动物实验基本训练
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
动物实验的基本操作
动物实验的基本操作（动物的捉拿与给药方法）小鼠捉拿法有二种：一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
大鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部，将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。
捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
家兔捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。
轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。
猫捉拿时先轻声呼唤，再慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一手抓其背部。
如遇凶暴的猫，不让接触或捉拿时，可用套网捉拿，必要时可用固定袋将猫固定。
实验动物的给药方法1．灌胃法小鼠灌胃法将小鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。
右手持灌胃针管从小鼠口角插入口腔内，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2~3cm 后，如此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。
如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
兔灌胃法用兔固定箱，可一人操作。
右手将开口器固定于兔口中，舌压在开口器下面，左手将导管经开口器中央小孔插入。
如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。
另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。
插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。
如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。
如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
实习二 动物实验的基本操作技术
实习二动物实验的基本操作技术一、实训目的：掌握常用实验动物的捉拿、保定方法，为临床诊疗工作打下基础。
二、器材准备：灌胃导管，一次性注射器，小鼠灌胃器，药勺，酒精棉球，脱脂棉，生理盐水，实验动物（家兔、小白鼠）三、方法步骤1、兔的捉拿和保定方法：连同耳部抓取兔颈背部毛皮一起提起，然后用另一只手托住兔臀部使其体重主要落在这只手上。
兔一般不咬人，但其爪锐利，当挣扎时，极易抓伤操作人员，故应防避其四肢的活动。
另外，不能只提兔双耳或双后腿，也不能仅抓腰、提背部皮毛，以避免造成耳、肾、颈椎的损伤或皮下出血．麻醉后的兔的保定一般采用盒式保定架或台式保定架，这类保定方法适用于采血、注射、外科手术等。
绑缚兔四肢时，应将粗棉带打成活结，不能系死结，以免在紧急情况下迅速松绑困难，造成动物四肢骨折或其它部位的损伤。
上图家兔抓取方法中，1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。
颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
附：毛巾保定法（1）将兔置于一条大毛巾的中央，用毛巾的一角确实地裹住兔的颈部和一条前腿，用毛巾的另一角再确定裹住兔。
只把头留在外面2.小鼠的捉拿、保定捉拿小鼠的方法是，从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起，放在笼盖（或表面粗糙的物体）上，轻轻向后拉鼠尾，在小鼠向前挣脱时，用左手（熟练者也可用同一只手）拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。
这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。
如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时，就必须要固定小鼠。
使小鼠呈仰卧位（必要时先进行麻醉），用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。
如若不麻醉，则将小鼠放人保定架里，固定好保定架的封口。
注意事项：抓取实验动物时注意安全，不要被动物咬伤。
实验动物培训计划
实验动物培训计划一、背景近年来，实验动物在科研和医学领域发挥着重要作用。
然而，一些实验动物在实验室中未能得到良好的培训和照顾，导致它们的质量和数量不断下降。
为了提高实验动物的质量和数量，我们需要设计一套完善的培训计划，以帮助实验动物获得更好的训练和照顾。
二、培训目标1. 提高实验动物的智力和行为水平。
2. 提高实验动物的生存能力和适应能力。
3. 提高实验动物的适应性和稳定性。
4. 加强实验动物和人类的互动和合作。
三、培训内容1. 基本行为训练：包括走路、跑步、跳跃等基本动作。
2. 智力训练：包括迷宫、解谜、认知等。
3. 适应性训练：包括重复性环境、异物接触等。
4. 互动训练：与人类进行互动和合作。
5. 身体训练：包括游泳、爬行等。
四、培训方法1. 正向强化法：通过奖励实验动物的好行为，来增强其学习和行为。
2. 负向强化法：通过惩罚实验动物的不良行为，来减少其不良行为。
3. 观察学习法：通过观察其他实验动物或人类的行为，来学习和模仿。
4. 运动训练法：通过运动训练来提高实验动物的身体素质。
五、培训计划1. 培训前期：了解实验动物的基本信息，包括性格、习性和健康状况。
2. 初步阶段：进行基本行为训练和智力训练。
3. 中期阶段：进行适应性训练和互动训练。
4. 后期阶段：进行综合训练和检测评估。
六、培训评估1. 培训效果：对实验动物进行定期评估，了解其培训效果和进度。
2. 培训成绩：根据实验动物的表现，对其进行成绩评定。
3. 培训反馈：根据评估和成绩，制定相应的培训反馈和改进计划。
七、培训保障1. 安全保障：确保培训过程中实验动物的安全和健康。
2. 环境保障：提供良好的培训环境，确保实验动物的健康和舒适。
3. 营养保障：提供充足的营养，确保实验动物的身体健康和生长发育。
八、培训效果1. 提高实验动物的智力和行为水平。
2. 提高实验动物的生存能力和适应能力。
3. 提高实验动物的适应性和稳定性。
4. 加强实验动物和人类的互动和合作。
动物实验基本操作技术新
2. 家兔
• 一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部 或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。
兔手术固定台
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药：家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射
2. 摄入法给药： 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药
摄入法给药
• 自动口服给药 • 强制灌胃给药：大鼠 小鼠 家兔 • 经直肠给药
手术剪
用于剪线和剪开、分离组 织。有直、弯、尖头、圆 头、大、小之分，根据不 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
动物实验基本操作技术
实验动物的捉拿和固定方法 实验动物的给药方法 实验动物的麻醉方法 实验动物的编号方法 实验动物的去毛方法 实验动物的取血方法 实验动物的处死方法
一、实验动物的捉拿和固定方法 1. 小鼠
捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面 或鼠笼上， 在其向前爬行时，右手向后拉尾，用左手拇指 和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其固定于左手手 心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢，右手即可 作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小 鼠固定在金属或木制的固定器上。
管里的药全部冲入胃内，以保证灌入 药的剂量准确。灌胃完毕后，先退出 胃管，后退出开口器。
兔灌胃法
关键词：固定，插入（沿上颚壁），检查
家兔耳缘静脉注射
• 将动物固定于实验台上， 剪去耳缘部位的被毛，用 乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉 即清晰可见。用左手食指 和中指夹住静脉近心端， 拇指和小指夹住耳缘部分， 以左手无名指和小指放在 耳下作垫，待静脉充盈后， 右手持注射器使针头尽量 由静远心端刺入，顺血 管方向平行、向心端刺入 约1cm。
机能学实验-动物实验技术操作训练
通过参与实验，培养学生对科学研究的兴趣和热情，激发他们的创新思维。
实验步骤简介
1
步骤一
准备实验材料和设备，确保实验环境的安全和准备工作的完善。
2
步骤二
对选择的动物进行充分的饲养和观察，了解其生理特征和行为习性。
3
步骤三
进行实验操作训练，掌握实验过程和技术要点。
动物选择与养护
选择合适的实验动物
实验技术
掌握实验中常用的技术设备 和仪器的使用，如显微镜、 离心机、试管架等。
安全操作
了解实验中的安全操作规程 和注意事项，保证实验操作 的安全和无风险。
实验数据收集与分析
数据收集 数据分析
记录观察结果和实验数据，整理和归纳数据， 准确采集实验结果。
运用统计方法和数据分析工具，对实验数据进 行处理和解读，得出科学结论。
风险与伦理考虑
安全风险
评估实验过程中的各项风险，并采取相应的安全措施，确保实验操作的无风险。
伦理问题
遵循科学伦理原则，对动物福利和实验过程中可能涉及的伦理问题进行综合考虑。
结论与展望
总结实验结果和研究成果，讨论实验的局限性和改进之处，并展望未来的研究方向和应用价值。
机能学实验-动物实验技 术操作训练
介绍机能学实验的重要性，以及动物实验技术操作训练的目的和益处，让学 生了解实验的基本概念和技能。
实验目的
1 深入理解机能学
通过动物实验，学会运用实验技术来验证和应用机能学的理论知识。
2 提升实验操作技能
通过实践，培养学生的实验操作能力，并增强他们的实践能力和综合素质。
根据实验需求和研究目的，选 择适合实验的动物种类，如实 验鼠。
科学养护动物
机能学实验动物实验技术操作训练
农业研究
实验动物的实验技术操作在农业研 究中发挥重要作用，提高农作物产 量和质量。
示范训练
通过示范给实验动物展示正确的 操作技巧，并引导其模仿学习。
实验动物的实验技术操作要点
准备工作
提前准备好所需的实验器材和 试剂，确保实验环境整洁。
操作技巧
掌握正确的实验技术操作方法 和手法，确保实验结果的准确 性。
数据记录
及时和准确地记录实验过程中 的数据和观察结果，方便后续 分析和研究。
实验动物的实验技术操作细节
实验环境 实验操作 实验安全
保持稳定的温度和湿度，避免对实验动物造成影响。
操作步骤要清晰明确，注意操作顺序和时间。
采取必要的安全措施，确保实验过程中不会对实验 动物和操作人员造成伤害。
实验动物的安全与伦理问题
1 伦理审查
2 合法性认证
3 保护动物权益
进行实验前，需要经过伦理 审查，确保实验符合伦理要 求。
机能学实验动物实验技术 操作训练
探索机能学实验动物的世界，深入了解实验动物的意义和培养方法，学习实 验技术操作的要点和细节。
机能学实验动物的意义
机能学实验动物是通过进行实验研究来深入了解生物体的生理和生化机制，为科学研究和医学发展提供重要的支持。
实验动物的选择与饲养
1
提供良好的饲养环境
2
确保实验动物的饲养环境符合规范，提供充
足的饲料和清洁的水源。
3
选择适合的实验动物
根据实验的研究目的和需要选择合适的实验 动物。
关注实验动物的福利
采取有效措施保护实验动物的福利，确保其 健康和幸福。
实验动物的操作训练方法源自渐进式训练采用渐进式的方法，从简单到复 杂，逐步培养实验动物的操作能 力。
常用动物实验操作指南
常用动物实验操作指南一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部，将小鼠提起，放在鼠笼盖上或其他粗糙表面。
- 当小鼠试图抓住粗糙表面时，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住小鼠背部皮肤及尾部，将小鼠固定成头部向上的直立位。
- 原因：抓住尾巴提起小鼠是为了能够将其从饲养环境中移出，而后续的固定方式可以限制小鼠的活动，避免被咬伤，同时方便进行各种操作，如注射等。
这种固定方式能够稳定地控制小鼠的身体，保证操作的准确性。
2. 固定。
- 如需进行尾静脉注射等操作，可将小鼠放入专门的小鼠固定器中，固定器可调节大小以适应不同体型的小鼠，固定器上有开口以便露出尾巴等部位进行操作。
- 对于一些简单操作如灌胃，也可以由一人用上述抓取方法固定小鼠，另一人进行操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在较粗糙的平面上。
- 然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会用力挣扎和咬伤实验者），从大鼠背部抓住其肩部和颈部皮肤，将大鼠固定。
- 原因：大鼠力量较大，戴手套是为了保护实验者。
先抓尾巴提起是为了便于后续的抓取固定操作，从背部抓住肩部和颈部皮肤可以有效限制大鼠的活动，使其头部和身体得到控制，便于进行实验操作。
2. 固定。
- 对于需要长时间操作的情况，可将大鼠放入大鼠固定架中，固定架可以固定大鼠的四肢，使大鼠呈仰卧或俯卧位，根据实验需求调整。
- 在进行一些短期操作如皮下注射时，可由实验者用上述抓取方法固定大鼠，助手协助进行操作。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 小鼠灌胃。
- 准备合适的灌胃针（一般为1 - 2ml注射器连接特制的灌胃针头）。
- 将小鼠固定如前所述，使小鼠头部向上。
- 灌胃针从小鼠嘴角插入口腔，沿上腭后壁轻轻推进食管，插入深度约为3 - 4cm（根据小鼠大小调整）。
- 缓慢推动注射器活塞，将药物注入食管，然后缓慢拔出灌胃针。
动物实验的基本操作方法
观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。
四、实验动物的给药途径和方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）经口给药 （七）其它途径给药
1．呼吸道给药 3．脊髓腔内给药 5．脑内给药 7．关节腔内给药
静脉注射（iv） 小鼠一般采用尾静脉注射 1、固定：用小鼠固定器将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功 的第一步。 2、血管的选择：小鼠尾部有三条静脉，左右两边的静脉比较浅，容 易穿刺；中间一条位置较深，建议不选择。穿刺先远后尽，不要一开 始就从尾根部，这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血 管。选择尾下1/4-1/3处比较好（约距尾尖2-3cm，因为尾梢端皮薄静 脉浅，易于刺入；但不可离尾尖太近，防止尾巴碎断或不好固定）。 一般用75%酒精反复擦拭穿刺血管，使其充盈，并且使皮肤角质层软 化，利于穿刺。或者在注射之前用约50度温水泡大约2分钟，使血管 充分舒张，用干棉球擦干。或者直接用手握住尾巴，用手心的温度使 其血管充盈。
硫喷妥钠 氯醛糖
乌拉坦
狗、兔
大小鼠、豚 鼠
狗、兔 大白鼠 小白鼠
兔 大白鼠
兔 大小鼠
蛙 蟾蜍
给药方法
静脉 腹腔
腹腔
静脉 腹腔 腹腔 静脉 腹腔 静脉 皮下或肌肉 淋巴囊注射 淋巴囊注射
剂量(mg/kg)
常用 浓度%
维持时间
30 40-50
40-50
3 2-4小时中途加上1/5 3 量，可维持1小时以
戊巴比妥钠(sodium pentobarbital)在实验中最为常用。该品为白色粉 末，常配成1％-3％水溶液由静脉或腹腔给药。一次给药麻醉的有效作用 时间持续为3-5 h，属中效巴比妥类。配成2%水溶液腹腔注射，注射体 积为BW（g）*3ul。静脉注射时，前1/3剂量可快速注射，以快速度过 兴奋期；后2/3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌肉紧张状态、呼 吸频率和深度及角膜反射。
动物实验技术操作训练
③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。
④在气管软骨环之间进行结扎，并将棉线固定于插管分叉 处。
(3)注意事项
①颈部皮肤切口，皮下组织和颈前肌肉群的分离均在一 定要沿正中线进行。
②分离肌肉时，要顺着肌肉的走向钝性分离，而且动作 须轻柔，止血钳插入不宜过深，以防损伤深层的食管和血 管。
(视频)
(1)输尿管插管操作要点：
①在耻骨联合上方备皮，做一3~5cm的切口，沿腹白线 打开腹腔，暴露膀胱，将膀胱向下方翻开，可见白色输尿 管。
②游离输尿管，下方穿2根线，在入膀胱处用一细线结 扎输尿管，另一细线打松结备用。
③待输尿管充盈后，在结扎处前方的管壁上剪一楔形小 口（小于管径1/2），从此孔向肾脏方向插管，固定。
2020/11/5
谢谢观赏！
①暴露神经的手法。 ②仔细辨认神经，用玻璃分针轻轻分离神经。 ③分离神经的先后顺序。
(视频) (1)颈总动脉插管术操作要点：
①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。
②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。
③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心 一侧剪开管壁的1/3。
④插管前导管和压力换能器的肝素化。
图3 家兔耳缘静脉(红色箭头)
(1)助手按下图的方式将家兔固定
助手的一侧上肢弯 曲与同侧的躯干夹住家 兔的后半部位，同时该 侧的手托住家兔的腹部 ，另一只向上抓住家兔 的颈背部。
图4 家兔耳缘静脉麻醉前固定
(2)注射方法(视频) 静脉穿刺意外(视频)
图5 家兔耳缘静脉注射方法
(3)耳缘静脉注射要点：
[实验器材和药品]
1.器材： 兔手术台、哺乳类手术器械一套、三通、动
动物实验的基本操作
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。
掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。
图5-1 图5-22. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。
用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
图5-4图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。
抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
动物实验操作基本方法_OK
2021/8/29
18
4
腹主动脉采血
• 方法：动物要麻醉后进行，用针管在腹主动脉分 叉处，与血管平行刺入。
• 对象：大、小鼠等。
• 特点：需要血量较大，且不需要继续保存动物生 命时用本法。
2021/8/29
19
5
心脏采血
• 方法：将动物背位固定，在左胸第2至第4肋间剪毛一块，用碘酒和酒精消毒。然
33
• 随机区组分组
•
随机区组分组是按照一定条件，将几个条件相同的试验对象分为一个区组，然后在每个区组内部
按随机化原则，将每个对象分配到各组。
• 例：将SD大鼠32只，体重180g～220g,按体重大小配成8 个单位组,每个单位组中的4 只大鼠随机分 配接受A、B、C、D 4 种处理,试给出随机化分组的结果
苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘静脉或以刀片在血管上切一小 口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口， 以待止血。如一时不易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。
• 对象：犬——在前肢静脉、后肢小隐静脉采血；小型猪——为耳大静脉、后肢静
脉
• 特点： 。 采血量较大，继续保存动物生命
• 对象：大、小鼠等。
• 特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白 鼠），避免动物死亡。
2021/8/29
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断头采血
• 方法：左手以拇指和食指保持动物的头颈部，使 其头略下倾，右手持剪刀猛力剪断鼠颈，让血液 滴入盛器。
• 对象：大、小鼠等。
• 特点：需要血量较大（小白鼠可采血0.8～1.0ml， 大白鼠可采血5.0～8.0ml） ，且不需要继续保存动 物生命时用本法。
小鼠基本操作训练
小鼠基本操作训练一、小鼠的抓取与固定一般小鼠不会咬人，但抓取时动作也要轻缓。
先用右手抓住鼠尾提起，放在实验台等粗糙表面，在其向前爬行时，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤。
然后将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，用左手的无名指及小指按住尾巴和后肢，前肢可用中指固定，即可作注射或其他实验操作。
二、染色法①、涂染红色：0.5%中性红或品红溶液。
②、涂染黄色：3～5%苦味酸溶液。
③、黑色：煤焦油的酒精溶液。
④、涂染咖啡色：2%硝酸银溶液。
三、采血1、尾静脉取血剪尾或切破鼠尾静脉采血：使鼠尾静脉充分充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉知即可流出，用手轻轻从尾根部向尾尖部挤几下，可以取到数滴血。
2、断头用大鼠断头器或粗剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，实验者立即将鼠颈向下，提起动物，对准准备好的容器，鼠血即可从颈部滴入容器内。
3、心脏左手固定鼠，在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取注射器选择心搏最强处穿刺。
4、颈静脉作一般颈外静脉分离手术。
颈静脉暴露楚后，用注射器针头沿静脉平行方向刺入，抽取所需血量，采用此法取血，体重20克的小鼠可取0.6ml左右，体重300克的大鼠可取血8ml 左右。
四、给药方法1．小鼠灌胃给药将喂管顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约3cm。
其要点在于动物要固定好，头部和颈部保持很平；进针方向正确，一定要沿着右口角进针，再顺着食管方向插入胃内，决不可进针不顺硬向里插，否则会注入肺内，造成死亡。
2．注射给药（1）皮下注射给药作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸。
注射量约为0.1-0.3ml/10g体重。
（2）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
用药量不超过0.1ml/10g体重。
(3)静脉注射给药用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾部血管扩张的目的. 以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉更为充盈, 右手持4号针头注射器,使针头与静脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4处进针, 注射量为0.05-0.1ml/10g体重。
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（七）急性动物实验常用手术方法
1. 肌肉、神经和血管的分离
（1） 肌肉组织: 顺肌纤维方向作钝性分离。肌 肉组织内含有小血管，若需切断，应事先用 止血钳作双重钳夹，结扎后才可剪断。
（2） 神经和血管: 玻璃分针顺着血管或神经走 向分。分离手术完成后用浸有温热生理盐水 纱布盖在切口上。
（七）急性动物实验常用手术方法
（七）急性动物实验常用手术方法
（2）颈总动脉插管术
测量动脉血压或放血。呈红色较大的血管， 手触之有搏动感。沿血管走行方向分离出颈 总动脉，长约1.5~2.0 cm ，在其下穿两根丝 线备用。在颈总动脉的远心端结扎，近心端 用动脉夹夹住动脉，用眼科剪将动脉剪一与 血管呈 45 ℃角的向心切口，将动脉套管由切 口向心脏方向插入动脉内，结扎、打结固定、
2. 颈部手术与插管 将实验动物麻醉，仰卧固定，剪去颈部的
毛；用手术刀沿颈部正中线在甲状软骨与胸 骨之间作一切口（ 5~7 厘米）
（1）气管插管术 将左右胸骨舌骨肌向两侧拉 开，穿棉线备用。在甲状软骨下 0.5~1cm 将 气管横向剪开；再向头端作一小纵切口，呈 倒“ T ”形；将气管套管向心端插入气管腔内， 结扎并将结扎线固定于“ Y ”形气管插管分叉 处。
四、实验器械的使用方法
7. 动脉夹: 夹闭动脉 8. 其它: 手术灯、注射器、烧杯、动脉套管、
静脉插管、丝线等。
四、实验器械的使用方法
（一）常用的手术器械及使用方法
（二）手术器械的维护方法： 必须按各种手术器械的用途使用，如手术
剪仅用来剪组织或皮肤，切勿用来剪骨或其它 物品。
手术后必须将各种器械洗净，用小刷子将 齿间血块清除，然后用干布将其擦干。
打开动脉夹。
分 离 颈 总 动 脉
（七）急性动物实验常用手术方法
（3）颈浅静脉插管术
用于注射、取血、输液及中心静脉压测量。
颈浅静脉位置浅，位于颈部皮下。颈部正 中切口，在胸锁乳突肌外缘即可见呈暗紫色 的粗大血管—颈浅静脉。用止血钳沿血管走 向将静脉周围的组织轻轻钝性分离，穿两根 细丝线备用。将导管或静脉套管插入（与颈 总动脉相似）。如测量中心静脉压，插入导 管 5cm ，此时导管口在上腔静脉近右心房入 口处。
四、实验器械的使用方法
4. 止血钳（血管钳）：有直、弯、带齿、蚊 式钳。用于分离组织、夹住出血的血管。浅 部止血——直钳，深部——弯钳，精细手术 或细小的出血点——蚊式钳。
5. 持针器:夹持缝针进行缝合。夹在针的 中 1/3 和后 1/3 交界处为宜。
6. 缝针: 直针和弯针（圆形或三角形） 圆针：肌肉、腹膜、胃肠道 弯三角针：皮肤、坚硬组织缝合。
➢ 拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、 小白鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指 将局部被毛拔去，以利操作。
（四） 实验动物给药途径和方法
1. 皮下注射
2. 皮内注射
3. 肌肉注射
4. 腹腔注射
5. 静脉注射
6. 经口给药
7. 其它途径：
皮肤、脑内、直肠内、关节腔内
（五）实验动物的麻醉
1. 常用的麻醉剂 ①挥发性麻醉剂 ②非挥发性麻醉剂：20%氨基甲酸乙酯（乌拉坦） ③中药麻醉剂。
2. 动物的麻醉方法 ① 全身麻醉 （1）吸入法 （2）腹腔和静脉给药麻醉法 ② 局部麻醉 ③ 麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温来自（六）实验动物采血方法
兔采血法 1、耳静脉采血 2、心脏取血 3、颈动-静脉取血 4、股动-静脉取血
（七）急性动物实验常用的手术方法
➢ 急性动物实验中常以血压、心率、呼吸等为 指标，以静脉注射、放血等为实验方法。
动物实验基本训练
病理生理学
阎春玲 人体机能学实验室
一、目的要求
了解病理生理学实验课的特点 掌握实验的基础知识和基本技能 掌握各种实验器械的使用方法
二、注意事项
1. 遵守实验室守则，不准迟到早退，不准 大声喧哗
2. 穿隔离衣，不准穿拖鞋 3. 分组实验，选出小组长 4. 实验结束后处死动物，打扫卫生
五、撰写实验报告
1. 题目 2. 实验目的 3. 实验原理 4. 实验动物及主要实验用品 5. 实验步骤（简要） 6. 实验结果 7. 实验结果分析 8. 结论
思考问题？
家兔耳缘静脉注射需要注意 哪些方面？ 动脉和静脉插管再实验中的 用途主要有哪些?
Thank you
（二） 实验动物编号标记方法
➢ 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、 号牌等方法。
1. 颜料涂染
➢ 这种标记方法在实验室最常使用，也很方 便。
➢ 编号的原则：先左后右，从上到下。
2. 烙印法
➢ 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签 蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹， 烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
（八）实验动物的处死方法
1. 蛙类 金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊椎。
2. 大鼠和小鼠 ①脊椎脱臼法；②断头法； ③急性大失血法；④化学致死法。
3. 狗、猫、兔、豚鼠 ①空气栓塞法；②急性失血法； ③破坏延脑法；④开放性气胸法； ⑤化学药物致死法。
四、实验器械的使用方法
（一）常用的手术器械及使用方法
3. 号牌法
➢ 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大 动物可系于颈上。
➢ 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记， 只记录它们的外表和毛色即可。
（三） 实验动物被毛的去除方法
➢ 剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部 位的被毛。
➢ 脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被 毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动 物局部皮肤血液循环和病理变化。
1. 手术刀 较大切口可采用拇指与中指、无名指夹
住刀柄两侧，食指压于刀背上； 小切口或作细微的切割，采用执钢笔式
的执刀法。 手术后将刀片拆下洗擦干净单独保存。
四、实验器械的使用方法
2. 剪刀 粗剪刀：皮、毛、骨 手术剪：肌肉、组织器官、线、纱布 眼科剪：神经、血管
3. 镊子 无齿镊（解剖镊）：神经、血管、肠壁或 其它脏器。 有齿镊（外科镊）：夹持较大或较厚的组 织，如皮肤、皮下组织等 眼科镊：夹持较小的组织，如神经、血管