动物实验技术2

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注意要点：
① 动物要固定好； ② 头部和颈部保持平展； ③ 进针方向正确； ④ 一定要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内
⑤ 决不可进针不顺就硬向里插，灌胃针可用 12 号
注射针头自制，磨钝针尖再稍弯曲，即成灌胃针， 针长 5cm～7cm，直径 0.9cm～1.5cm，连接于 1mL～ 2mL的注射器上即成灌胃器。
用左手拇指和食指抓住颈背侧的皮肤，手掌成 杯状紧握鼠背使得腹部皮肤伸展，同时用小指压住 尾根，固定好动物。使小鼠腹部抬高，右手将注射 器针头( 5 号)刺入皮肤。距下腹部腹中线稍向左或 右 1mm 的位臵30°进针。针头到达皮下后，继续向 前进针 3mm～5mm，以 45°刺入腹肌，针尖通过腹 肌后抵抗力消失。固定针尖，缓缓注入药液。为避 免刺破内脏，可将动物头部放低，尾部提高，使脏 器移向横膈处。 小鼠的一次注射量为 0.1～0.2mL/10g体重
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麻 醉 时
静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜 反射和对皮肤疼痛的反应，当这些活动明显减弱或消 失时，要立即停止注射，并进行抢救。
麻 醉 后
① 采取保温措施。在麻醉期间，动物的体温调节 机能受到抑制，会出现体温下降，影响实验结果 ② 必须保持动物气道的通畅和组织(眼球、舌、 肠等器官)的营养。 ③ 出现麻醉过深情况后，应立刻采取抢救措施。
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2.皮下注射 (s.c)
通常选用颈背部皮肤。操作时，先用酒精棉球消毒需
注射部位的皮肤，再将皮肤提起，使注射针头与皮肤成一 定角度刺入皮下。把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表
明已刺入皮下。然后轻轻抽吸，如无回流物就缓慢注射药
物。注射完毕后，缓慢拔出注射针，稍微用手指压一下针 刺部位，以防止药液外漏。
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4.肌肉注射 (i.m)
因小鼠肌肉较少，一般不作肌肉
注射。如实验必须作肌肉注射时，由 助手抓住小鼠两耳和头部皮肤，并提 起。操作者用左手抓住小鼠一侧后肢， 右手取连有 6 号针头的注射器，将针
头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
小鼠一侧后肢的用药量不超过 0.1mL。
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5.腹腔注射 (i.p)
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例：试算一体重为1.5 kg的家兔的体表面 积： 解：A=10.1(15002/3)/10,000
log A= log 10.1+2/3 log 1500－log 10000= －0.8783
A=0.1324 m2
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人或动物之间药物剂量的换算： 为使用方便，可按“mg/kg折算 mg/m2的转换因子”进行换算：
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由上表可见，按mg/kg剂量折算成等效
剂量，人为小鼠的1/12，大鼠的1/6，
家兔、猴的1/3，狗的1/2。
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一、小鼠的给药途径和方法
1.灌胃（i.g.）
方法
左手固定小鼠，右手持灌胃器，沿体壁用灌胃针测 量口角至最后肋骨之间的长度，作为插入灌胃针的深度。 然后经口角插入口腔，与食管成一直线，再将灌胃针沿 上腭壁缓慢插入食管 2cm～3cm，通过食管的膈肌部位时 略有抵抗感。如动物安静呼吸无异常，即可注入药液。 如遇阻力应抽出灌胃针重新插入。
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二、麻醉药物与麻醉剂用量
麻醉药物 挥发性麻醉剂 非挥发性麻醉剂
全身麻醉剂
局部麻醉剂
乙醚
氟烷
甲氧氟烷 氯仿
巴比妥类 水合氯醛
氯胺酮
普鲁卡因 利多卡因
的卡因
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全麻药物
乙醚：
强挥发性、易燃易爆，刺激性臭味。 乙醚是最常用的吸入麻醉剂，各种动物适用。 机制：抑制中枢神经系统。
特点：安全范围大，镇痛作用强，肌肉完全松 弛，对肝肾毒性小，麻醉分期明显，诱导期和苏 醒期较长。 副作用：局部刺激大，引起上呼吸道黏膜分泌 增加，导致呼吸道阻塞，可用阿托品对抗解救。
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全麻药物
水合氯醛：作用特点和巴比妥类相似。但 安全范围小，麻醉剂量和中毒剂量接近， 对皮肤和黏膜有较强刺激。
氯胺酮：常用其盐酸盐。
机制：阻断大脑联络途径。 特点：麻醉潜伏期短，麻醉维持期仅1020min，麻醉浅，安全性高，可重复给药。
副作用：兴奋心血管系统，使血压升高，心 率加快，偶尔引起呕吐。
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例： 如某利尿药给大鼠灌胃的有效剂量为 250 mg/kg， 试计算给狗灌胃的 试用剂量是多少？ 查表得：大鼠转换因子为 6,狗的转换因子为 19，按下式计算： 由小动物剂量（如大鼠）换算大动物（如狗）剂量： 狗试用剂量 （mg/kg） =大鼠剂量(mg/kg)(大鼠的转换因子/狗的转换因子) =250（6/19）= 85 (mg/kg) 由大动物剂量（如狗）换算小动物（如大鼠）剂量： 大鼠试用剂量 （mg/kg） =狗剂量(mg/kg)(狗的转换因子/大鼠的转换因子) =85（19/6）= 250 (mg/kg)
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的卡因/丁卡因/地卡因：是一种强效长时 间作用（2h以上）的局麻药。
化学结构和普鲁卡因类似，局麻作 用和毒性作用都比普鲁卡因强10倍，对 皮肤和黏膜穿透力强。
利多卡因：效力和穿透力比普鲁卡因强两倍，
用于表面、浸润、传导麻醉和硬脊膜外腔 麻醉——万能麻醉剂
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动物的给药途径与方法
在动物实验过程中，应根据不同的实验 目的、动物种类、药物类型来决定动物的给 药途径与方法。
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麻醉深度的判断指标
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三、复苏与抢救
呼吸停止 主要表现是胸廓呼吸运动停 止，粘膜发绀，角膜反射消 失或极低，瞳孔散大等。可 出现在麻醉的任何一期。
应用 5% CO2 和 60% O2 的混 合气体间歇人工呼吸，同时 注射温热葡萄糖溶液、呼吸 兴奋药、心脏急救药。 尼可刹米 戊四氮 美解眠
心跳停止
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全身麻醉注意事项
1. 动物应禁食，大动物禁食10 h～12 h，不禁水。 2.不能使用泻剂。因为泻剂可降低血液的碱储，从而增 加血流和组织的酸度，在麻醉和失血状况下，易发生酸 中毒，从而降低损伤组织的抗感染能力。 3.检查麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具 是否有破损 (漏气或堵塞 )，对过深麻醉的急救器材、药 品，也要准备齐全。 4.准确计算麻醉剂量。由于动物存在个体差异，对药物 的耐受性不同，体重与所需剂量并不成正比，所以介绍 的剂量仅供参考使用。 5.应考虑麻醉剂的纯度。麻醉剂的纯度直接影响麻醉效 果，往往使用同种同剂量的麻醉剂，国产的产品麻醉效 果往往不如进口的，实际使用中要注意增加剂量。
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给药方法
注射法 给药途径 皮 下 注 射 肌 肉 注 射 腹 腔 注 射 静 脉 注 射 心 内 注 射 脑 内 注 射 鼻 腔 内 投 入 气 管 内 投 入 胃 腔 内 投 入 肠 管 内 投 入 经 口 腔 投 入
投入法
胸 腔 内 注 射
腰 椎 内 注 射
关 节 腔 注 射
脑 膜 下 注 射
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症 状
方 法
药 物
局部麻醉
局部麻醉常用的方法是浸润麻醉。浸润麻醉是将麻 醉药物注射于皮肤、肌下组织或手术野深部组织， 以阻断用药局部的神经传导，使痛觉消失。
麻醉方法：
固定
皮试针头 皮内注射 打一皮丘
换局麻长针头，由皮点 进针，放射到皮点周围、 肌肉等要求麻醉的区域 都浸润到为止。
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局麻药物
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麻 醉 前
6.根据实验部位和种类，给动物脱毛。 7.犬、猪、猴等大动物可在麻醉前给予一些药物以 减少动物紧张，减少支气管分泌——麻醉前给药 阿托品：减少支气管和唾液腺分泌，防止气管阻 塞。副作用：加快心率。用量：肌肉或皮下注射 0.04mg/kg； 安定：产生镇静作用，加强麻醉效果，使骨骼肌 松弛。用量：2.5-5mg/kg； 吗啡：产生镇痛、镇静作用。副作用：抑制呼吸 中枢。用量：皮下注射1-2mg/kg，肌肉注射1020mg/kg。
动物的麻醉方法
实验动物的麻醉就是用物理的或化学 的方法，使动物全身或局部暂时痛觉消失 或痛觉迟饨，以利于进行实验。
人道主义的角度
——保护动物必须采取的措施。
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一、麻醉类型与麻醉方法
实验动物的麻醉类型
全身麻醉
局部麻醉
吸入麻醉
非吸入麻醉
小 鼠
豚 鼠
大 鼠
兔 子
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吸入麻醉
将挥发性液体麻醉剂或气体麻醉剂，经动物 呼吸道吸入体内从而产生麻醉效果的方法。 吸入麻醉药物常见的有乙醚、安氟醚、三氟
呼吸和脉搏突然消失，粘膜发 绀。心跳停止的到来可能无预 兆。通常是由于剂量过大，手 术后麻醉剂所致的心脏急性变 性，心功能急剧衰竭所致。 心跳停止应迅速采取心脏按 摩，即用掌心(小动物用指心) 在心脏区有节奏地敲击胸壁， 其频率相当于该动物正常心 脏收缩次数。同时，注射心 脏抢救药。 肾上腺素 碳酸氢钠
乙烷等。
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非吸入麻醉
非吸入麻醉是一种既简单方便，又能使动物很快进 入麻醉期，而无明显兴奋期的方法。 常采用注射法，如静脉注射、腹腔注射、肌肉注射等。 注射时一定要控制药物的浓度和注射量。给药几分 钟后动物倒下，全身无力，肌张力逐渐减弱，反应消失， 呼吸规律，表明已达到适宜的麻醉效果，是手术最佳时 期。如果发现动物抽搐、排尿，说明麻醉过深，是死亡 的前兆，应立即进行抢救。
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动物的体表面积的一般计算法：
从体重推算体表面积，一般认为Meeh-Rubner公 式较为合适： A=k(W2/3)/10,000 式中A为体表面积，以m2计算；W为体重，以g计 算；K为常数，随动物种类而不同，小鼠和大鼠 9.1,豚鼠9.8, 兔10.1，猫9.9, 狗11.2, 猴11.8,人 10.6。应当指出，这样计算出来的体表面积仍是 粗略估计，不一定完全符合实测数据。
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全麻药物
巴比妥类：种类很多，有巴比妥钠，戊巴比
妥钠，硫喷妥钠，苯巴比妥钠等。适用于各 种动物。
机理：阻断神经冲动传递到大脑。 特点：安全范围广，毒性小，麻醉潜伏期 短，麻醉维持时间长。可腹腔或静脉给药。
副作用：过量使用可导致呼吸肌麻痹而死 亡，同时抑制末梢循环，导致血压降低，并 影响基础代谢，导致体温降低。
普鲁卡因：是短效局麻药物。
特点：麻醉速度快，注射后1-3分钟就可产 生麻醉作用。可以维持30-45分钟。对皮肤和 黏膜穿透力很弱，需要注射给药才能产生局麻 效果。它可以使血管舒张，易被吸收入血液而 失去效果。在其溶液中加入肾上腺素（每 100ml加入0.1%肾上腺素0.2-0.5ml）可以使麻 醉时间延长1-2小时。
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源自文库
表 2-6 .不同种类动物间剂量换算时的常用数据 动 小鼠 大鼠 仓鼠 豚鼠 家兔 猫 狗 猴 人 物 Meeh-Rubner 公 式的 K 值 9.1 9.1 9.0 9.8 10.1 9.9 11.2 11.8 10.6 mg/kgmg/m2 转换因子 3 6 4.1 8 12 14 19 12 36 与小鼠转换因子 的比值 1 (20 g） 2 (200 g) 1.37 2.67 (400 g) 4 (2 kg) 4.67 (2.5 kg) 6.33 (10 kg) 4 (3 kg) 12 (50 kg)
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人与实验动物之间药物剂量的换算
人与实验动物对同一药物的耐受性，动 物比人大，即单位体重的用药量比人要大。 一般可按下列比例换算，每单位体重人 的用药量为1，则小鼠为12、大鼠为6，家兔、
猴为3，狗为2。
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参考人用量推算：
早在十九世纪末年，生理学家Voit 氏等发现虽然不同 种类的动物每kg体重单位时间内的散热量相差悬殊，但都如 折算成每m2体表面积的散热量，则基本一致。例如马、猪、 狗、大鼠和人的每m2体表面积每24小时的散热量都在1000 kCal 左右。药理学家研究药物在体内的作用时则习惯于以 mg/kg 或g/kg等方式来计算药物的剂量。这种办法行之于同 种动物的不同个体时，问题似乎不大；但用于不同种类动物 时，常常会出现严重偏小或偏大，以致无法完成实验。1958 年Pinkle氏报告6-MP等抗肿瘤药物在小鼠、大鼠、狗和人身 上的治疗剂量，按mg/kg计算时差距甚大，但如改为按mg/m2 体表面积计算，就都非常接近（见表2-5），此后，按体表面 积计算剂量的概念逐渐为药理学家接受，被认为尤其适用于 不同动物之间剂量的换算。
由于小鼠习惯向前方移动，一手拉住鼠尾，将注射针
刺入背部皮下，进行注射。用于大批量动物注射。 小鼠皮下一次注射量为 0.5mL/只～1.0 mL/只。
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3.皮内注射 (i.d)
常用于观察皮肤血管的通透性变化及观察皮内 反应，多用于接种、致敏实验等。皮内注射通常选用 背部脊柱两侧的皮肤。先将注射部位及其周围的被毛 剪去，酒精棉球消毒局部。然后用左手将皮肤捏成皱 襞，右手持有 5 号针头的注射器，使针头与皮肤呈 30 °角刺入皮下，然后将针头向上挑起并稍刺入， 即可注射。注射后，可见皮肤表面鼓起一小丘。注射 后5分钟再拔出针头、否则药液会从针孔漏出。通常 小鼠皮内一次注射量不超过 0.05mL。