实验动物基本知识及基本操作
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
第三章 动物实验基本操作技能
第三章动物实验基本操作技能第一节实验动物的种类实验动物（experimental animal）指通过科学方法培育、繁殖和饲养而成并供医学、生物学实验使用的动物。
通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体具有较好的遗传均一性以及对外来刺激的敏感性和实验重复性，这些动物属于高质量的实验动物。
常用实验动物的种类及其特点如下：一、青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
是教学实验中常用的小动物。
青蛙和蟾蜍的心脏具有明显的自律性，即使在离体情况下仍能保持较长时间的、有节奏地搏动，可用于机能学的实验；其坐骨神经-腓肠肌标本常用于观察各种刺激或药物对外周神经、横纹肌或神经-肌接头的作用；蛙舌与肠系膜能作为观察炎症反应和微循环变化的标本；蛙的腹直肌可用于鉴定胆碱能神经药物的作用。
此外，还能用于水肿和肾功能不全实验。
二、小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
是医学、生物学实验中用途最广泛和最常用的动物。
因其生长快，饲养消耗少，繁殖周期短，产仔多，温顺易捉，能复制出多种人类疾病的模型，适用于需大量动物的实验。
如半数致死量或半数有效量的测定、药物的筛选、药物效价比较等。
也适用于避孕药、抗肿瘤药、中枢神经系统、缺氧等方面的研究。
三、大白鼠同属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
牙齿锋利，性情较凶，当受惊、被挑逗或较强的刺激时容易发怒咬人。
雄性大白鼠之间常发生殴斗和咬伤。
大白鼠也具有小白鼠的其他优点。
因为可复制出多种的病理过程和疾病模型，对创伤的耐受性较强以及个体较小白鼠大，所以用途广泛。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠进行研究，如水肿、炎症、休克、胃酸分泌、胃排空、高血压、心功能不全、脏器的缺血-再灌注损伤、黄疸、肾功能不全等。
大白鼠的踝关节还用于观察药物抗炎作用等实验。
四、豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺。
对组胺敏感并易于致敏，故常选用于复制变态反应性疾病的动物模型和研究抗过敏药如平喘药和抗组胺药的实验。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
实验动物的基本知识
普通动物一般仅供教学和一般性实验用,不适用于研 究性实验及药物安全评价等。根据一些地区或行业的 规划，普通级动物(大、小鼠)应该是在近几年中逐步被 淘汰的实验动物。
普通动物是微生物控制级别最低的动物,但不是对微生 物不加控制。
(二)清洁动物（clean animals, CL） 除普通动物应排除的病原外,不携带对动物危 害大和对科学研究干扰大的病原的动物称为清洁 动物。 即指在普通统动物的基础上,进一步排除体内 寄生虫、支原体、鼠肝炎病毒、巴氏杆菌、仙台 病毒等病原体的动物。 清洁动物是我国特有的介于普通动物和无特 定病原体动物之间的实验动物级别。
如肥胖症小鼠与人类有相似的肥胖症和糖尿病，肌萎 缩症小鼠与人类有相似的肌肉萎缩症。这些动物模型对 探讨人类的相关疾病具有重要作用。
常用的突变系动物：突变系动物种类很多，小鼠有 100多种, 大鼠有20多种, 如:
小鼠中常用的突变系有肌萎缩症小鼠(dy), 肥胖症小鼠 (od), 侏儒症小鼠(dw), 糖尿病小鼠(db), 无胸腺裸鼠 (nu), 联合免疫缺陷小鼠(SCID)等。
(三)突变系(mutant strain)
基因突变是DNA分子上碱基发生变化而造成的 。保持有特殊突变基因的品系动物称为突变系动物 (mutant strain animals)。
突变系的培育 生物在长期繁殖过程中，子代突然发生变异， 其变异的遗传基因可以遗传下去，这种变化了的 能保持遗传基因特征的品系，称为突变系。 选择具有突变和有繁殖能力的个体进行交配， 使其子代近亲兄妹交配，经20代以上，即可育 成突变系动物。
SPF动物机体内无特定的微生物和寄生虫 存在, 但可带有非特定的微生物和寄生虫的动 物。SPF动物实际上是无传染病的健康动物， 但又不是绝对无菌动物。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
实验动物基本知识及基本操作
2.耳中央动脉采血
将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较 鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中 央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可 见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血 可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生 痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动 脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待 时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血 用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动 脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚， 血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
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标记方法 ：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表 不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下， 从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号， 左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号， 尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记 为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法 经消化道给药法
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3.心脏取血
将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处 注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项 有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防 止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应 将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动 以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
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4.后肢胫部皮下静脉取血
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3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌 肉，注入药物。
4. 腹腔注射 左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持 注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下 向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向 穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻 推药物。
实验动物基本知识基本操作实验方法
实验动物基本知识基本操作实验方法实验动物是用于科学研究和药物安全性评估的动物，其主要作用是代表人类进行实验，以便了解和解决人类的健康问题。
在科学研究中，实验动物的使用是不可或缺的。
下面将介绍实验动物的基本知识、基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物的种类：常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等。
根据不同的实验目的和要求，选择适合的实验动物进行研究。
2.实验动物的特点：实验动物一般具有较短的生命周期、较快的繁殖速度、易于获取和饲养，并且在生理和生化方面与人类有较高的相似性。
3.实验动物的饲养条件：实验动物的饲养需要满足特定的环境要求，包括温度、湿度、光照、气流等。
此外，饲养动物还需要提供适宜的饮食、洁净的饮水和舒适的生活空间。
二、实验动物的基本操作1.动物的标识：为了对实验动物进行个体管理，在实验动物身上进行标记是必要的。
标记方式可以是耳标、尾标、皮肤刺纹等。
2.动物的饲养和管理：根据不同的实验需要，合理饲养和管理动物是确保实验结果准确性的重要环节。
饲养和管理包括动物饲料的配制、日常照料、观察动物行为以及健康状况等。
3.动物的采集：在进行实验前或实验过程中，需要采集动物的组织、细胞或体液样本。
采集方式可以是手术切除、穿刺、皮下或腹腔注射等。
三、实验动物的实验方法1.动物的体外实验：将动物的组织或细胞体外培养，通过加入试剂、观察细胞变化、测定生物活性等方式来研究其中一种生物学过程或药效。
2.动物的体内实验：将试验物质注射或服用给动物，观察动物的生理、生化或行为变化。
可以通过动物模型来模拟人类的疾病和药物反应。
3.动物实验设计：根据实验目的和要求，合理设计动物实验方案。
包括选择合适的实验动物、确定实验过程和方式，制定实验流程和时间表等。
总结：实验动物在科学研究和药物试验中起着重要的作用。
了解实验动物的基本知识、基本操作和实验方法，对开展科学研究、提高实验数据的可靠性具有重要意义。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
兔灌胃法
关键词：固定，插入（沿上颚壁），检查
家兔耳缘静脉注射
• 将动物固定于实验台上， 剪去耳缘部位的被毛，用 乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉 即清晰可见。用左手食指 和中指夹住静脉近心端， 拇指和小指夹住耳缘部分， 以左手无名指和小指放在 耳下作垫，待静脉充盈后， 右手持注射器使针头尽量 由静脉远心端刺入，顺血 管方向平行、向心端刺入 约1cm。 • 注射完毕抽出针头，用棉 球压迫注射部位数分钟， 以免出血。
兔灌胃法
操作方法： 2. 插管：将灌胃管由开口器的中央孔插 入，沿上颚壁推进约15cm。 插管过程中可将灌胃管的另一端放于一 杯清水中，若连续有气泡，说明插入 呼吸道，应立即拔出灌胃管，重新操 作；若无气泡，说明没有插入气管， 即可开始注药。
沿上颚壁推进约15cm 检查插入部位
兔灌胃法 • 操作方法： 3.给药：灌注药后可用少量清水将灌胃 管里的药全部冲入胃内，以保证灌入 药的剂量准确。灌胃完毕后，先退出 胃管，后退出开口器。
探针
包括金属探针和玻璃分针；用于对精细部位的分 离和游离等操作。有时，在实施血管插管技术时， 切开血管壁后往往借助于探针先将切口挑起，然 后插入导管。
支架
用于蛙类及哺乳类手术中换能 器及刺激电极等的固定与位置调 节。由底座及支架杆构成，支架 上附有万向节，可在各个方向上 调节。
哺乳类手术器械
气管插管
小鼠的编号方法
• 编号原则：先左后右，从上到下
2、耳缘剪孔法（穿耳孔法）：小型动物
3、挂牌法：耳标签、项圈、腿圈，中、大 型动物 4、烙印法：中、大型动物
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药：家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射 2. 摄入法给药： 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药
实验动物基本操作
实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作，包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康，并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养，需要提供一个适宜的环境，包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时，饲养箱需要保持干净，并定期清洁和消毒，以防止疾病传播。
此外，实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水，以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如，研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前，研究人员需要进行充分的准备工作，包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中，需要注意操作的准确性和规范性，以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标，以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况，以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后，研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先，需要对动物的健康状况进行评估，以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物，可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物，可以选择安乐死或进行人道性处置，以确保动物的福利。
总之，实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节，包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康，以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前，进行充分的准备工作，并遵循相关的伦理原则和操作流程，以确保实验的安全性和可信度。
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（一）动物的捉拿、固定 • 大鼠、豚鼠
A
• 家兔
B
图3-2-4 大鼠和豚鼠的捉拿和固定
图3-2-5 兔捉拿方法
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家兔的捉持方法
动作要轻柔，用右手抓住兔背部近颈处 皮肤，轻轻提起，另用左手托住臀部， 使重量倾于左手减轻颈部拉力
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注意：切勿只抓两耳朵，因兔耳是软骨，不能 承受全身重量，受抓时必感疼痛而乱跳，使耳 根受伤，两耳垂落，血管扩张影响实验结果观 察。也不应抓后腿，因突然使头部向下倒置， 易发生头部血液循环障碍而致死
无名指夹住尾巴；拇指与食指分 有阴道。
开生殖器的皮毛，可见阴茎露出。
一手抓住颈部，另一手扒开靠生
殖器的突起，可见阴茎露出。
呈三角形间隙。
用右手指捏住腰部将其提起，
前肢作环抱状，并有鸣叫，前肢
前肢呈伸直状，无
拇指与食指间趾蹼上有棕黑色小 鸣叫，无婚痣。
突起（婚痣）
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（三）实验动物的编号
4 17
258 369
可用不同的颜色分别代 表编号的个位、十位、百位。 红色：0.5％中性红或品红溶液 黄色：3％-5％苦味酸溶液 咖啡色：2％硝酸银溶液 黑色：煤焦油酒精溶液 标号顺序：先左后右，从上到下
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标记方法 ：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表 不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下， 从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号， 左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号， 尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记 为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法 经消化道给药法
自动摄取法 喂药法
图3-2-9 小鼠灌胃法
灌胃给药法 经直肠给药
胃管 开口器
图3-2-10 兔灌胃方法
（四）常用给药方法 注射给药法
皮下注射 腹腔注射
小鼠腹腔注射方法
（四）常用给药方法
注射给药法
3.5cm 1cm
肌肉注射
静脉注射
8.5cm
小鼠尾静脉注射法
兔耳缘静脉注射法
（四）常用给药方法 涂布给药法
药物经皮肤吸收、局部作用或致敏
作用时间根据药物性质和要求定
（五）动物被毛的去除法 拔毛法 剪毛法 剃毛法 脱毛法
常用实验动物的给药方法
小鼠 1. 灌胃法
左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指和小指将尾部紧压 在手掌上，使小鼠腹部朝上。右手持灌胃管(注射针头稍加弯曲制 成)经口角插入口腔，用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与 食道成一直线，再将胃管沿上颚壁轻轻推进食道，推注药液。 2. 皮下注射 注射部位可选背部皮下，操作时轻轻拉起背部皮肤，将注射针头刺 入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖的位置确定在皮 下，此时注射药物。拔针时，轻捏针刺部位片刻，以防药液逸出。
小鼠被广泛的用于生物学、医学、兽医学、生理学、遗传学、药理、 毒理、肿瘤、放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教学。
（一）实验动物的种类。
大鼠（Rat )
大鼠应用于生理学、药理学、免疫学，内分泌学、神经 生理、营养学、传染病、肿瘤和肝外科等的研究。
（一）实验动物的种类。
豚鼠（Guinea pig )
实验动物基本知识及 基本操作、实 验方法
（一）实验动物的种类。
蟾蜍（Toad）
雄蟾
婚垫
雄蟾
雌蟾
蟾蜍属两栖动物，其一些基本生命活动与哺乳动物近似， 其离体组织和器官所需的生理环境比较简单 (无须供氧和恒温)。
蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿 等实验。
（一）实验动物的种类。
小鼠（Mouse )
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3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧
（一）实验动物的种类。
犬(Dog )
在以犬为 实验动物 的研究成 果中，只 有应用 Beagle 才 能被国际 公认。
常用于基础医学、药理、毒理学、实验外科学、行为学、 肿瘤学等方面研究
（一）实验动物的种类。
猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤学、免疫学、心血管及糖尿病、遗 传性和营养性疾病、移植、外科手术等方面的研究
（一）动物的捉拿、固定 • 蟾蜍
Aபைடு நூலகம்
B
图3-2-1 青蛙(或蟾蜍)捉拿法
图3-2-2 青蛙(或蟾蜍)固定法
小鼠的捉持
1.捉持法 以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻 拉小鼠尾部，使小鼠固定于粗糙面上。用左手的拇指、食 指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心 夹住其背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过 紧，以免窒息。
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（二）动物性别的辨别
• 小白鼠 • 家兔
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
常用实验动物性别鉴定
动物
小白鼠和 大白鼠
家兔
豚鼠
青蛙与 蟾蜍
♂
♀
生殖器与肛门距离较远，用手 外生殖器与肛门距
捏外生殖器，可见阴茎凸出，天 离较近，乳头明显。
热时可见阴囊下垂。
左手抓住颈部皮肤，右手中指与 仅呈椭圆形间隙，
常用于免疫学、微生物学、传染病学、听觉生理、实验性 坏血症等研究。
（一）实验动物的种类。
家兔(Rabbit )
常用于免疫学、肿瘤、实验生理学、生殖生理、遗传 性疾病等的方面的研究，制造生物制品。
（一）实验动物的种类。
猫（Cat）
猫的神经系统和循环系统较发达，与人很相似。常用于神 经、循环和呼吸方面的实验。
（一）实验动物的种类。
猴(Monkey)
主要用于传染病学、 药理学和毒理学、 生殖生理、口腔医 学）营养、代谢、 行为学和高级神经 活动研究及老年病、 器官移植、眼科、 内分泌病和畸胎学、 肿瘤学
实验动物的选择和利用
一般来说，实验动物愈高等，进化程度愈高、 其机能、代谢、结构愈复杂．反应就愈接近人 类，猴、拂拂、猩猩、长臂猿等灵长目动物是 最近似于人类的理想动物。但实验动物中，并 非仅灵长类动物在生物学特性、解剖生理特点 等方面与人具有相似性。
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蛙的大脑不发达，不可作为高级神经活动的实 验，但蛙的脊髓具有最简单的发射中枢，做神 经反射弧实验，简单、直观、明确、容易分析。
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时象或年龄状态的相似性
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所选的实验动物中一种为啮齿类动物，另一种 为非啮齿类动物。
常用的实验序列是小鼠、大鼠、狗、猴或小型 猪。
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二、实验动物的基本操作 • 动物的捉拿、固定 • 动物性别的辨别 • 实验动物的编号 • 常用给药方法