小鼠肿瘤浸润组织淋巴细胞分离液说明书
小鼠抗肿瘤实验报告
肿瘤是当今世界严重的公共卫生问题之一，其发病率和死亡率逐年上升。
因此，寻找有效的抗肿瘤治疗方法对于提高人类健康水平具有重要意义。
本研究旨在通过构建小鼠抗肿瘤实验模型，探讨新型抗肿瘤药物的作用效果，为临床抗肿瘤治疗提供理论依据。
#### 二、实验材料与方法1. 实验动物：选取SPF级C57BL/6小鼠，体重18-22g，雌雄各半，由XX实验动物中心提供。
2. 实验药物：抗肿瘤药物XX，由XX制药公司提供。
3. 实验仪器：小鼠抗肿瘤实验模型、显微镜、细胞培养箱、CO2培养箱、酶标仪、凝胶成像系统等。
4. 实验方法：（1）构建肿瘤模型：采用皮下注射法，将S180肿瘤细胞悬液注入小鼠腋下，建立S180荷瘤小鼠模型。
（2）分组与给药：将荷瘤小鼠随机分为以下四组：A组：空白对照组，不给予任何处理；B组：模型组，给予等量生理盐水；C组：低剂量实验组，给予低剂量抗肿瘤药物；D组：高剂量实验组，给予高剂量抗肿瘤药物。
（3）观察指标：1）肿瘤体积：每周测量肿瘤直径，计算肿瘤体积；2）体重：每周测量小鼠体重；3）生存率：记录各组小鼠的存活天数；4）肿瘤细胞凋亡：采用TUNEL法检测肿瘤细胞凋亡情况；5）肿瘤微环境：检测肿瘤组织中巨噬细胞、淋巴细胞等免疫细胞浸润情况。
1. 肿瘤体积：经过4周实验，各实验组肿瘤体积均较模型组显著减小（P<0.05），且高剂量实验组肿瘤体积最小。
2. 体重：各实验组小鼠体重与模型组相比无显著差异（P>0.05）。
3. 生存率：高剂量实验组小鼠生存率最高，达80%，显著高于模型组（P<0.05）。
4. 肿瘤细胞凋亡：TUNEL法检测结果显示，高剂量实验组肿瘤细胞凋亡率显著高于模型组（P<0.05）。
5. 肿瘤微环境：高剂量实验组肿瘤组织中巨噬细胞、淋巴细胞等免疫细胞浸润情况较模型组显著增加（P<0.05）。
#### 四、讨论本研究通过构建小鼠抗肿瘤实验模型，观察了新型抗肿瘤药物XX在不同剂量下的抗肿瘤效果。
肿瘤浸润免疫细胞提取实验方案
肿瘤浸润免疫细胞提取实验方案引言：肿瘤免疫治疗是一种新兴的肿瘤治疗方法，通过激活患者体内的免疫系统来抑制肿瘤的生长和扩散。
肿瘤浸润免疫细胞在肿瘤免疫治疗中起着重要的作用。
本文将介绍一种用于提取肿瘤浸润免疫细胞的实验方案。
材料与方法：1. 动物模型：使用小鼠作为实验动物，将其注射体内的肿瘤细胞，使其形成肿瘤。
2. 取材：在肿瘤生长到一定大小后，将小鼠牺牲，取出肿瘤组织。
3. 组织消化：将肿瘤组织切割成小块，加入消化液（含有胶原酶和DNA酶），在37摄氏度下消化2小时。
4. 筛选细胞：将消化后的细胞悬液通过细胞筛筛选，去除残余的组织碎片。
5. 红细胞溶解：使用红细胞溶解液对细胞悬液进行红细胞溶解处理，以去除红细胞。
6. 免疫细胞分离：使用免疫磁珠技术，根据免疫细胞表面标记物的特异性，进行免疫细胞的分离。
结果与讨论：通过上述实验方案，成功提取到了肿瘤浸润免疫细胞。
在免疫细胞分离的过程中，我们选择了特定的免疫细胞表面标记物，如CD3、CD4、CD8等，以分离出T细胞亚群。
此外，还可以根据需要选择其他标记物，如CD11b、CD11c等，以分离出巨噬细胞和树突状细胞等免疫细胞亚群。
肿瘤浸润免疫细胞的提取是肿瘤免疫治疗研究的重要一步。
通过提取肿瘤浸润免疫细胞，可以进一步研究其在肿瘤免疫治疗中的作用机制，以及寻找新的治疗靶点。
此外，肿瘤浸润免疫细胞的提取还可以用于免疫细胞的功能研究和药物筛选等实验。
结论：本实验方案提供了一种可靠的方法，用于提取肿瘤浸润免疫细胞。
通过该方法，可以获得高纯度的免疫细胞，用于进一步的实验研究。
然而，需要注意的是，该实验方案仅适用于小鼠模型，对于人类的肿瘤浸润免疫细胞提取还需要进行进一步的优化和验证。
参考文献：1. Chen DS, Mellman I. Oncology meets immunology: the cancer-immunity cycle[J]. Immunity, 2013, 39(1): 1-10.2. Fridman W H, Zitvogel L, Sautès-Fridman C, et al. The immune contexture in cancer prognosis and treatment[J]. Nature Reviews Clinical Oncology, 2017, 14(12): 717-734.3. Gajewski T F, Schreiber H, Fu Y X. Innate and adaptive immune cells in the tumor microenvironment[J]. Nature Immunology, 2013, 14(10): 1014-1022.。
人淋巴细胞分离液说明书(3篇)
第1篇一、产品概述本产品为一种生物医学试剂，主要用于从人血液中分离纯化淋巴细胞。
淋巴细胞是人体免疫系统的重要组成部分，广泛用于免疫学研究和临床诊断。
本产品采用特殊的分离技术，能够高效、快速地从人外周血中分离出高纯度的淋巴细胞，为后续的免疫学研究提供高质量的实验材料。
二、产品规格| 产品规格 | 批号 | 有效期 || :-------: | :---: | :----: || 100ml/瓶 | ABC123 | 2025年12月 |三、产品特性1. 高效分离：本产品采用独特的分离介质，能够高效地将淋巴细胞与其他血细胞分离，分离效率高，纯度好。
2. 操作简便：本产品使用方法简单，无需特殊设备，适合实验室常规操作。
3. 稳定性好：本产品在规定的储存条件下，稳定性良好，保质期内质量稳定。
4. 无污染：本产品在生产过程中严格遵循无菌操作规程，产品无细菌、病毒等生物污染。
四、产品用途1. 免疫学研究：用于分离淋巴细胞，进行细胞因子检测、细胞培养、细胞因子基因表达等研究。
2. 临床诊断：用于检测血液中的淋巴细胞，辅助诊断某些疾病，如自身免疫性疾病、肿瘤等。
3. 药物研发：用于药物筛选、药效评价等。
五、使用方法1. 准备工作：- 将分离液室温下平衡至室温。
- 准备无菌试管、移液器、吸头等实验器材。
- 准备适量抗凝剂（如EDTA-K2）。
2. 操作步骤：- 将抗凝全血加入分离管中，轻轻混匀。
- 将分离液加入另一支无菌试管中，加入量约为全血量的2倍。
- 将全血和分离液轻轻混合，避免产生气泡。
- 将混合后的样品垂直静置1-2小时，直至形成清晰的三层界面。
- 小心吸取淋巴细胞层，避免混入其他细胞层。
- 将淋巴细胞转移至新的无菌试管中，加入适量磷酸盐缓冲盐水（PBS）洗涤，重复洗涤2-3次，以去除残留的分离液和杂质。
- 最后，将洗涤后的淋巴细胞悬浮于适量的PBS中，即可进行后续实验。
六、注意事项1. 操作过程中应严格遵守无菌操作规程，防止污染。
肿瘤浸润淋巴细胞提取方法
肿瘤浸润淋巴细胞提取方法
提取肿瘤浸润淋巴细胞（TIL）的方法主要包括以下步骤：
1. 肿瘤组织获取前准备工作：平衡培养基和Ficoll-Paque分离液至室温（18-20℃），这是因为在实验中温度会影响密度梯度分离获得的单核细胞的产率，温度过低容易出现红细胞污染，过度过高会降低淋巴细胞产量和活力。
此外，根据种属和细胞类型来选择适合的Ficoll-Paque分离液，例如Ficoll Plaque PLUS广泛用于分离人类单核细胞，小鼠的淋巴细胞密度高于人类，因此建议使用Ficoll Paque PREMIUM从小鼠肿瘤组织中分离TIL。
2. 酶工作液的配制：提前以RPMI-1640或PBS缓冲液配制10×细胞消化液并置于-20℃储存。
包括胶原酶、透明质酸酶和脱氧核糖核酸酶等，每种酶都有一定的工作浓度。
3. 肿瘤组织的处理：把肿瘤组织制成单细胞悬液，可用机械和酶消化法获得瘤组织的单细胞悬液。
4. 密度梯度离心法分离TIL：利用密度梯度离心法等分离纯化TIL，该方法具有简便、快速、有效等特点，且获取得细胞活力高，功能完整。
以上方法仅供参考，具体操作需要依据实验环境和条件进行调整，建议咨询专业人士获取准确信息。
肿瘤浸润淋巴细胞的分离与激活技术
对临床应用的启示
个体化治疗策略的制定
根据患者的具体情况，制定个体化的肿瘤浸润淋巴细胞治 疗方案，包括细胞来源、激活条件、给药途径等，以提高 治疗效果和患者的生活质量。
联合其他治疗手段的应用
。
治疗周期长
02
从TILs的分离到回输治疗需要一定的时间，治疗周期相对较长
。
可能存在副作用
03
激活后的TILs在回输到患者体内后，可能会引起一些免疫反应
和副作用，需要密切监测和管理。
04
分离与激活技术的应用
在肿瘤免疫治疗中的应用
01
02
03
个性化治疗
利用患者自身的肿瘤浸润 淋巴细胞进行体外扩增和 激活，再回输给患者，实 现个性化治疗。
肿瘤浸润淋巴细胞的分离与激 活技术
演讲人:
日期：
目
CONTENCT
录
• 引言 • 肿瘤浸润淋巴细胞的分离技术 • 肿瘤浸润淋巴细胞的激活技术 • 分离与激活技术的应用 • 实验设计与数据分析 • 结论与展望
01
引言
肿瘤免疫治疗的重要性
突破传统治疗方式
免疫治疗通过激活患者自身的免疫系统来攻击肿瘤 细胞，为肿瘤治疗提供了新的途径。
将肿瘤浸润淋巴细胞治疗与其他治疗手段（如手术、放疗 、化疗等）相结合，形成综合治疗方案，以期达到更好的 治疗效果。
长期疗效和安全性评估
对接受肿瘤浸润淋巴细胞治疗的患者进行长期随访，评估 其长期疗效和安全性，为进一步优化治疗方案提供临床依 据。
THANK YOU
感谢聆听
缺点
密度梯度离心法分辨率有限；免疫磁珠分选法可能影响细胞活性 ；流式细胞术分选法设备昂贵、操作复杂。
淋巴细胞增殖影响实验具体步骤及实验方法
药物对动物体内淋巴细胞增殖影响实验具体步骤及实验方法1. TIL的分离及培养（1）取荷瘤小鼠20只，处死后无菌条件下切除皮下瘤块，置于RPMI 1640培养液中，剔除坏死的肿瘤组织及表面结缔组织，剪碎过细胞筛收集单细胞悬液。
（2）将等体积的比重1.088及1.075淋巴细胞分离液及细胞悬液先后分别置于离心管中进行不连续密度梯度离心，经1800 r/min 离心20 min 后，1.075界面上为富含肿瘤细胞悬液，1.088与1.075之间界面为富含TIL悬液。
（3）收集TIL，用含10%小牛血清，IL-2100 u/ml RPMI1640培养液稀释调整细胞浓度成5×105/ml进行培养，分两组。
（4）一组每5天加入冷冻瘤苗，浓度为效应细胞/肿瘤细胞（E/T）=50/1，另一组不加冷冻瘤苗进行常规培养。
（5）培养条件为37℃，5%CO2，每5天计数1次，维持细胞浓度5×105/ml。
2. 冷冻瘤苗的制备（1）取肿瘤细胞悬液，用RPMI 1640培养液稀释成1×105/ml 装于冻存管中（2）用液氮速冻慢融3个冻融周期，置于-20℃冰箱中贮存，备用。
3. 荷瘤小鼠模型的制备（1）抽取腹水型Hepa种鼠腹水，用生理盐水稀释至肿瘤细胞1×106/ml，于小鼠右侧腋窝皮下接种0.2 ml。
（2）1周后肿瘤长至直径约0.5 cm 左右即制成小鼠荷瘤模型供检测TIL抗肿瘤作用。
（3）待肿瘤生长至直径1~2 cm 时供分离TIL使用。
4. 培养后TIL的抗肿瘤作用分3组，每组20只小鼠。
对照组瘤体内注射生理盐水0.2 ml；实验1组，瘤体内注射常规培养TIL1×106个；实验2组，瘤体内注射加入冷冻瘤苗培养TIL1×106个。
隔3天注射1次，共6次。
5. 病理检查处死小鼠，测量肿瘤大小，结果用垂直方向直径平均值表示。
肿瘤组织送病理检查，常规HE染色。
淋巴细胞浸润程度根据Anneroth等的标准分为4级。
小鼠淋巴细胞的分离培养
小鼠淋巴细胞的分离培养
一、血液中淋巴细胞的分离：
1在1.5ML离心管中加入淋巴细胞分离液0.7ML；
2眼部采集小鼠的抗凝血，抗凝剂20%.。
3轻轻将血液加入淋巴细胞分离液的表面，立即以2000—2500转/分离心10MIN。
4小心吸取上层细胞，转移至另一1.5ML离心管中,再用HANK’S 悬浮至1.5ML，再离心，去上清，再悬浮，等待分型用。
二、鼠脾脏中淋巴细胞的分离：
1无菌采集鼠的脾脏，且灭菌注射器的弯针头轻轻扎取，尽可能使单个细胞分离，再分别用4层灭菌纱布过滤2次。
2将滤液小心加入淋巴细胞分离液中。
离心。
3 吸取上层淋巴细胞，HANK‘S液洗涤2次（尽可能去除淋巴
细胞分离液）。
4加入1640培养液进行培养。
、
*淋巴细胞分离液不低于全部液体的50%。
深圳市达科为生物工程有限公司小鼠淋巴细胞分离液说明书
深圳市达科为生物工程有限公司生产地址：深圳市坪山区坑梓街道金辉路14号深圳市生物医药创新产业园区1号楼702、703518122小鼠淋巴细胞分离液说明书Cat#7211011/7211012本品为深圳市达科为生物工程有限公司研发的新一代密度梯度分离液。
主要成份为Iodixanol ，分子量为1550。
它是完全化学惰性、无生物毒性的碘化物，不会结合任何已知的生物功能蛋白，不会干扰任何细胞表面膜蛋白，不会抑制酶活性，不会干扰抗原抗体反应。
本产品分离的淋巴细胞纯度高、状态好、得率高；分离方法简单易学，对操作者的经验要求不高。
本公司的研究表明，小鼠脾脏淋巴细胞在该分离液中暴露1小时，离心分离后，淋巴细胞的数量和质量没有明显变化，随后的ELISPOT 检测结果同对照组完全一致。
【产品信息】【使用方法】自备材料：35mm 培养皿、10mL 玻璃注射器内活塞、70μm 细胞筛网或200目尼龙网——裁成90mm ×90mm 正方形（以上材料均为无菌要求）、离心管、移液管、加样枪、水平转子离心机等。
【实验步骤】1.断颈处死小鼠，浸泡于75%的乙醇中。
2.在超净台中取出小鼠脾脏。
注意无菌操作。
3.在35mm 培养皿中放入4mL-5mL 小鼠淋巴细胞分离液（取用前恢复至室温并摇匀）。
研磨（研磨操作请参考图二）。
4.把悬有脾脏细胞的分离液立即转移到15mL 离心管中，如图一（A ），覆盖500μL-1000μL 的RPMI 1640培养基（保持液面分界明显），如图一（B ）。
5.室温，水平转子800g 离心30min 。
设置较慢的升降速（如果共有十档且第十档为最高档，升降速应该调整到第三档）。
离心结束后细胞分层如图一（C ）所示。
6.吸出淋巴细胞层，再加入10mL RPMI 1640培养基，颠倒洗涤。
室温，250g 离心10min 收集细胞。
7.倾倒上清液，用培养液重悬细胞，计数。
商品名Mouse 1×Lymphocyte Separation Medium 小鼠淋巴细胞分离液货号规格7211011:100mL/瓶7211012:250mL/瓶主要成分Iodixanol ，化学惰性，无生物毒性内毒素含量<0.5EU/mL 密度(1.081±0.001)g/mL (20℃)渗透压(280±15)mOsmol/kg保存条件常温密封避光保存，保质期2年。
小鼠外周血淋巴细胞分离液
小鼠外周血淋巴细胞分离液说明书修订日期：2016.03.31 Cat number：KGA831Storage RT for2yearsFor Research Use Only（科研专用）一、试剂盒说明小鼠淋巴细胞分离液将人血液中的淋巴细胞分离出来，是由于各种机体的血细胞比重不同制备出不同比重的分离液，它是一种体外应用的生化试剂，主要成分聚蔗糖（Ficoll）或葡聚糖与泛影酸葡甲胺或泛影酸钠，适用于从血液及组织匀浆中分离所需细胞。
二、试剂盒组份组份Cat:KGA831保存条件小鼠淋巴细胞分离液200ml室温，有效期两年。
样本稀释液（赠品）200ml清洗液（赠品）200ml三、试剂盒以外自备仪器和试剂离心机（最大离心力要求达到1200g）四、操作方法首先取抗凝血按体积比1:1的比例与样本稀释液混匀，根据稀释后的样本量大小，分以下两种情况：情况A：稀释后的血液样本量小于5ml时，实验方法如下：1.取一支15ml离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于3ml）。
2.用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。
3.离心后，此时离心管中由上至下分为四层。
第一层为血浆层。
第二层为环状乳白色淋巴细胞层。
第三层为透明分离液层。
第四层为红细胞层。
4.用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一15ml离心管中，往所得离心管中加入10ml清洗液，混匀细胞。
5.250g，离心10min。
6.弃上清。
7.用吸管以5ml清洗液重悬所得细胞。
8.250g，离心10min。
9.重复6、7、8，弃上清后以0.5ml后续实验所需相应液体重悬细胞。
情况B：稀释后的血液样本量大于等于5ml时，实验方法如下：1.取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。
胸腺、淋巴结细胞分离
胸腺、淋巴结细胞分离
实验动物：
8-10周DBA/2小鼠
实验试剂与仪器：
匀浆器，手术器械，200目细胞筛，RPMI-1640培养基，小鼠淋巴细胞分离液，
超净台，离心机
操作步骤：
1.颈椎脱臼法处死小鼠，置入75%乙醇中浸泡3分钟。
2.将小鼠固定于泡沫板上，在无菌条件下用眼科剪、镊子取小鼠胸腺及腋下、
腹股沟处的淋巴结。
3.去除胸腺、淋巴结周围脂肪及结缔组织，分别置于匀浆器中，向匀浆器中加
入RPMI-1640培养基，碾磨，200目过滤碾磨液，收集滤液，1600rpm，
5min离心，去除上清，RPMI-1640重悬沉淀。
4.将3中细胞悬液小心置于等体积淋巴细胞分离液上，400g，20min离心，取
分离液与细胞悬液交界乳白色层，加入PBS，2000rpm，5min离心，洗涤2
次。
5.取沉淀细胞，少量PBS重悬，细胞计数，稀释到所需浓度，小鼠尾静脉注射。
小鼠B细胞淋巴瘤因子2 (Bcl-2)-ELISA试剂盒说明书
小鼠B细胞淋巴瘤因子2 (Bcl-2)酶联免疫吸附测定试剂盒使用说明书产品编号：E-EL-M0175（本试剂盒仅供体外研究使用、不用于临床诊断!）声明：尊敬的客户，感谢您选用本公司的产品。
本产品选用世界著名生产厂家的原料，采用专业ELISA kit生产技术制造。
适用于体外定量检测小鼠血清、血浆、组织匀浆或细胞培养上清液中天然和重组Bcl-2浓度。
使用前请仔细阅读说明书并检查试剂组分！如有疑问，请及时联系伊莱瑞特生物科技有限公司。
*: [96T/48T]（打开包装后请及时检查所有物品是否齐全完整）检测原理:本试剂盒采用双抗体夹心ELISA法。
用抗小鼠Bcl-2抗体包被于酶标板上，实验时标本或标准品中的Bc l-2会与包被抗体结合，游离的成分被洗去。
依次加入生物素化的抗小鼠Bcl-2抗体和辣根过氧化物酶标记的亲和素。
抗小鼠Bcl-2抗体与结合在包被抗体上的小鼠Bcl-2结合、生物素与亲和素特异性结合而形成免疫复合物，游离的成分被洗去。
加入显色底物(TMB)，TMB在辣根过氧化物酶的催化下现蓝色，加终止液后变黄。
用酶标仪在450nm波长处测OD值，Bcl-2浓度与OD450值之间呈正比，通过绘制标准曲线求出标本中Bc l-2的浓度。
标本收集:1.血清：全血标本于室温放置2小时或4℃过夜后于1000×g离心20分钟，取上清即可检测，收集血液的试管应为一次性的无热原，无内毒素试管。
2.血浆：抗凝剂推荐使用EDTA.Na2，标本采集后30分钟内于1000×g离心15分钟，取上清即可检测。
避免使用溶血，高血脂标本。
3.组织匀浆：用预冷的PBS (0.01M, pH=7.4)冲洗组织，以去除残留血液（匀浆中裂解的红细胞会影响测量结果），称重后将组织剪碎。
将剪碎的组织与对应体积的PBS（一般按1:9的重量体积比，比如1g的组织样本对应9mL的PBS，具体体积可根据实验需要适当调整，并做好记录。
肿瘤浸润淋巴细胞培养方法
肿瘤浸润淋巴细胞培养方法咱今儿个就来唠唠这个“肿瘤浸润淋巴细胞培养方法”，听着挺高大上的，其实呢，跟咱平时做菜也有点像。
你想啊，咱做菜得讲究个火候，选材，肿瘤浸润淋巴细胞培养也一样，得细心呵护，精心培育。
你看啊，这肿瘤浸润淋巴细胞，就像咱家里的小宝宝一样娇贵。
它们是从病人肿瘤组织里采集来的，细细的，像小蚂蚁一样忙碌着，忙着去攻击那些肿瘤细胞。
咱得给它们一个舒适的环境，就像给孩子们一个温暖的家一样。
首先，咱得把这些细胞从肿瘤组织里分离出来，这可不是件容易的事儿。
就像你从一大堆杂草里挑出几根好草一样，得耐心细致。
采集的时候，医生们都像在做精细活儿，小心翼翼，生怕伤了这些“小战士”。
分离出来后，这些细胞还得经过一系列的洗涤、筛选，就像咱洗菜一样，把那些不干净的东西都洗掉，只留下最精华的部分。
这时候，实验室的兄弟姐妹们都忙得像陀螺似的，忙着给细胞们换新家。
换新家可不简单，得给它们找一个干净、营养充足的地方。
这就好比给小宝宝找个好学校，环境好，伙食好，学习也好。
细胞们在培养基里慢慢适应，慢慢繁殖，就像孩子们在学校里健康成长一样。
培养基就像是细胞们的营养餐，每天得给它们换新鲜的。
这时候，实验员们就像是大厨，每天精心调配着营养液，确保这些细胞们吃得好、长得壮。
瞧着这些细胞们一天天壮大，实验员们心里头那个美啊，就像看着自家孩子考上大学一样骄傲。
不过，这培养过程可不光是喂食那么简单。
还得给它们一个适宜的温度、湿度，就像给孩子们一个舒适的学习环境。
温度太高，细胞会像晒干的菜叶子一样萎靡不振；温度太低，又像冻坏了的小花儿，活力全无。
你还别说，这些细胞们还挺挑剔的。
它们对气体也很有讲究，氧气、二氧化碳的比例得刚刚好，就像咱做饭时调味一样，少了不行，多了也不行。
实验员们每天得像调味师一样，细心调节着气体浓度。
这时候，细胞们开始分裂了，慢慢地，它们就像一群小蚂蚁一样，堆得像小山一样高。
这时候，实验员们得赶紧分瓶，就像给小鸡分窝一样，让它们有足够的空间继续成长。
肿瘤浸润淋巴细胞的分离
肿瘤浸润淋巴细胞的分离肿瘤浸润淋巴细胞的分离是一项重要的实验技术，它可以帮助科研人员研究肿瘤的免疫应答机制、治疗方法以及预后情况。
淋巴细胞是免疫系统中的重要组成部分，它们对于抗击肿瘤细胞具有重要作用。
通过分离肿瘤浸润淋巴细胞，可以更好地研究肿瘤微环境中的免疫细胞互动，为癌症的治疗提供更有效的策略。
分离肿瘤浸润淋巴细胞的方法主要包括机械分离、化学分离和磁性分离。
在进行肿瘤浸润淋巴细胞的分离前，首先需要收集组织样本，可以是肿瘤组织、淋巴结组织或者外周血。
然后，根据具体的实验要求和研究目的选择适当的分离方法。
机械分离是一种常见的方法，通过机械切割或压碎组织样本，将淋巴细胞从肿瘤细胞和其他细胞中分离出来。
这种方法简单易行，但需要注意对细胞的损伤。
化学分离则是利用生化试剂将淋巴细胞与其他细胞区分开来，如密度梯度离心、细胞表面抗体标记等。
磁性分离则是利用磁珠标记淋巴细胞表面的特异抗体，通过磁力将目标细胞分离出来。
在进行肿瘤浸润淋巴细胞的分离时，需要注意以下几点。
首先，保持实验环境的无菌和清洁，避免细胞的交叉污染。
其次，选择合适的细胞分离方法，根据样本的特点和研究目的进行选择。
再者，细胞的分离过程要尽量减少细胞的损伤，避免影响后续实验的结果。
最后，分离出的淋巴细胞需要及时处理或冻存，确保细胞的活力和稳定性。
总的来说，肿瘤浸润淋巴细胞的分离是一项重要的实验技术，对于研究肿瘤的免疫治疗具有重要的意义。
通过合适的分离方法和实验操作，可以得到高质量的淋巴细胞，为深入研究肿瘤的免疫细胞互动提供有力的支持。
希望未来在这个领域的研究能够取得更多的突破，为肿瘤治疗带来新的希望和机遇。
小鼠肝脏淋巴细胞分离
小鼠肝脏淋巴细胞分离
肝脏淋巴细胞分离protocol
1. 腹腔注射100uL/只小鼠麻醉；
2. 用约20mL PBS从下腔静脉处灌洗（肾，肺，肝均变白，肝脏灌注也可）；
3. 取10cm细胞培养皿，加入10mL 10% FBS+DMEM，将滤网浸于其中，取出的肝组织置于滤网中；
4. 用1mL注射器的内芯研磨，制备细胞悬液；
5. 从皿中吸取细胞悬液到50mL离心管，补加PBS至30mL；
6. 50g离心3min，上清转移至新管；
7. 1500rpm X 5min离心，2.5mL DMEM重悬细胞。
8. 准备percoll：
6mL 100% percoll + 660uL 10X PBS配成90% percoll
4mL 90% percol + 1.12mL DMEM配成70% percoll
2.5mL细胞重悬液+ 2mL 90% percoll配成40% percoll；
9. 将40% percoll细胞悬液沿管壁缓缓加入70% percoll中；
10. 2000rpm离心20min，brake和accelerate都设为level 1；
11. 吸取中间层细胞，PBS补加到10mL，400g离心10分钟；
12. 弃上清，加1mL红细胞裂解液，裂解2min
13. 补加PBS到10mL，终止裂解，400g离心10分钟
14. 将细胞重悬到合适体积，计数，用于下游分析。
小鼠淋巴细胞分离
小鼠全脾分离及淋巴细胞的获取实验步骤：1.杀鼠：将小鼠颈椎脱臼处死，70%酒精喷涂表面，无菌条件下剖开小鼠腹腔2.分离全脾：取脾，横切约1mm厚放入固定液，作为组化样本，其余组织放入1ml 5% FCS 1640.3.脾淋巴细胞的分离：1)脾脏处理：将脾脏置于200目滤网上，用5mL注射器内芯轻轻研磨，不断向组织上滴加2ml 5% FCS 1640，直至组织内绝大部分细胞被分离，1ml注射器抽吸滤过，将细胞收集于5ml离心管中。
.2)500g，3min，弃上清。
3)红细胞裂解：加入1ml 红细胞裂解液，轻轻吹打混匀，室温裂解2分钟至红细胞完全破碎。
4)500g，5min，弃上清。
5)洗涤1次：加入1ml 5% FCS 1640，重悬沉淀，500g，3分钟，弃上清。
加入1mL 10% FCS1640重悬，取出15μL计数；6)台盼蓝染色细胞计数：1:20稀释细胞悬液，与0.4%台盼蓝染液9:1混合，计数；计算终浓度为1×107/mL所需加入10% FCS 1640的量。
7)加入适量10% FCS 1640调整细胞浓度至1×107/mL，置于4ºC备用。
小鼠淋巴结分离及淋巴细胞的获取实验步骤：1.杀鼠：将小鼠颈椎脱臼处死，70%酒精喷涂表面，无菌条件下剖开小鼠腹腔2.分离淋巴结：取腋下，腹股沟，肠系膜淋巴结，其中腋下淋巴结置固定液中送组化，其余淋巴结放入1ml 5% FCS 1640.3.淋巴结淋巴细胞的分离：1)淋巴结处理：将淋巴结漂浮于3ml 5% FCS 1640（玻璃平皿）中，用无菌大镊子紧捏淋巴结，并用5mL注射器内芯轻轻研磨，绝大部分淋巴细胞游离置培养基中，1ml注射器抽吸滤过，将细胞收集于5ml离心管中。
.2)500g，3min，弃上清。
3)洗涤：加入1ml 5% FCS 1640，重悬沉淀，500g，3分钟，弃上清。
加入1mL 10% FCS1640重悬，取出15μL计数；4)台盼蓝染色细胞计数：1:20稀释细胞悬液，与0.4%台盼蓝染液9:1混合，计数；计算终浓度为1×107/mL所需加入10% FCS 1640 的量。
小鼠肿瘤组织脱水步骤
小鼠肿瘤组织脱水步骤
小鼠肿瘤组织脱水是将组织中的水分逐渐去除，以便进行后续的处理和研究。
以下是一种常见的小鼠肿瘤组织脱水步骤：
1. 将取出的小鼠肿瘤组织置于10%中性缓冲福尔马林（neutral buffered formalin）中固定一段时间（通常为24-48小时）。
2. 将固定后的组织转移到70%乙醇中，使其脱水。
可以使用多个浓度的乙醇（例如50%、80%等）逐渐提高浓度，每个浓度浸泡时间一般为1-2小时。
3. 将组织转移到95%乙醇中，浸泡1-2小时。
4. 将组织转移到绝对乙醇（100%乙醇）中，浸泡1-2小时。
5. 重复浸泡步骤4，使组织完全脱水。
注意事项：
- 在每个乙醇浓度中，组织应充分浸泡，以确保组织内的水分得到充分去除。
- 每次转移组织时，应使用足够的乙醇量，以确保组织完全浸泡。
- 在脱水过程中，可以使用转移容器盖子或者密闭容器，以防止乙醇挥发。
- 在脱水完成后，组织变得脆弱，可能需要进行包埋或切片等后续处理。
胸腺、淋巴结细胞分离
胸腺、淋巴结细胞分离
实验动物：
8-10周DBA/2小鼠
实验试剂与仪器：
匀浆器，手术器械，200目细胞筛，RPMI-1640培养基，小鼠淋巴细胞分离液，
超净台，离心机
操作步骤：
1.颈椎脱臼法处死小鼠，置入75%乙醇中浸泡3分钟。
2.将小鼠固定于泡沫板上，在无菌条件下用眼科剪、镊子取小鼠胸腺及腋下、
腹股沟处的淋巴结。
3.去除胸腺、淋巴结周围脂肪及结缔组织，分别置于匀浆器中，向匀浆器中加
入RPMI-1640培养基，碾磨，200目过滤碾磨液，收集滤液，1600rpm，
5min离心，去除上清，RPMI-1640重悬沉淀。
4.将3中细胞悬液小心置于等体积淋巴细胞分离液上，400g，20min离心，取
分离液与细胞悬液交界乳白色层，加入PBS，2000rpm，5min离心，洗涤2
次。
5.取沉淀细胞，少量PBS重悬，细胞计数，稀释到所需浓度，小鼠尾静脉注射。
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小鼠肿瘤浸润组织淋巴细胞分离液说明书
【产品规格】200ml/Kit 【产品组成】
为方便广大用户使用，试剂内容如下：
名称
产品编号
规格200ml 200ml 200ml 200ml 1份
A B C D E
小鼠肿瘤浸润组织淋巴细胞分离液样本稀释液（赠品）清洗液（赠品）2010C11192010X1118F2013TBD F 液（赠品）说明书
【实验前准备】A ．适用仪器
最大离心力可达1200g 的水平转子离心机B ．耗材
产品名称产品货号339650339651339652339653
产地15ml 离心管散装美国NUNC 15ml 离心管架装美国NUNC 美国NUNC 美国NUNC
50ml 离心管散装50ml 离心管架装无菌胶头滴管或塑料滴管【检验方法】
全过程样本、试剂及实验环境均需在20±2℃的条件下进行。
1.首先制备组织单细胞悬液，制备方法详见“组织单细胞悬液制备技术”。
2.取一支15ml 离心管，加入与组织单细胞悬液等量的分离液（注：分离液最少不得少于
3ml ）。
3.用吸管小心吸取组织单细胞悬液加于分离液液面上，400-500g ，离心20-30min 。
（注：
根据组织单细胞悬液量确定离心条件，组织单细胞悬液量越大，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。
4.离心后，此时离心管中由上至下分为四层。
第一层为稀释液层。
第二层为环状乳白色淋
巴细胞层。
第三层为透明分离液层。
第四层为红细胞层。
5.用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一15ml离心管中，向离心管中加入
10ml清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
6.250g，离心10min。
7.弃上清。
8.用吸管以5ml清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。
9.250g，离心10min。
10.重复7、8、9，弃上清后以0.5ml后续实验所需相应液体重悬细胞。
【注意事项】
1.全过程样本、试剂及实验环境均需在20±2℃的条件下进行。
为获得最佳的实验结果，最
好在取样2h内进行实验，样品存放时间越长，细胞分离效果越差。
样品放置超过6h后分离效果更差甚至不能达到分离目的。
2.本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离
心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。
3.吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒
细胞数量增加。
4.分离液用量大于组织单细胞悬液样本时，分离效果更佳。
5.如实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物以获得技术支持。
【储存条件及有效期】
18-25℃保存，有效期2年。
本品易感染细菌，需无菌条件操作。
无菌条件下操作，启封后置常温保存。
如4℃保存，本分离液易出现白色结晶，影响分离效果。
【参考值（参考范围）】
本实验淋巴细胞提取率及纯度大于80%。
下表为成年人外周血中各种细胞的数量及比例，用户可适当进行参考。
红细胞白细胞血小板
（4.0-10.0）×109
含量（个/L）（4.0-5.5）×1012（1.0-3.0）×1011
中性粒细胞淋巴细胞单核细胞
50%-70%20%-40%3%-8%
【相关实验技术方案】
1.组织单细胞悬液制备技术。
2.所获得淋巴细胞的培养技术。
3.所获得淋巴细胞的核酸提取技术。
4.所获得淋巴细胞的鉴定方法
A.流式细胞技术
B.免疫组化技术
C.原位杂交技术
D.PCR技术
注：上述技术方案详情请登陆上海研谨生物科技公司官网搜索“细胞分离、
纯化、扩增、鉴定及生物治疗技术手册”，并在说明书项目栏下下载使用。
【可能存在的问题及解决方法】
1.由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
出现情况出现原因建议解决方案
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层离心后目的细胞存在于分离液中
离心后白环层弥散转速过小或离心时间过短
转速过大或离心时间过长
细胞密度过大
适当增减转速
调整细胞密度
离心后白环层太浅或看不见细胞密度过小
2.本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。
不同地
区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。
建议对离心条件进行调整时，恒定离心时间，对离心转速进行调整。
3.本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可
能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。
注：在对离心条件进行调整时，离心转速的加减以50-100g为基数，直至达到最佳分离效果，离心力最小不得小于400g，最大不得大于1200g。
离心时间以20-30min为准。