细胞凋亡实验报告
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种重要的细胞程序性死亡方式，对于维持生物体的正常发育和稳态具有关键作用。
本实验旨在探究细胞凋亡的不同途径，深入了解细胞凋亡的分子机制和调控过程。
二、实验原理细胞凋亡主要通过内源性途径（线粒体途径）和外源性途径（死亡受体途径）来实现。
内源性途径中，细胞内的应激信号，如 DNA 损伤、氧化应激等，会导致线粒体膜通透性改变，释放细胞色素C 等凋亡因子到细胞质中。
细胞色素 C 与凋亡蛋白酶激活因子 1（Apaf-1）结合，形成凋亡体，激活 caspase-9，进而激活下游的 caspase 级联反应，导致细胞凋亡。
外源性途径则是通过细胞表面的死亡受体，如肿瘤坏死因子受体（TNFR）、Fas 受体等，与相应的配体结合，招募并激活 caspase-8，启动凋亡信号传导。
三、实验材料1、细胞株：选用人肝癌细胞株 HepG2 作为实验对象。
2、试剂：细胞培养基（DMEM）、胎牛血清（FBS）、胰蛋白酶、Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、线粒体膜电位检测试剂盒（JC-1）、caspase 活性检测试剂盒、抗caspase-8、抗caspase-9 等抗体。
3、仪器：CO2 培养箱、倒置显微镜、流式细胞仪、酶标仪等。
四、实验方法1、细胞培养将 HepG2 细胞接种于培养瓶中，在含有 10% FBS 的 DMEM 培养基中，置于 37°C、5% CO2 的培养箱中培养。
待细胞融合度达到 80%左右时，进行传代培养。
2、诱导细胞凋亡（1）内源性途径诱导：使用丝裂霉素 C（MMC）处理细胞，终浓度为1 μmol/L，处理 24 小时。
（2）外源性途径诱导：使用肿瘤坏死因子α（TNFα）处理细胞，终浓度为 20 ng/mL，处理 24 小时。
3、凋亡检测（1）形态学观察：通过倒置显微镜观察细胞形态的变化，如细胞皱缩、染色质凝集等。
（2）Annexin VFITC/PI 双染法：收集处理后的细胞，用 Annexin VFITC 和 PI 进行双染，然后通过流式细胞仪检测凋亡细胞的比例。
细胞凋亡实验报告
细胞凋亡实验报告细胞凋亡实验报告引言：细胞凋亡是一种重要的细胞死亡方式，它在维持生物体内部平衡和发育过程中起着关键作用。
本次实验旨在通过细胞凋亡实验，探究不同因素对细胞凋亡的影响，从而进一步了解细胞凋亡的机制和调控。
材料与方法：1. 细胞系：使用人类肺癌细胞系A549作为实验对象。
2. 药物：选择化学药物紫杉醇（Paclitaxel）作为细胞凋亡诱导剂。
3. 细胞培养条件：将A549细胞系在含有DMEM培养基和10%胎牛血清的培养皿中培养，保持在37℃、5% CO2的恒温培养箱中。
实验步骤：1. 细胞培养：将A549细胞系接种于培养皿中，培养至细胞密度达到80%左右。
2. 细胞处理：将培养皿中的培养基抽取，加入不同浓度的紫杉醇处理液，分为高、中、低三个浓度组，每组设置相应的对照组。
3. 细胞观察：将处理后的细胞培养皿放回恒温培养箱中，培养24小时后观察细胞形态和数量的变化。
4. 细胞计数：使用显微镜观察细胞数目，并通过计数室内的细胞数目，计算细胞存活率。
5. 细胞凋亡检测：使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，采用荧光染料标记细胞并进行分析。
结果与讨论：在本次实验中，我们观察到不同浓度的紫杉醇处理后，A549细胞的形态和数量发生了明显变化。
在高浓度组，细胞数量明显减少，细胞形态发生变化，出现细胞收缩和凋亡体的形成。
而在低浓度组，细胞数量减少较少，细胞形态变化不明显。
对照组中，细胞数量和形态均与处理组相似。
通过细胞计数的结果，我们计算出了细胞存活率，并发现随着紫杉醇浓度的增加，细胞存活率逐渐降低。
这说明紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡，并且凋亡率与药物浓度呈正相关。
进一步使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，我们发现在高浓度组中，细胞凋亡率明显增加，而在低浓度组和对照组中，细胞凋亡率相对较低。
这与细胞存活率的结果相一致，进一步验证了紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡的能力。
细胞凋亡是一种高度调控的细胞死亡过程，它在生物体内部平衡和发育过程中发挥着重要作用。
细胞凋亡实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除细胞凋亡实验报告篇一：实验14细胞凋亡的诱导和检测实验14细胞凋亡的诱导和检测20世纪60年代人们注意到细胞存在着两种不同形式的死亡方式：凋亡（apoptosis）和坏死（necrosis）。
细胞坏死指病理情况下细胞的意外死亡，坏死过程细胞膜通透性增高，细胞肿胀，核碎裂，继而溶酶体、细胞膜破坏，细胞内容物溢出，细胞坏死常引起炎症反应。
细胞凋亡apoptosis一词来源于古希腊语，意思是花瓣或树叶凋落，意味着生命走到了尽头，细胞到了一定时期会像树叶那样自然死亡。
凋亡是细胞在一定生理或病理条件下遵守自身程序的主动死亡过程。
凋亡时细胞皱缩，表面微绒毛消失，染色质凝集并呈新月形或块状靠近核膜边缘，继而核裂解，由细胞膜包裹着核碎片或其他细胞器形成小球状凋亡小体凸出于细胞表面，最后凋亡小体脱落被吞噬细胞或邻周细胞吞噬。
凋亡过程中溶酶体及细胞膜保持完整，不引起炎症反应。
细胞凋亡时的生化变化特征是核酸内切酶被激活，染色体DnA被降解，断裂为50～300kb长的DnA片段，再进一步断裂成180～200bp整倍数的寡核苷酸片断，在琼脂糖凝胶电泳上呈现“梯状”电泳图谱(DnALadder)。
细胞凋亡在个体正常发育、紫稳态维持、免疫耐受形成、肿瘤监控和抵御各种外界因素干扰等方面都起着关键性的作用。
1．细胞凋亡的检测方法凋亡细胞具有一些列不同于坏死细胞的形态特征和生化特征，据此可以鉴别细胞的死亡形式。
细胞凋亡的机制十分复杂，一般采用多种方法综合加以判断，同时不同类型细胞的凋亡分析方法有所不同，方法选择依赖于具体的研究体系和研究目的（表？）。
表凋亡的检测方法（引自DL斯佩克特等，20XX）形态学观察方法：利用各种染色法可观察到凋亡细胞的各种形态学特征：（1）DApI时常用的一种与DnA结合的荧光染料。
借助于DApI染色，可以观察细胞核的形态变化。
（2）giemsa染色法可以观察到染色质固缩、趋边、凋亡小体形成等形态。
细胞凋亡检测
细胞凋亡检测目录一、实验原理二、实验设计原则三、实验操作步骤四、实验结果分析一、背景知识（1）细胞凋亡，又称程序性细胞死亡，是细胞在一定的生理或病理条件下，由基因控制的自主的、有序的死亡。
细胞调亡是生物体生长发育过程中出现的正常现象，在生物体形态构成、正常细胞更替以及维持细胞内环境稳定等过程中发挥重要作用，细胞凋亡受阻可以导致肿瘤。
（2）检测细胞凋亡的方法：早期调亡的形态学变化：前向角散射光降低：细胞核固缩，核碎裂，细胞质及细胞器密度增高，细胞体积变小。
侧向角散射光增高：染色体降解，细胞核碎裂，细胞内颗粒增多。
Annexin V-FITC/PI法：基本原理：细胞凋亡早期改变发生在细胞膜表面，目前早期识别仍有困难。
这些细胞膜表面的改变之一是磷脂酰丝氨酸(PS)从细胞膜内转移到细胞膜外，使PS暴露在细胞膜外表面。
PS是一-种带负电荷的磷脂，正常情况下主要存在于细胞膜的内面，在细胞发生凋亡时，细胞膜上的这种磷脂分布的不对称性被破坏而使PS暴露在细胞膜外。
AnnexinV是一种Ca2+依赖的磷脂结合蛋白，具有易于结合到磷脂类如PS的特性，对PS有高度的亲和性。
PS转移到细胞膜外不是凋亡所独特的，也可发生在细胞坏死中。
两种细胞死亡方式间的差别是在调亡的初始阶段细胞膜是完好的，而细胞坏死在其早期阶段细胞膜的完整性就破坏了。
因此，可以建立一种用Annexin V-FITC（异硫氰基荧光素）结合在细胞膜表面作为凋亡的指示，并结合一种染料（PI）排除试验，以检测细胞膜的完整性。
凋亡细胞对所有用于细胞活性鉴定的染料如PI有抗染性，坏死细胞则不能。
细胞膜有损伤的细胞的DNA可被PI染色产生红色荧光，而细胞膜保持完好的细胞则不会有红色荧光产生。
因此，在细胞凋亡的早期PI不会着染而没有红色荧光信号。
二、实验设计原则1、样本类型：Live、Dead、Fixable2、检测指标：增殖还是凋亡3、荧光染料/检测通道例子：VGSC β3亚基诱导HepG2细胞的凋亡样本类型Live、HepG2(β3干扰）检测指标细胞膜完整性、有无PS荧光染料/检测通道PI、Annexin V-FITC三、实验操作步骤试剂盒名称:：Annexin V-FITC/PI双染凋亡试剂盒染色步骤：1、贴壁细胞：用不含EDTA的胰酶消化后，300g，4℃离心5 min，收集细胞。
细胞生物学实验报告(3篇)
细胞生物学实验报告（3篇）细胞生物学实验报告（精选3篇）细胞生物学实验报告篇1一、实验目的：1、掌握显示细胞中过氧化物酶反应的原理和方法。
2.了解细胞凋亡的生物学意义3、掌握凋亡细胞的形态学检测方法二、实验原理：1、细胞内的过氧化物酶能把许多胺类氧化为有色化合物，用联苯胺处理标本，细胞内的过氧化物酶能把联苯胺氧化为蓝色的联苯胺蓝，进而变为棕色产物，因而可以根据颜色反应来判定过氧化物酶的有无或多少。
中间产物蓝色联苯胺是不稳定的，无需酶的参加即可氧化为棕色化合物。
2、细胞凋亡是指细胞在生理或病理条件下，遵循自身的程序，自己结束其生命的过程。
它是一个主动的、高度有序的，基因控制的，一系列酶参与的过程。
3、凋亡细胞形态学特征是:体积变小,细胞质浓缩;细胞核发生染色质凝聚和聚集于核膜周围(边缘化);细胞膜有小泡状形成;晚期细胞膜内陷形成大小不同的凋亡小体;根据细胞凋亡形态学特征进行显微观察是检测细胞凋亡的一种直观、可靠的方法。
三、实验步骤：细胞中过氧化物酶的显示1、在载片上滴一滴PBS缓冲液；2、取骨髓细胞：用断颈法处死小鼠，立即剪取后肢，去除肌肉，剥出后肢股骨，剪开股骨一端，用牙签尖的一端插入剪开的小孔中，抠取少许骨髓细胞置滴有PBS的载片上；3、涂片：用另一玻片将骨髓细胞沿一个方向涂布推开，室温晾干；4、媒染：在涂片上滴0.5％硫酸铜液，以盖满涂片为宜，处理30秒-1分钟。
5、倾去硫酸铜液，直接滴入联苯胺混合液反应6分钟（以盖满涂片为宜）6、清水冲洗，番红复染2min。
7、镜检：清水冲洗，室温晾干，先低倍镜下观察，后换高倍镜下观察（油镜100_）细胞凋亡的形态学检测与观察吉姆萨染色:1、取细胞爬片置于小培养皿中(有细胞面朝上)2、生理盐水轻轻漂洗细胞3、95%乙醇固定5min4、PBS缓冲液洗2次5、吉姆萨染色液染色5min6、蒸馏水轻轻洗去染液7、普通光学显微镜下观察。
吖啶橙染色:1、取细胞爬片置于小培养皿中(有细胞面朝上)2、生理盐水轻轻漂洗细胞3、甲醇：冰醋酸（3：1）固定5min4、PBS缓冲液洗2次每次1min5、0.01%吖啶橙染色液在避光环境下染色5min6、蒸馏水轻轻洗去染液6、选用蓝光激发滤片在荧光显微镜下观察。
细胞凋亡的形态实验报告
一、实验目的本实验旨在观察细胞凋亡的形态学特征，了解细胞凋亡的发生过程，为细胞凋亡的研究提供形态学依据。
二、实验材料1. 细胞培养：小鼠胚胎成纤维细胞（NIH 3T3细胞）；2. 试剂：H2O2（双氧水）、Annexin V-FITC、PI（碘化丙啶）、RPMI-1640培养基、胎牛血清、胰蛋白酶、PBS缓冲液；3. 仪器：倒置显微镜、荧光显微镜、流式细胞仪、超净工作台、CO2培养箱。
三、实验方法1. 细胞培养：将小鼠胚胎成纤维细胞接种于培养瓶中，置于37℃、5%CO2的CO2培养箱中培养，待细胞生长至80%左右时，进行实验处理。
2. 实验分组：（1）正常组：不做任何处理，作为对照组；（2）凋亡组：加入0.8mol/L H2O2溶液处理细胞24小时。
3. 细胞染色：（1）Annexin V-FITC/PI双重染色：收集细胞，用PBS缓冲液洗涤2次，加入Annexin V-FITC和PI，室温避光孵育15分钟；（2）H.E染色：收集细胞，用PBS缓冲液洗涤2次，加入H.E染色液，室温避光孵育15分钟。
4. 细胞观察：（1）荧光显微镜观察：用荧光显微镜观察细胞凋亡形态学特征，包括细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等；（2）流式细胞仪检测：用流式细胞仪检测细胞凋亡率。
5. 数据分析：采用SPSS软件对实验数据进行统计分析。
四、实验结果1. 荧光显微镜观察：凋亡组细胞出现细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等形态特征，与对照组相比，凋亡组细胞凋亡率显著升高（P<0.05）。
2. 流式细胞仪检测：凋亡组细胞凋亡率显著升高（P<0.05），约为对照组的2倍。
五、实验讨论1. 细胞凋亡是细胞程序性死亡的一种形式，具有形态学特征，如细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等。
本实验中，凋亡组细胞出现这些形态特征，表明细胞凋亡已发生。
2. Annexin V-FITC/PI双重染色是一种常用的细胞凋亡检测方法，可以检测细胞凋亡率。
细胞凋亡测定_实验报告
一、实验目的本实验旨在通过观察细胞凋亡的形态学特征和检测凋亡相关蛋白表达，了解细胞凋亡的发生机制，为细胞凋亡相关疾病的研究提供理论依据。
二、实验材料1. 细胞：人肝癌细胞株HepG2，人正常肝细胞株LO2。
2. 试剂：Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒，Caspase-3活性检测试剂盒，DNA ladder检测试剂盒，荧光显微镜，流式细胞仪等。
3. 仪器：CO2培养箱，细胞培养瓶，移液器，离心机，荧光显微镜，流式细胞仪等。
三、实验方法1. 细胞培养：将HepG2和LO2细胞分别接种于培养瓶中，置于CO2培养箱中培养，待细胞生长至对数生长期时进行实验。
2. 细胞凋亡检测：（1）Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测：将细胞悬液离心后弃去上清，加入Annexin V-FITC/PI染液，室温避光孵育15分钟，流式细胞仪检测细胞凋亡率。
（2）Caspase-3活性检测：按照试剂盒说明书操作，检测细胞中Caspase-3活性。
（3）DNA ladder检测：按照试剂盒说明书操作，进行琼脂糖凝胶电泳，观察DNA ladder现象。
3. 数据分析：采用SPSS软件进行统计学分析，比较两组细胞凋亡率、Caspase-3活性和DNA ladder的差异。
四、实验结果1. Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测：HepG2细胞凋亡率为（30.2±2.5）%，LO2细胞凋亡率为（2.1±1.2）%，两组间差异具有统计学意义（P<0.05）。
2. Caspase-3活性检测：HepG2细胞Caspase-3活性为（2.58±0.21）U/mg，LO2细胞Caspase-3活性为（0.83±0.14）U/mg，两组间差异具有统计学意义（P<0.05）。
3. DNA ladder检测：HepG2细胞出现明显的DNA ladder现象，LO2细胞无DNA ladder现象。
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、引言细胞凋亡（apoptosis）是一种重要的细胞死亡方式，对于维持组织与器官的正常发育和功能起着关键作用。
在细胞凋亡过程中，多种调控因子和途径参与其中，包括外源性凋亡途径和内源性凋亡途径。
为了深入了解细胞凋亡的机制及其调控方式，本次实验旨在通过应用典型的细胞凋亡途径实验方法，探究细胞凋亡的分子机理。
二、材料与方法1. 细胞系：本实验使用人类肺癌细胞株A549；2. 细胞培养基：DMEM培养基；3. 细胞处理试剂：Apo-BrdU TUNEL试剂盒（用于检测细胞凋亡指标DNA断裂）；4. 荧光显微镜：用于观察荧光标记的细胞；5. 细胞培养器具：含培养皿、离心管、培养瓶等。
三、实验步骤1. 培养细胞：将A549细胞接种于含有DMEM培养基的培养皿中，放置在37摄氏度、5% CO2培养箱内，培养至细胞处理需要的密度；2. 细胞处理：使用指定浓度的药物（如化学药物或生物试剂）处理A549细胞，不同药物处理组设有对照组；3. 细胞凋亡检测：使用Apo-BrdU TUNEL试剂盒，按照生产商指南进行操作，检测细胞内DNA断裂的程度；4. 获得结果：使用荧光显微镜观察处理后的细胞，记录并存储图像；5. 数据分析：根据实验结果，进行统计学分析和绘图。
四、结果与讨论1. 细胞凋亡的观察结果：通过使用Apo-BrdU TUNEL试剂盒，观察到处理组细胞中明显的DNA断裂现象，而对照组则相对较少；2. 细胞凋亡比较分析：对不同处理组的细胞进行统计学分析，得出细胞凋亡率的比较结果；3. 讨论细胞凋亡的调控机制：根据实验结果和已有研究，讨论细胞凋亡途径中的关键分子和信号通路。
五、结论通过本实验的细胞凋亡路径研究，我们得出了以下结论：1. 细胞凋亡途径在A549细胞中能够被有效触发，导致DNA断裂；2. 细胞凋亡途径中的关键分子和信号通路起到调控细胞凋亡的重要作用。
六、进一步研究建议基于本次实验结果，我们提出以下进一步研究的建议：1. 探究细胞凋亡途径与肿瘤发生发展的关系；2. 研究细胞凋亡途径的调控因子在治疗肿瘤等疾病方面的应用潜力。
细胞凋亡实验报告
一、实验背景细胞凋亡，又称程序性细胞死亡，是一种由基因调控的细胞自主性死亡过程。
细胞凋亡在生物体的发育、免疫、代谢等生理过程中具有重要作用。
近年来，细胞凋亡与多种疾病的发生、发展及治疗密切相关，因此，研究细胞凋亡的机制具有重要意义。
本实验旨在通过检测细胞凋亡相关指标，探讨细胞凋亡在特定细胞类型中的作用。
二、实验材料与试剂1. 细胞：实验用细胞为正常细胞系A和肿瘤细胞系B。
2. 试剂：Annexin V-FITC/PI双染试剂盒、RNA提取试剂盒、PCR试剂盒、DNA提取试剂盒、Trizol试剂、DEPC水、无血清培养基、胎牛血清、胰蛋白酶等。
三、实验方法1. 细胞培养：将正常细胞系A和肿瘤细胞系B分别接种于培养瓶中，置于37℃、5%CO2的细胞培养箱中培养。
2. 细胞凋亡检测：将正常细胞系A和肿瘤细胞系B分别分为实验组和对照组。
实验组加入凋亡诱导剂，对照组加入等量无血清培养基。
培养一定时间后，按照Annexin V-FITC/PI双染试剂盒说明书进行细胞凋亡检测。
3. RNA提取：将实验组和对照组细胞收集于离心管中，按照RNA提取试剂盒说明书提取细胞总RNA。
4. PCR检测：将提取的RNA进行逆转录，得到cDNA。
以cDNA为模板，进行凋亡相关基因的PCR扩增。
5. DNA提取：将实验组和对照组细胞收集于离心管中，按照DNA提取试剂盒说明书提取细胞DNA。
6.琼脂糖凝胶电泳：将PCR产物进行琼脂糖凝胶电泳，观察条带。
四、实验结果1. 细胞凋亡检测：实验组细胞凋亡率显著高于对照组（P<0.05），说明凋亡诱导剂成功诱导细胞凋亡。
2. RNA提取：成功提取实验组和对照组细胞总RNA。
3. PCR检测：实验组凋亡相关基因表达水平显著高于对照组（P<0.05），说明凋亡诱导剂上调凋亡相关基因表达。
4. 琼脂糖凝胶电泳：实验组凋亡相关基因PCR产物条带较对照组明显，说明凋亡相关基因在实验组中表达上调。
细胞凋亡调控实验报告
细胞凋亡调控实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种由基因控制的细胞主动死亡过程，对于生物体的发育、稳态维持和疾病发生等具有重要意义。
本实验旨在探究不同因素对细胞凋亡的调控作用，深入理解细胞凋亡的分子机制。
二、实验原理细胞凋亡的发生涉及一系列复杂的信号转导通路和分子事件。
其中，线粒体途径、死亡受体途径以及内源性凋亡通路等是常见的调控途径。
通过使用特定的试剂和检测方法，可以观察细胞形态变化、检测凋亡相关蛋白的表达以及评估线粒体膜电位等指标，从而分析细胞凋亡的情况。
三、实验材料与方法（一）实验材料1、细胞系：选用人肝癌细胞系 HepG2 进行实验。
2、主要试剂：Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、线粒体膜电位检测试剂盒、蛋白酶抑制剂、细胞裂解液、抗体（如 Bcl-2、Bax、Caspase-3 等）、化学诱导剂（如顺铂）。
3、实验仪器：流式细胞仪、荧光显微镜、酶标仪、离心机、培养箱等。
（二）实验方法1、细胞培养将 HepG2 细胞接种于培养瓶中，加入含 10%胎牛血清的 DMEM 培养基，置于 37°C、5% CO2 培养箱中培养。
待细胞融合度达到 80%左右时，进行传代培养。
2、细胞凋亡诱导实验组分别加入不同浓度的顺铂处理细胞，设置不同的处理时间（如 24 小时、48 小时）。
对照组加入等体积的 DMSO 作为溶剂对照。
3、细胞凋亡检测采用 Annexin VFITC/PI 双染法结合流式细胞仪检测细胞凋亡率。
收集处理后的细胞，用 PBS 洗涤两次，加入 Annexin VFITC 和 PI 染色液，避光孵育 15 分钟，然后进行流式细胞仪检测。
4、线粒体膜电位检测使用线粒体膜电位检测试剂盒，处理细胞后，加入 JC-1 染色液，孵育 20 分钟。
荧光显微镜下观察细胞的荧光强度，红色荧光表示正常线粒体膜电位，绿色荧光表示降低的线粒体膜电位。
5、蛋白提取与 Western blot 检测收集细胞，加入细胞裂解液和蛋白酶抑制剂，冰上裂解 30 分钟。
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究实验报告：细胞凋亡的诱导与调控机制研究引言在生物学研究领域，细胞凋亡作为一种重要的细胞死亡方式，一直受到广泛关注。
随着科技的进步，科学家们对于细胞凋亡的诱导和调控机制进行了深入研究，以期探索其在疾病治疗、细胞发育和组织变化中的潜在应用。
本实验旨在研究细胞凋亡的诱导与调控机制，以加深对其原理的理解。
材料与方法1. 细胞培养：使用XXX细胞系培养基，将细胞置于37℃、5% CO2的培养箱中。
2. 实验组设定：将细胞平均分为两组，实验组A和对照组B。
实验组A接受特定诱导剂处理，对照组B不进行任何处理。
3. 细胞凋亡检测：利用TUNEL法检测细胞凋亡程度，使用荧光显微镜观察实验组和对照组下凋亡细胞数量的差异。
4. 分子机制研究：采用Western blot和实时荧光定量PCR技术，检测关键凋亡相关蛋白的表达和基因表达水平。
结果与讨论经过实验，我们观察到以下结果：1. 细胞凋亡诱导：实验组A在接受特定诱导剂处理后，在细胞核中产生了明显的TUNEL阳性信号，表明细胞凋亡被成功诱导。
而对照组B则未出现明显的凋亡相关特征。
2. 细胞凋亡调控机制：通过Western blot检测，我们发现在实验组A中，Bax和Caspase-3蛋白的表达水平显著上调，而对照组B中这些蛋白的表达水平无显著变化。
这表明通过诱导剂的作用，Bax和Caspase-3被激活，并参与细胞凋亡的调控。
另外，实时荧光定量PCR结果显示，实验组A中凋亡相关基因的表达水平明显增加，而对照组B未见明显变化。
这进一步印证了凋亡的调控机制中基因表达的变化重要性。
综合结果分析，我们可以得出以下结论：1. 细胞凋亡可以被特定诱导剂成功激活，从而实现对细胞凋亡的处理。
2. 在细胞凋亡的调控机制中，Bax和Caspase-3等蛋白的上调发挥重要作用。
3. 细胞凋亡的调控还涉及到基因表达的改变，特定诱导剂可以引起相关基因的显著上调。
TUNEL检测细胞凋亡实验报告
TUNEL法检测细胞凋亡实验实验原理：细胞凋亡是生物体内细胞在特定的内源和外源信号诱导下,其死亡途径被激活,并在有关基因的调控下发生的程序性死亡过程。
细胞凋亡涉及caspase活化、线粒体跨膜电位下降，位于细胞膜脂内层的磷脂酰丝氨酸转位到蛋白表面，DNA呈规律性断裂等。
基于这些特征，多种检测凋亡的方法也迅速发展起来，常用的方法包括形态学检查，分子生物学方法，免疫电泳和细胞学检查。
TUNEL，为原位末端转移酶标记技术。
其原理是：先增加细胞膜通透性，让rTDT和荧光素生物素标记的dUTP进入细胞内，在脱氧核糖核苷酸末端转移酶的辅助下将脱氧核糖核苷酸和荧光素等形成的衍生物标记到DNA的3’末端，从而可进行凋亡细胞的检测。
最终通过计数每张切片上不同视野中TUNEL阳性细胞的比例来判断细胞凋亡发生情况。
实验前准备在开始实验前，确保所用到的试剂都准备到位。
如：0.2% TritonX 100，TUNEL检测试剂盒（包含10× TdT酶浓缩液、荧光素标记的1× dUTP、转化剂POD），DAB试剂盒，3%过氧化氢甲醇，磷酸缓冲液PBS等。
本实验所使用到的仪器和耗材有：芬兰百得公司提供的移液器，赛默飞公司的QSP盒装吸头，湿盒，恒温箱等。
本次TUNEL实验按照以下常规步骤来展开，首先样品处理，封闭内源性过氧化物酶干扰后进行细胞通透化。
滴加TUNEL反应液反应后POD转换，DAB显色后在显微镜下观察并进行结果分析。
样品处理在标有实验组，阳性对照组和阴性对照组的切片上滴加4%不含甲醇的甲醛室温固定10min。
弃去甲醛，用PBS洗两次，每次5min。
封闭用滤纸擦去周围多余的PBS，滴加3%过氧化氢甲醇，室温孵育10min，消除内源性过氧化物酶干扰后，弃去将载玻片用PBS洗2次，每次5min。
细胞通透化去尽PBS后，滴加100μl由PBS配制的0.2% TritonX 100。
于湿盒中室温孵育5min。
细胞生物学实验-细胞凋亡观察
色加深，或核染色质聚集于核膜一边，呈新月状；晚期凋亡细胞胞核碎裂成大小 不等的原形小体，并被细胞膜所包绕，即凋亡小体。 ⑤ AO（吖啶橙）和EB（溴化乙锭）双染色：AO可以透过细胞膜完整的细胞而嵌入 核DNA呈绿色，EB只能透过细胞膜破损的细胞而嵌入核DNA呈红色。显微镜下 观察，活细胞为荧光深浅不一的结构样特征，核染色质为绿色；凋亡细胞染色强， 亮度高，核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧，可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体 或均匀一致的圆状或固缩团状结构。 ⑥ 透射电镜观察：凋亡细胞表面微绒毛消失，核染色质固缩、边集，常呈新月形， 核膜皱褶，胞质紧实，细胞器集中，胞膜起泡或出“芽”，同时可以观察到凋亡 小体和凋亡小体被临近巨噬细胞吞噬。
细胞凋亡检测
保留的细胞
不健康的细胞
细胞开 始收缩
细胞崩 溃分解 成碎片
不健康的细胞已被除去， 组织内附近的细胞进行 有丝分裂，合上缺口
细胞凋亡检测
细胞凋亡的诱导试剂：
名称 Actinomycin D
Aphidocolin A23187 Caffeine
Camptothecin Cycloheximide Dexamethasone
溶剂 甲醇 二甲亚砜 二甲亚砜 沸水 二甲亚砜
水 乙醇
水
二甲亚砜， 热水 水
二甲亚砜 二甲亚砜 磷酸盐缓冲液
甲醇
细胞凋亡检测
细胞凋亡的检测方法：
样本细胞凋亡实验报告(3篇)
第1篇一、实验背景细胞凋亡是细胞程序性死亡的过程，是生物体内重要的细胞生物学现象之一。
细胞凋亡在维持生物体内细胞数量的动态平衡、清除异常细胞以及抵御病原体入侵等方面发挥着至关重要的作用。
本研究旨在通过实验方法检测细胞凋亡的发生，探讨细胞凋亡在特定条件下的生物学意义。
二、实验目的1. 探讨细胞凋亡在特定条件下的发生机制。
2. 检测细胞凋亡的发生，并分析其与细胞增殖的关系。
3. 研究细胞凋亡在生物体内的生理和病理作用。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：细胞培养液、细胞裂解液、Annexin V-FITC/PI染色试剂盒、流式细胞仪等。
2. 实验仪器：细胞培养箱、显微镜、离心机、流式细胞仪等。
四、实验方法1. 细胞培养：将细胞接种于细胞培养瓶中，置于细胞培养箱中培养至对数生长期。
2. 处理细胞：将细胞分为实验组和对照组，实验组给予特定处理，对照组不做处理。
3. 细胞裂解：将细胞用细胞裂解液裂解，收集细胞裂解液。
4. Annexin V-FITC/PI染色：将细胞裂解液与Annexin V-FITC/PI染色试剂盒混合，室温避光孵育。
5. 流式细胞术检测：将染色后的细胞用流式细胞仪检测细胞凋亡情况。
五、实验结果1. 实验组细胞凋亡率显著高于对照组（P<0.05），表明特定处理可以诱导细胞凋亡。
2. Annexin V-FITC染色结果显示，实验组细胞膜上磷脂酰丝氨酸（PS）外翻，表明细胞凋亡早期发生。
3. PI染色结果显示，实验组细胞核DNA降解，形成DNA ladder，表明细胞凋亡晚期发生。
六、实验讨论1. 本实验结果表明，特定处理可以诱导细胞凋亡，提示细胞凋亡在特定条件下受到严格调控。
2. Annexin V-FITC染色和PI染色结果显示，细胞凋亡过程分为早期和晚期两个阶段。
早期阶段，细胞膜上PS外翻，细胞膜完整；晚期阶段，细胞核DNA降解，细胞膜通透性增加。
3. 细胞凋亡在生物体内具有重要作用。
细胞凋亡机制实验报告
一、实验背景细胞凋亡（Apoptosis）是生物体内一种重要的细胞死亡方式，是维持生物体内环境稳定、去除异常细胞的重要途径。
细胞凋亡机制的研究对于理解细胞生命活动、疾病发生及治疗具有重要意义。
本实验旨在探究细胞凋亡的分子机制，通过检测细胞凋亡相关分子表达的变化，揭示细胞凋亡的调控途径。
二、实验材料与仪器1. 材料：（1）细胞：人正常细胞系（如HEK293T细胞）、癌细胞系（如A549细胞）；（2）细胞凋亡检测试剂盒；（3）DNA提取试剂盒；（4）实时荧光定量PCR试剂盒；（5）蛋白质提取试剂盒；（6）Western blot试剂盒；（7）细胞凋亡相关抗体（如Caspase-3、Bcl-2、Bax等）；（8）DNA片段化试剂盒；（9）流式细胞术检测试剂盒。
2. 仪器：（1）细胞培养箱；（2）酶标仪；（3）实时荧光定量PCR仪；（4）Western blot成像系统；（5）流式细胞仪；（6）离心机；（7）移液器；（8）电子天平；（9）超净工作台。
三、实验方法1. 细胞培养：将人正常细胞系和癌细胞系分别接种于含10%胎牛血清的DMEM培养基中，置于细胞培养箱中培养。
2. 细胞凋亡诱导：将细胞分为正常对照组、凋亡诱导组、凋亡抑制剂组，分别给予不同的处理，如化学诱导剂（如 staurosporine）、RNA干扰（siRNA）或药物（如Bcl-2抑制剂）。
3. 细胞凋亡检测：（1）DNA片段化检测：采用DNA片段化试剂盒检测细胞凋亡程度，通过琼脂糖凝胶电泳观察DNA片段化情况。
（2）流式细胞术检测：采用流式细胞术检测试剂盒检测细胞凋亡，通过AnnexinV-FITC/PI双染法分析细胞凋亡细胞比例。
（3）Western blot检测：采用Western blot试剂盒检测细胞凋亡相关蛋白表达，如Caspase-3、Bcl-2、Bax等。
4. 实时荧光定量PCR检测：采用实时荧光定量PCR试剂盒检测细胞凋亡相关基因表达，如Caspase-3、Bcl-2、Bax等。
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究
实验报告细胞凋亡的诱导与调控机制研究实验报告：细胞凋亡的诱导与调控机制研究一、引言细胞凋亡是一种基本的生物学现象，对于多细胞生物的发育、稳态维持和疾病发生发展具有重要意义。
深入研究细胞凋亡的诱导与调控机制，有助于我们更好地理解生命过程，并为相关疾病的治疗提供新的思路和策略。
二、实验目的本实验旨在探究不同因素对细胞凋亡的诱导作用以及相关的调控机制。
三、实验材料与方法（一）实验材料1、细胞系：选用了人肝癌细胞系 HepG2 和人乳腺癌细胞系 MCF-7。
2、试剂：凋亡诱导剂（如阿霉素、顺铂等）、抗凋亡蛋白抑制剂（如 ZVADFMK）、细胞凋亡检测试剂盒（如 Annexin VFITC/PI 双染试剂盒）、蛋白提取试剂盒、抗体（如 cleaved caspase-3、Bcl-2、Bax 等）。
（二）实验方法1、细胞培养：将 HepG2 和 MCF-7 细胞分别培养在含有 10%胎牛血清、1%双抗的 DMEM 培养基中，置于 37℃、5% CO2 培养箱中培养。
2、药物处理：将处于对数生长期的细胞接种于培养板中，待细胞贴壁后，分别加入不同浓度的凋亡诱导剂和抗凋亡蛋白抑制剂，处理一定时间。
3、细胞凋亡检测：采用 Annexin VFITC/PI 双染法检测细胞凋亡率。
收集处理后的细胞，用 PBS 洗涤两次，然后加入 Annexin VFITC 和 PI 染液，避光孵育 15 分钟，最后通过流式细胞仪检测。
4、蛋白表达检测：采用 Western blotting 法检测相关蛋白的表达水平。
收集处理后的细胞，提取总蛋白，进行 SDSPAGE 电泳，转膜，封闭，然后分别加入相应的一抗和二抗，最后通过化学发光法显影。
四、实验结果（一）凋亡诱导剂对细胞凋亡的影响1、阿霉素处理后，HepG2 和 MCF-7 细胞的凋亡率均呈剂量依赖性增加。
在低浓度（05 μM）时，凋亡率较低；随着浓度的增加（10、20 μM），凋亡率显著升高。
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种程序性细胞死亡的过程，对于维持细胞稳态和生物体的正常发育、生理功能具有重要意义。
本实验旨在研究细胞凋亡的不同途径，深入了解细胞凋亡的分子机制和调控过程。
二、实验原理细胞凋亡主要通过两条途径来实现：内源性途径（线粒体途径）和外源性途径（死亡受体途径）。
内源性途径主要由细胞内的应激信号，如DNA 损伤、氧化应激等，激活一系列的凋亡相关蛋白，导致线粒体膜通透性改变，释放细胞色素 C 等促凋亡因子，进而激活 caspase 级联反应，最终导致细胞凋亡。
外源性途径则是由细胞表面的死亡受体，如 Fas、TNF 受体等，与相应的配体结合后，通过一系列的信号转导，激活 caspase 8，启动凋亡程序。
三、实验材料与方法（一）实验材料1、细胞系：选用了人肝癌细胞系 HepG2 和人乳腺癌细胞系 MCF-7。
2、试剂：Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、细胞色素 C 抗体、caspase 8 抗体、线粒体提取试剂盒、蛋白提取试剂盒、BCA 蛋白定量试剂盒等。
3、仪器：流式细胞仪、荧光显微镜、Western blot 电泳仪、酶标仪等。
（二）实验方法1、细胞培养将 HepG2 和 MCF-7 细胞分别培养在含 10%胎牛血清、1%双抗的DMEM 培养基中，置于 37℃、5% CO2 的培养箱中培养。
2、药物处理为诱导细胞凋亡，分别使用不同浓度的阿霉素处理 HepG2 细胞，使用不同浓度的紫杉醇处理 MCF-7 细胞，处理时间为 24 小时。
3、细胞凋亡检测（1）Annexin VFITC/PI 双染法收集处理后的细胞，用 PBS 洗涤两次，然后加入 Annexin VFITC 和 PI 染液，避光孵育 15 分钟，最后用流式细胞仪检测细胞凋亡率。
（2）荧光显微镜观察将处理后的细胞接种在盖玻片上，经过染色处理后，在荧光显微镜下观察细胞形态的变化。
4、线粒体细胞色素 C 释放检测使用线粒体提取试剂盒提取处理后的细胞线粒体和胞浆部分，通过Western blot 检测细胞色素 C 在这两部分的分布情况。
细胞凋亡实验报告
实验七、Hela细胞凋亡诱导及检测一、实验目的学习细胞凋亡诱导及检测。
二、实验原理1.细胞凋亡是多细胞有机体为调控机体发育，维护内环境稳定，由基因控制的细胞主动死亡过程，是细胞衰老自然死亡的主要方式之一，是一种自然的生理学过程。
与细胞坏死不同，不会引起炎症反应，不释放细胞内容物。
2.DAPI是一种荧光染料，它可以与DNA双螺旋的凹槽部分发生相互作用，从而与DNA紧密结合，可在紫外下激发蓝光。
三、实验材料8.8mol/L的H2O2溶液，甲醇，PBS溶液，10μg/mL的DAPI染液四、实验步骤1.细胞传代（上一次实验完成）2.凋亡诱导1)取做H.E染色的小皿，加H2O2溶液150μL使终浓度为0.8mol/L2)24小时后收集细胞进行染色和形态学观察。
3. 染色1）收集细胞，观察，贴壁细胞较多，直接用PBS溶液洗2）吸出洗液，加入500μL甲醇，室温固定10min3）倒掉甲醇，PBS洗净，加500μLPBS溶液和50μLDAPI母液，于37℃染色10min4）倒掉染液，用PBS洗净（注意避光），加入500μLPBS溶液，倒置荧光显微镜下观察并拍照。
五、实验结果与分析1.观察：实验开始前镜检：细胞贴壁较多，细胞有的仍呈不规则状，有的细胞已皱缩，还有一些细胞呈圆形浮在培养基中，核质分界不明显。
可以看到有的细胞处于裂解状态。
染色后：由于DAPI染料只对核进行染色，所以在紫外下只可见核的结构。
视野里最多的是正常细胞，其特点是染色质均一且核表面光滑，说明凋亡是不同步的。
凋亡各时期的细胞也都可见，其主要特点是染色不均一。
凋亡前期和中期的细胞较多。
很少看到凋亡末期的细胞，除了这个时期细胞较少外，还可能因为在前期操作中很多凋亡小体被洗掉了。
而且有的细胞在正常光下观察是明显的裂解状态，但是到紫外光路下就变得很不明显了。
另外，可以看到很多分裂期的细胞，其特点为染色深，细胞核染色质浓缩，但是看起来较均一，往往有对称性，特别是分裂末期的细胞两个子细胞会靠在一起。
细胞凋亡调控实验报告
细胞凋亡调控实验报告摘要：本实验旨在研究细胞凋亡的调控机制。
通过利用细胞凋亡诱导剂和抑制剂，观察细胞的凋亡程度，并分析与调控相关的细胞信号通路。
实验结果表明，细胞凋亡受许多因素的调控，其中包括内源性信号分子以及外界的刺激因素。
了解细胞凋亡的调控机制对于疾病的治疗具有重要意义。
引言：细胞凋亡是一种机体自身调节的程序性细胞死亡方式，它在正常生长发育和维持组织稳态等过程中起着重要作用。
细胞凋亡的调控机制涉及到多种信号通路和因子的参与。
本研究旨在通过实验方法探究细胞凋亡的调控机制，为进一步理解该过程提供理论基础。
材料与方法：1. 细胞培养：使用细胞株X，按照常规培养条件进行细胞培养，使其处于对实验影响较小的状态。
2. 细胞凋亡诱导剂处理：将细胞株X分为实验组和对照组，实验组细胞接受细胞凋亡诱导剂处理，对照组细胞不接受任何处理。
3. 细胞凋亡抑制剂处理：在进一步实验中，对实验组细胞接受细胞凋亡抑制剂处理，观察细胞凋亡程度的变化。
4. 细胞凋亡检测：使用荧光染料或特定抗体对细胞进行染色，观察凋亡细胞的形态学变化以及分析凋亡相关蛋白的表达情况。
5. 数据统计与分析：对实验结果进行统计学分析，计算凋亡率以及相关数据的差异。
结果与讨论：通过细胞凋亡诱导剂处理后，观察到实验组细胞的形态学变化与对照组细胞明显不同。
实验组细胞出现典型的凋亡特征，如细胞体积缩小、核染色质浓缩等。
同时，凋亡相关蛋白的表达水平也发生了显著变化，如细胞色素c的释放和半胱氨酸蛋白酶的活化等。
这些结果表明，细胞凋亡诱导剂能够有效诱导细胞发生凋亡。
进一步实验中，我们加入了细胞凋亡抑制剂，旨在验证细胞凋亡的可逆性。
实验结果显示，接受细胞凋亡抑制剂处理的细胞，相比于未经处理的实验组细胞，其凋亡程度显著降低。
这表明细胞凋亡的发生是可以被逆转的。
进一步的研究发现，细胞凋亡抑制剂通过抑制凋亡信号通路中的关键因子起到了抑制细胞凋亡的作用。
综合实验结果和讨论，我们可以初步了解细胞凋亡调控的机制。
细胞的分化刺激与凋亡检测实验报告(一)
细胞的分化刺激与凋亡检测实验报告(一)
细胞的分化刺激与凋亡检测实验报告
引言
本实验旨在研究不同刺激条件下细胞分化和凋亡的变化情况。
通
过检测细胞分化和凋亡相关指标的变化，探究不同刺激对细胞的影响。
实验设计
本实验采用了以下实验设计：
1.细胞培养：使用适当培养基培养细胞，维持细胞生长状态。
2.分组设定：将细胞分为实验组和对照组，实验组接受特定刺激，
对照组不受刺激。
3.刺激处理：实验组接受特定刺激处理，如激素添加、药物处理等。
4.取样检测：在一定时间内，对实验组和对照组分别进行取样，检
测分化和凋亡指标。
实验结果
根据实验数据分析，得到以下结果：
•实验组细胞分化指标的变化情况：（列出细胞分化相关指标的变化情况）
•实验组细胞凋亡指标的变化情况：（列出细胞凋亡相关指标的变化情况）
•对照组细胞的分化和凋亡情况：（列出对照组细胞的分化和凋亡情况）
结果分析
根据实验结果，可以得出以下结论：
1.特定刺激条件下，细胞分化指标发生明显变化，表明该刺激对细
胞分化具有影响。
2.特定刺激条件下，细胞凋亡指标发生明显变化，表明该刺激对细
胞凋亡产生作用。
3.对照组细胞的分化和凋亡情况稳定，表明实验结果具有可靠性。
结论
本实验证明了特定刺激条件对细胞分化和凋亡产生影响。
通过检测细胞分化和凋亡相关指标的变化，可以对细胞的响应机制和生命活性进行深入研究。
参考文献
•[引用的参考文献1]
•[引用的参考文献2]
•[引用的参考文献3]。
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实验七、Hela细胞凋亡诱导及检测
一、实验目的
学习细胞凋亡诱导及检测。
二、实验原理
1.细胞凋亡是多细胞有机体为调控机体发育，维护内环境稳定，由基因控制的细
胞主动死亡过程，是细胞衰老自然死亡的主要方式之一，是一种自然的生理学
过程。
与细胞坏死不同，不会引起炎症反应，不释放细胞内容物。
2.DAPI是一种荧光染料，它可以与DNA双螺旋的凹槽部分发生相互作用，从而与
DNA紧密结合，可在紫外下激发蓝光。
三、实验材料
8.8mol/L的H2O2溶液，甲醇，PBS溶液，10μg/mL的DAPI染液
四、实验步骤
1.细胞传代（上一次实验完成）
2.凋亡诱导
1)取做H.E染色的小皿，加H2O2溶液150μL使终浓度为0.8mol/L
2)24小时后收集细胞进行染色和形态学观察。
3. 染色
1）收集细胞，观察，贴壁细胞较多，直接用PBS溶液洗
2）吸出洗液，加入500μL甲醇，室温固定10min
3）倒掉甲醇，PBS洗净，加500μLPBS溶液和50μLDAPI母液，于37℃染色10min
4）倒掉染液，用PBS洗净（注意避光），加入500μLPBS溶液，倒置荧光显微镜
下观察并拍照。
五、实验结果与分析
1.观察：
实验开始前镜检：
细胞贴壁较多，细胞有的仍呈不规则状，有的细胞已皱缩，还有一些细胞呈圆形浮在培养基中，核质分界不明显。
可以看到有的细胞处于裂解状态。
染色后：
由于DAPI染料只对核进行染色，所以在紫外下只可见核的结构。
视野里最多的是正常细胞，其特点是染色质均一且核表面光滑，说明凋亡是不同步的。
凋亡各时期的细胞也都可见，其主要特点是染色不均一。
凋亡前期和中期的细胞较多。
很少看到凋亡末期的细胞，除了这个时期细胞较少外，还可能因
为在前期操作中很多凋亡小体被洗掉了。
而且有的细胞在正常光下观察是明显
的裂解状态，但是到紫外光路下就变得很不明显了。
另外，可以看到很多分裂期的细胞，其特点为染色深，细胞核染色质浓缩，但是看起来较均一，往往有对称性，特别是分裂末期的细胞两个子细胞会靠在
一起。
2.照片及分析：
Control:对照组的细胞核形态正常，表面光滑，染色质均一。
Stage Ⅰ：凋亡前期的细胞染色质凝集化，可以看到染色不均一，细胞核形态发生变化，表面不再光滑，核轮廓不规则。
Stage Ⅱa ：凋亡中期细胞核固缩，染色体凝集化边缘化，细胞核仍然形状不规则。
Stage Ⅱb ：凋亡后期核崩解，成为碎片，可以看到颗粒状的染色体碎片，它们会形成凋亡小体。
六、 讨论
1. 细胞凋亡的意义
确保正常生长、发育（如胎儿发育中指间蹼的消失），维持内环境稳定，发挥积极地防御功能
2. 区分凋亡、坏死
从形态学上区分：主要区别在于凋亡细胞膜完整直到形成凋亡小体且不释放细胞内含物；坏死细胞细胞膜破损且释放内容物
从信号通路区分：线粒体内凋亡信号入核，引发核内调控细胞凋亡的基因表达；细胞坏死则没有准确的信号通路
3. 荧光显微镜下区分凋亡和分裂细胞
分裂细胞两个大小基本一致，最重要的是核均匀
凋亡细胞核不均匀
4. 凋亡细胞特点
图1 Hela 细胞凋亡过程中核染色质的形态学变化DAPI 染色（图片来自我拍的照片，用photoshop 把不同凋亡时期的不同细胞放在了一张图里以便观察。
） control Stage Ⅰ
Stage Ⅱa Stage Ⅱb
细胞空泡化，体积缩小。
早中期：核固缩，核轮廓不规则，有深染区域
后期前期：出芽，染色体凝集化边缘化
后期：核崩解，成小碎片，被膜包围形成凋亡小体
5.本次实验应该注意的地方
1）由于会发生荧光淬灭，加入DAPI染色后要尽量避光操作；在显微镜下观察拍照时，要先用可见光找到细胞，再转换到紫外光拍摄，因为紫外对荧光的
淬灭效果比可见光强很多
2）实验要求设置阴性对照，不然无论什么结果都无法说明问题，由于材料有限，我们的阴性对照是由一位同学完成的
3）每一个步骤后都要PBS洗掉上一步的试剂，避免对下一步的影响。
4）在显微镜下观察时要操作迅速，因为细胞会变干而发生改变，而且紫外照射过久发生荧光淬灭也不不利于观察
七、实验小结
这次的实验其实是三天完成的，第一天传代，第二条诱导，第三天染色及观察，每
一次的操作都会对后续实验有所影响。
比如第一天传代的时候如果能做得比较好，
得到细胞较多，在染色时可见较多贴壁细胞，就可以省去很多离心的步骤，使实验
变得简单。
诱导的操作很简单，但是要理解它的意义，首先，细胞凋亡分自发凋亡
和诱导凋亡，诱导凋亡又有物理、化学、生物诱导之分，我们采取的是化学诱导法，即利用化学试剂双氧水进行凋亡诱导；然后，我们在诱导后24小时染色观察，这个时间是经过大量对照的实验得出来的，凋亡并不是同步的，但是在24小时，已经有很多细胞处于凋亡状态，足以观察。
染色有两种方案，如果贴壁细胞多就可以直接
在平皿中进行，如果较少则需胰酶处理后经多次离心再染色制片，前者简单但是对
试剂的消耗较大，后者复杂但是更节约试剂。
染色要求我们对染料有基本的认识，
DAPI染料会发生荧光淬灭，所以要注意避光，另外，它是一种很强的染料，所以不用担心放得太久会褪色（和H.E染色不同），知道这些在操作中便更清楚哪些是要小心地，哪些是不用担心的。
八、参考资料
细胞生物学实验指导王宏英、吴逸、常智杰、王伟 2007。