pam-2100——野外光合作用研究的首选仪器
高级植物生态学试题
《高级植物（生理）生态学》课程考试试题生命科学学院周晓丽学号：G2004477一、名词解释（30分）1.光补偿点和光饱和点光补偿点：光合作用吸收的二氧化碳与呼吸作用放出的二氧化碳数量相等时的光强。
阴生植物的光补偿点低于阳生植物，C3植物低于C4植物。
光饱和点：在一定的光强范围内，植物的光合强度随光照度的上升而增加，当光照度上升到某一数值之后，光合强度不再继续提高时的光照度值。
2.CO2饱和点和CO2补偿点CO2饱和点：CO2浓度增加到一定程度时光合速率不再增加,此时环境中CO2的浓度称二氧化碳饱和点。
CO2补偿点：光合作用释放的氧气与呼吸作用消耗的氧气相等时外界环境中的CO2浓度，就是光合作用的CO2补偿点。
3.量子产率与羧化效率量子产率：体系吸收每一个光子所引发的某种事件的数目。
符号为ψ，Y。
积分量子产率为Ф=事件数/吸收光子数。
对于光化学反应，ψ=反应物消耗(或产物产生)的数量/吸收光子数量。
微分量子产率为φ=(d[x]/dt)/n。
式中d[x]/dt为某可测量量的变率，n为单位时间内所吸收的光子数(摩尔或爱因斯坦)。
ψ可用于光物理过程或光化学反应。
羧化效率：在低CO2浓度条件下，CO2浓度是光合作用的限制因子，直线的斜率(CE)受羧化酶活性和量的限制。
因而，CE被称为羧化效率。
CE值大，则表示Rubisco的羧化效率较高。
4.叶面积指数：单位土地面积上植物植株绿叶面积与土地面积的比值。
是反映作物群体大小的较好的动态指标。
5.植物的碳同位素区异：主要指C3、C4在植物体内的不同含量。
二、简答题（40分）1、画图示意光合速率的光响应曲线，并标示出暗呼吸、光补偿点和光饱和点。
光和响应曲线2、如何理解叶绿素荧光动力学中的F V/F m和NPQ，它们在分析植物光合生理分析有何意义？调制叶绿素荧光全称脉冲-振幅-调制（Pulse-Amplitude-Modulation,PAM）叶绿素荧光，我们国内一般简称调制叶绿素荧光，测量调制叶绿素荧光的仪器叫调制荧光仪，或叫PAM。
2100检测介绍
赖琼英
2100检测简介
• • • • • • 一、 2100检测在整个环节中的作用 二、 2100检测仪器 三、 2100检测的工作原理 四、 Cliper检测步骤 五、 Caliper检测过程中的注意事项 六、 产前的峰图判断2100检测的作用
• 产前实验流程 抽血-血浆分离-DNA提取-建库QC(QPCR&2100)-上机-数据分析-报告发放
检测所需样品体积 1 μL
0.1–50 ng/μL
理论：1.5μL 实际：2μL
2100检测原理
• 一句话概括--可定量的电泳仪 Agilent 2100 Bioanalyzer、 Caliper LabChip GX 都是基于芯片实验室技术的核酸分析系统，通过 微流体技术对样品进行分离。当给芯片加入电压 时，样品便在芯片上的显微蚀刻管道中进行毛细 管电泳，在样品流动过程中，不同DNA 片段根据 其大小被分离。凝胶-染料基质中的荧光染料可嵌 入DNA双链，通过激光激发荧光，使其被仪器检 测到，仪器依据收集到的荧光信号强度对样品定 量。
定性及定量原理
• Agilent 2100 Bioanalyzer每次独立的检测 都是ladder最先出来的，而caliper也是每12 样品之前会首先跑ladder，ladder会根据自 身的各个条带（已知size）及其相对应的迁 移时间，形成一个迁移时间和size的函数关 系，样品孔中的特定的DNA片段就能根据 迁移时间算出size来。ladder孔和样品孔中 的marker起到对齐和定范围的校准作用。
定性及定量原理
• DNA 定量则是一个多步骤的过程。第一步 ，将特定DNA片断的面积与各个样品中均 存在的marker（已知浓度）的面积进行比 较。第二步，使用经验校正因子来校正已 知谱带的面积。第三步，由校正面积计算 得出未知谱带的浓度。
植物光合作用测定用什么仪器
植物光合作用测定用什么仪器
很多人只知道光合作物对植物的生长有着重要的作用，却不知道光合作用到底是什么，简单的说，光合作用是植物所特有的生命现象，它是以太阳光能为动力，把二氧化碳和水合成为有机物，并释放出氧气的过程。
随着科技的发展，进行光合作用测定的方式也在不断的变化和进步，那么，植物光合作用测定需要用什么仪器呢？现在利用植物光合作用仪检测是快速有效科学的一种检测方式。
植物光合作用仪可以测定CO2浓度、叶片温度、光合有效辐射、叶室温湿度，通过科学计算可得出叶片光合速率、叶片蒸腾速率、细胞间CO2浓度、气孔导度、水分利用率等光合作用指标。
并且该仪器的使用方法非常简单，只需要用仪器轻轻夹住叶片，按确定键开始测量就可以了，等待25秒后仪器会显示出数据，用户按确定键保存数据即可。
这也是此款仪器比较突出的一项优势了。
除此之外呢，一般在野外测定植物光合作用、呼吸作用和蒸腾作用时，常常由于条件的限制并不能够及时准确地测定出作用大小，这对于野外作物生长是及其不利的。
而托普云农3051D植物光合作用仪，外形小巧轻便，便于随身携带，它可以随时随地地对作物的光合作用、呼吸作用以及蒸腾作用进行测定。
可以说极大的满足的用户的需求。
便携式光合蒸腾仪主要应用于农林业、园艺、微生物、昆虫等专业行业及科学试验中。
在我们现在的生活中，绿色植物占了很大一部分，其中的绿色植物的光合作用为我们带来了源源不断的氧气，保证了人们的正常生活，所以，绿色植物必不可少，同样的光合作用也必不可少。
同样的在农业生产过程中，光合作用也具有重要的意义，通过植物光合作用仪对植物光合作用指标的测量，可以极大限度地满足农作物光合作用对水、无机盐、温度、光照等方面的要求，促进农作物高产量产。
光合作用测定仪
光合作用测定仪简介光合作用测定仪是一种用于测定植物光合作用速率的仪器，它主要是通过测量光合作用的反应产生的氧气释放量或二氧化碳吸收量来判断植物的光合作用速率，可以用于研究植物的光合作用规律、比较不同植物、不同光照强度、不同温度等条件下的光合作用速率等。
光合作用测定仪通常由以下几部分组成：1.叶片室：用于容纳叶片和反应试剂，常见的反应试剂有碳酸钠（Na2CO3）、氧化钾（KOH）等。
2.光源：提供光照，常见的光源有白炽灯、荧光灯、LED灯等。
3.球形容器：用于容纳水，同时充当反应室，保持水的温度稳定。
4.水泵：用于将水从球形容器中抽出，形成一个真空环境，帮助测定氧气的释放量。
5.电压表/计时器：用于测量电压和时间，计算出光合作用速率。
原理光合作用是植物通过光合色素的光合反应将二氧化碳和水转化为有机物和氧气的过程。
在充足的光照条件下，植物进行光合作用时，会产生氧气，这个气体会通过反应试剂（常用的是碳酸钠Na2CO3）中的钠离子和碳酸离子反应产生二氧化碳，从而导致反应液的酸碱度发生变化。
当反应液中钠离子或碳酸离子的浓度发生改变时，会随之改变液面的高度，这个高度变化就可以通过一个压力传感器被测量出来。
同时，在反应室空气被抽走的情况下，氧气的释放量可以被准确地测定出来。
操作步骤1.放入叶片：将待测叶片从植株上摘下，裁剪成长约5cm，宽约1cm的条状，清洗干净后放入叶片室内。
2.加入反应试剂：向叶片室中加入适量的碳酸钠或氧化钾等反应试剂，使它们均匀分布，待反应试剂溶解后，试剂和叶片的反应会迅速地促进氧气的释放。
3.形成真空环境：通过启动水泵将球形容器内的空气抽走，直到形成一定的真空环境，使得测定的氧气量更加准确。
4.开始测量：打开光源，选择适当的光照强度和温度，使用电压表或计时器等仪器，测量氧气释放量的时间和电压等信息。
5.停止测量：待反应结束，关闭光源，水泵将球形容器内的水重新注入，带预留口的反应室可方便追加其他的药液等。
光合作用测量系统的测量方法
光合作用测量系统的测量方法光合作用是植物生长和发展的基本过程之一，也是土壤-植物-大气系统中关键的能量转化环节。
因此，准确测量植物光合作用水平对环境生态和农业生产具有重要意义。
本文将介绍常见的植物光合作用测量系统及其测量方法。
光合作用测量系统1. 针式光合作用测量仪针式光合作用测量仪一般用于单叶植物中光合作用的测量，其操作简便、方便实用，是一种常用的光合作用测量仪器。
这种测量仪器包括测光电极、温度计、压力传感器等组成，可以测量植物的光合速率、呼吸速率、蒸腾速率等数据。
2. 便携式光合作用测量仪便携式光合作用测量仪具有便携、实用、精度高等特点，适用于野外或实验室小范围植物光合作用的测量。
它主要包含两部分，一个是测光电极，另一个是数据记录器，可以便捷地记录植物的光合速率、呼吸速率等数据。
3. 气体交换系统气体交换系统是常用的大范围的光合作用测量系统，它可以用于测量高水平个体、植物群落和生态系统的CO2和O2水平，并输出相应的数据。
这个测量系统具有高准确性、绝对测量、高分辨率等优点。
光合作用测量方法1. 短时间光合速率测量法该测量方法是通过给植物提供足够的二氧化碳，暴露它们于一定强度的光源下，等待其光合作用达到动态稳定状态。
随后，突然改变光强，测量CO2净吸收速率，以测量植物的光合速率。
该方法非常灵敏，能够测量植物的响应速度及光合速率，但检测时间较短，仅适用于在低水平的光强下测量。
2. 长时间测量法该方法测量光强和二氧化碳浓度在一段持续的时间内维持一定的水平，以提供相对长时间的光合速率测量。
此方法可以用于测量植物对光和CO2浓度的响应，以及植物在不同光照下的净光合速率和呼吸速率等。
此方法具有相对较长的时间跨度，是许多植物生理实验室的标准测量方式之一。
3. 其他测量法除上述测量法外，还有其他测量方法，如红外线直接读数法、脉冲荧光法、激光干涉法等, 这些测量方法有助于获取更准确和完整的光合速率数据。
总结在实验室中，光合作用测量技术涉及许多测量系统和测量方法。
光合作用测定仪-农业科研仪器介绍
光合作用是产量形成的基础，超过90%的生物量来源于光合同化产物。
影响光合作用的因素有很多，主要的外部因素是光照、二氧化碳、温度、矿质元素和水分。
我们可以利用光合作用测定仪对植株的光合反应进行分析，以指导农业生产以及进行相关的科学研究。
TP-PM-1植物光合作用测定仪是一款检测人工气候室、温室、大棚、大田等植物的活体叶片光合作用的实验仪器，测定内容包括环境温湿度、叶室温湿度、空气CO2浓度、光合有效辐射强度、叶面温度、叶片净光合速率、气孔导度、蒸腾速率、胞间CO2浓度、瞬时水分利用率共12项参数，光合作用测定仪可用于植物生长生理、光合生理、胁迫生理研究等科学研究，适用于农业科研、教学、园艺、草业、林业以及更广泛的领域。
功能特点1、全新外观：TP-PM-1光合作用测定仪采用10寸安卓彩色触控屏，自带wifi功能，操作界面清晰简洁，操作简单。
软件支持在线升级。
软件中文操作界面，支持中英文语言，切换系统语言即可同步成英文模式。
2、检测参数：可检测环境温湿度、叶室温湿度、CO2气体浓度、光合有效辐射强度、叶面温度、叶片净光合速率、气孔导度、蒸腾速率、胞间CO2浓度、瞬时水分利用率12项参数。
3、原理升级：主机内置非扩散式红外CO2分析器，能准确测定空气中的CO2浓度；开机默认进行气路循环，开放式气路系统更接近植物真实生长环境。
核心红外CO2模块增加CO2极值滤波处理，大大缩短了CO2稳定时长，有效提升各项光合参数的稳定性和实验效率。
4、操作简便：测量设置均默认给出，用户可自定义修改，支持用户填写实验备注（随数据一同导出）。
一键测量，各项参数均为自动采集，每2min自动采集一组数据，程序运行完成后会自动结束并保存数据，也可手动结束测量进程，测量过程中查看已采集数据时不会影响测量进程。
5、数据管理：支持根据时间范围快速查询数据，可进行查看、上传、导出、删除操作。
支持曲线图和表格2种展示形式，按曲线图展示时可双击放大单图查看，便于直观展示数据变化趋势。
仪器原理
双通道PAM-100测量系统商品编码：9027500000 品牌：WALZ 型号：DUAL-PAM-100原理：利用荧光发射器发射出来的光学射线来检测植物叶片细胞内叶绿体中的荧光。
功能：单独或同步测量微藻、大藻、水生植物等的叶绿素荧光和P700。
检测对象：微藻、大藻、水生植物。
详细原理：细胞内的叶绿素分子通过直接吸收光量子或间接通过捕光色素吸收光量子得到能量后，从基态（低能态）跃迁到激发态（高能态）。
处于较高激发态的叶绿素分子很不稳定，在几百飞秒内，通过振动弛豫向周围环境辐射热量，回到最低激发态。
最低激发态的叶绿素分子可以稳定存在几纳秒，重新放出一个光子，回到基态，即产生荧光，是处于较低激发态的叶绿素分子释放能量回到稳定基态的几种途径之一。
色素分子处于氧化态和还原态时，或增加/减少亚基后，其吸收峰也会有变化。
双通道PAM-100测量系统采用独特的调制技术，检测来自于植物叶片细胞内叶绿体中的光合系统复合蛋白体的叶绿素荧光，通过测量活体叶片的叶绿素荧光和P700吸收变化来全面研究植物两个光系统（PS I和PS II）的活性变化对光合作用的影响。
双通道PAM-100测量系统相当于两台脉冲-振幅-调制叶绿素荧光仪，通过远红光LED发出的远红光来激发PS I在较短的时间内到达最高氧化态，从而测得PS I 的最大能力，通过荧光发射器来发射光照强度很低的光能，进而检测初始叶绿素荧光及其他时期的荧光，蓝色LED主要提供波峰在蓝光光区的光源，很多藻类对光能的吸收利用主要在蓝光光谱区。
双通道PAM-100测量系统既可以进行复杂的叶绿素荧光分析（PS II活性），还可以通过测量P700的吸收变化来检测PS I的活性，可用于光合作用机理研究、植物生理学、农学、林学、园艺学等领域。
全自动氨基酸分析仪商品编码：9027201900 品牌：SYKAM 型号：S-433D原理：氨基酸与分离柱上的物质进行离子交换分离，与茚三酮反应后产生不同的检测信号，进而对氨基酸进行定性定量分析。
光合作用测定仪原理
光合作用测定仪原理光合作用是植物通过光能转化为化学能。
为了测定和研究光合作用的过程，科学家发明了光合作用测定仪。
光合作用测定仪是一种实验仪器，用于测量植物光合作用的速率和效率。
下面将详细介绍光合作用测定仪的原理。
首先，光合作用测定仪利用光源提供光能，一般使用白炽灯或特定频率的LED光源，这些光源能够提供植物所需的不同波长的光线。
光线进入光合作用测定仪之后，通过反射板扩散光线，以确保光线均匀且能够照射到植物的整个叶片表面。
其次，光合作用测定仪的气体容器用于控制测定环境中的气体成分。
一般情况下，气体容器内充满了二氧化碳，以模拟自然环境中的条件。
通过调节气体容器内的二氧化碳浓度可以研究光合作用的速率随二氧化碳浓度的变化规律。
再次，吸收器是光合作用测定仪中的关键部件之一、吸收器通常由水槽和吸收器夹组成。
植物的叶片通过夹子固定在吸收器夹上，水槽中注入适量的水，以保持植物的水分供应和温度适宜。
吸收器的作用是收集由植物产生的气体，如氧气和二氧化碳。
氧气是光合作用的产物，而二氧化碳是光合作用的原料。
吸收器会将收集到的气体传输到后续的测定装置中。
最后，光合作用测定仪还配备了电流表，用于测量由植物所产生的电流。
当植物进行光合作用时，会产生电流，电流的大小与光合作用的速率成正比。
因此，电流表可以用来测量光合作用的速率和效率。
在实验中，首先将待测植物的叶片夹在吸收器夹上，并通过水槽中的水来保持叶片的水分供应和温度适宜。
然后，将二氧化碳浓度较高的气体输入气体容器，然后打开光源，光源的光线照射到植物的叶片上。
随着光合作用的进行，植物的叶片会产生氧气，而二氧化碳的浓度会逐渐降低。
收集到的气体会通过吸收器传输到后续的测定装置中。
通过测量后续的测定装置中的气体的变化，可以计算出植物的光合作用速率和效率，并利用电流表来测量光合作用所产生的电流。
总之，光合作用测定仪的原理是利用适当的光源照射植物的叶片，收集植物产生的气体，并通过测量所收集气体的变化和电流的大小来计算光合作用的速率和效率。
调制叶绿素荧光-徐新武-20091011
32.182 10.452 11.295 5.881
Plant Physiol.
Plant Cell Physiol.
Planta Plant Cell Environ. JBC
3.258
3.113 3.643 6.355
FEBS Lett.
Photosynth. Res. J. Exp. Bot. …
丰富多彩的PAM
PAM历史
1983，Ulrich Schreiber教授发明全世界第一台调制荧光仪——PAM-100
（Photosynth Res, 1986, 9: 261-272; 10: 51-52）
1991，第一台便携式调制荧光仪——PAM-2000，已升级为PAM-2500 1992，第一台高灵敏度藻类研究调制荧光仪——XE-PAM 1994，第一台超便携式调制荧光仪——MINI-PAM 1995，第一台对浮游植物定性、定量并测光合的调制荧光仪－PHYTO-PAM 1996，第一台超微光纤（20 um）调制荧光仪——MICROFIBER-PAM 1997，第一台全防水设计的水下荧光仪——DIVING-PAM
叶绿素荧光仪—PAM 的基本原理及应用
徐新武
泽 泉 生 态 开 放 实 验 室
Zealquest Laboratory for Ecological Research
泽 泉 科 技 有 限 公 司
Zealquest Scientific Technology Co., Ltd.
我们从上海 北京 成都 乌鲁木齐为您提供产品与系统解决方案的全方面服务
ΦPS II = Yield = (Fm’-Fs)/Fm’ = ΔF/Fm’ = qP·Fv’/Fm’ :
光合作用中常用的实验方法
光合作用中常用的实验方法光合作用是植物和一些微生物进行的一种重要的生物化学反应，通过光合作用，植物能够将光能转化为化学能，产生有机物质并释放氧气。
为了研究和了解光合作用的机理和影响因素，科学家们开发了许多不同的实验方法。
下面将介绍光合作用中常用的一些实验方法。
一、测量光合速率的方法1. 含氧实验法含氧实验法是一种最常用的测量光合速率的方法。
实验中，将光合细胞（如叶片）放入一个密封的容器中，并在容器中注入一定量的水。
随后，通过光照供给足够的光能，观察并记录一段时间内容器内氧气气体体积的变化情况。
氧气的释放量与光合速率成正比，因此可以通过测量氧气体积的变化来间接计算光合速率。
2. 色谱法色谱法在测量光合速率时也被广泛应用。
实验中，将光合细胞提取并加入某种溶剂（如乙醇），待其溶解后，将溶液放入色谱柱中进行分离。
在色谱过程中，根据不同的物质性质，光合作用所产生的产物会以不同的速率通过色谱柱，进而形成不同的峰值。
通过测量峰值的数量和峰值的面积，可以计算出光合速率。
二、测量光合效率的方法1. 光合作用效率的量子产量（PAM）PAM是一种针对光合作用中光能利用效率的测量方法。
它通过测量单位的光能产生的光合物质的数量来评估光合作用的效率。
实验中，使用一种名为脉冲调幅仪（Pulse Amplitude Modulator）的仪器，通过提供脉冲光照射植物，并测量瞬时荧光来计算植物的光合作用效率。
2. 氧化还原电位法氧化还原电位法是另一种常用的测量光合效率的方法。
实验中，通过测量光合作用中产生的还原化合物（如NADPH）和氧化化合物（如NADP+）之间的氧化还原电位差来评估光合效率。
通过比较光合作用和非光合作用条件下的电位变化，可以得出光合效率的指标。
三、测量叶绿素含量的方法1. 光谱法光谱法是一种可靠的测量叶绿素含量的方法。
实验中，通过使用分光光度计，测量待测溶液在不同波长下的吸光度。
对于叶绿素来说，其在红色和蓝色波长范围内会表现出最大的吸收峰值。
叶绿素荧光
叶绿素荧光叶绿素荧光作为光合作用研究的探针，得到了广泛的研究和应用。
叶绿素荧光不仅能反映光能吸收、激发能传递和光化学反应等光合作用的原初反应过程，而且与电子传递、质子梯度的建立及ATP合成和C02固定等过程有关。
几乎所有光合作用过程的变化均可通过叶绿素荧光反映出来，而荧光测定技术不需破碎细胞，不伤害生物体，因此通过研究叶绿素荧光来间接研究光合作用的变化是一种简便、快捷、可靠的方法。
目前，叶绿素荧光在光合作用、植物胁迫生理学、水生生物学、海洋学和遥感等方面得到了广泛的应用。
1叶绿素荧光的研究历史叶绿素荧光现象是由传教士Brewster首次发现的。
1834年Brewster发现，当一束强太阳光穿过月桂叶子的乙醇提取液时，溶液的颜色变成了绿色的互补色&n ot; &n ot; ----- 红色，而且颜色随溶液的厚度而变化，这是历史上对叶绿素荧光及其重吸收现象的首次记载。
后来，Stokes （1852）认识到这是一种光发射现象，并使用了" fluoresce nee” 一词。
1874年，M tiler发现叶绿素溶液稀释后，荧光强度比活体叶子的荧光强得多。
尽管M u ller提出叶绿素荧光和光合作用之间可能存在相反的关系，但由于他的实验没有对照，实验条件控制不严格，因此人们并没有将叶绿素荧光诱导（瞬变）现象的发现归功于M U ler。
Kautsky是公认的叶绿素荧光诱导现象的发现者。
1931年，Kautsky和Hirseh用肉眼观察并记录了叶绿素荧光诱导现象（Liehtenthaler, 1992 ; Govindjee , 1995）。
他们将暗适应的叶子照光后，发现叶绿素荧光强度随时间而变化，并与C02的固定有关。
他们得到的主要结论如下：1）叶绿素荧光迅速升高到最高点，然后下降，最终达到一稳定状态，整个过程在几分钟内完成。
2）曲线的上升反映了光合作用的原初光化学反应，不受温度（0C和30C）和HCN处理的影响。
pam-2100——野外光合作用研究的首选仪器
pam-2100——野外光合作用研究的首选仪器schreiber教授因发明pam系列调制叶绿素荧光仪而获得首届国际光合作用协会(ispr)创新奖1983年，walz公司首席科学家、德国乌兹堡大学的ulrich schreiber教授设计制造了全世界第一台调制荧光仪——pam-101/102/103，使在自然光下测量叶绿素荧光成为现实，解决了科学界近50年的技术瓶颈。
pam-101/102/103迅速在植物生理、生态、农学、林学、水生生物学等领域得到广泛应用，出版了大量高水平研究文献。
但该仪器比较笨重，不易带到野外。
1992年，walz公司首席科学家、调制荧光仪发明人、德国乌兹堡大学的ulrich schreiber教授设计制造了全世界第一台便携式调制荧光仪——pam-2000，并且在植物生理生态学等科研领域得到广泛应用，此后十几年中成为全球最畅销的调制荧光仪。
2003年，walz公司在保留pam-2000所有功能和优点的基础上，结合最新技术，将pam-2000升级到了pam-2100。
系统描述pam-2100采用了独特的调制技术和饱和脉冲技术，从而可以通过选择性的原位测量叶绿素荧光来检测植物光合作用的变化。
pam-2100的调制测量光足够低，可以只激发色素的本底荧光而不引起任何的光合作用，从而可以真实的记录基础荧光fo。
pam-2100具有很强的灵敏度和选择性，使其即使在很强的、未经滤光片处理的环境下(如全日照甚至是10000 μmol m-2 s-1的饱和光强下)也可测定荧光产量而不受到干扰。
因此，pam-2100不但适合在实验室人工控制的环境下测量，还可以在自然环境中甚至是强烈的全光照条件下开展野外科学研究。
pam-2100是非常便携、强大的测量系统，它将各种光学和电子元件组装在一个24 cm×10.5 cm×11 cm的外壳中。
测量光由655 nm的发光二极管(led)发出，可在低频(600 hz)和高频(20 khz)间自动切换。
叶绿素荧光原理
• 邮编：200052
• 电话：021-62837346，62837347，62837349，62838513
• 传真：021-62838512 sales@
2004-12-2
3
光系统与光合作用 基本过程
dip origin
quasi-steady state
PAM测量的荧光曲线——饱和脉冲法
SP
叶绿素荧光术语
术语
意义
Fo 初始荧光，也称基础荧光，是在暗适应状态下当PS II的所有反应中心 处于完全开放状态（qP=1）并且所有的非光化学过程处于最小时 (qN=0)的荧光产量
Fm 最大荧光，是在暗适应状态下当PS II的所有反应中心处于完全关闭状 态(qP=0)并且所有的非光化学过程处于最小时(qN=0)的荧光产量
PAM荧光仪 与饱和脉冲法
PAM——Pulse-Amplitude-Modulation “脉冲－振幅－调制”
至少含有一个很弱的调制测量光源和一个很强的非调制光 化光源。 当只照射调制测量光时，只能引起相当于Fo的荧光 ，开 启成强。光由化于光锁后相才放能大诱器导的Q作A－用的，积得累以和放荧大光的诱信导号动只力是学和的调形制 光同频率的荧光发射信号，而且二者之间有一定的相位 差，因而对各种非相关光线的干扰有很强的排除和抑制的 能力 当两光源同时开启时，作用光激发反应中心引起调制荧光 的改变，信号经放大器放大，产生可变荧光。光化光本身 包含的与荧光相同波长的光成分由于与调制频率相差甚 远，不会影响检测
耗散性的荧光淬灭通常称为非光化学淬灭 (Non-Photochemical Quenching)，也称非辐 射能量耗散，也就是指热耗散
植物生理生态学复习题
植物生理生态学复习题1、解释下列缩写SPAC土壤-植物-大气连续体；WU水分利用效率；RuBP核酮糖二磷酸；Rubisco 1,5- 核酮糖二磷酸羧化酶；LSP光饱和点；LCP光补偿点；PAR光合有效辐射；P净光合速率；P max最大净光合效率；G植物：在光合作用碳固定过程中，最初固定的有机分子均含有3个碳原子，称之为CO同化的C3途径，而具有C3途径的植物称为C3植物；G植物：在光合作用碳固定过程中，所固定的最初产物是4碳化合物（草酰乙酸），故称G途径，具有G途径或以此途径为主的植物称为G植物。
2、植物气体交换的测定主要能解决什么生态问题？气体交换参数包括光合速率、暗呼吸速率、蒸腾速率与气孔导度，测定这些参数主要能解决以下生态问题：1）研究植物的进化与生态适应。
植物的光合作用等是植物种的特征，更是植物功能型的特征，不同的植物以及不同生境下生长的同种植物具有不同的气体交换特征；2）判断植物的光合碳同化途径。
植物进行光合作用固定CO的途径主要有G、C4和CAM它们在P max C（胞间CQ浓度）、光呼吸（C4和CAM S物无）、光合CQ 补偿点和饱和点等光合特征上明显不同。
通过它们的气体交换特征研究及建立判别模型，可以鉴别三类不同光合功能型的植物；3）研究植物的抗逆性及污染物对植物的危害，如盐害、冻害、旱害等引起植物的生长发育受阻；另外，大气中的一些污染物质等会引起植物的伤害反应，可通过气体交换研究做出及时诊断；4）遗传育种和退化生态系统恢复中的先锋植物筛选。
作物在选种时，那些高光合、低光呼吸、低CO2 补偿点和光补偿点的植物更能够适应不良环境，具有高的生产潜力。
同时相关的蒸腾作用、水分利用效率、气孔导度等也表现出变化，在遗传育种或在退化生态系统恢复的先锋树种选择时，筛选那些具有高光合潜力的植物无疑是十分有力的，对一些特征值的获得需要进行光合作用的研究；5）全球变化中的植物生态学研究。
全球变化主要是由CO增加引起的温室效应，植物对于CO和温度响应就变得十分重要。
基于高光谱遥感的作物光合参量反演方法研究进展
基于高光谱遥感的作物光合参量反演方法研究进展作者：侯卜平王家强来源：《农业科技与装备》2024年第01期摘要：光合作用对作物的生长发育、产量的形成及干物质的积累起着至关重要的作用。
高光谱遥感反演技术凭借其准确快速和不破坏植被的优势，现已成为作物植被光合数据参量定量分析的重要方法。
作物光合参数的定量遥感反演不仅能够了解作物的生长发育状况，还可为基于遥感的生态系统反演模型提供参考数据。
研究综述了近年来科学文献中高光谱光合反演的研究成果，主要介绍了作物光合参数高光谱反演技术及研究现状，包括高光谱数据预处理、光谱变换、特征波段筛选、光谱植被指数、线性回归模型、偏最小二乘回归（PLSR）、机器学习模型、BP神经网络建模和支持向量机（SVM）回归模型等，并在此基础上，对作物光合高光谱反演中存在的问题进行了探讨。
关键词：高光谱；光合参量；特征波段；模型；应用研究中图分类号：S127 文献标识码：A 文章编号：1674-1161（2024）01-0003-03光合作用是植物中最为重要的化学反应，也是作物产物形成和能量代谢的重要基础，其可作为检测植物生长状况的生理指标[1]，主要包括光合速率（Pn）、叶片叶绿素含量（SPAD）、叶面积指数（LAI）、净光合速率（Amax）、PSm有效光化学量子产量（Fv）、化学量子产量和光化学猝灭系数（qP）等，在农业生产中具有重大影响。
开展作物光合生理指标精准、无损且迅速的监测研究可为作物的生长实行全面实时监测、产量的形成及品质的预测品控[2]提供相应的理论依据。
传统作物光合性状生理指标的监测方法一般是在田间选取相对应的作物植株进行对应的生理指标测试，费力费时，且不能实现对作物光合性状生理指标快速、实时、全面的监测[3]。
与传统的遥感技术相比，现代的地物分辨识别能力大大提高，而高光谱遥感是通过连续性的电磁波段来获取作物感應的相关数据，具有空间分辨高、成像通道大等特点。
高光谱数据能够揭示地物光谱的完整特征，能在高空及地表精准识别目标作物及其光谱差异。
叶绿素荧光
叶绿素荧光叶绿素荧光作为光合作用研究的探针，得到了广泛的研究和应用。
叶绿素荧光不仅能反映光能吸收、激发能传递和光化学反应等光合作用的原初反应过程，而且与电子传递、质子梯度的建立及ATP合成和CO2固定等过程有关。
几乎所有光合作用过程的变化均可通过叶绿素荧光反映出来，而荧光测定技术不需破碎细胞，不伤害生物体，因此通过研究叶绿素荧光来间接研究光合作用的变化是一种简便、快捷、可靠的方法。
目前，叶绿素荧光在光合作用、植物胁迫生理学、水生生物学、海洋学和遥感等方面得到了广泛的应用。
1叶绿素荧光的研究历史叶绿素荧光现象是由传教士Brewster首次发现的。
1834年Brewster发现，当一束强太阳光穿过月桂叶子的乙醇提取液时，溶液的颜色变成了绿色的互补色¬¬——红色，而且颜色随溶液的厚度而变化，这是历史上对叶绿素荧光及其重吸收现象的首次记载。
后来，Stokes（1852）认识到这是一种光发射现象，并使用了“fluorescence”一词。
1874年，Müller发现叶绿素溶液稀释后，荧光强度比活体叶子的荧光强得多。
尽管Müller提出叶绿素荧光和光合作用之间可能存在相反的关系，但由于他的实验没有对照，实验条件控制不严格，因此人们并没有将叶绿素荧光诱导（瞬变）现象的发现归功于Müller。
Kautsky是公认的叶绿素荧光诱导现象的发现者。
1931年，Kautsky和Hirsch用肉眼观察并记录了叶绿素荧光诱导现象(Lichtenthaler，1992；Govindjee，1995)。
他们将暗适应的叶子照光后，发现叶绿素荧光强度随时间而变化，并与CO2的固定有关。
他们得到的主要结论如下：1）叶绿素荧光迅速升高到最高点，然后下降，最终达到一稳定状态，整个过程在几分钟内完成。
2）曲线的上升反映了光合作用的原初光化学反应，不受温度（0℃和30℃）和HCN处理的影响。
植物生理实验七 电子传递实验 Dai
三、实验步骤 1. 取1ml藻样到PEA样品杯中。 2. 另取4份1ml的藻样，暗适应7 min，后在暗处分别加入20μl 5×10-7M、5×10-6M、5×10-5M 、1.0×10-3M的DCMU，以 及空白对照（乙醇）, 继续暗适应3 min。 3. 设置PEA参数：光强，100%；测定时间，1s。 4. 用PEA测定不同浓度DCMU处理藻样的快速荧光诱导动力学 曲线。 5. 将PEA与电脑连接，导出测定结果；通过Biolyzer3软件获取 快速荧光诱导动力学曲线各时刻荧光原始数据。 6. 以时间对数为横轴，荧光值为纵轴，通过Origin 6.0软件作 图。
二、器材与试剂
1.实验试剂 DCMU溶液 浓度为5×10-7M、5×10-6M、5×10-5M和1.0×10-3M 2.实验仪器 植物效率分析仪（Plant Efficiency Analyser，PEA) 可调式移液器（20μl 和1ml各一支） 3.实验材料 铜绿微囊藻
太湖蓝藻水华
Microcystis
PEA工作原理
当暗适应的植物叶片被植物效率分析仪Handy PEA提供的激发光激发后，叶片叶绿素 发出荧光，荧光被具有高分辨率的监测器所记录，该监测器每秒钟可以记录10万次荧 光踪迹数据，把叶绿素荧光随时间快速变化的曲线（O J I P 荧光诱导曲线）准确记录 下来，仪器通过分析叶绿素荧光诱导动力学曲线，反映光合机构PSII的光化学活性。
实验七
一、实验目的
除草剂DCMU对光合电子传递 的抑制作用
掌握光合作用过程中电子传递的途径、光合电子传递抑 制剂的作用原理，了解叶绿素荧光技术在光合作用研究中的 应用。
二、实验原理
•
激发态的命运
•
•ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
植物体叶绿素荧光测定仪的原理与使用方法
植物体叶绿素荧光测定仪的原理与使用方法【实验目的】⏹了解目前在光合作用研究中先进的叶绿素荧光技术，了解便携式叶绿素荧光仪测定植物光合作用叶绿素荧光参数的基本原理和仪器的使用方法。
⏹老师演示和学生分组利用便携式叶绿素荧光仪(PAM2100)测定实验植物的叶绿素荧光基本参数(Fo, Fm, Fv/Fm, Fm’, Fo’, Yield, ETR, PAR, qP, qN等)。
⏹了解荧光仪的广泛应用【实验原理】仪器介绍和工作原理叶绿素荧光（Chlorophyll Fluorescence）的产生⏹传统的光合作用测定是通过测量植物光合作用时CO2的消耗或干物质积累计算出来。
叶绿素荧光分析技术通过测量叶绿素荧光量准确获得光合作用量及相关的植物生长潜能数据。
⏹叶绿素荧光动力学技术在测定叶片光合作用过程中光系统对光能的吸收、传递、耗散、分配等方面具有独特的作用，与“表观性”的气体交换指标相比，叶绿素荧光参数更具有反映“内在性”特点。
⏹本实验以调制式叶绿素荧光仪PAM-2100（W ALZ）为例，测定植物叶绿素荧光主要参数。
植物叶片的生长状况不同，所处位置的不同，光照不同，叶绿素荧光参数数值也会有所不同，所以不同叶片之间叶绿素荧光产量存在着一定的差异。
【实验内容与步骤】一、仪器使用步骤讲解1. 仪器安装连接将光纤和主控单元和叶夹2030-8相连接。
光纤的一端必须通过位于前面板的三孔光纤连接器连接到主控单元，光纤的另一端固定到叶夹2030-B上。
同时，叶夹2030-B还应通过LEAF CLIP插孔连接到主控单元。
2. 开机按“POWER ON”键打开内置电脑后，绿色指示灯开始闪烁，说明仪器工作正常。
随后在主控单元的显示器中会出现PAM-2100的表示。
从仪器启动到进入主控单元界面大概要40秒。
3. PAM-2100的键盘PAM-2100主控单元上有20个按键，现分别简要介绍主要按键的功能。
Esc：退出菜单或报告文件Edit：打开报告文件Pulse：打开/停止固定时间间隔的饱和脉冲Fm：叶片暗适应后打开饱和脉冲测量Fo、Fm和Fv/FmMenu：打开动力学窗口的主菜单Shift：该键只有和其它键结合时才能起作用＋：增加选定区的数值（参数）设置－：减少选定区的数值（参数）设置Store：存储记录的动力学曲线Com：打开命令菜单＜：指针左移＞：指针右移∧：指针上移∨：指针下移Act：打开光化光Yield：打开一个饱和脉冲以测定照光状态的光系统II有效量子产量△F/Fm′。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
pam-2100——野外光合作用研究的首选仪器schreiber教授因发明pam系列调制叶绿素荧光仪而获得首届国际光合作用协会(ispr)创新奖1983年，walz公司首席科学家、德国乌兹堡大学的ulrich schreiber教授设计制造了全世界第一台调制荧光仪——pam-101/102/103，使在自然光下测量叶绿素荧光成为现实，解决了科学界近50年的技术瓶颈。
pam-101/102/103迅速在植物生理、生态、农学、林学、水生生物学等领域得到广泛应用，出版了大量高水平研究文献。
但该仪器比较笨重，不易带到野外。
1992年，walz公司首席科学家、调制荧光仪发明人、德国乌兹堡大学的ulrich schreiber教授设计制造了全世界第一台便携式调制荧光仪——pam-2000，并且在植物生理生态学等科研领域得到广泛应用，此后十几年中成为全球最畅销的调制荧光仪。
2003年，walz公司在保留pam-2000所有功能和优点的基础上，结合最新技术，将pam-2000升级到了pam-2100。
系统描述pam-2100采用了独特的调制技术和饱和脉冲技术，从而可以通过选择性的原位测量叶绿素荧光来检测植物光合作用的变化。
pam-2100的调制测量光足够低，可以只激发色素的本底荧光而不引起任何的光合作用，从而可以真实的记录基础荧光fo。
pam-2100具有很强的灵敏度和选择性，使其即使在很强的、未经滤光片处理的环境下(如全日照甚至是10000 μmol m-2 s-1的饱和光强下)也可测定荧光产量而不受到干扰。
因此，pam-2100不但适合在实验室人工控制的环境下测量，还可以在自然环境中甚至是强烈的全光照条件下开展野外科学研究。
pam-2100是非常便携、强大的测量系统，它将各种光学和电子元件组装在一个24 cm×10.5 cm×11 cm的外壳中。
测量光由655 nm的发光二极管(led)发出，可在低频(600 hz)和高频(20 khz)间自动切换。
光化光(光合生物实际可吸收利用进行光合作用的可见光)由卤素灯(白光)或红光led(655 nm)提供。
远红光(735 nm，促进光系统i迅速消耗掉在pq处累积的电子)由led发出。
pam-2100的按键操作非常简单。
基础测量只需单健操作。
数据在内置电脑中自动分析、存储并且在显示屏上显示。
除了“参数窗"外，在“动力学窗"还可显示曲线的实时变化。
pam-2100利用光纤进行信号传输。
光适应叶夹2030-b(专利产品)上配备微型光量子/温度传感器，可在记录荧光信号的同时，同步记录光合有效辐射(par)和温度变化。
pam-2100内设10个标准run(预先编好的间隔一定时间并按一定顺序执行特定命令的程序)，用户只需一次按键就可进行复杂的实验。
用户还可对这些标准run进行编辑得到自己的user-run(数量不限)，来满足特殊的实验需要。
pam-2100主机可以直接连接电脑(圆口)键盘，在野外现场，可以根据实验需要，不需电脑就可以进行特殊程序的编辑。
pam-2100还可以设定单机操作软件da-2100自动间隔一定时间执行某个run或user-run，而run是可以无限扩展的，因此，可以说pam-2100的功能几乎可以无限扩展。
只要将主机和叶夹(均可固定在三角架上)固定好，按一次按键，(人不在现场看守)仪器可以自动进行非常复杂的测量过程。
此外，pam-2100主机还可以连接电脑显示器或投影仪放大显示，非常适合进行教学使用。
特点1) 声誉卓著的pam-2000的升级版2) 精巧、准确、迅速、操作简便的高级光合作用检测设备3) 可单机操作(采用内置电脑，da-2100软件记录)，可连接外置电脑操作(windows操作软件pamwin)4) 便携式设计，带大屏幕液晶显示屏(可显示曲线变化)和20个按键5) 强大的数据收集、分析和存贮功能6) 可以预先编写和设定程序，进行特殊研究目的测量7) 内置锂电池可满足长时间野外工作需要，并可连接外置12 v电池8) 多种叶夹可供选择，专利设计的光适应叶夹2030-b可同时记录par和温度变化9) 光源选择：自然光，内置光源(提供测量光、光化光、饱和脉冲和远红光)，可选外置卤素灯光源(特别适合野外研究)功能1) 可测荧光诱导曲线的快速上升动力学o-i-d-p相和o-j-i-p相2) 可测荧光诱导曲线的慢速下降动力学并进行淬灭分析(fo, fm, fv/fm, f, fm, fo’, df/fm’, qp, qn, npq, retr等)3) 可测光响应曲线和快速光曲线(rlc)4) 仪器内置一系列标准实验(run1～run10)，用户可对其进行编辑建立自己的user-run5) 可在线检测植物、微藻、地衣、苔藓等的光合作用变化6) 单机操作功能强大，特别适合野外操作，实验室内单机操作时可连接电脑显示器或投影仪放大显示应用领域仪器设计特别适合野外使用，可用于研究光合作用机理、各种环境因子(光、温、营养等)对植物生理状态的影响、植物抗逆性(干旱、冷、热、涝、uv、病毒、污染、重金属等)、植物的长期生态学变化等。
在植物生理学、植物生态学、植物病理学、农学、林学、园艺学、水生生物学、环境科学、毒理学、微藻生物技术、极地植物光合作用研究等领域有着广泛应用。
10个标准runrun 1：测量实际量子产量yield(δf/fm’)run 2：测量最大量子产量fv/fmrun 3：记录诱导曲线并进行淬灭分析(采点率10 ms/点)run 4：记录诱导曲线并进行淬灭分析(采点率30 ms/点)run 5：qn 的驰豫动力学run 6：快速诱导动力学o-i-d-p相(线性时间)run 7：快速诱导动力学o-j-i-p相(对数时间)run 8：光响应曲线(需76 min)(稍加编辑即可测量快速光曲线)run 9：光响应曲线(需33 min)(稍加编辑即可测量快速光曲线)run 10：仪器自检用户可根据实验需要，自行修改或编制程序；如需帮助，请来电咨询！无限扩展的编程功能，单机操作功能更加强大！！！单机操作时记录的荧光诱导曲线加淬灭分析、以及相关荧光参数的变化单机操作时记录的快速荧光诱导动力学曲线技术参数测量光：红色发光二极管(led)，650 nm，标准强度0.1 μmol m-2 s-1 par；调制频率0.6或20 khz，自动转换。
光化光：红色led，665 nm，最大连续光强600"μmol m-2 s-1 par卤素灯，8v/20w，最大连续光强8500"μmol m-2 s-1 par饱和脉冲：卤素灯，8v/20w，最大饱和闪光强度μmol m-2 s-1 par。
远红光：led，730 nm，最大强度15 w m-2。
信号检测：pin-光电二极管，带短波截止滤光片(λ>710 nm)；选择性锁相放大器(专利设计)。
数据存储：128 mb测量参数：fo, fm, fm’, f, fo’, fv/fm(max. yield), δf/fm’(yield), qp, qn, npq, etr, par和叶温等。
部分文献1. yin cy, berninger f, li cy, 2006. photosynthetic responses of populus przewalski subjected to drought stress photosynthetica 44: 62-68.2. yaronskaya e, vershilovskaya i, poers y, alawady ae, averina n, grimm2 b, 2006. cytokinin effects on tetrapyrrole biosynthesis and photosynthetic activity in barley seedlings. planta: in press.3. yang y, sulpice r, himmelbach a, meinhard m, christmann a, grill e, 2006. fibrillin expression is regulated by abscisic acid response regulators and is involved in abscisic acid-mediated photoprotection proc. natl. acad. sci. usa 103: 6061-6066.4. veres s, tóth vr, láposi r, oláh v, lakatos g, mészáros i, 2006. carotenoid composition and photochemical activity of four sandy grassland species. photosynthetica 44: 255-261.5. subrahmanyam d, subash n, haris a, sikka ak, 2006. influence of water stress on leaf photosynthetic characteristics in wheat cultivars differing in their susceptibility to drought photosynthetica 44: 125-129.6. rautenberger r, bischof k, 2006. impact of temperature on uv-susceptibility of two ulva (chlorophyta) species from antarctic and subantarctic regions. polar biology: in press.7. naidoo g, 2006. factors contributing to dwarfing in the mangrove avicennia marina. annals of botany 97: 1095-1101.8. lizana c, wentworth m, martinez jp, villegas d, meneses r, murchie eh, pastenes c, lercari b, vernieri p, horton p, pinto m, 2006. differential adaptation of two varieties of common bean to abiotic stress: i. effects of drought on yield and photosynthesis. journal of experimental botany 57: 685-697.9. häubner n, schumann, karsten u, 2006. aeroterrestrial microalgaegrowing in biofilms on facades—response to temperature and water stress. microbial ecology: in press.10. bertamini m, muthuchelian k, nedunchezhian n, 2006. shade effect alters leaf pigments and photosynthetic responses in norway spruce (picea abies l.) grown under field conditions. photosynthetica 44: 227-234.11. yang x, lu c, 2005. photosynthesis is improved by exogenous glycinebetaine in salt-stressed maize plants. physiologia plantarum 124: 343-352.12. wodala b, deák z, vass i, erdei l, horváth f, 2005. nitric oxide modifies photosynthetic electron transport in pea leaves. acta biologica szegediensis 49: 7-8.13. wen x, qiu n, lu q, lu c, 2005. enhanced thermotolerance of photosystem ii in salt-adapted plants of the halophyte artemisia anethifolia. planta 220: 486-497.14. wen x, gong h, lu c, 2005. heat stress induces an inhibition of excitation energy transfer from phycobilisomes to photosystem ii but not to photosystem i in a cyanobacterium spirulina platensis. plant physiology and biochemistry 43: 389–395.15. wen x, gong h, lu c, 2005. heat stress induces a reversible inhibition of electron transport at the acceptor side of photosystem ii in a cyanobacterium spirulina platensis. plant science 168: 1471–1476. 16. tang y, wen x, lu c, 2005. differential changes in degradation of chlorophyll–protein complexes of photosystem i and photosystem ii during flag leaf senescence of rice. plant physiology and biochemistry 43: 193-201.17. takabayashi a, kishine m, asada k, endo t, sato f, 2005. differential use of two cyclic electron flows around photosystem i for driving co2-concentration mechanism in c4 photosynthesis. proc. natl. acad. sci. usa 102: 16898-16903.18. souza gm, ribeiro rv, de oliveira rf, machado ec, 2005. network connectance and autonomy analyses of the photosynthetic apparatus in tropical tree species from different successional groups under contrasting irradiance conditions. revista brasileira de botanica 28: 47-59.19. siffel p, santrucek j, 2005. diurnal course of photochemical activity of winter-adapted scots pine at subzero temperatures photosynthetica 43: 395-402.20. shirke pa, pathre uv, 2005. influence of leaf-to-air vapour pressure deficit (vpd) on the biochemistry and physiology of photosynthesis in prosopis juliflora. journal of experimental botany 55: 2111-2120. 21. rassadina vv, usatov av, fedorenko gm, averina ng, 2005. activity of the system for chlorophyll biosynthesis and structural and functional organization of chloroplasts in a plastome en:chlorina-5 sunflower mutant russian journal of plant physiology 52: 606-615.22. pérez-priego o, zarco-tejada pj, miller jr, sepulcre-cantó g, fereres e, 2005. detection of water stress in orchard trees with a high-resolution spectrometer through chlorophyll fluorescence in-filling of the o2-a band. ieee transactions on geoscience and remote sensing 43: 2860-2869.23. penuelas j, llusia j, asensio d, munne-bosch s, 2005. linking isoprene with plant thermotolerance, antioxidants and monoterpene emissions. plant cell and environment 28: 278-286.24. kosourov s, makarova v, fedorov as, tsygankov a, seibert m, ghirardi ml, 2005. the effect of sulfur re-addition on h2 photoproduction by sulfur-deprived green algae. photosynthesis research 85: 295-305.25. jeon m-w, ali mb, hahn e-j, paek k-y, 2005. effects of photon flux density on the morphology, photosynthesis and growth of a cam orchid, doritaenopsis during post-micropropagation acclimatization. plant growth regulation 45: 139-147.26. ifuku k, yamamoto y, ono t-a, ishihara s, sato f, 2005. psbp protein, but not psbq protein, is essential for the regulation and stabilization of photosystem ii in higher plants. plant physiology 139: 1175–1184.27. havaux m, eymery f, porfirova s, rey p, dormann p, 2005. vitamin e protects against photoinhibition stress in arabidopsis thaliana. the plant cell 17: 3451-3469.28. guéra a, calatayud a, sabater b, barreno e, 2005. involvement of the thylakoidal nadh-plastoquinone-oxidoreductase complex in the early responses to ozone exposure of barley (hordeum vulgare l.) seedlings journal of experimental botany 56: 205-218.29. feild ts, sage tl, czerniak c, iles wjd, 2005. hydathodal leaf teeth of chloranthus japonicus (chloranthaceae) prevent guttation-induced flooding of the mesophyll. plant cell and environment 28: 1179-1190. 30. feild ts, brodribb tj, 2005. a unique mode of parasitism in the conifer coral tree parasitaxus ustus (podocarpaceae). plant cell and environment 28: 1316-1325.31. favory j-j, kobayshi m, tanaka k, peltier g, kreis m, valay j-g, lerbs-mache s, 2005. specific function of a plastid sigma factor for ndhf gene transc-ription. nucleic acid research 33: 5991-5999.32. bigras fj, 2005. photosynthetic response of white spruce families to drought stress. new forests 29: 135-148.33. bertamini m, muthuchelian k, rubinigg m, zorer r, nedunchezhian n, 2005. photoinhibition of photosynthesis in leaves of grapevine (vitis vinifera l. cv. riesling). effect of chilling nights photosynthetica 43: 551-557.34. xu z-z, zhou g-s, li h, 2004. response of chlorophyll fluorescence and nitrogen level of leymus chinensis seedling tho changes of soil moisture and temperature. journal of environmental sciences 16: 666-669.35. wilson s, blake c, berges ja, maggs ca, 2004. environmental tolerances of free-living coralline algae (maerl): implications for european marineconservation. biological conservation 120: 283-293.36. sjögren lle, macdonald tm, sutinen s, clarke ak, 2004. inactivation of the clpc1 gene encoding a chloroplast hsp100 molecular chaperone causes growth retardation, leaf chlorosis, lower photosynthetic activity, and a specific reduction in photosystem content. plant physiology 136: 4114-4126.37. salvucci me, crafts-brandner sj, 2004. relationship between the heat tolerance of photosynthesis and the thermal stability of rubisco activase in plants from contrasting thermal environments. plant physiology 134: 1460-1470.38. romero hm, berlett bs, jensen pj, pell ej, tien m, 2004. investigations into the role of the plastidial peptide methionine sulfoxide reductase in response to oxidative stress in arabidopsis. plant physiology 136: 3784-3794.39. m unné-bosch s, peñuelas j, asensio d, llusià j, 2004. airborne ethylene may alter antioxidant protection and reduce tolerance of holm oak to heat and drought stress. plant physiology 136: 2937-2947.40. mcelrone aj, forseth in, 2004. photosynthetic responses of a temperate liana to xylella fastidiosa infection and water stress. journal of phytopathology 152: 9-20.41. lu q, lu c, 2004. photosynthetic pigment composition and photosystem ii photochemistry of wheat ears. plant physiology and biochemistry 42: 395-402.42. larbi a, abadía a, morales f, abadía j, 2004. fe resupply to fe-deficient sugar beet plants leads to rapid changes in the violaxanthin cycle and other photosynthetic characteristics without significant de novo chlorophyll synthesis. photosynthesis research 79: 59-69.43. ji b-h, zhu s-q, jiao d-m, 2004. a limited photosynthetic c4-microcycle and its physiological function in transgenic rice plant expressing the maize pepc gene. acta botanica sinica 46: 542-551. 44. havaux m, dall"osto l, cuiné s,giuliano g, bassi r, 2004. the effect of zeaxanthin as the only xanthophyll on the structure and function of the photosynthetic apparatus in arabidopsis thaliana. the journal of biological chemistry 279: 13878-13888.45. fujibe t, saji h, arakawa k, yabe n, takeuchi y, yamamoto kt, 2004.a methyl viologen-resistant mutant of arabidopsis, which is allelic to ozone-sensitive rcd1, is tolerant to supplemental ultraviolet-b irradiation. plant physiology 134: 275-285.46. ensminger i, sveshnikov d, campbell da, funk c, jansson s, lloyd j, shibistova o, öquist g, 2004. intermittent low temperatures constrain spring recovery of photosynthesis in boreal scots pine forests. global change biology 10: 1-14.47. d"haese d, vandermeiren k, caubergs rj, guisez y, temmerman ld, horemans n, 2004. non-photochemical quenching kinetics during the darkto light transition in relation to the formation of antheraxanthin and zeaxanthin. journal of theoretical biology 227: 175-186.48. biemelt s, tschiersch h, sonnewald u, 2004. impact of altered gibberellin metabolism on biomass accumulation, lignin biosynthesis, and photosynthesis in transgenic tobacco plants. plant physiology 135: 254-265.。