实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
课件医实动学实验(大鼠、小鼠)
实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
医学生小鼠大鼠实验报告
医学生小鼠大鼠实验报告一、实验目的本实验旨在通过对小鼠和大鼠的实验观察，研究它们在不同条件下的生理和行为特征，为进一步研究人类疾病提供参考。
二、实验方法2.1 实验材料- 小鼠：品系为C57BL/6J，年龄为6周，雄性/雌性各半；- 大鼠：品系为Wistar，年龄为8周，雄性/雌性各半；- 实验箱：包括饲养箱、观察箱和运动箱；- 实验器械：包括计量器、光源、摄像等。
2.2 实验设计1. 小鼠实验组：将小鼠放入饲养箱，观察其饮水量、食物摄入量和运动状态。
每天记录一次，持续观察7天。
2. 大鼠实验组：将大鼠放入观察箱，暴露在不同温度环境中（分别为25和37），观察其体温变化。
每小时记录一次，持续观察4小时。
三、实验结果3.1 小鼠实验结果在实验期间，观察到小鼠的饮水量和食物摄入量逐渐增加，运动状态表现为跑动和探索环境。
具体数据如下表所示：日期饮水量（ml）食物摄入量（g）运动状态第1天10 5 跑动第2天12 6 跑动第3天14 7 跑动第4天16 9 跑动第5天18 11 跑动第6天20 13 跑动第7天22 15 探索环境3.2 大鼠实验结果在25的温度环境下，大鼠的体温保持在正常范围内，变化不大。
而在37的高温环境下，大鼠的体温显著升高。
具体数据如下表所示：时间体温（）第1小时36.8第2小时36.9第3小时37.0第4小时37.1四、实验讨论4.1 小鼠实验讨论小鼠在实验期间表现出较高的饮水量和食物摄入量，说明它们需要充足的能量来满足正常生长发育的需要。
而运动状态的增加可能与它们的活跃性有关，小鼠是夜行性动物，喜欢在夜晚活动。
4.2 大鼠实验讨论在25的温度环境下，大鼠的体温保持在正常范围内，说明它们能够通过自身调节保持体温的稳定。
而在37的高温环境下，大鼠的体温显著升高，说明它们对于高温有较弱的适应能力。
五、实验结论通过本实验的观察结果，我们可以得出以下结论：1. 小鼠在实验期间表现出较高的饮水量、食物摄入量和运动状态，提示其正常生长发育需要大量的能量和活动。
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作
实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作一、实验目的：本实验的目的是学习和掌握大鼠和小鼠的基本实验操作，并通过实际操作加深对实验动物学的理解。
二、实验材料和仪器：1.实验动物：本实验采用大鼠和小鼠作为实验动物。
2.实验材料：a.饲料：适用于大鼠和小鼠的饲料。
b.饮水：大鼠和小鼠所需的饮水。
c.防护用品：手套、口罩、工作服等。
3.实验仪器：称量器、注射器、实验笼等。
三、实验步骤：小鼠的基本实验操作：1.饲养：a.准备实验笼：清洗实验笼并确保洁净无菌。
b.注入饮用水：将饮用水注入到实验笼的水槽中。
c.放入饲料：将适量的饲料放入实验笼的饲料盆中。
d.放入小鼠：将小鼠轻轻放入实验笼中，并确保每只小鼠有足够的空间。
e.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.准备秤量器：准备一台准确的秤量器。
b.小鼠暂时移动：将小鼠轻轻移动到秤量器上，记录小鼠的体重。
c.小鼠放回实验笼：将小鼠安全放回原来的实验笼中。
3.注射：a.准备注射器和药物：准备一支注射器，并配制好需要注射的药物。
b.固定小鼠：采用适当的方式固定小鼠，如手持小鼠的颈部或者使用专用固定架。
c.注射药物：将药物缓慢注射到小鼠的体内，确保注射过程不会引起小鼠的不适。
d.观察并记录：观察小鼠注射区域的反应，并记录相关数据。
大鼠的基本实验操作：1.饲养：a.饲料和饮水的准备与放置方法与小鼠相同。
b.放养环境的准备：根据大鼠的特点，提供较大的实验笼和足够的空间。
c.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。
2.体重测量：a.方法与小鼠相同。
3.注射：a.方法与小鼠相同。
四、实验结果和讨论：通过本次实验操作，我们学习和掌握了小鼠和大鼠的基本实验操作。
在饲养方面，我们了解到提供干净的实验笼、适当的饲料和饮水对实验动物的健康至关重要。
在体重测量方面，我们掌握了如何用秤量器准确测量实验动物的体重。
在注射方面，我们学会了如何固定实验动物并将药物缓慢注射到体内。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠;两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起;置于鼠笼或实验台向后拉;在其向前爬行时;用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤;将鼠体置于左手心中;把后肢拉直;以无名指按住鼠尾;小指按住后腿即可..这种在手中固定方式;能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作..2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显;雄鼠可见阴道开口和五对乳头..幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;近者为雌;远者为雄..另外;雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟;而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛..3、小鼠的标记方法1耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口;左耳为十位;右耳为个位..2剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位;注意逆着毛发生长方向刷..4、小鼠的基本采血1剪尾采血当所需血量很少时采用本法..固定动物并历出鼠尾;将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟;也可用酒精棉球涂擦;使局新血管扩张..将鼠尾擦干;再用刀片剪去1-2mm;让血液滴入盛器或直接用吸取;同时自尾根部向尾尖按摩..取血后;先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处;使伤口外结一层火棉胶薄膜;保护伤口..也可采用切割尾静脉的方法采血;三根尾势脉可交替切割;并自尾尖向尾根方向切割;每次可取0.2～0.3ml血;切割后用棉球压迫止血..这种采血方法在大鼠进行较好;可以较长的间隔时间连续取血;进行血常规检查..2眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液;而又需避免动物死亡时采用此法..用左手固定鼠;尽量捏紧头部皮肤;使头固定;并轻轻向下压迫颈部两侧;引起头部静脉血液回流困难;使眼球充分外突示眼眶后静脉丛充血;右手持毛细玻璃管;沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入..刺入深度小鼠2～3mm..当感到有阻力时再稍后退;保持水平位;稍加吸引;由于血压的关系;血液即流人玻璃管中..得到所需的血量后;拨出毛细管..若手法恰当;小鼠约可采血0.2～0.3ml..3心脏取血动物仰卧固定在固定板上;剪去心前区部位的被毛;用碘酒酒精消毒皮肤..在左侧第3～4肋间;用左手食指摸到心搏处;右手取连有4～5号针头的注射器;选择心搏最强处穿刺;当针刺入心脏时;血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器..此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏;否则;心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准;将针头抽出重刺;不要在心脏周围乱探;以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸;否则;太多的真空反而使心脏塌陷..若不需保留动物生命时;也可麻醉后切开动物胸部;将注射器直接刺人心脏抽吸血液..5、小鼠的常用给药方法1经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定;右手持灌胃针;将灌胃针插入动物口中;沿咽后壁徐徐插入食道..动物应固定成垂直体位;针插入时应无阻力..若感到阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以兔损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入小鼠3~4cm;常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳..操作时;常规消毒注射部位皮肤;然后将皮肤提起;注射针头取一钝角角度刺入皮下;把针头轻轻向左右摆动;易摆动则表示已刺入皮下;再轻轻抽吸;如无回血;可缓慢地将药物注入皮下..拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻;以防止药物外漏..3肌肉注射给药小鼠体积小;肌肉少;很少采用肌肉注射..当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时;采用肌肉注射..操作时1人保定小鼠;另一人用左手抓住小鼠的1条后肢;右手拿注射器..将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4;注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重..4腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠;使鼠腹部朝上;鼠头略低于尾部;右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺;针头刺入皮肤后进针3nm左右;接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..5尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中;使尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针;此处皮薄易于刺入;先缓注少量药液;如无阻力;表示针头已进入静脉;可继续注入..注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..动进入注射器..6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上;用大头针将四肢固定在解剖盘上..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察1肺：分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第四肋间..3肝：附于隔上;呈暗褐色;分5叶..4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈暗红色;长条扁平状..7胰：在十二指肠附近;呈粉红色..8肾：右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状;粉红色;左右各一;位于肾脏下方..小鼠为双角子宫;为Y字形..10睾丸：小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血；5、掌握大鼠的常用给药方法灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉；6、掌握大鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只1雌1雄；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起;放在鼠笼上部..轻轻向后拉鼠尾;大鼠向前挣脱时;用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;将大鼠尾巴钩绕于小指上;将尾巴固定..注意不要用力过大使大鼠窒息死亡..2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中;故其阴囊明显;成年雌鼠可见阴道开口和乳头;幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;雄性：距离长;毛发密和其他部位一样;雌性：距离短;毛发稀疏..3.给药1灌胃:将注射器装入药物溶液;装上灌胃针..抓取固定大鼠后;使大鼠头部朝上;从大鼠口角一侧进针;沿咽后壁缓缓插入食道..若感到巨大阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以免损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入大鼠4~5cm;常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；若药物灌入肺中;大鼠死亡..2腹腔注射：左手固定大鼠后;右手持针;45度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..3尾静脉注射：鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后;表示针头已进入静脉;可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中..注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..切勿从后3/1处注射;此处大鼠易发生断尾现象..4皮下注射：将大鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿纵轴方向刺入皮下;进针时感觉有阻力;继续刺入后突然阻力消失;判断针头可活动后注射入药液..注射成功后可见一个小丘状隆起;经过段时间后注射入的药物可被吸收..5皮内注射：小鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤;注射药液..若感觉注射时有阻力;注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功..为避免药液流出;停留片刻后将针头拔出;用干棉球按压针孔..4.麻醉：抓取固定大鼠后;通过腹腔注射的方式按10%水合氯醛2ml/kg的用量将适量的麻醉剂注射如大鼠体内;等待几分钟后观察大鼠反应..若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡..5.釆血1尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后继续采集血液;每次0.1ml..2心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置为搏动为剧烈处..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达2~3ml..3腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后;用手术剪沿腹正中线剪开腹腔;将腹主动脉充分暴露后腹主动脉与腹主静脉伴行;紧贴脊柱;右手持注射器;针尖斜面朝下;入针角度约25~30度;朝向心端方向刺入;深度以5mm左右为宜;抽吸血液;若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功;继续采血..一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml;采样过程迅速..6.大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上;仰位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部..3肝：紧邻隔下;呈暗褐色;分7叶;无胆囊..4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰：在十二指肠附近;不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾：为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外..10睾丸：小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..11颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺..实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作;掌握豚鼠和家兔的一般操作方法;包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖;了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置..二、实验材料1、实验动物：豚鼠1只雌性、家兔1只雄性2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功;注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡..2、豚鼠性别鉴定将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上;用手按压豚鼠的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性豚鼠可观察到阴茎;雌性豚鼠可观察到会阴部..3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上;右手持针;于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量;豚鼠体重260g;故需注射1.1ml10%水合氯醛..将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内;等待几分钟后观察豚鼠反应..若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡.. 4、豚鼠心脏釆血将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置为搏动为剧烈处;通常在胸骨左缘..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达4~5ml..5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：共七叶;右肺四叶;左肺三叶；2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部；3肝：紧邻隔下;呈暗红色;分四个主叶和四个小叶;可见一光亮的胆囊附着于肝下；4胃：分两部;贲门部和幽门部;胃容量约20-30g；5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠;大肠包括结肠、盲肠和直肠..盲肠特别发达;占腹腔容积的1/3;占体重的15%；6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状；7胰：一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;不规则状且呈粉红色；8肾：为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧；9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外.. 6、家兔的抓取和固定自笼内取出时;用手抓住家兔颈部被毛与皮肤;另一手托住其臀部;将其中心承托在掌上..切忌强提兔耳或某一肢体..用兔盒将家兔的头部及四肢固定;使其头部无法向后缩即为固定成功..7、家兔的性别鉴定家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定..将家兔抓取后使其腹面朝上;用手按压家兔的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性家兔可观察到阴茎;雌性家兔可观察到会阴部..8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后;先拔去耳缘静脉注射部位的被毛;用手指轻弹兔耳使静脉充盈..或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后;左手食指与中指夹住静脉的近心端;阻止静脉回流;用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端;右手持5ml注射器从远端刺入;然后移动左手拇指固定针头;回抽注射器;若有血液进去注射器即为采血成功;继续缓慢采血..一次最多可采5ml..9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳;用棉绳固定家兔开口;将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道..插入约导尿管的2/3的位置..回抽针管;观察到无气体进去针管后注射药物..灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳..10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;回抽针管后若有回血;则可将适量麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量..将适量的麻醉剂注射入家兔体内;等待几分钟后观察家兔反应..若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功..11、家兔处死空气栓塞法以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;向耳缘静脉中注入一定量的空气5ml即可;使之发生空气栓塞而致死..观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散..12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿.. 用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔打开;仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：共七叶;右肺四叶;左肺三叶..胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部;互不相通..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;由左心房、左心室、右心房、右心室组成..3肝：紧邻隔下;呈暗红色;可见一墨绿色的胆囊附着于肝下..4胃：分两部;贲门部和幽门部..5肠：分小肠和大肠;其总长度为体长的10倍..盲肠非常大;长约0.5米..在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁;呈圆形;为圆小囊..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰：一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;为分布零散而不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾：为扁豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9雄兔睾丸下降到阴囊;两侧阴囊为乳白色..实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧;要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作;了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠雌雄各一只；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术小鼠常规麻醉;采用俯仰卧位;置于固定台上..尿道口上5mm处脱毛;常规消毒..在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔..进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织..将脂肪组织拉至腹腔;分离附睾并结扎相关血管;即可切除睾丸..将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口..小鼠常规麻醉;采用俯卧或侧卧位;置于固定台上;以肋下0.5cm;脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛;常规消毒;切口约0.5cm;切开皮肤;一边扩张一边钝性分离;用眼科镊夹住创口看到的肌层;在离脊柱肋下剪开腰肌;长约0.5切口;立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角;用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口;在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎;结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角;将卵巢摘除;检查有无出血;把脂肪组织推回腹腔内;将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..背部切口创伤小;直观;视野清楚;易操作;不需牵拉其它脏器;手术时间短..3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内;将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部..此方法一个可以同时做几只;省时间..而且有自体移植;可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应;还是手术失败造成的..麻醉动物;用75%的酒精棉球;消毒动物的尾部以及手术者的双手;随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根;拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部..右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮;刀口深度应露出白色的健;但又不割坏血管..这样即提供了一块供体植皮;又得到一处受体植床..取下皮片后;将皮片手术刀从右手方向转到左手方向;这样皮片也就旋转了180度;使皮片上的毛与尾部的毛长向相反;然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上;用滤纸轻轻地来回按几下皮片;使其尽可能紧贴在上面;本次实验由于时间限制;不进行结果观察..4、孕鼠剖腹取胎实验1以颈椎脱臼法将孕鼠处死后;取仰卧位固定小鼠于动物固定板上;暴露腹部手术部位进行酒精消毒；注意处死动作要快;勿用力按压腹部;防止胎儿受损..。
动物实验的基本操作技术实验报告
实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
2）按“三-2-1）”的方法捉拿小鼠，并使小鼠腹腔向上；3）事先吸取好液体的注射器针尖平面朝上，平行扎入皮内后，注射器与腹腔呈45度角刺入腹腔，感觉针尖部分可以移动，将注射针向后抽出一点，注射样品。
大小鼠观察实验报告
一、实验目的1. 观察大小鼠的形态特征，了解其生长发育规律。
2. 分析大小鼠的行为习性，探讨其适应环境的能力。
3. 学习实验操作技巧，提高观察和分析能力。
二、实验材料1. 实验动物：大鼠标本、小鼠标本2. 实验器材：解剖盘、解剖刀、显微镜、解剖针、放大镜、镊子、剪刀、酒精灯、烧杯、解剖针、培养皿等3. 实验试剂：生理盐水、酒精、甲醛、碘酒、苯酚等三、实验方法1. 观察大小鼠的形态特征（1）观察大鼠标本：将大鼠标本放在解剖盘上，用放大镜观察其整体形态、头部、四肢、尾巴等部位。
记录其身体长度、体重、眼睛、耳朵、鼻子、四肢、尾巴等特征。
（2）观察小鼠标本：将小鼠标本放在解剖盘上，用放大镜观察其整体形态、头部、四肢、尾巴等部位。
记录其身体长度、体重、眼睛、耳朵、鼻子、四肢、尾巴等特征。
2. 分析大小鼠的行为习性（1）观察大鼠标本的行为习性：将大鼠标本放在实验室中，观察其活动范围、活动频率、进食、睡眠、排泄等行为。
记录其活动规律、适应环境的能力。
（2）观察小鼠标本的行为习性：将小鼠标本放在实验室中，观察其活动范围、活动频率、进食、睡眠、排泄等行为。
记录其活动规律、适应环境的能力。
3. 实验操作技巧（1）解剖技巧：学习解剖刀、解剖针、剪刀等解剖工具的使用方法，掌握解剖操作技巧。
（2）显微镜观察技巧：学习显微镜的使用方法，掌握观察细胞、组织等细微结构的技巧。
四、实验结果1. 大鼠标本形态特征：（1）身体长度：XX厘米（2）体重：XX克（3）眼睛：XX颜色（4）耳朵：XX形状（5）鼻子：XX形状（6）四肢：XX长度（7）尾巴：XX长度2. 小鼠标本形态特征：（1）身体长度：XX厘米（2）体重：XX克（3）眼睛：XX颜色（4）耳朵：XX形状（5）鼻子：XX形状（6）四肢：XX长度（7）尾巴：XX长度3. 大小鼠行为习性：（1）活动范围：XX（2）活动频率：XX次/小时（3）进食：XX（4）睡眠：XX（5）排泄：XX五、实验分析1. 大小鼠在形态结构上具有明显的差异，如大鼠标本体型较大，小鼠标本体型较小。
鼠实验基本技术实验报告
一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。
2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。
3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。
4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。
5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。
二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。
- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。
- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。
- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。
5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。
6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。
7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。
- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。
8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。
- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。
毒理学动物实验基本操作
毒理学动物实验基本操作一，实验目的1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2.掌握小鼠动物实验的基本操作二，实验器材电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。
三，实验内容1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：性别鉴定依据：性器官与肛门的距离2.实验动物抓取和固定。
3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法大鼠均为250g 编号方法如图所示：实验动物基本信息如下表：编号性别类别体重/g13 雌小鼠22.6327 雄小鼠23.9256 雌小鼠22.787 雄大鼠250.0018 雌大鼠250.00124 雄大鼠250.00179 雄大鼠250.004 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。
5. 小鼠腹腔注射给药：左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
6. 小鼠尾静脉注射给药：操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。
7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。
大鼠可采8ml血。
8. 处死方法（颈椎脱臼）方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。
9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿4-5周内的大鼠，方法同小鼠。
周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。
2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定（1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。
（2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
四、动物的标记小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。
大鼠手术基本操作实验报告
大鼠手术基本操作实验报告一、前言在基础医学实验教学中，大鼠手术是必不可少的一部分，它是许多研究的重要前提和基础。
对于医学生而言，学习大鼠手术基本操作是必不可少的，因为它不仅有助于我们理论知识的学习，更可以提高我们的动手能力和实验技能。
在本文中，我将分享我在大鼠手术基本操作实验中的经验和体会。
二、实验前准备在进行大鼠手术前我们需要进行必要的实验前准备工作。
1. 实验器材和药品准备我们需要准备大鼠手术所需的器材和药品，如手术刀、镊子、缝合针、缝线、止血钳、消毒药水、麻醉剂、止痛剂和抗生素等。
2. 动物准备在进行大鼠手术前，我们需要充分准备动物。
首先需要进行动物的饲养，保证动物的健康和营养状态。
其次，需要进行动物的过夜禁食，以避免手术时消化道内容物的滞留和吐出。
最后，动物需要进行全身清洁，特别是手术部位的清洁。
3. 实验环境准备进行大鼠手术需要一个高度清洁的环境，我们需要在实验室内设置手术台，手术台上要铺上手术用的巾，并配备手术灯和显微镜等设备，以便手术时的清晰视野。
三、实验步骤1. 麻醉我们需要先对大鼠进行麻醉，以便进行手术。
目前，常用的麻醉方法有三种：气体麻醉、注射麻醉和皮下注射麻醉。
在进行麻醉前，我们需要先进行动物的体重测量，根据体重选择合适的麻醉药剂量。
2. 固定在大鼠进入麻醉状态后，我们需要进行固定。
固定的目的是为了保证手术过程中动物不会移动和晃动，保证手术的安全性和准确性。
固定方法有多种，如绳索固定、胶带固定和头架固定等。
3. 手术操作进行手术操作前，我们需要对手术部位进行消毒，以避免手术感染。
手术操作中需要注意以下几点：（1）操作要轻柔，避免操作时对动物造成过多的创伤和损伤。
（2）手术刀要保持锋利，以便切开皮肤和组织。
（3）手术过程中要注意感染控制，避免手术感染。
（4）手术结束后，需要对伤口进行缝合处理。
4. 恢复手术结束后，我们需要对动物进行恢复。
恢复的过程中，需要注意以下几点：（1）动物需要保持温暖，以避免体温过低。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
大鼠实验的基本操作实验报告
大鼠实验的基本操作实验报告大鼠实验的基本操作实验报告目录•简介•实验设备及材料•实验步骤•结果与分析•结论•参考文献简介本实验报告旨在介绍大鼠实验的基本操作步骤以及相关注意事项，以供资深创作者参考。
大鼠实验是一种广泛应用于生物医学研究的实验手段，能够提供宝贵的实验数据和相关结果。
在进行大鼠实验前，必须严格遵守实验伦理、安全操作规程等相关规定，确保实验的准确性和可靠性。
实验设备及材料•大鼠（种类、数量等详细说明）•实验室动物房•实验所需药物或试剂（名称、浓度等详细说明）•实验设备（如注射器、天平、显微镜等）实验步骤1.提前准备工作：–仔细阅读实验方案，并准备所需材料和设备。
–确保实验环境安静、整洁，并按照实验要求调整温度、湿度等条件。
–做好实验前的动物饲养管理工作，确保实验动物的健康状态。
2.动物实验操作：–根据实验设计，将实验动物随机分组，并记录实验动物的编号、性别、体重等基本信息。
–严格按照实验方案进行动物操作，如给药、采血、观察行为等。
–在操作过程中，注意给药方法、剂量、频次等细节，确保操作的一致性和准确性。
3.数据记录与分析：–在实验过程中，及时记录实验数据，包括观察结果、药效反应等。
–使用统计学方法进行数据分析和处理，得出实验结果的可靠性和显著性。
–给出实验结果的解释和分析，结合前人研究成果进行讨论。
结果与分析经过实验操作和数据分析，我们得到了如下结果： - 描述所得到的实验结果，包括数量化的数据和观察到的现象等。
- 结果的分析和解释，说明实验数据与预期结果是否一致，以及可能的影响因素等。
结论根据本次实验的结果与分析，我们得出以下结论： - 总结实验的目的和意义，强调实验结果对于相关领域的重要性。
- 指出实验结果的局限性和不足之处，提出未来研究方向和改进措施。
参考文献在本实验报告中，我们参考了以下文献： - 列出所参考的相关文献，包括原始研究论文、书籍、期刊等，确保实验报告的可信度和可靠性。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
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实验一小鼠的基本实验操作
一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌
胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)
三、实验步骤
1、抓取与固定,标记
2、去毛
3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射
4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法
5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉
6、处死:脊椎脱臼法
7、解剖:
雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)
雌性:双角子宫、卵巢
肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺
四、实验结果
1、抓取与固定标记:
抓取:抓小鼠的尾根部
固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇
指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml
3、注射给药:
腹腔注射:
从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物
尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血
从眼角内侧0、5cm处进针
眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:
0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功
6、处死:
脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死
7、解剖:
雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺
雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小
胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
五、实验讨论
1、小鼠抓取的感受:
小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指与食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指与小指夹其背部皮肤与尾部,即可将小鼠完全固定。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
2、小鼠尾静脉注射感受:
首先,注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟,有利于注射;其次,先远后尽,不要一开始就从尾根部,那样失败了不好办; 再次,进血管后注意保持稳定,针尖很容易刺穿血管的。
尾静脉就在尾巴的正左右两边,先用酒精用力擦,可以去掉部分角质,然后按住近心端让充血,就很容易瞧到了。
进针大概1～2厘米就是最合适的。
尾静脉注射时,可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭,可使血管扩张,同时也可软化表皮角质。
以左手拇指与食指夹住鼠尾,使静脉充盈,中指帮助无名指与小指捏住鼠尾末梢,右手持注射器(连5号细针头),针头与静脉夹角一般小于30度,从距尾尖2 - 3厘米处进针,此处皮薄易进入,先抽回血,见到血后再缓慢注入少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
一般推注速度为0、05 - 0、10ml/秒,一次注入量为0、05 - 0、25ml/10g体重。
如反复注入,应尽可能从尾末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
实验二大鼠的基本实验操作
二、实验目的:通过实际操作,掌握大鼠的一般操作方法,包括大鼠的抓拿、标记、给药(灌
胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:大鼠2只(1雌1雄)
三、实验步骤
1、抓取与固定,标记
2、去毛
3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射
4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法
5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉
6、处死:脊椎脱臼法
7、解剖:
雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)
雌性:双角子宫、卵巢
肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏颅部。
四、实验结果
1、抓取与固定标记:
抓取:抓大鼠的尾根部
固定:抓住大鼠的尾根部,让大鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇
指与食指抓住大鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取大鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml
3、注射给药:
腹腔注射:
从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物
尾静脉注射:一人固定大鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血
从眼角内侧0、5cm处进针
眼球摘除法:左手抓取用固定大鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:
0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本大鼠重320g,按100mg/kg的药量给药,5分钟麻醉成功
6、处死:
脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死
7、解剖:
雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺
雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小
胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨。
颅部:视交叉:将大鼠过量麻醉致死后,剪开颅顶部皮肤,暴露颅骨,用镊子咬除颅顶部骨,充分暴露大脑半球。
用镊子从额部将脑组织翻至枕后,可见位于颅底的视交叉、视神经与视束(白色纤维)。
垂体:夹断视神经,充分暴露颅底,可见位于垂体窝中的垂体,色白,米粒大小。
另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
五、实验讨论
大鼠牙齿与爪子锐利,个头大,抓取时要小心,不要被其抓伤或咬伤。
初学者为确保安全,可佩戴棉纱手套。
提尾部时应靠近尾根部提取,以防大鼠身体摇晃,或扭头过来咬人。
一手不容易固定时,可另请另一人协助操作。
健康雄性大鼠的体重明显超过同龄雌性大鼠。
如进针不顺,须暂停操作,以免激若大鼠,妨碍实验顺利进行。
注射:腹腔注射:注意妥善固定,最好一人固定头部与上肢,另请一人固定双下肢与尾部,以免进针时大鼠挣扎妨碍操作。
肌肉注射:要选择肌肉丰满耳无大血管通过的大腿外侧进针。
尾静脉注射:尾静脉鳞片厚,虽然肉眼可见血管,但成功率低,一般少用。