特点是搏动明显、粉红色、壁韧。
休克_实验报告
1. 了解休克的定义、分类及病理生理变化。
2. 掌握失血性休克模型的建立方法。
3. 观察失血性休克对机体的影响，包括心、肺、肝、肾等器官的功能变化。
4. 探讨失血性休克的治疗方法及其疗效。
二、实验材料1. 实验动物：家兔3只，体重2.5kg左右。
2. 实验器材：手术器械、生理盐水、肝素、无创血压计、心电图机、显微镜等。
3. 实验药品：戊巴比妥钠、肾上腺素、去甲肾上腺素、多巴胺等。
三、实验方法1. 家兔麻醉：将家兔置于实验台上，采用戊巴比妥钠进行麻醉，剂量为40mg/kg，静脉注射。
2. 建立失血性休克模型：将麻醉后的家兔仰卧固定，剪去腹部手术野被毛，暴露腹主动脉，用无创动脉夹阻断血流，剪断腹主动脉，收集血液，造成失血性休克。
3. 观察指标：（1）血压：采用无创血压计测量失血前后及治疗后的血压变化。
（2）心电图：采用心电图机记录失血前后及治疗后的心电图变化。
（3）血液指标：采集血液，检测血红蛋白、红细胞计数、白细胞计数、血小板计数等指标。
（4）器官功能：观察心、肺、肝、肾等器官的功能变化，包括呼吸频率、心率、肝肾功能等。
4. 治疗方法：（1）补充血容量：给予生理盐水静脉注射，维持血容量。
（2）血管活性药物：给予去甲肾上腺素、多巴胺等血管活性药物，维持血压。
（3）肾上腺素：给予肾上腺素，增强心肌收缩力，改善心功能。
1. 血压：失血后血压明显下降，治疗后血压逐渐恢复正常。
2. 心电图：失血后出现心律失常，治疗后心律失常得到改善。
3. 血液指标：血红蛋白、红细胞计数、白细胞计数、血小板计数等指标在失血后明显下降，治疗后逐渐恢复正常。
4. 器官功能：失血后心、肺、肝、肾等器官功能受损，治疗后器官功能逐渐恢复正常。
五、讨论1. 休克是机体在急性循环障碍时出现的一系列病理生理反应，包括心、肺、肝、肾等器官的功能受损。
失血性休克是休克常见类型之一，主要由失血引起。
2. 在本实验中，通过建立失血性休克模型，观察了失血对机体的影响，包括血压、心电图、血液指标、器官功能等方面的变化。
家兔失血性休克及其抢救实验报告
家兔失血性休克及其抢救实验报告
实验一：家兔失血性休克模型的建立
实验目的：本实验旨在建立家兔失血性休克模型，以便探究该病情的发生机制及抢救
措施。
实验材料和方法：本次实验材料均来自成年雄性家兔，共有15只，体质量均为2.5
kg左右，每只家兔体内取得150 ml鲜血，并以此构建失血休克模型，放置于恒温器中保
持恒温，监测家兔体温、血氧饱和度、心率等生理指标。
实验结果：按照实验设定，放血完毕后，家兔的体表温比刚开始实验时期降低了 1.2℃以上，血氧饱和度下降到80-90%以下，而心率却急剧上升到160-170次/分钟之外，家兔
还出现了瘙痒、抽搐、呕吐等典型症状，明显发现其已经进入失血性休克状态。
结论：本实验成功建立了家兔失血性休克模型，可供今后失血性休克研究及抢救策略
研究使用。
实验目的：本实验旨在考察用于家兔失血性休克的抢救策略的有效性，并找出最佳的
抢救方案。
实验材料和方法：经过安置好各个参数后，按照实验设计，将15只家兔随机分成3组，每组5只：对照组、抗血清组、血液制品组，分别给予相应的抢救治疗，比较形成失
血性休克的家兔休克恢复情况。
实验结果：经过1个小时的抢救，家兔失血性休克模型的生理指标有显著改善。
其中，血液制品组的体表温降幅最低，血氧饱和度下降最小，心率最低，可见血液制品组的抢救
措施最为有效。
结论：本次实验证实，在家兔失血性休克抢救中，最佳抢救方案应该采用血液制品抢救，并取得良好治疗效果。
家兔失血性休克实验报告范文家兔失血性休克及抢救
家兔失血性休克实验报告范文家兔失血性休克及抢救实验报告实验题目：家兔失血性休克模型的制作及治疗实验目的：制作家兔失血性休克模型，观察家兔血压、心率、呼吸和微循环的变化，进一步理解休克发生的病理生理机制，并了解失血性休克的治疗措施实验对象：家兔，体重1.92kg实验器材与药品：1、器材：兔用手术器械一套、兔手术台、静脉输液装置、动脉和静脉插管各一、三通管、注射器（20,5,1ml）、显微镜、手术线、纱布2、药品：20%乌拉坦、1%肝素、去甲肾上腺素、生理盐水实验步骤：1、抓取家兔并称重，取20%乌拉坦9.6ml经耳缘静脉缓慢推注2、待家兔四肢张力降低，无抵抗，角膜反射消失后，在兔手术台进行牢靠固定并备皮，备皮部位：颈部与腹部3、做颈部正中切口5cm，分层剪开，分离右侧颈外静脉和左侧颈总动脉，小心游离血管3-4cm，在血管的两端穿线备用4、经耳缘静脉注入1%肝素2ml抗凝5、颈外静脉插管：先夹闭近心端，再结扎远心端，用眼科剪向近心端作V形切口，向近心端插管3-4cm,NS维持，5-10滴/min6、颈总动脉插管：先结扎远心端，再夹闭近心端，用眼科剪向近心端作V形切口，向近心端插管3-4cm7、腹部正中切口6-8cm，拉出一段肠系膜（不取盲肠肠系膜），固定于显微镜下观察微循环8稳定5min,记录此状态下BP、HR、R、微循环；然后静脉推注NEO.Iml，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录9、颈总动脉放血10%（约13ml）,稳定约5min,观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录；继续放血至25%（约35ml），稳定约5min，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录；然后静脉推注NEO.Iml，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录10、NE0.25ml，用NS稀释至20ml，静脉滴注，并全血回输，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录实验结果:状态r、参数BP（mmHg）HR（次/min）R（次/min）微循环变化正常状态106190血流量及流速正常推注NE0.1ml11723254血管收缩，血流加速放血10%9222056血流量及流速变化不明显放血25%4617046血管收缩，血流量减少推注NE0.1ml56176血管进一步收缩，流速加快，流量减少全血回输6015844血管舒张，开始充盈分析讨论:正常状态下，推注NEO.Iml后，与心脏的（31受体结合，使心肌收缩力增强，心率加快，血压升高；与肠系膜血管a受体结合，使肠系膜血管收缩，血流速度加快。
家兔休克实验报告
家兔休克实验报告
实验报告：家兔休克实验
引言：
休克是指由于全身有效循环血量不足而导致的一系列生理反应，若不能得到及时有效的处理，可能会危及生命。
在实验中，我们
通过对于家兔施加不同程度的休克，以及不同的处理方式，研究
休克的表现及治疗方法。
材料与方法：
实验的材料为健康成年家兔10只，分为实验组和对照组。
实验组的家兔先行饥饿24小时，然后采用氯化钠100mg/kg的
方式引起人工休克。
对照组的家兔在同等条件下，给予等量的生理盐水。
在实验中，我们测量家兔的血压和心率的变化，并在家兔进入
休克状态后及时给予处理。
我们将实验所得数据进行统计学分析，并对比实验组与对照组
的结果差异。
结果：
实验结果表明，实验组家兔经过上述处理后出现休克，并出现
血压和心率降低的症状。
对于实验组家兔，及时给予输入生理盐水和甲状腺素的处理方
法有效降低了家兔病情，使其恢复正常血压和心率。
而对于未经处理的家兔，其健康状况反而逐渐恶化，导致多数
家兔死亡。
讨论：
本实验结果表明，人工引起的家兔休克与人类发生休克有很多
相似之处。
及时使用合适的治疗方法，可以有效降低家兔的病情，防止其死亡。
因而，可以效仿本实验，将失去意识的人送往医院，及时用有效的方式对其进行急救处理，以降低死亡率。
结论：
本实验结果表明，人工引起的家兔休克可以有效降低家兔的健
康状况，及时使用合适的治疗方法，可以使家兔恢复健康。
因而，本实验对于休克的治疗方法有一定的研究意义，可以为人类提供
启示，提高人类对于休克的早期救治水平。
家兔休克实验报告
家兔休克实验报告家兔休克实验报告引言：休克是一种严重的生理状态，它发生时会导致机体的血液循环系统受到严重干扰，从而影响各个器官的正常功能。
为了深入研究休克的发生机制以及寻找有效的治疗方法，我们进行了一项家兔休克实验。
本报告将详细介绍实验的设计、方法、结果和讨论。
实验设计：我们选择了20只健康的家兔作为实验对象，将它们随机分为两组：实验组和对照组。
实验组的家兔将接受休克诱导，而对照组的家兔则不受任何处理。
我们将记录并比较两组家兔在休克状态下的生理指标和生存率。
实验方法：首先，我们给实验组的家兔注射了一定剂量的休克诱导剂，以模拟休克状态。
然后，我们监测了家兔的血压、心率、呼吸频率和体温等生理指标，并记录下来。
在休克过程中，我们还观察了家兔的行为变化和症状表现。
结果：在实验组的家兔中，我们观察到了明显的休克症状，包括血压下降、心率减慢、呼吸困难和体温下降等。
与对照组相比，实验组的家兔表现出更明显的生理指标异常。
此外，实验组的家兔中有一部分无法恢复正常，最终导致死亡。
讨论：通过这次实验，我们得出了一些关于休克的结论和发现。
首先，休克是一种严重的生理状态，会对家兔的生理指标产生明显的影响。
其次，休克的发生机制可能涉及多个因素，包括血液循环系统的紊乱、器官功能的受损等。
最后，针对休克的治疗需要综合考虑多种因素，并采取有效的措施来恢复机体的正常功能。
然而，我们也要注意到这个实验的局限性。
首先，家兔作为实验动物并不能完全代表人类的情况，因此实验结果可能存在一定的差异。
其次，休克的诱导剂可能会对家兔的健康产生一定的损害，这也是需要考虑的因素之一。
此外，我们的实验样本数量较小，需要进一步扩大样本量来提高实验的可靠性。
结论：通过这次家兔休克实验，我们深入了解了休克的发生机制和表现特点。
休克是一种严重的生理状态，会对机体的正常功能产生严重影响。
我们希望通过这项研究能够为休克的治疗提供一定的参考和指导，为人类的健康事业做出一定的贡献。
家兔失血性休克实验报告5页
家兔失血性休克实验报告5页实验目的：掌握失血性休克的基本概念和分类，了解家兔失血性休克的病因，症状及预防措施，探究失血性休克对家兔生理指标的影响。
实验原理：失血性休克是由于失血过多或失血速度过快引起心排血量明显下降所导致的一种危重症状。
根据失血量的大小和失血速度的不同，失血性休克可以分为轻度、中度和重度三种类型。
其中，轻度失血性休克是指失血量为体重的10%以下，失血速度缓慢，可根据病情情况进行适当治疗，预后良好；中度失血性休克是指失血量为体重的10%～20%，失血速度较快，病情较为危重，治疗难度较大；重度失血性休克是指失血量为体重的20%以上，失血速度极快，是一种严重的危急病情，需要紧急处理。
实验方法：选取10只健康家兔作为实验对象，体重在2～3kg之间。
将家兔随机分为两组，每组5只，其中一组为对照组，另一组为实验组。
实验组先采取禁食水2小时的方式，然后通过采取背部动脉穿刺法取血，取血量分别为其体重的5%、10%和15%。
每次取血量后，分别测量其呼吸、心跳和体温等生理指标，并进行记录。
对照组则不采取任何处理，保证其生理状况不受任何影响。
实验结果：取血量为体重的5%时，实验兔呼吸频率变化不明显，心跳略有加快，体温基本不变。
取血量为体重的10%时，实验兔身体出现明显的抽搐现象，呼吸明显加快，心跳急促，体温略有下降。
取血量为体重的15%时，实验兔呼吸急促，心跳明显加快，体温显著下降，部分实验兔出现昏迷和休克现象。
实验讨论：由实验结果可以看出，失血量的大小和速度对家兔生理指标有着显著的影响。
当失血量达到体重的10%以上时，会出现明显的生理反应，病情变得危急。
因此，在实际工作中，应该尽量避免家兔失血量过大或失血速度过快的情况，确保家兔的生命安全。
实验结论：通过本次实验，探究了家兔失血性休克对生理指标的影响，深刻认识到失血性休克的严重性和预防措施的重要性。
在家兔实验中，要尽可能减少失血量和速度，确保实验安全和精度。
家兔失血性休克(95)
机能实验：家兔失血性休克及其实验性治疗（此作业得分95分仅供参考）一、实验目的1、复制家兔失血性休克模型。
2、观察失血性休克时和抢救过程中家兔各项观察指标变化并探讨发生机制。
二、实验原理失血会导致血容量减少，是休克的常见病因。
休克的发生与否取决于失血量和失血速度，当血量锐减超过总血量的25-30%，超出机体的代偿能力时，即可引起心排血量和平均动脉压下降而发生休克。
对于失血性休克的治疗，首先是强调止血和补充血容量，以提高有效循环血量和心排血量，改善组织灌流。
除此之外，可根据休克的不同发展阶段合理使用血管活性药物，改善微循环，必要时可给予抗炎等治疗。
三、实验材料1.实验动物：家兔（体重2.0kg以上）。
2.器材与药品：兔手术台，手术器械一套，注射器，动脉导管，静脉导管，三通管，气管插管，输液装置，丝线，体温计，木夹，压力换能器等。
25%乌拉坦，肝素生理盐水，生理盐水等。
四、实验方法与步骤（一）手术操作1.称重、麻醉、固定：取家兔一只，称重后按5ml/kg的剂量自耳缘静脉20%的乌拉坦溶液麻醉。
麻醉完成后将家兔固定于手术台上。
2.分离气管、血管并插管：切开颈部正中皮肤4-5cm，分离皮下组织和肌肉，游离气管，然后作一倒T形切口，插入气管插管，连接呼吸换能器，描记呼吸曲线；游离左侧颈总动脉，插入颈动脉导管，连接压力换能器，描记血压曲线；游离右侧颈外静脉，插入静脉导管，连接压力换能器，描记中心静脉压曲线。
3.心电的描记：分别将白色、红色、黑色心电电极放置在动物的左后肢、右前肢和右后肢皮下，描记心电波形。
4.预先按1ml/kg的剂量，经颈外静脉输入肝素钠对家兔给予肝素化处理。
（二）休克模型复制1.打开三通开关，使血液从颈总动脉流入含少量肝素抗凝的注射器内。
先缓慢放血20ml，观察血压变化情况；再次放血10ml，观察血压变化情况，直至平均动脉压降低至约40mmHg。
然后观察一段时间，若血压回升至45mmHg以上，则再次抽血，直至平均动脉压可维持在40mmHg达10min以上。
休克实验报告分析
一、实验背景休克是机体在受到各种内外因素刺激后，由于循环功能障碍，导致组织器官血液灌流不足，引起全身代谢紊乱和功能障碍的一种病理生理状态。
休克是临床常见的危重症之一，其发病率和死亡率较高。
为了深入了解休克的发病机制、诊断和治疗，本研究采用动物实验模型，观察失血性休克的发生、发展过程，并探讨其治疗策略。
二、实验方法1. 实验动物：选用健康成年家兔，体重2.0-2.5kg，雌雄不限。
2. 实验分组：将家兔随机分为对照组、失血性休克组、治疗组（阿拉明组、多巴胺组）。
3. 实验操作：（1）对照组：仅进行麻醉和固定操作。
（2）失血性休克组：麻醉后，经耳缘静脉注射50U/ml肝素，待肝素起效后，采用股动脉插管抽取一定量的血液，造成失血性休克模型。
（3）治疗组：阿拉明组：在失血性休克模型建立后，给予阿拉明治疗。
多巴胺组：在失血性休克模型建立后，给予多巴胺治疗。
4. 观察指标：（1）血压、心率、呼吸等生命体征。
（2）动脉血气分析、乳酸、尿素氮等生化指标。
（3）组织灌流情况。
（4）脏器功能变化。
三、实验结果1. 生命体征变化：失血性休克组动物血压、心率明显降低，呼吸浅快，与对照组相比差异显著（P<0.05）。
治疗组动物血压、心率较失血性休克组明显升高，呼吸平稳，与对照组相比差异显著（P<0.05）。
2. 生化指标变化：失血性休克组动物动脉血氧分压、二氧化碳分压降低，乳酸、尿素氮升高，与对照组相比差异显著（P<0.05）。
治疗组动物动脉血氧分压、二氧化碳分压较失血性休克组明显升高，乳酸、尿素氮降低，与对照组相比差异显著（P<0.05）。
3. 组织灌流情况：失血性休克组动物皮肤、黏膜苍白，四肢厥冷，组织灌流不足。
治疗组动物皮肤、黏膜色泽逐渐恢复正常，四肢温暖，组织灌流得到改善。
4. 脏器功能变化：失血性休克组动物肝脏、肾脏、心脏等器官功能受损，与对照组相比差异显著（P<0.05）。
治疗组动物器官功能较失血性休克组明显改善，与对照组相比差异显著（P<0.05）。
家兔失血性休克
家兔失血性休克一、实验目的1. 了解家兔失血性休克模型复制。
2. 观察失血性休克时动物的一般表现、主要生理学指标及肠系膜微循环变化。
3. 了解失血性休克发病机制及各种急救治疗的不同效果。
二、观察指标1．一般指标：皮肤粘膜颜色，一般状况。
2．血流动力学指标：血压、中心静脉压、心率、脉压差。
3．微循环观察指标：血管口径、流速、血管开放与否、血细胞流态和粘附的情况。
4．呼吸系统观察指标呼吸频率、深度、形式。
三、方法与步骤（一）动物的麻醉与手术1．麻醉：动物称重后，用20％乌拉坦溶液4~5ml/kg由耳缘静脉缓慢注入。
注意观察动物肌张力、呼吸频率和角膜反射的变化，防止麻醉过深。
麻醉动物仰卧固定在手术台上。
2．手术插管：颈部剪毛，沿甲状软骨下正中切开皮肤约6cm，分离右侧颈外静脉和左侧颈总动脉。
颈动脉插管用于记录血压；右侧颈外静脉插管6cm深，用于中心静脉压测定和输液。
不测压时与输液装置连通，缓慢输入生理盐水5～10滴／min，保持导管通畅。
再一侧股三角区剪毛，触及股动脉搏动处沿动脉走向做长约2cm切口；游离股动、静脉。
经股动脉插入导管，以作取血用。
3．微循环标本制备：腹部剪毛，纵行正中切口约6cm，沿腹白线剪开腹壁，在左侧胃下部位找出一段游离度较大的小肠袢，轻轻从腹腔拉出，放置在微循环恒温灌流盒内，用克氏液保持观察部位的温度、湿度、渗透压和PH值。
（二）记录上述四项正常指标（三）休克模型复制打开股动脉插管，使血液自然流入装有肝素生理盐水的注射器内，一直放血至平均动脉压40mmHg，调节注射器内放出的血量，使血压维持在该水平约20min。
观察失血期间动物上述各项指标的变化。
（四）抢救措施（1）用针头刺家兔水沟穴，观察各项指标的变化和持续时间。
（2）经右侧颈外静脉回输失血，8～10min内输完。
分别于输后立即、15min和30min分别记录各项指标。
如果没有完全恢复，可再输注生理盐水，继续观察。
四、注意事项1. 动物麻醉深浅要适度。
家兔失血性休克2
思考题目
急性大量失血是如何引起休克发生的？ 急性大量失血是如何引起休克发生的？ 为什么输回所失的全部血液后家兔血压仍 未能恢复至原来的水平？ 未能恢复至原来的水平？
家兔失血性休克及抢救
机能学实验室
【实验目的】 实验目的】
1.复制失血性休克模型 1.复制失血性休克模型 2.观察失血性休克时血流动力学的改变以及微循环的 2.观察失血性休克时血流动力学的改变以及微循环的 变化，并探讨其发病机制。 变化，并探讨其发病机制。
【实验原理】 实验原理】
一次急性失血超过总血量1/5—1/4以上，可引 以上， 一次急性失血超过总血量 以上 起失血性休克。休克是重要脏器的微循环灌注障碍, 起失血性休克。休克是重要脏器的微循环灌注障碍 其发生发展可分为缺血性缺氧期、 其发生发展可分为缺血性缺氧期、淤血性缺氧期和 微循环衰竭期。 微循环衰竭期。
放血前 （参考 值）
35----60
正常
正常
6---10
早期加 深加快， 深加快， 35---45 放血后 晚期呼 吸抑制 回升， 回升， 未达到 正常水 平
减少
减慢
减少(0-减少 4)
抢救后
减慢
增加
减小， 未恢复 减小， 有所增 但未恢 到正常， 加，但 到正常， 复至正 仍然很 未恢复 慢 到正常 常
【实验对象 家兔 实验对象】 实验对象
【实验步骤 实验步骤】 实验步骤
1.麻醉及固定 1.麻醉及固定 2.行气管插管及动脉插管，描记呼吸波和动脉血压。 2.行气管插管及动脉插管，描记呼吸波和动脉血压。 3.耳缘静脉穿刺并固定， 10-15滴 分缓慢输入0.9% 耳缘静脉穿刺并固定 0.9%氯化 3.耳缘静脉穿刺并固定，以10-15滴/分缓慢输入0.9%氯化 钠溶液，以保持静脉通畅。 钠溶液，以保持静脉通畅。 4.行股动脉插管，先用动脉夹夹闭，以备放血用。 4.行股动脉插管，先用动脉夹夹闭，以备放血用。 5.做腹部手术 做腹部手术， 5.做腹部手术， (1)做膀胱插管，将其插管连接到记滴器装置上。 (1)做膀胱插管，将其插管连接到记滴器装置上。 (2)在右侧腹直肌旁作约6cm的腹部旁纵行切口,找出一 (2)在右侧腹直肌旁作约6cm的腹部旁纵行切口, 在右侧腹直肌旁作约6cm的腹部旁纵行切口 段游离较大的小肠肠袢轻轻拉出， 段游离较大的小肠肠袢轻轻拉出，置于微循环恒温灌流 盒内，用显微镜观察肠系膜 肠系膜微循环 盒内，用显微镜观察肠系膜微循环。
家兔失血性休克实验报告
家兔失血性休克实验报告引言失血性休克是指由于大量失血导致血容量急剧减少，无法维持正常体循环而引起的一种严重病理状态。
该病理条件在临床上较为常见，但其发病机制尚未完全明确。
本实验旨在通过实验动物家兔模型，研究失血性休克的发生过程以及相关生理指标的变化。
材料与方法实验动物本实验选用3只健康雄性家兔（品系：新西兰白兔），体重均在2.5-3.0kg之间。
实验分组将3只家兔随机分为以下两组：1.实验组（n=2）：给予家兔产生失血性休克的处理2.对照组（n=1）：不进行任何处理，作为对照实验过程1.家兔饭前禁食12小时，但可以自由饮水。
2.每只家兔在实验前进行术前准备，包括固定家兔以及检查基础生理指标。
3.实验组的家兔进行1.5 mL/kg的大量出血处理，同时监测动脉血压、心率、血液氧饱和度和血红蛋白浓度的变化。
4.对照组的家兔不进行任何处理，只进行基础指标的监测。
数据处理与统计分析分析实验组与对照组中动脉血压、心率、血液氧饱和度和血红蛋白浓度的变化，并进行统计分析。
使用SPSS软件进行t检验，p值小于0.05视为统计学意义。
结果实验组中，家兔在大量出血后，动脉血压和心率明显下降，血液氧饱和度和血红蛋白浓度显著降低。
对照组中，这些指标变化不明显或无明显变化。
具体数据如下表所示：指标实验组（n=2）对照组（n=1）动脉血压（mmHg）78.5 95.2心率（次/min）110 92血液氧饱和度（%）86 95血红蛋白浓度（g/dL）7.2 9.5经过统计分析，实验组与对照组之间的动脉血压、心率、血液氧饱和度和血红蛋白浓度的差异具有统计学意义（p<0.05）。
讨论本实验以家兔模型进行失血性休克的研究，结果表明在大量出血后，家兔的动脉血压和心率会明显下降，血液氧饱和度和血红蛋白浓度也会显著降低。
这些结果与临床上的失血性休克表现一致，说明该模型具有较好的可行性和可靠性。
然而，实验结果仅仅是初步验证了家兔模型在失血性休克研究中的适用性，还需要进一步进行更加详细的研究。
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三低: CVP, CO, BP↓ 一高: TPR ↑
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休克发展过程和发病机制
以失血性休克为例，按照休克发展过程分为三期： Ⅰ期： 休克代偿期 Ⅱ期： 休克进展期 Ⅲ期： 休克难治期
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一、休克代偿期
微循环改变
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松开股动脉上动脉夹，快速放血，在15min 内使平均动脉血压（MAP）降至 40mmHg，经过调整放血量，维持MAP 于40 mmHg 15~20min 。用500ml烧 杯盛所放血液，烧杯中预先加入肝素 2mg/kg。统计失血期间动物各项观察指 标改变 将所放出血液用50ml注射器从静脉缓缓回 输，输血完成后15min ，统计各项指标改 变。
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【试验结果】
观察指标
正常
普通情况
血压
呼吸
尿量
肠系膜微循环 （管径、流速、数目） 家兔失血性休克和抢救专家讲座
放血后
输血后
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【结果分析】
呼吸
血压 （mmH
g）
尿量
放血前 （参考 35----60
值）
90---130
正常
•早
期
加
深
加
放血后
紧，
•降
晚 35---45
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休克病因和分类
一、休克病因
失血与失液 hemorrhagic shock
创伤 traumatic shock 过敏 anaphylactic shock
家兔失血性休克实验设计
家兔失血性休克实验设计实验背景：失血性休克是由于大量失血导致循环血量减少、组织缺氧和血压下降的一种病理状态。
家兔是广泛应用于医学实验中的模型动物之一，因其相对容易操作、解剖方便以及结构与人类相近等特点而受到研究者的广泛青睐。
本实验旨在通过家兔建立失血性休克模型，在休克状态下观察生物学指标的变化，为进一步研究失血性休克的发病机制、病理变化以及相关治疗方法提供实验依据。
实验设计：1.动物选择和处理：选择健康的成年家兔作为实验对象，除毛洗净并寄生虫处理，随后进食禁食12小时，并限水制禁水12小时。
2.分组设计：将家兔随机分为实验组和对照组，每组10只家兔。
实验组：进行失血性休克模型制备，并观察指标变化。
对照组：未进行任何处理，作为对照。
3.失血性休克模型制备：3.1实验组家兔经过前期处理后，进行麻醉，使用无菌条件下的1%戊巴比妥钠溶液注射麻醉，麻醉控制在较浅的水平。
3.2每只家兔将其右侧颈部动脉用吸引管插入失血组中，通过微创方法控制失血量。
3.3失血量控制为总血量的30%，通过控制失血时间和抽取失血速度实现。
3.4控制失血后立即停止失血，并进行下一步观察。
4.实验观察指标：4.1血压测定：使用无菌条件下的血压计测定家兔麻醉前和失血后不同时间点的平均动脉血压。
测定方案：在颈部动脉上一根合适的动脉进行逐秒测量，记录测得的数据并计算平均值。
4.2血液生化指标测定：失血后不同时间点采集适量的静脉血样本，采用血液生化分析仪测定血红蛋白浓度、白细胞计数、血小板计数等指标。
4.3组织病理学观察：失血后不同时间点处死家兔，取出心脏、肝脏、肾脏等重要器官进行组织取样，固定、染色、制片并进行镜检。
5.数据处理和统计：将数据进行统计学分析，使用SPSS软件进行方差分析，结果以均值±标准差表示，并进行显著性检验。
实验预期结果：预计实验组家兔在失血后将出现血压下降、血液生化指标异常等现象，家兔组织病理学观察也将显示出失血所导致的病理变化。
休克分类与家兔休克模型建立方法
xu mu shui chan摘要：休克是兽医临床上的常见症状，是各种强烈致病因子作用于机体引起的急性循环衰竭。
引起休克的原因很多，但为了便于临床兽医诊断治疗，将休克按照发生的始动环节，分为低血容量性、心源性和血管源性休克三类。
休克动物实验模型是研究休克发病机制及有效治疗方法的主要方式。
本文主要分析几种常用家兔休克模型建立，为兽医临床诊断治疗和今后的相关研究提供重要参考。
关键词：家兔；休克模型；始动环节；建立方法中图分类号：R459.7文献标识码：ADOI 编号：10.14025/ki.jlny.2018.14.043洪菲，梁晚枫*（延边大学，吉林延吉133000）休克分类与家兔休克模型建立方法休克是由于微循环有效灌流量不足而引起的动物各组织器官缺血、缺氧、代谢紊乱、细胞损伤以致严重危及生命活动的过程。
临床的主要表现为患病动物体温突然降低，血压下降，心跳加快，脉搏细弱，皮肤湿冷，可视粘膜苍白或发绀，耳鼻及四肢末端发凉，静脉萎缩，尿量减少或无尿，精神高度沉郁，甚至昏迷和死亡[1]。
人类对休克的理解经历了不同的时期。
休克最初被意识到是机体遭受强烈刺激而产生的危机状态，只限于对休克临床症状的描述和识别。
随着实验生理学的发展和研究，发现休克时血液循环严重障碍，动脉血压降低是其发生发展的关键，认为休克的症状是由血压降低所致，判断休克的标准为血压下降，治疗休克的主要措施是使用升压药。
但是使用升压药并不能挽救休克患者，有些病畜经过升压后，情况不但不能改善，甚至病情反而恶化。
后来由于微循环研究的发展，经研究和大量实验发现休克时有明显的微循环障碍，组织器官的机能、代谢障碍与微循环动脉血液灌流量有关，而且微循环障碍往往发生在血压降低之前，休克初期因小动脉收缩，血压降低一般不明显或不降低，但微循环已经出现明显出血。
所以任何原因引起的休克都是由于微循环有效灌流量的急剧减少，以致重要的动物器官组织因缺氧而发生的机能和代谢障碍，这是各种休克共同的发病环节。
家兔失血性休克流程图.ppt
捉
分离右侧颈外
拿
静脉、排空气
、
插管、补液
称
重
分离左侧颈动脉
、
排空气、插管、
麻
调零、观察血压
醉
、
固
分离一侧输尿管
定
排空气、插管
上 述
分
肠系膜微循环观察
过离 程另
观察正常指标
中 同 时 进
一 侧 颈
行动
放血复制休克模型 观察休克后指标
耳静
缘 静 脉 注
脉 、 输
维持休克10-30分钟后 再次观察指标
射尿
回输血（补液）抢救
、管
再次放血至死亡
统动
练 习
脉
死亡前指标
注意事项
01、麻醉 (缓慢、观察麻醉程度，不要随意追加麻药）。 02、手术创伤程度的控制（手术技巧、钝性分离、
输尿管易痉挛） 03、血管、输尿管在插管前充满肝素,排尽空气。 04、插管 (牢固、稳妥、畅通）,防止脱落(观察微循环时)。 05、插管后,描记血压前必须进行零点设置 (调零)。 06、药品试剂在固定位置上索取,不得转移。 07、显微镜和观察盒属共用设备,用后清理干净放回原位置。 08、肠系膜保温保湿，勿过分牵拉。 09、防止漏电、触电 (显微镜、恒温水箱)。 10、分工与配合。 11、器械清点、签名(损坏、丢失物品要赔偿)。 12、打扫卫生。
家兔休克实验报告
一、实验目的1. 了解失血性休克动物模型的复制方法，并复制失血性休克动物模型；2. 观察家兔在失血性休克过程中和抢救休克时的功能代谢变化及微循环改变；3. 了解失血性休克的治疗方法，探讨其发病机理及救治措施。
二、实验原理休克是一种急性循环障碍，主要特征为微循环障碍，导致全身组织血液灌流量严重不足，进而引起细胞损伤和各重要生命器官功能衰竭的全身性病理过程。
失血性休克是指由于大量失血导致血容量减少而引起的休克。
根据休克过程中微循环的改变，将休克分为三期：休克早期（微循环缺血期或缺血性缺氧期）、休克期（微循环淤血期或淤血性缺氧期）和休克晚期（微循环衰竭期或DIC期）。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康家兔3只；2. 仪器：电子秤、血压计、心率计、呼吸计、显微镜、解剖器械、手术器械、注射器、药物（阿拉明、多巴胺）等；3. 药品：生理盐水、肝素、肾上腺素、抗凝剂等。
四、实验方法1. 家兔麻醉：将家兔放入麻醉箱中，采用吸入麻醉法进行麻醉；2. 失血性休克模型的复制：通过手术暴露家兔的股动脉，采用放血法使家兔失血，失血量约为总血量的20%；3. 观察指标：观察家兔血压、心率、呼吸、体温、微循环等指标的变化；4. 休克抢救：采用药物和手术等方法进行休克抢救，观察抢救效果；5. 数据处理：将实验数据记录在表格中，进行统计分析。
五、实验结果1. 失血性休克模型复制成功，家兔血压、心率、呼吸和体温均出现明显下降，微循环出现障碍；2. 休克抢救过程中，采用阿拉明和肾上腺素等药物进行治疗，家兔血压、心率、呼吸和体温逐渐恢复，微循环得到改善；3. 休克抢救后，家兔血压、心率、呼吸和体温等指标恢复正常，微循环得到改善。
六、实验讨论1. 本实验成功复制了家兔失血性休克模型，并观察了家兔在休克过程中和抢救休克时的功能代谢变化及微循环改变；2. 休克抢救过程中，采用阿拉明和肾上腺素等药物进行治疗，取得了较好的效果，提示失血性休克的治疗应尽早进行，以挽救患者的生命；3. 实验结果表明，失血性休克的发生与血容量减少密切相关，治疗失血性休克的关键是补充血容量，改善微循环。
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休克分类与家兔休克模型建立方法
休克是由于微循环有效灌流量不足而引起的动物各组织器官缺血、缺氧、代谢紊乱、细胞损伤以致严重危及生命活动的过程。
临床的主要表现为患病动物体温突然降低，血压下降，心跳加快，脉搏细弱，皮肤湿冷，可视粘膜苍白或发绀，耳鼻及四肢末端发凉，静脉萎缩，尿量减少或无尿，精神高度沉郁，甚至昏迷和死亡。
人类对休克的理解经历了不同的时期。
休克最初被意识到是机体遭受强烈刺激而产生的危机状态，只限于对休克临床症状的描述和识别。
随着实验生理学的发展和研究，发现休克时血液循环严重障碍，动脉血压降低是其发生发展的关键，认为休克的症状是由血压降低所致，判断休克的标准为血压下降，治疗休克的主要措施是使用升压药。
但是使用升压药并不能挽救休克患者，有些病畜经过升压后，情况不但不能改善，甚至病情反而恶化。
后来由于微循环研究的发展，经研究和大量实验发现休克时有明显的微循环障碍，组织器官的机能、代谢障碍与微循环动脉血液灌流量有关，而且微循环障碍往往发生在血压降低之前，休克初期因小动脉收缩，血压降低一般不明显或不降低，但微循环已经出现明显出血。
所以任何原因引起的休克都是由于微循环有效灌流量的急剧减少，以致重要的动物器官组织因缺氧而发生的机能和代谢障碍，这是各种休克共同的发病环节。
休克按照病因一般分为失血性休克、创伤性休克、烧伤性休克、感染性休克、心源性休克、过敏性休克及神经性休克等，一目了然的指明导致休克的原因。
根据病因分类休克虽然更便于理解，但是分类过多无法反映各类休克类型的共同特点，不利于临床兽医实际掌握应用。
近年来，国内外趋于一致的新认识，将按休克发生的始动环节，将其分为低血容量性、心源性和血管源性休克三类。
本文以休克发生的始动环节为依据，分别建立几种以家兔为实验动物的常见休克模型。
1 家兔低血容量性休克模型的建立
低血容量性休克是动物机体血液总量减少，心室血液量不足和心搏量减少引起的休克现象。
通常是由各种大出血及大量体液丧失造成的，包括失血性休克、烧伤性休克和创伤性休克等。
1.1 家兔失血性休克模型的建立
失血性休克是兽医临床上常见的危重症，也是导致外科和创伤患病动物死亡的主要原因。
1.1.1家兔定容性失血性休克模型该模型根据估计血容量，在一定时间内在家兔左侧股动脉处插管放血诱导休克，研究发现，相比于恒速放血，先快后慢更符合实际的出血状况，且后者的生理反应更为剧烈，休克模型制备的成功率更高。
1.1.2 家兔非控制性失血性休克模型不可控出血模型，又称为非控制性失血性休克模型，对家兔的肝或脾撕裂、主动脉损伤或剪尾等方法诱导产生失血休克，更加接近创伤或严重失血患病动物的临床表现。
1.2 家兔创伤性休克模型的建立
创伤性休克是在严重创伤情况下同时伴有大量出血的休克现象，一般与疼痛和失血有重要关系。
在对家兔进行适当麻醉后，用2公斤重量的铁器分别击打家兔左右大腿的中部，造成家兔双股骨骨折和大腿软组织损伤。
在30分钟后对家兔进行股动脉放血，具体的放血量以实验要求为准。
创伤性休克模型的建立相比单纯失血性休克模型，是在造成家兔創伤后放血，更符合临床实际情况。
2 家兔心源性休克模型的建立
心源性休克是动物心输出量急剧减少造成的休克现象。
指心脏泵功能受损或心脏血流排出道受损引起的心排出量快速下降所致的有效循环血量不足、低灌注和低血压的状态。
通常发生于弥散性心肌炎、心肌梗死、严重的心律失常等。
家兔心源性休克模型常采取左冠状动脉前降支结扎法。
家兔进行适当麻醉后，延胸骨左缘切开三四肋软骨，打开胸腔，剪开心包，以
左心耳下缘为标志，在左冠状动脉前降支起始部位结扎。
术后关闭胸腔缝合，观察术后休克状态。
冠状动脉狭窄疾病是目前兽医临床上发病率较高的疾病，左冠状动脉前降支结扎法较接近于临床实际。
3 家兔血管源性休克模型的建立
血管源性休克是由于外周血管扩张、血管容量扩大而引起的休克现象。
发生血管源性休克的动物血容量和心脏泵功能基本正常，但由于某些原因导致外周广泛的小血管扩张，大量血液淤积在微血管中，引起回心血量的减少。
其中包括感染性休克和过敏性休克等。
3.1 家兔感染性休克模型的建立
感染性休克，即严重感染（特别是革兰氏阴性细菌感染）引起的休克，也是兽医临床上最常见的休克类型。
参考王晓燕对全竹富兔多脏器功能衰竭动物模型改良方法。
将家兔麻醉后，无菌操作下在中、下腹部正中切口，找出盲肠，在距盲肠末端8.0cm 处结扎盲肠和血管；于盲肠游离末端戳两个直径0.5cm 的孔；将盲肠复原放置回腹腔，缝合腹壁切口。
该方法制造的感染性休克改变动物内源性屏障功能，更能模拟动物感染自然病程发展。
3.2 家兔过敏性休克模型的建立
过敏性休克是指由某些药物或生物制剂引起的变态反应，导致容量血管扩张，毛细血管通透性增加同时出现弥散性非纤维蛋白血栓，血压下降、组织灌注不足引起多脏器功能下降。
家兔过敏性休克模型常用多人混合血清致敏。
参考唐田丰等制造家兔过敏性休克模型方法，皮下注射20%多人混合血清1ml，正常饲养3周后于耳缘静脉快速注入5ml的50%多人混合血清，诱发过敏性休克。
休克是兽医临床上的常见现象，动物休克模型的建立是研究各类休克及相关疾病研究的前提。
国内外学者主要应用大鼠、猪、犬和兔等建立休克模型，家兔相较犬和小型猪更易得，成本相对较低；相较大鼠体积更大，在实验和检测各项指标时操作更便宜。
以家兔休克模型的建立相对简单易行，便于重复操作，符合临床实际。
本文总结各
类常见休克建模方法，为今后此类研究提供参考依据。