实验动物采血指南
大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。
常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。
-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。
-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。
2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。
3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。
-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。
常用的有离心管、毛细管等。
-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。
4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。
然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。
-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。
手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。
-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。
再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。
5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。
-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。
将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。
以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。
在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。
另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。
实验动物血液生理生化参考手册
实验动物血液生理生化参考手册实验动物血液生理生化参考手册第一章：实验动物血液的组成和功能实验动物的血液主要由红细胞、白细胞、血小板和血浆组成。
红细胞主要负责运输氧气和二氧化碳，白细胞则是免疫系统的重要组成部分，血小板则参与血液凝固过程。
血浆则包含了多种蛋白质、激素、营养物质和代谢产物等。
第二章：实验动物血液的采集方法实验动物血液的采集方法包括尾静脉、颈静脉和心脏穿刺等方法。
其中，尾静脉采血是最为常用的方法，适用于小鼠和大鼠等小型实验动物。
颈静脉采血适用于中大型实验动物，如兔子和猫等。
心脏穿刺则适用于大型实验动物，如狗和猪等。
第三章：实验动物血液的生理指标实验动物血液的生理指标包括红细胞计数、血红蛋白浓度、白细胞计数、血小板计数、血糖浓度、血脂浓度、血清蛋白质浓度等。
这些指标可以反映出实验动物的健康状况、代谢水平和免疫功能等。
第四章：实验动物血液生化指标实验动物血液生化指标包括肝功能指标、肾功能指标、心肌酶谱、血清电解质等。
这些指标可以反映出实验动物的器官功能状态、代谢水平和电解质平衡等。
第五章：实验动物血液疾病模型实验动物血液疾病模型包括贫血模型、白血病模型、血栓模型等。
这些模型可以用于研究血液疾病的发病机制、诊断方法和治疗策略等。
第六章：实验动物血液检测技术实验动物血液检测技术包括血常规、生化分析、凝血功能检测等。
这些技术可以用于对实验动物血液的生理和生化指标进行检测和分析，为研究提供数据支持。
总结：实验动物血液生理生化参考手册介绍了实验动物血液的组成和功能、采集方法、生理指标、生化指标、疾病模型和检测技术等方面的内容。
这些知识对于进行实验动物研究和临床诊断都具有重要意义。
实验动物采血完全指南
实验动物采血完全指南凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.１．取少量血ａ．尾静脉大鼠、小鼠ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠ｃ．舌下静脉兔ｄ．腹壁静脉青蛙、蟾蜍ｅ．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅２．取中量血ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫ｃ．耳中央动脉兔ｄ．颈静脉狗、猫、兔ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠ｆ．断头大鼠、小鼠ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅３．取大量血ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔ｂ．心脏狗、猴、猫、兔ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊ｄ．摘眼球大鼠、小鼠采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)小鼠0.2 0.3大鼠 1 2豚鼠 5 10兔10 40狼狗100 500猎狗50 200猴15 601.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
常见实验动物的采血量及家兔的采血方法
常见实验动物的采血量及家兔的采血方法
常见实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量见表。
一次采血过多或连续多次采血都可影响动物健康，造成贫血或导致死亡，须予注意。
家兔的采血方法
（1）耳缘静脉取血：如要采集少量血液，可采用此法。
将家兔放在固定盒内，拔去拟采血部位的毛，用电灯照射加热或用电吹风吹热或用二甲苯棉球擦耳壳，使耳部血管扩张。
用粗针头刺破耳缘静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出即可。
取血后用棉球压迫止血。
亦可用针头插入耳线静脉取血，其操作步骤基本与耳缘静脉注射相似。
最好有一助手帮助压紧耳根部，这样采血时比较容易。
（2）兔耳中央动脉取血：在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端，沿着动脉向心方向平行刺入动脉，此法一次可取血10～15ml。
取血完毕后注意止血。
抽血时要注意：由于兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩前立即抽血。
不要在近耳根处取血，因耳根部软组织厚，血管位置较深，易刺透血管造成皮下出血。
（3）心脏取血：兔心脏取血法和大、小鼠心脏取血法类似，且比较容易掌握。
将兔仰卧固定在手术台上，将心脏部位被毛剪去，用碘酒酒精消毒皮肤，选择心搏最明显处穿刺，针头刺入心脏后即有血液涌入注射器。
取得所需血量后，迅速将针头拔出，这样心肌上的穿孔易
于闭合。
经6～7天后，可以重复进行心脏采血。
此外，还可以从颈动静脉、股动静脉、眼底（一般不常采用）取血。
项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法
项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法(一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。
一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。
注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。
注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。
小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。
家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml．(二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。
若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。
皮内注射量一般为0.1～0.2ml。
(三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。
一般多选臀部、大腿内侧或外侧。
针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。
家兔等大动物注射量不超过2ml。
(四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。
家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。
小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。
(五) 静脉注射1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。
用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。
若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。
注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。
注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。
2．小鼠于尾部两侧静脉注射。
动物采血法实验报告
一、实验目的1. 掌握动物采血的基本原理和方法。
2. 熟悉常用动物采血技术，如心脏采血、耳缘静脉采血等。
3. 提高实验操作技能，为后续生物学实验奠定基础。
二、实验原理动物采血是生物学实验中常用的技术，主要目的是获取动物血液样本，用于各种生物学研究。
采血方法包括心脏采血、耳缘静脉采血、股动脉采血等。
本实验主要介绍心脏采血和耳缘静脉采血方法。
三、实验材料1. 实验动物：豚鼠、兔子、小鼠等。
2. 实验器材：剪刀、针头、注射器、酒精棉球、碘酒棉球、无菌试管、烧杯、镊子等。
3. 实验试剂：生理盐水、肝素、抗凝剂等。
四、实验步骤（一）心脏采血1. 将豚鼠放入实验台上，用酒精棉球消毒其颈部皮肤。
2. 用剪刀剪开豚鼠颈部皮肤，暴露心脏。
3. 用碘酒棉球消毒心脏表面。
4. 用左手固定豚鼠，右手持注射器，在心脏搏动最明显处，用7号或9号针头刺入心脏。
5. 慢慢抽取血液，约5ml，注入无菌试管中。
6. 用酒精棉球按压针孔处，防止出血。
7. 将血液放入烧杯中，加入适量生理盐水，混匀。
（二）耳缘静脉采血1. 将兔子固定在实验台上，用酒精棉球消毒其耳缘皮肤。
2. 用镊子轻轻提起兔子耳缘，暴露耳缘静脉。
3. 用碘酒棉球消毒耳缘静脉。
4. 用左手固定兔子耳缘，右手持注射器，在耳缘静脉处刺入。
5. 慢慢抽取血液，约5ml，注入无菌试管中。
6. 用酒精棉球按压针孔处，防止出血。
7. 将血液放入烧杯中，加入适量生理盐水，混匀。
五、实验结果通过实验，成功采集到豚鼠和兔子的血液样本，血液颜色正常，无凝块。
六、实验讨论1. 心脏采血和耳缘静脉采血是常用的动物采血方法，适用于不同实验需求。
2. 采血过程中，应注意消毒和止血，防止感染和出血。
3. 实验操作要熟练，避免损伤动物。
七、实验总结本次实验成功掌握了动物采血方法，为后续生物学实验奠定了基础。
在实验过程中，应注意以下几点：1. 实验操作要规范，防止感染和出血。
2. 实验操作要熟练，提高实验效率。
实验动物采血实验报告
一、实验目的1. 掌握实验动物采血的方法和技巧。
2. 熟悉实验动物采血设备的操作流程。
3. 了解采血过程中的注意事项及紧急处理方法。
二、实验原理实验动物采血是生物医学研究中常用的实验技术，通过采集动物的血液样本，可以检测血液中的各项指标，为疾病诊断、治疗和预防提供依据。
实验动物采血主要包括心脏采血、股动脉采血和尾静脉采血等方法。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：大鼠、小鼠等。
2. 采血设备：采血针、注射器、酒精棉球、止血带等。
3. 实验试剂：抗凝剂、生理盐水等。
四、实验方法1. 实验动物准备：将实验动物放入安静、舒适的环境中，使其适应实验环境。
2. 采血部位选择：根据实验需要，选择合适的采血部位。
本实验以尾静脉采血为例。
3. 采血操作：（1）用酒精棉球消毒实验动物尾根部，待酒精挥发后，用止血带扎紧实验动物尾巴。
（2）左手捏住实验动物尾巴，右手持采血针，垂直刺入尾静脉。
（3）拔出采血针，将血液吸入注射器中，注意防止气泡进入。
（4）采集完成后，迅速拔出采血针，用酒精棉球按压伤口，防止出血。
4. 血液处理：（1）将采集到的血液加入抗凝剂，混匀。
（2）将血液样本置于离心机中，以3000r/min离心10分钟。
（3）取上清液，放入冰浴中保存。
五、实验结果与分析1. 实验结果：成功采集到实验动物血液样本。
2. 结果分析：通过本次实验，掌握了实验动物采血的方法和技巧，熟悉了采血设备的操作流程。
在实验过程中，注意了采血过程中的注意事项，如消毒、止血等，确保了实验的顺利进行。
六、实验讨论1. 采血部位的选择：不同实验动物和实验目的选择不同的采血部位。
本实验采用尾静脉采血，操作简便，创伤小，适用于一般实验。
2. 采血技巧：采血时，动作要轻柔，避免对实验动物造成不必要的伤害。
同时，注意观察实验动物的反应，以便及时调整采血方法和力度。
3. 采血过程中的注意事项：（1）严格遵守无菌操作规程，防止感染。
（2）采血过程中，注意观察实验动物的反应，避免过度采血。
动物的采血实验报告
一、实验目的1. 熟悉动物采血的基本原理和操作步骤。
2. 掌握不同动物采血方法，如尾尖采血、眼眶后静脉丛采血等。
3. 了解采血过程中应注意的问题，确保实验安全。
二、实验材料1. 实验动物：小鼠、大鼠、豚鼠、兔等。
2. 采血工具：注射器、采血针、剪刀、镊子、棉球、酒精、碘酒、消毒液等。
3. 实验器材：手术台、解剖显微镜、烧杯、试管等。
三、实验方法1. 尾尖采血：适用于所需血量较少的实验。
- 将动物固定在手术台上，露出鼠尾。
- 剪去鼠尾毛，用酒精消毒。
- 将鼠尾浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
- 擦干鼠尾，用剪刀或刀片割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取。
- 采血结束后，伤口消毒并压迫止血。
2. 眼眶后静脉丛采血：适用于中等血量的实验。
- 将动物固定在手术台上，捏紧头部皮肤，使头部固定。
- 轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突。
- 右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入，深度小鼠2-3mm，大鼠4-5mm。
- 当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。
- 得到所需的血量后，拨出玻璃管。
3. 心脏采血：适用于较大血量的实验。
- 取血前应探明心脏搏动最强部位，通常在胸骨左缘的正中。
- 针头宜稍细长些，以免发生手术后穿刺孔出血。
- 用锐器在心脏搏动最强部位穿刺，血液即流入注射器中。
4. 耳缘剪口采血：适用于豚鼠等动物。
- 将豚鼠耳消毒后，用锐器（刀或刀片）割破耳缘。
- 在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液，阻止血凝。
- 血液可自切口自动流出，进入盛器。
四、实验结果1. 尾尖采血：小鼠每次可取血0.1ml，大鼠每次可取血0.2-0.3ml。
2. 眼眶后静脉丛采血：小鼠每次可取血0.2-0.3ml，大鼠每次可取血0.5-1ml。
3. 心脏采血：豚鼠每次可取血10-20ml。
4. 耳缘剪口采血：豚鼠每次可取血0.5ml左右。
家畜临床实验采血
家畜临床实验采血家畜临床实验是一项重要的科研工作，采血作为其中一项关键步骤，在实验结果的准确性和可靠性上起着至关重要的作用。
本文将介绍家畜临床实验采血的方法和注意事项。
一、采血方法1. 选择合适的采血部位在家畜临床实验中，常用的采血部位主要有颈静脉、耳静脉和尾静脉。
根据不同实验需要和动物的特点，选择合适的采血部位非常重要。
2. 准备好采血工具在进行家畜临床实验采血时，需要准备好以下工具：注射器、采血针、采血管等。
确保这些工具干净、无细菌污染，并符合实验要求。
3. 消毒准备采血前，需对采血部位进行消毒处理，以避免感染和交叉感染的风险。
可以使用酒精来进行局部消毒，确保消毒过程干净、彻底。
4. 采血操作在准备就绪后，将采血针插入已消毒的采血部位，以一定的角度与血管相平行，注意不要插入过深，以免受伤。
然后，将采血管连接到采血针上，并轻轻抽取血液。
二、注意事项1. 动物福利在进行家畜临床实验采血时，要保证动物的福利和权益。
采血过程中，动物应尽量减少痛苦和压力，确保其身心健康。
2. 采血量控制采血量的控制非常重要，过少的采血量可能导致实验结果不准确，而过多的采血量可能对动物的健康产生不良影响。
要根据实验需要和动物的身体状况，合理控制采血量。
3. 采血频率在进行家畜临床实验采血时，要注意采血频率的控制。
频繁的采血可能会对动物的生理状况产生不利影响，因此需要根据实验要求和动物的耐受能力，合理安排采血频率。
4. 样本保存和处理采集到的血液样本应及时处理或保存起来，确保实验的完整性和可靠性。
根据实验需要，可以选择不同的保存方式和条件，比如冷藏或者冷冻保存。
三、伦理与法规在进行家畜临床实验采血时，需要严格遵守相关的伦理规定和法律法规。
确保实验符合伦理标准，保护动物的权益和福利，避免违法行为。
总结：家畜临床实验采血是一项关键的步骤，对实验结果的准确性和可靠性起着重要作用。
在采血过程中，要选择合适的采血部位，准备好采血工具，并进行消毒处理。
采血方法
查看文章实验动物的取血方法2007-11-10 11:01采血方法（1）小鼠和大鼠①尾尖取血将动物装在固定筒内，露出尾巴。
将尾共剪掉1～2mm(小鼠)或5cm(大鼠)，然后自尾根向尖端按摩，血自尾尖流出。
亦可先将鼠尾泡于500C热水中，揩干后剪去尾尖，取血后用棉球压迫止血。
此法可反复多次取血，小每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
②眶动脉和眶静脉取血将动物头部按住并压迫眼球使突出充血后，以止血钳迅速钳取眼球后。
眼眶内很快流出血液，将血滴入玻璃器皿内，达到所需采用量后用棉球压迫眼眶止血。
此法所取血量较多，小鼠每次可采血0.2～0.3ml，大鼠每次可采血0.5～lml，动物可存活。
间隔数日后可自另一侧眼眶取血。
③眼眶后静脉丛取血用一长约7～lOcm的玻璃毛细管(内径约1mm)，另端渐扩大呈喇叭形，将其尖端折断。
折断端锋利，预先将玻璃管浸入l％肝素溶液，取出干燥。
取血时左手抓住鼠两耳间头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。
右手持毛细管，将其尖端插入眼睑与眼球之间并向眼底方向移动，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。
取血完毕拔出毛细管，左手放松出血即停止。
毛细管就叫“玻璃毛细管”，是硬质中性玻璃，内径：0.9--1.1mm, 壁厚0.1--0.15mm 管长120mm。
④股静脉(或股动脉)取血麻醉动物背位固定，切开左或右腹股沟的皮肤，作股静脉或股动脉分离手术。
注射针穿刺股动脉或股静脉抽血，也可在颈静脉或颈动脉处穿刺取血。
此法小鼠可采血0.2～0.8ml，大鼠约0.4～0.6ml。
⑤断头取血用剪刀剪掉鼠头，立即将鼠头向下，提起动物，将血滴入容器内。
小鼠可采用0．8～1.2ml，大鼠5～lOml。
（2）豚鼠①心脏取血豚鼠背位固定，左手触摸心脏搏动最明显处。
一般在胸骨左缘第4～6肋间隙，用注射针刺入心脏。
血液即进入注射器内，取血宜迅速，以防血液凝固。
本法取血量多，可达15～20ml。
(完整word版)动物免疫与动物采血实验操作规范
动物免疫与动物采血一、动物保定在进行动物免疫和动物采血之前，进行动物保定是非常必要的。
正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证试验顺利进行。
下面介绍几种常见实验动物的保定方法。
1 小鼠的抓取固定方法小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。
抓取时先用右手抓取鼠尾提起，放在其前，爪能抓牢的物体表面稍后提，或放在实验台上，在其向前爬行时，用左手拇食指迅速提住其后颈部皮肤，把鼠体置于左手心中，将鼠尾用无名指和小指压在手掌上。
右手即可进行各种操作，如注射、灌胃及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时，则需将小鼠做一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧式（必要时先进行麻醉），再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在支持物上。
尾静脉采血或尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定；或倒放适当大小和重量的容器，把小鼠放在里面只露尾巴，这种容器能够压住尾部不让活动，同时起，到驱赶血液的作用；或把小鼠放在一黑布口袋里小鼠趋黑，向前爬动，在尾部将小口袋缩口，固定小布口袋后，可进行尾静脉采血或尾静脉注射等操作。
如只想移动小鼠，可用两手把它捧起或用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。
2 大鼠的抓取固定方法4-5周龄以内的大鼠和小鼠一样抓住尾部提起来，周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，以防大鼠在惊恐或击怒时咬伤手指，提拿时最好戴上防护手套，轻轻抓住尾巴后提起，置于试验台上，固定方法随操作目的而定。
如需尾静脉取血或注射，可将大鼠固定盒内或用小黑布口袋装大鼠，使其只露尾部；如需腹腔注射或肌肉注射或灌胃，可用右手提住鼠尾，将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面，如铁丝笼子，稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长，用左手贴在鼠背，捏紧头顶部和背部皮肤，即可将大鼠固定在左手中，右手可进行其他操作；如需长时间固定操作，可将大鼠四肢固定在木板上，用一根棉绳拉住两只门齿固定在头部后木板上。
实验动物血液生理生化参考手册
实验动物血液生理生化参考手册一、介绍实验动物血液生理生化是研究实验动物体内血液成分和功能的一门学科。
血液是人和动物体内非常重要的液体之一，它不仅运输氧气、营养物质和代谢废物，还参与免疫反应和维持体内酸碱平衡。
本参考手册将深入探讨实验动物血液的生理功能和生化指标，以便研究者更好地了解和利用实验动物进行科学研究。
二、实验动物常用的血液指标2.1 血红蛋白血红蛋白是血液中的一种蛋白质，它携带氧气向全身组织供应能量。
测定血红蛋白水平可以了解实验动物的氧气运输能力和贫血情况。
2.2 红细胞计数红细胞计数是测量实验动物血液中红细胞数量的指标，可以反映出实验动物的造血能力和贫血程度。
2.3 血小板计数血小板计数可以反映出实验动物的止血功能和血小板生成能力，对于评估凝血功能和判断出血风险非常重要。
2.4 白细胞计数白细胞计数是测量实验动物血液中白细胞数量的指标，可以反映出实验动物的免疫功能、感染状况和炎症反应。
三、实验动物血液生化指标3.1 血糖血糖是血液中的一种重要生化指标，它可以反映出实验动物的糖代谢状态和胰岛素分泌情况。
血糖水平的异常波动可能与糖尿病等疾病相关。
3.2 血脂血脂包括胆固醇、甘油三酯等指标，它们可以反映出实验动物的脂代谢状态和心血管健康情况。
高血脂与心脑血管疾病的发生风险密切相关。
3.3 肝功能指标肝功能指标包括谷丙转氨酶、谷草转氨酶等，它们可以反映出实验动物肝脏的功能状态和肝细胞损伤程度。
3.4 肾功能指标肾功能指标包括尿素氮、肌酐等，可以反映出实验动物肾脏的滤过功能和排泄能力。
肾功能异常可能与肾病等情况有关。
四、实验动物血液采集方法4.1 静脉采血静脉采血是常用的实验动物血液采集方法，可以通过尾静脉、颈静脉等位置进行。
在采血前应充分消毒，避免感染和出血。
4.2 尾刺采血尾刺采血是小鼠等小型动物常用的血液采集方法，可以通过尾部的微小针刺进行。
注意刺激要轻柔，避免造成动物不适和伤害。
4.3 口腔黏膜采血口腔黏膜采血是领口鼠等动物血液采集的方法之一，可以通过舌下脉搏或颊黏膜进行。
动物的采血方法
动物的采血方法动物的采血方法一、小鼠、大鼠的采血1.眼眶后静脉丛采血左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外凸。
右手持玻璃采血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入2~3mm，大鼠刺入4~5mm，当感觉有阻力时即停止刺入，放置取血管以切开静脉丛，血流即流入取血管。
采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。
本方法在短期内可重复采血。
小鼠一次可采血0.2~0.3ml，大鼠一次可采血0.5~1.01ml。
为防止血液在取血管中凝固，可将取血管进入1%肝素溶液，干燥后使用。
2.摘眼球采血此方法用于鼠类大量采血。
采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球凸出，右手用弯头镊子摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
二、兔的采血1.耳中央动脉、耳沿静脉采血左手固定兔，并用酒精棉球消毒采血部位，右手持注射器，在兔耳血管的末端，沿着与血管平行的向心方向刺入血管，即可见血液流入针管，注意固定好针头。
采血结束后，拔出注射器，用棉球压迫止血2~3min。
2.颈静脉采血将兔麻醉后，仰卧在固定台上固定，剪去一侧颈部被毛，用碘酒、酒精棉球消毒皮肤，手术刀轻轻划破皮肤，钝性分离静脉，颈静脉暴露后，用注射器针头沿血管平行的远心方向刺入，采血结束后，拔出注射器，缝合切口。
三、狗的采血1.前、后肢皮下静脉血此方法一次可取较多的血，操作可参照相应的静脉注射。
如需采少量血。
则可用5.5号针头直接刺入静脉。
如需采一定量的血，最好用静脉滴注针头与注射器连接，以防狗挣扎时针头刺破血管。
2.股动脉采血将狗仰卧后固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在腹股沟三角区动脉搏动的部位剪去被毛，用碘酒、酒精消毒。
左手中指、食指探摸股动脉搏动部位并固定好血管，右手区静脉滴注针，针头由动脉搏动处慢慢刺入，当血液流入针头后的朔料管时，固定好针头，连接好注射器可抽到大量血液。
3.心脏采血将狗仰卧固定，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，剪去左侧第3~5肋间的被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。
实验动物采血完全指南
实验动物采血完全指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.１．取少量血ａ．尾静脉大鼠、小鼠ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠d．舌下静脉兔e．腹壁静脉青蛙、蟾蜍f．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅２．取中量血ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫ｃ．耳中央动脉兔ｄ．颈静脉狗、猫、兔ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠ｆ．断头大鼠、小鼠ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅３．取大量血ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔ｂ．心脏狗、猴、猫、兔ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊ｄ．摘眼球大鼠、小鼠采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)小鼠0.2 0.3大鼠 1 2豚鼠 5 10兔10 40狼狗100 500猎狗50 200猴15 601.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
实验动物的采血实验报告
一、实验目的1. 掌握实验动物采血的方法和技巧。
2. 熟悉实验动物采血设备的操作。
3. 了解采血过程中的注意事项。
二、实验原理实验动物采血是医学研究、生物科学等领域的重要实验技术。
通过采集实验动物血液，可以检测其生理指标、病原体、药物浓度等，为疾病诊断、药物研发、生物学研究等提供重要数据。
本实验采用心脏采血法，通过切开动物心脏，收集血液样本。
三、实验材料1. 实验动物：小白鼠1只。
2. 采血设备：采血针、注射器、酒精棉球、无菌手套、生理盐水。
3. 实验用品：试管、试管架、离心机、记号笔。
四、实验步骤1. 实验动物准备（1）将小白鼠放入代谢笼中，适应实验环境。
（2）在小白鼠头部涂抹少量酒精，使其麻醉。
（3）用记号笔在小白鼠胸部标记心脏位置。
2. 采血操作（1）戴无菌手套，将小白鼠放在实验台上。
（2）用酒精棉球消毒小白鼠胸部皮肤。
（3）用采血针在小白鼠胸部心脏位置切开皮肤，找到心脏。
（4）用注射器抽取血液，注入试管中。
（5）在采血过程中，注意观察小白鼠反应，如有异常，立即停止采血。
3. 血液处理（1）将采集到的血液样本进行离心处理，分离血清和红细胞。
（2）将血清和红细胞分别装入试管，标记清楚。
4. 实验数据记录（1）记录小白鼠的体重、性别、年龄等基本信息。
（2）记录采血时间、采血量、血液颜色等。
五、实验结果与分析1. 实验结果本次实验成功采集到小白鼠血液样本，血液颜色正常，无溶血现象。
2. 实验分析（1）采血过程中，操作者需熟悉实验动物解剖结构，避免损伤心脏。
（2）采血过程中，注意无菌操作，防止感染。
（3）采血量不宜过多，以免影响实验动物健康。
六、实验结论本次实验成功掌握了实验动物采血的方法和技巧，为后续实验提供了可靠的血液样本。
七、实验讨论1. 实验动物采血过程中，如何避免感染？答：实验过程中需严格遵守无菌操作原则，如戴无菌手套、消毒皮肤等。
2. 采血过程中，如何避免损伤心脏？答：熟悉实验动物解剖结构，准确找到心脏位置，操作轻柔。
动物血液样品的采集及注意事项
动物血液样品的采集及注意事项以动物血液样品的采集及注意事项为标题，我们来详细介绍一下。
一、动物血液样品的采集方法：1.选择合适的采集器具：通常采用注射器、血管针或血液采集管等，具体根据动物的大小和采集目的而定。
2.准备工作：事先清洁采集器具，保持无菌，以防止外部污染。
同时，准备好采集所需的试剂和标本收集容器。
3.选择采集部位：根据动物的种类和体型选择合适的采集部位，通常是动脉或静脉。
常用的采集部位有耳朵、颈部、前肢等。
4.消毒处理：在采集前使用消毒液对采集部位进行消毒处理，以减少细菌感染的风险。
5.采集血液样品：根据采集部位的不同，选择合适的方法进行采集。
通常采集动脉血样品时需要插入血管，而采集静脉血样品时需要找到合适的静脉进行穿刺。
6.采集量和保存：根据采集目的和实验要求，确定采集的血液量，并将血液样品转移到标本收集容器中。
注意，采集的血液样品应当避免暴露在空气中，以防止氧化和凝结。
二、注意事项：1.安全第一：在进行血液采集操作时，务必保证自身和动物的安全，避免受伤或造成动物痛苦。
必要时可以使用适当的固定和约束措施。
2.专业操作：血液采集是一项技术活动，需要经过专业的培训和操作指导才能进行。
请确保操作人员具备相关知识和技能，以避免操作不当导致样品污染或误差。
3.遵循伦理规范：在进行动物血液采集时，应当遵循相关的伦理规范和法律法规，确保动物的权益和福利得到保护。
4.采集时间和频率：根据实验要求和动物的生理特点，合理确定采集的时间和频率。
避免过度采集导致动物身体疲劳或健康问题。
5.采集前后的处理：在采集前后，需要对动物进行适当的处理和观察。
采集前，可以对动物进行麻醉或镇静，以减少痛苦和压力。
采集后，应当妥善处理采集部位，观察动物是否有异常反应或不适症状。
6.样品标识和记录：采集完血液样品后，应当及时进行标识和记录。
包括标注动物的信息、采集时间、采集部位等重要信息，以便后续的实验和分析工作。
7.储存和运输：采集的血液样品需要储存和运输到实验室进行后续的分析。
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实验动物采血指南
采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.
不同动物采血部位与采血量的关系
(一)小鼠、大鼠采血法
1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。
活体
采血方法与豚鼠相同。
若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。
小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。
6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。
在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。
7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。
用注射器吸出血液，防止溶血。
或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。
8.股动(静)脉采血先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。
或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。
体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml，大鼠约0.4-0.6ml。