CRISPR_Cas9系统_构建非人灵长类动物疾病模型的新技术_杨伟莉
生物学中的新技术和新方法
生物学中的新技术和新方法生物学是一门研究生命的科学,随着科技的发展,越来越多的新技术和新方法被应用于生物学研究中,为我们打开了一扇又一扇的研究之门。
本文将着重介绍几种在生物学中应用广泛的新技术和新方法。
一、 CRISPR-Cas9技术CRISPR-Cas9技术(Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats-CRISPR associated protein 9)是一种基于细菌体内天然的防御机制,通过修改Cas9货架蛋白与gRNA的配对,能够精准切割基因组DNA,进而实现基因编辑。
这种技术已经在人类、动物和植物研究中被广泛使用,成为生命科学研究中的一项重要工具。
CRISPR-Cas9技术的应用范围较为广泛,可以用于产生动物模型,如基因敲除小鼠、人类细胞对疾病的研究,以及植物基因组编辑等。
这种技术的精准性高、速度快、成本低廉,具有很大的发展前景。
二、单细胞分析技术单细胞分析技术指从单个细胞开始研究,可以大大提高成果的精度和体现深度,它包括单细胞测序、单细胞质量分析、单细胞代谢分析以及单细胞芯片等。
相比传统的分析方法,这种技术可以识别个体中的细胞异质性,从而发现数据中不同的细胞类型、产生新的发现和解释。
这种技术的应用范围非常广泛,从研究胚胎分化和人体生理学到肿瘤学和免疫学等多个领域都有应用。
单细胞分析技术能够识别和定量不同细胞亚群的表型、基因表达和代谢状态等,为基础、转化和临床研究提供了更深入的认识。
同时也为药物研发提供了更精确的评价方式。
三、人工智能技术人工智能技术是近年来飞速发展的一种技术,在生物学研究中也得到了广泛应用。
人工智能技术可以透过数学模型精确计算大规模数据,将大数据的分析过程提速,有效减少研究人员的时间和工作量,以更高效的方式达到科学目标。
这种新技术也为数据处理和生命科学研究提供了依据。
在计算机视觉和图像分析领域的研究中,人工智能技术已经显示出具有重要作用和前“顾(qí)路”性。
CRISPR-Cas9 技术及CRISPR文库的应用
CRISPR-Cas9 技术及CRISPR文库的应用基因编辑技术是指在基因组水平上对目的基因序列甚至是单个核苷酸进行替换、切除,增加或插入外源DNA序列的基因工程技术,经典的基因组编辑技术主要依赖于同源重组及干细胞全能性来完成对个体特定基因的改造。
因为其在生物医学和工农业生产中发挥着重要作用,所以相关的早期开创性工作被授予2007 年诺贝尔生理医学奖。
但是经典的方法存在效率低、技术要求高和成本高等缺点,严重制约了相关的研究和工农业生产。
但是当2013年CRISPR-Cas9系统的诞生,使基因定位、精准修改变得更加容易,CRISPR文库的应用也让基础研究中大规模的基因组编辑和筛选成为现实。
基因定位和精准修改意味着该技术可以人为控制基因表达,目前CRISPR-Cas9基因编辑技术可被广泛地应用于动物模型构建、遗传疾病治疗、农业育种等方面。
动物模型构建CRISPR-Cas9 系统作为最新一代基因编辑技术,能够简便高效地实现基因组精确修饰,是制备哺乳动物疾病模型的重要工具。
目前科学家利用CRISPR-Cas9 技术在动物模型,如小鼠、大鼠、猪和猴等研制方面做出一系列重要工作。
如科学家们将CRISPR-Cas9 系统导入小鼠受精卵,成功获得了有特定基因突变的小鼠模型,并获得近乎100% 的基因靶向突变效率,极大地降低了基因编辑小鼠模型制备的难度和成本,有望被广泛应用。
遗传疾病治疗及药物靶点筛选作为一种简便高效的基因编辑技术,CRISPR-Cas9 技术自问世以来就被认为具有治疗遗传疾病的巨大潜力。
科学家们选择小鼠白内障遗传疾病模型进行研究。
对携带显性突变引发晶状体混浊的Crygc 基因进行定点修正。
发现有1/3 的新生小鼠白内障症状被治愈,并通过生殖细胞将修复的Crygc基因传递到下一代,证明白内障遗传疾病得到了根治。
CRISPR-Cas9技术更大的一项突破是CRISPR文库在药物靶点筛选中的应用。
有科学家通过构建全基因组CRISPR文库,使全基因组中18000个基因形成缺失突变,结合相关的药物筛选手段最终对细胞进行筛选,最终对筛选存活的细胞进行NGS测序,即可推断出药物靶点相关基因。
CRISPR技术在动物基因编辑中的应用
CRISPR技术在动物基因编辑中的应用CRISPR技术是一种高效、精准的基因编辑技术,它被广泛应用于动物基因组的修饰。
CRISPR技术通过利用CRISPR/Cas9系统对基因组的DNA序列进行切割和编辑,实现了高效、精准且可控的基因组编辑。
近年来,CRISPR/Cas9技术在动物生殖、疾病模型建立、基因功能研究等领域取得了重要进展。
一、CRISPR技术在动物生殖中的应用CRISPR技术在动物生殖中被广泛应用于制造转基因动物。
通过将CRISPR/Cas9系统转染到动物的受精卵中,可以实现对动物基因组的遗传信息进行精细调控。
这种方法被称为“胚胎基因编辑”。
胚胎基因编辑可以对生殖细胞基因组进行编辑,实现精准的遗传性状的修饰。
这项技术将成为将来创造个性化药物和遗传学研究领域的重要基础技术。
同时,CRISPR技术还可以用于人工繁殖技术的应用。
例如,在猪肝脏移植的研究中,科学家发现,通过使用CRISPR技术制造克隆猪,可以获得与人类兼容的移植器官,这将为人类移植器官不足的问题提供更多的解决方案。
二、CRISPR技术在疾病模型建立中的应用CRISPR技术在建立动物疾病模型中也具有重要的应用价值。
通过对基因组进行精确编辑,科学家可以制造出各种不同的基因型动物,包括突变体、敲除体、和人类疾病模型动物等。
这些基因型动物模型被广泛用于研究基因与疾病的关系,探究疾病发生机制以及开发新的治疗方法。
例如,在哺乳动物中,CRISPR技术被广泛应用于基因工程动物的制作,比如敲除某个基因,使它不能表达,观察与病理学相关的表现等。
通过CRISPR技术制造的新型疾病模型动物能够更加准确地反映出人类疾病的发生过程,为人类疾病理解和治疗提供了重要的平台。
三、CRISPR技术在基因功能研究中的应用CRISPR技术被广泛应用于基因功能研究中,因为它可以揭示某个基因在生理、病理过程中的具体作用。
通过敲除或突变一个基因,可以观察该基因在生物学中的具体作用。
CRISPRCas9基因编辑技术综述
CRISPR/Cas9基因编辑技术综述作者:钦越陈志杨章平来源:《河南农业·教育版》2021年第07期摘要:CRISPR/Cas9首次在细菌中被发现,是适应性免疫系统的一部分,现已广泛用于工程改造基因组中激活或抑制基因表达。
同时,CRISPR/Cas9有望通过提供一种有效的技术来剖析癌症发生的机制,确定药物开发的靶标,并可能为基于细胞的疗法提供支撑以加速癌症的研究。
对CRISPR/Cas9技术的发展历史和应用范围做了概述及展望,以期为CRISPR/Cas9技术的后续发展提供思路。
关键词:CRISPR/Cas9;基因编辑;哺乳动物长期以来,基因疗法一直被寄予希望可以治疗或纠正人和动物体内的各种疾病和缺陷。
随着簇状规则间隔短回文重复序列(CRISPR)的发现、基于CRISPR的原核生物适应性免疫系统(CRISPR相关系统,Cas)的机制以及它的再利用成为一种有效的基因编辑工具,使得分子生物学领域发生了革命性的变化,并激发了人们对新的和改进的基因治疗的兴趣。
CRISPR/Cas9(规律性成簇间隔的短回文重复序列/CRISPR相关蛋白)系统是继ZFN、TALENs等基因编辑技术推出后的第三代基因编辑技术,是现有基因编辑和基因修饰里面效率最高、最简便、成本最低的技术之一,已成为当今最主流的基因编辑系统。
一、CRISPR/Cas9系统的起源1987年,日本科学家在研究大肠杆菌的时候发现其基因组上有一段29bp的序列反复出现了数次且彼此之间被一段 32bp的序列所隔开。
1993年,西班牙科学家Francisco Mojica在地中海噬盐菌中也同样发现了这段重复序列。
随着后续的研究,他在二十多种不同的微生物体内都发现了这种重复DNA结构,并将其命名为成簇的规律间隔的短回文重复序列(Clustered Regulation Interspaced Short Palindromic Repeats,CRISPR)。
CRISPR-Cas9技术在病原微生物研究中的应用探索
CRISPR-Cas9技术在病原微生物研究中的应用探索CRISPR-Cas9技术是一种新兴的基因编辑技术,它可以精准地修改DNA序列,并在生物体中实现定点编辑。
近年来,CRISPR-Cas9技术在病原微生物研究中得到了广泛的应用,成为了研究病原微生物的重要工具。
本文将探讨CRISPR-Cas9技术在病原微生物研究中的应用。
一、CRISPR-Cas9技术的基本原理CRISPR-Cas9技术是一种基于细菌天然免疫系统的基因编辑技术,它利用CRISPR序列和Cas9蛋白质组成的复合物来实现DNA序列的精准编辑。
CRISPR序列是一种存在于细菌和古菌中的DNA片段,其中包含了与外源DNA序列相匹配的短片段,可用于识别和清除入侵细胞的病毒或质粒。
Cas9蛋白质是一种RNA导向的DNA内切酶,能够在CRISPR序列识别外源DNA序列后切割其靶标DNA。
CRISPR-Cas9技术的基本操作流程如下:首先,设计合适的RNA引物,使其与目标DNA序列互补配对;然后,引导RNA与Cas9蛋白质结合成复合物,形成RNA-Cas9复合物;最后,RNA-Cas9复合物与目标DNA序列结合,并在目标DNA上切割出一个特定的DNA片段,从而实现基因编辑。
二、CRISPR-Cas9技术在病原微生物研究中的应用1. 病原微生物的基因功能研究CRISPR-Cas9技术可以通过精确编辑病原微生物的基因组,来研究其基因功能和表达调控机制。
例如,在细菌中,CRISPR-Cas9技术可以被用来靶向编辑细菌的基因组,从而揭示其基因功能和代谢途径。
在真菌和病毒中,CRISPR-Cas9技术也可以被用来揭示其基因功能和表达调控机制。
2. 病原微生物的耐药性研究CRISPR-Cas9技术可以被用来研究病原微生物的耐药性机制,并为开发新型抗生素提供新思路。
例如,在细菌中,CRISPR-Cas9技术可以被用来靶向编辑细菌的耐药基因,从而提高抗生素的治疗效果。
基因编辑技术CRISPR-Cas9的应用前景和伦理问题讨论。
基因编辑技术CRISPR-Cas9的应用前景和伦理问题讨论。
1. 引言1.1 概述基因编辑技术是一项革命性的科学技术,它给人类带来了前所未有的机会和挑战。
其中CRISPR-Cas9技术作为最新发展的一种基因编辑工具,引起了广泛的关注。
该技术能够精确地修改生物体的基因序列,为治疗遗传性疾病、改良农作物以及推动药物研发等领域带来了巨大潜力。
1.2 CRISPR-Cas9技术简介CRISPR-Cas9是一种源于细菌免疫系统的天然防御机制,并被科学家们用于基因编辑中。
该技术通过利用Cas9蛋白与RNA引导分子找到特定DNA序列并进行剪切,实现对目标基因进行精确修改的能力。
相比于传统的基因编辑方法,CRISPR-Cas9更加简单、高效、灵活,并在世界范围内迅速被广泛采用。
1.3 目的本文旨在探讨CRISPR-Cas9技术在应用前景中所面临的伦理问题。
随着这项技术渐渐成熟和应用范围的扩大,其中涉及的道德、生物伦理学等问题也日益受到关注。
我们将讨论人类基因编辑的道德考量,以及可能对未来世代和动植物种群生态平衡带来的影响。
同时,本文还将介绍伦理原则在CRISPR-Cas9技术中的应用与挑战,并提出公共政策与监管措施的建议,力求寻求技术进步与伦理平衡之间的良好观点总结。
通过对这些伦理问题进行深入研究和讨论,我们可以更好地推动CRISPR-Cas9等基因编辑技术的发展,并为未来科技发展做出相应规范和决策。
最后,我们将总结当前技术进步与伦理平衡之间关系,并展望未来该领域的发展趋势。
2. CRISPR-Cas9技术的应用前景:2.1 治疗遗传性疾病:CRISPR-Cas9技术在治疗遗传性疾病方面展示出巨大的应用前景。
该技术可以通过定点基因编辑修复患者体内存在的致病突变,从根本上解决遗传疾病的问题。
以囊胚基因编辑为例,科学家们已经成功地利用CRISPR-Cas9技术来纠正一些单基因遗传性疾病,如囊性纤维化和镰刀形细胞贫血等。
CRISPRCas9系统开启基因编辑新时代——2020年诺贝尔化学奖简介
4562020年诺贝尔化学奖正式揭晓,法国生物化学家埃马纽埃尔•卡彭蒂耶(Emmanuelle Charpentier )和美国生物学家詹妮弗•杜德纳(Jennifer A. Doudna )获得这一奖项,表彰她们在“开发基因编辑方法”方面做出的变革型贡献(图1)。
值得关注的是,这是诺贝尔化学奖首次同时授予两名女性科学家。
其实早在2016年,她们就已凭借研发的基因编辑工具“CRISPR/Cas9”,荣获欧莱雅联合国教科文组织联合设立的“世界杰出女科学家成就奖”。
1 获奖者简介及主要贡献卡彭蒂耶,1968年出生于法国,1995年获得法国巴斯德研究所博士学位,现任德国马克斯•普朗克病原体科学研究所主任。
早期博士后阶段她先后在5个国家的9个不同机构进行研究工作,一直致力于研究细菌控制自身基因组的系统。
其主要贡献是发现了一种非常丰富的新型小RNA :反式作用CRISPR RNA (tracrRNA),并证明其参与了CRISPR 系统,解析了CRISPR 系统的组分,它包含三个元件:tracrRNA 、CRISPR RNA 和Cas 酶。
此外,卡彭蒂耶还证实了tracrRNA 和CRISPR RNA 相互作用以指导Cas9与病毒序列互作,从而对CRISPR 系统的工作原理进行了阐述[1]。
杜德纳,1964年生于美国华盛顿特区,1989年获美国波士顿哈佛医学院博士学位,现为美国加州大学伯克利分校教授,霍华德•休斯医学研究所研究员。
早年杜德纳与杰克•绍斯塔克(Jack Szostak )合作进行了RNA 剪接相关研究。
在科罗拉多大学做博士后研究时,她解决了核酶的晶体结构问题。
在自己的实验室,她鉴定了多种RNA 蛋白复合体,例如内部核糖体进入位点和microRNA 的加工过程中的复合体等。
除此之外,杜德纳一直在研究CRISPR 序列及它的工作原理,她使用晶体学和冷冻电镜解决了†通信作者,研究方向:基于造血干细胞的基因编辑和基因治疗。
CRISPRCas9技术在非模式植物中的应用进展
CRISPR/Cas9技术在非模式植物中的应用进展作者:白英俊李国瑞黄凤兰李威来源:《广西植物》2019年第03期摘要:基因组编辑技术的出现对植物遗传育种及作物性状的改良产生了深远意义。
CRISPR/Cas(clusteredregularlyinterspacedshortpalindromicrepeat)是由成簇规律间隔短回文重复序列及其关联蛋白组成的免疫系统,其作用是原核生物(40%细菌和90%古细菌)用来抵抗外源遗传物质(噬菌体和病毒)的入侵。
该技术实现了对基因组中多个靶基因同时进行编辑,与前两代基因编辑技术:锌指核酶(ZFNs)和转录激活因子样效应物核酶(TALENs)相比更加简单、廉价、高效。
目前CRISPR/Cas9基因编辑技术已在拟南芥(Arabidopsisthaliana)、烟草(Nicotianabenthamiana)、水稻(Oryzasativa)、小麦(Triticumaestivum)、玉米(Zeamays)、番茄(tomato)等模式植物和多数大作物中实现了定点基因组编辑,其应用范围不断地向各类植物扩展。
但与模式植物和一些大作物相比,CRISPR/Cas9基因编辑技术在非模式植物,尤其在一些小作物的应用中存在如载体构建、靶点设计、脱靶检测、同源重组等问题有待进一步完善。
该文对CRISPR/Cas9技术在非模式植物与小作物研究的最新研究进展进行了总结,讨论了该技术目前在非模式植物、小作物应用的局限性,在此基础上提出了相关改进策略,并对CRISPR/Cas9系统在非模式植物中的研究前景进行了展望。
关键词:CRISPR/Cas9系统,植物遗传育种,基因组编辑,非模式植物中图分类号:Q943文献标识码:A文章编号:1000-3142(2019)03-0419-08遗传突变对于研究植物基因功能和作物遗传改良至关重要。
在过去,自然突变体的表征已经揭示了遗传多样性的重要性。
而且,许多研究已经使用了物理方法(γ辐射)、化学方法(甲磺酸乙酯)或生物方法(例如T-DNA/转座子)导致点突变、缺失、重排和基因重组得到突变体。
基于CRISPR
第38卷第2期2024年3月山东理工大学学报(自然科学版)Journal of Shandong University of Technology(Natural Science Edition)Vol.38No.2Mar.2024收稿日期:20230301基金项目:江苏省高校 青蓝工程 项目(2023);江苏省高职院校青年教师企业实践项目(2021QYSJ063);江苏省精准诊疗药物创制工程研究中心(苏州大学)开放课题(SDGC2239)第一作者:谢钰珍,女,295842442@;通信作者:覃鸿妮,女,qinhn@文章编号:1672-6197(2024)02-0067-06基于CRISPR /Cas9基因编辑技术构建PD -L1-GFP 报告基因HT29细胞株谢钰珍1,覃鸿妮1,2,吴凡1,孙曙光1,孟丽君3(1.苏州工业园区服务外包职业学院生物科技学院,江苏苏州215123;2.江苏省精准诊疗药物创制工程研究中心(苏州大学),江苏苏州215000;3.苏州东岭生物技术有限公司,江苏苏州215123)摘要:利用CRISPR /Cas9基因编辑技术和同源重组技术在PD -L1基因的特定位置敲入绿色荧光蛋白(GFP )序列,构建含有PD -L1-GFP 报告基因的结肠癌细胞(HT29)稳定细胞株㊂根据CRISPR -Cas9靶点设计原则,针对PD -L1基因终止密码子设计两对sgRNA ,退火形成双链后连接至Lenti -V2空载质粒中,转化培养后提取质粒并测序验证㊂对于正确的Lenti -V2-sgRNA 重组质粒,T7E1酶切验证其基因编辑效率㊂根据靶点位置设计左同源臂+GFP +右同源臂序列合成Donor 片段,双酶切后连接至pUC19,重组载体转化扩增后同样进行质粒提取和测序验证㊂将验证成功的Lenti -V2-sgRNA 和pUC19-donor -GFP 共转染HT29细胞,荧光显微镜检测GFP 表达情况,菌落PCR 及基因测序验证GFP 报告基因的靶向插入效果㊂经酶切和测序鉴定,靶向编辑PD -L1的Cas9载体Lenti -V2-gRNA 和含GFP 基因的Donor 质粒pUC19-donor -GFP 构建成功㊂两个重组质粒转染HT29细胞后,显微观察㊁多克隆验证㊁单克隆筛选及鉴定结果显示,GFP 成功转入HT29细胞并进行了表达,经有限稀释法筛选出的单克隆细胞荧光均一,且与对照组相比,阳性细胞克隆的基因组PCR 均检测到特异条带,表明在PD -L1终止密码子前成功插入了GFP 片段,细胞株构建成功㊂通过基因编辑技术成功构建了稳定表达PD -L1-GFP 报告基因的HT29结肠癌细胞株,建立了一个可以直观在细胞上观察PD -L1是否表达以及表达的强弱程度的系统,为后期体内外筛选调控PD -L1的上游新靶点及药物奠定了基础㊂关键词:PD -L1;CRISPR /Cas9;报告基因;GFP 中图分类号:TB532.1;TB553文献标志码:AConstruction of HT29cell line with PD -L1-GFPreport gene by CRISPR /Cas9systemXIE Yuzhen 1,QIN Hongni 1,2,WU Fan 1,SUN Shuguang 1,MENG Lijun 3(1.School of Biotechnology,Suzhou Industrial Park Institute of Services Outsourcing,Suzhou 215123,China;2.Jiangsu Province Engineering Research Center of Precision Diagnostics and Therapeutics Development,Soochow University,Suzhou 215000,China;3.Suzhou Dongling Biotechnology Company Limited,Suzhou 215123,China)Abstract :Using CRISPR /Cas9and homologous recombination technology to tap green fluorescent protein (GFP)sequence at specific position of PD -L1gene,we constructed human colon cancer cell (HT29)㊀stable cell line containing PD-L1-GFP reporter gene.According to the design principle of CRISPR-Cas9target,two pairs of sgRNAs were designed for the stop codon of PD-L1gene.After annealing,the sgRNAs were connected to the Lenti-V2plasmid.The plasmid was extracted and verified by sequencing after amplification of the receptor cells.For the correct Lenti-V2-gRNA recombinant plasmid,the effi-ciency of gene editing was verified by T7E1digestion.According to the target location,Donor fragment was synthesized from left homologous arm+GFP+right homologous arm sequence,which was ligated to pUC19after double enzyme digestion.Plasmid extraction and sequencing were also performed after re-combinant vector transformation and amplification.HT29cells were co-transfected with Lenti-V2-gRNA and pUC19-donor-GFP,and the expression of GFP protein was detected by fluorescence microscopy. Finally,the targeted insertion effect of GFP reporter gene was verified by colony PCR and gene sequen-cing.The Cas9vector Lenti-V2-gRNA and Donor plasmid pUC19-donor-GFP containing PD-L1were successfully constructed by enzyme digestion and sequencing.After the two recombinant plasmids were transfected into HT29cells,the results of microscopic observation,polyclonal verification,monoclonal screening and identification showed that GFP was successfully transferred into HT29cells and expressed, and the monoclonal cells screened by limited dilution method had uniform fluorescence.Moreover,com-pared with the control group,specific bands were detected in the genomic PCR of the clones of positive cells,indicating that the GFP fragment was successfully inserted before the PD-L1stop codon,and the cell line was successfully constructed.HT29colon cancer cell line with stable expression of PD-L1-GFP reporter gene was successfully constructed by gene editing technology,and a system was established to di-rectly observe whether PD-L1is expressed and the degree of expression,which laid a foundation for sub-sequent in vitro and in vivo screening of upstream new targets and drugs regulating PD-L1. Keywords:PD-L1;CRISPR/Cas9;reporter gene;GFP㊀㊀PD1(programmed death-1,程序性死亡受体-1)为PDCD1基因编码的Ⅰ型跨膜糖蛋白,主要表达于活化的免疫细胞表面,如T细胞㊁B细胞㊁NK细胞以及单核细胞等㊂PD1是维持自身耐受性的重要因子,在生理条件下可通过TCR识别抗原,调节外周组织中T细胞的功能,从而应对和清除外源病菌及内源异常细胞㊂PD-L1(程序性死亡配体-1)也称CD274,是PD1的配体之一,是由CD274基因编码的一种细胞表面糖蛋白,多过度表达于肿瘤细胞表面[1]㊂作为重要的负性免疫调节因子,当T细胞表面PD1受体与肿瘤细胞表面表达的PD-L1配体结合后,可向细胞内传递调控信号,抑制T细胞活化与增殖,从而帮助肿瘤细胞逃脱宿主的免疫监视,因此,抑制PD1/PD-L1通路或者通过特异性靶点抑制PD-L1蛋白的表达,可有效增强肿瘤治疗效果㊂近年来的临床研究结果显示,由PD1/PD-L1通路介导下的免疫抑制在非小细胞肺癌㊁胃癌㊁乳腺癌㊁大肠癌等多种恶性肿瘤的发生发展中均具有重要作用,PD-L1在以上各种癌组织的表达明显升高,且PD-L1的阳性表达与肿瘤大小㊁转移情况㊁分化程度及远期生存率存在密切关系[2-3];此外,从诱导肿瘤细胞表面高表达PD-L1的相关因素来看,目前已报道的肿瘤细胞中调控PD-L1表达的相关信号通路主要有Akt3信号通路和MAPK信号通路㊁IFN-γ信号通路和AR信号通路[4],而且这些通路的某些抑制剂已被证明可调节PD-L1㊂例如:TGFβR-1抑制剂LY364947可明显降低TGFβR-1诱导的PD-L1mRNA和蛋白表达[5];突变转录因子FOXP3在PD-L1启动子区的结合位点后,胰腺癌细胞PD-L1的表达明显受到抑制[6];但关于结肠癌肿瘤细胞PD-L1表达的具体调控机制仍需进一步研究㊂CRISPR/Cas9系统是一种新型基因编辑技术,通过sgRNA介导核酸酶Cas9对基因组特定位点进行识别㊁切割,从而实现基因编辑,操作相对简便,基因编辑效率高㊂本文利用CRISPR/Cas9技术,在PD-L1基因终止密码子之前插入绿色荧光蛋白GFP基因,通过构建稳定表达PD-L1-GFP报告基因的结肠癌细胞株HT29,旨在建立一个可直观观察细胞上PD-L1是否表达以及表达强弱的系统,为进一步研究结肠癌细胞中PD-L1表达的可能调控机制提供帮助,为后期体内外筛选调控PD-L1的上游新靶点及药物奠定基础㊂86山东理工大学学报(自然科学版)2024年㊀1㊀材料与方法1.1㊀材料HT29细胞和293T细胞(苏州东岭生物技术有限公司保存),Lenti CRISPR V2质粒载体和pUC19载体(苏州东岭生物技术有限公司),胶回收试剂盒(Thermo),Stbl3感受态大肠杆菌(TransGen Biotech),DMEM培养基和D10培养基(HYclone), T4连接酶(Takara公司),DNA聚合酶(NEB)㊂1.2㊀方法1.2.1㊀sgRNA引物的设计与合成根据NCBI查询的PD-L1基因序列,使用CRISP在线设计工具(/E-CRISP/),根据靶点设计原则,在PD-L1基因终止密码子处设计sgRNA,并在序列正义链与反义链的5 端添加Esp3I(BsmBI)酶切位点,合成的具体序列如下:sgRNA-1:GAGGAGACGTAATCCAGCAT gRNA-1-F:CACCGAGGAGACGTAATCCAGCA gRNA-1-R:AAACATGCTGGATTACGTCTCCTC sgRNA-2:GTCTCCTCCAAATGTGTATC gRNA-2-F:CACCGTCTCCTCCAAATGTGTATC gRNA-2-R:AAACGATACACATTTGGAGGAGA为检测突变是否成功,设置了一对检测引物,扩增产物为包含sgRNA靶点的基因组DNA片段,检测引物具体序列如下:Test-F:TGGGGGACAAGCCATCCCAA Test-R:ATGATTTGCTTGGAGGCTCC1.2.2㊀LentiV2-gRNA重组质粒的构建及鉴定根据所设计序列合成单链sgRNA,经梯度降温PCR退火形成双链sgRNA㊂退火结束后,将得到的双链gRNA连接到已用Esp3I酶切回收后的线性Lenti-V2空载质粒中,连接产物转化Stbl3感受态细胞,37ħ培养过夜后挑取阳性单克隆进行测序验证,测序引物:LKO1-5(GACTATCATATGCTTAC-CGT)㊂针对序列正确的单克隆,提取其对应菌液中的质粒DNA,即可得到正确的Lenti-V2-sgRNA重组质粒㊂1.2.3㊀pUC19-Donor-GFP重组质粒的构建及鉴定设计左同源臂+GFP+右同源臂序列,序列两端添加酶切位点XbaI/BamHI,送公司合成Donor片段,将合成的Donor片段㊁pUC19分别用XhaI和BamHI双酶切后连接㊂取10μL连接产物转化至50μL Stbl3感受态大肠杆菌中,37ħ培养1h 后,均匀涂在含有Amp的LB平板上,过夜培养㊂次日挑取6个克隆于4mL含有Amp的LB培养基中, 37ħ培养16h㊂16h后取1mL菌液抽提质粒,并对质粒进行菌落PCR,判断选取的单克隆中是否含有目的片段㊂将验证正确的质粒送至测序,测序引物:M13-R(CAGGAAACAGCTATGACC),测序正确后冻存菌种㊂1.2.4㊀细胞培养和细胞转染从-80ħ冰箱中取出冻存的HT29细胞,复苏结束后留2mol/L的细胞量在10cm培养皿中培养,隔天进行传代培养㊂培养至第4天时将HT29转移至24孔板中的2孔(一孔转染,一孔阴性对照),每孔0.5ˑ106细胞㊂转染前1~2h更换新鲜培养基(0.9mL/孔),按Lenti-V2-sgRNA(0.6μg)㊁Donor-GFP(0.4μg)㊁1mg/mL PEI(3μL)㊁DMEM(97μL)配制转染体系,室温孵育30min后,将混合液加入到1孔中,另一个孔无须加入,轻轻摇匀后放入培养箱培养(37ħ,5%CO2)㊂1.2.5㊀多克隆效果验证提取转染后的HT29细胞基因组DNA,利用在PD-L1基因组以及GFP上分别设计的上下游引物,对其进行PCR鉴定,以检测其中是否含有在PD-L1位点成功插入GFP片段的目的细胞㊂引物序列: PD-L1-F(TTCAAATTTATCATTTATCA),GFP-R (CCGGACACGCTGAACTTGTG),PCR体系:模板DNA10ng㊁PD-L1-F和GFP-R各1μL,2X PrimeSTAR HS DNA Polymerase MIX10μL,总体积20μL㊂PCR扩增程序:98ħ预变性20s,98ħ变性10s,55ħ退火5s,72ħ延伸35s,共30个循环,68ħ彻底延伸2min㊂扩增的PCR产物经1%琼脂糖凝胶电泳分析㊂1.2.6㊀单克隆细胞筛选转染72h后,观察细胞生长状况并计数,采用有限稀释法,用D10(10%的FBS+DMEM)按每200μL一个细胞稀释到96孔板中,培养24h 后,显微镜观察荧光及细胞状态,并做好标记㊂继续培养,当上一步标记的单克隆细胞密度达到80%后,消化并收集细胞,用基因组DNA抽提试剂盒提取基因组,作为检测引物(TestF㊁R)的扩增模板,最后将扩增产物送至公司测序,以检测PD-L1-GFP 报告基因是否插入成功㊂96第2期㊀㊀㊀㊀㊀谢钰珍,等:基于CRISPR/Cas9基因编辑技术构建PD-L1-GFP报告基因HT29细胞株2㊀结果与分析2.1㊀Lenti -V2-gRNA 重组质粒构建结果重组质粒基因测序结果显示,在酶切位点之间插入的片段位置㊁方向以及序列与预期一致(图1),含有本实验所需要的两条sgRNA 序列,证明LentiV2-gRNA 重组质粒构建成功㊂2.2㊀两条sgRNA 切割效果验证结果为了验证所设计的两条sgRNA 的切割效果,将两种Lenti -V2-gRNA 重组质粒转入293T 细胞后提取基因组DNA,并对其进行T7E1酶切鉴定,结果显示1和2两种sgRNA 都能切下相应大小的条带(图2),证明Lenti -V2-sgR1和Lenti -V2-sgR2都具有切割效果,本实验随机使用其中1条,采用sgRNA2,即Lenti -V2-sgR2㊂图1㊀Lentiv2-gRNA重组质粒测序结果图2㊀T7E1酶切图2.3㊀pUC19-Donor -GFP 重组质粒构建结果以挑选的6个单克隆为模板,经菌落PCR 均能扩增出目的片段(图3),说明菌落中含有目标质粒㊂将阳性质粒进一步送至金唯智测序,从图4可以看出,第一行的序列为测序结果,第二行的序列是所需的模板序列,序列比对完全正确,pUC19-Donor -GFP 质粒构建成功㊂2.4㊀Lenti -V2-sgR2和pUC19-donor -GFP 细胞转染结果㊀㊀将Lenti -V2-sgR2和pUC19-donor -GFP 转染至HT29细胞,72h 后荧光显微镜下观察细胞状态㊂由图5可知,培养72h后可观察到少量细胞表达绿注:1-6为随机挑取的6个单克隆,M 为DNA marker㊂图3㊀pUC19-Donor -GFP 重组质粒转化质粒菌落PCR 结果色荧光,证明GFP 成功转入HT29并进行了表达㊂2.5㊀PD -L1-GFP 报告基因工程细胞株阳性单克隆筛选结果2.5.1㊀多克隆效果验证结果图6为多克隆PCR 鉴定结果,可以发现实验组在200bp 位置有目的条带,而对照组没有,证明GFP 插入到指定位点㊂2.5.2㊀单克隆细胞筛选结果为将上述验证的插入正确GFP 序列位点的细胞挑选出来,将多克隆细胞进行单克隆筛选,图7为荧光显微镜观察结果,可以看到细胞形成了单克隆并且具有均一的荧光,可以进行后续的验证㊂7山东理工大学学报(自然科学版)2024年㊀图4㊀pUC19-Donor重组质粒测序结果(a)细胞图(b)荧光图图5㊀HT29细胞荧光蛋白表达为验证上述挑选的单克隆中所需的序列存在,对其基因组PCR 之后送至金唯智测序,图8显示与正常HT29细胞基因组相比,敲入的实验组所挑的单克隆在终止密码子前插入了GFP 片段,证明细胞系构建成功㊂3㊀讨论PD1表达于活化的免疫细胞表面,如B淋巴细图6㊀多克隆验证琼脂糖凝胶电泳图图7㊀单克隆细胞荧光状态图胞㊁CD4+T 细胞等㊂PD -L1作为PD1的配体之一,在癌组织上可见异常高表达,如肾癌㊁肝癌㊁肺癌㊁乳腺癌及卵巢癌等;但在肿瘤邻近的正常组织中低水平表达,提示它参与肿瘤发生发展,并在削弱抗肿瘤免疫反应中发挥重要作用㊂PD1/PD -L1是负性共刺激分子,当肿瘤细胞表面的PD -L1与免疫细胞表面的PD1结合时,可抑制免疫细胞的增殖与活性甚至诱导其凋亡,使癌细胞成功逃脱免疫杀伤㊂近年来,PD -L1及其受体PD1信号通路一直是肿瘤免疫领域的热门研究对象,针对阻断PD1/PD -L1通路的单克隆抗体已然成为了肿瘤免疫治疗的明星产品,目前FDA 已经批准了五种PD -L1抑制剂㊂作为非特异性免疫治疗产品,PD -L1抑制剂的抗癌效应具有广谱性,且在不同癌症疾病中显示出了很好的治疗[7-11],但由于治疗过程中的原发性和获得性耐药,相当大比例的患者无法从中受益㊂相较于单药疗法,近年来越来越多的研究正向着PD1/PD -L1耐药机制研究以及联合用药靶点的筛选上转移[12]㊂在一些研究报道中,针对不同类型免疫检查点的联合疗法已被证明对几种肿瘤有效㊂例如:采用抗PD -1抑制剂抗体㊁抗CD137激动剂抗体和疫苗治疗的三联疗法可以显著增强胰腺导管腺癌的治疗效果[13-14];联合anti -PD -L1和anti -TIGIT 在临床上对转移性NSCLC 患者非常有效[15];增强ITCH 活17第2期㊀㊀㊀㊀㊀谢钰珍,等:基于CRISPR /Cas9基因编辑技术构建PD -L1-GFP 报告基因HT29细胞株性可促进PD -L1泛素化降解从而降低肿瘤细胞PD -L1表达,化合物AK087与MAPK 抑制剂联用可明显增强MAPK 靶向治疗黑色素瘤的效果[16]等㊂但对于其他大部分肿瘤来说,不同疗法治疗过程中肿瘤表面PD -L1的表达量变化情况及产生治疗抗性的关键机制,仍需进一步研究㊂注:斜体为GFP 片段,下划线为PDL1终止密码子,WT 为正常HT29测序序列,Knock -in clone 为实验组测序序列㊂图8 对照组和实验组序列对比图㊀㊀为了探究结肠癌细胞表面PD -L1表达的更多可能调控机制,本研究利用CRISPR /Cas9系统和同源重组的原理,通过两次转染将GFP 荧光基团成功插入到PD -L1基因终止密码子之前,成功构建了PD -L1-GFP 报告基因HT29细胞株,通过荧光信号直观观察细胞上PD -L1是否表达以及表达的强弱程度,为进一步研究结肠癌细胞中PD -L1表达的可能调控机制提供了材料,并为后期体内外筛选调控PD -L1的上游新靶点及药物奠定了基础㊂参考文献:[1]谢丽叶,付杰军,卢奕,等.PD1/PD -L1激活促进癌症发生㊁发展和转移的研究进展[J].肿瘤防治研究,2017,44(6):423-427.[2]车章洪.PD -1/PD -L1通路在肿瘤的发生发展过程中对T 细胞的活化作用研究进展[J].中国新药杂志,2017,26(16):1913-1917.[3]方宇,王海娟,李征洋,等.PD -L1和A2aR 在大肠癌中的表达及意义[J].河北医药,2021,43(3):345-348,352.[4]丰江舟,杨梦梦,朱彬彬,等.人PD -L1基因启动子克隆及其荧光素酶报告基因载体的构建[J].皖南医学院学报,2016,35(6):524-526.[5]柯佳,李卓伟,李超,等.TGF -β1对结肠癌SW620细胞及其PD -L1表达的影响[C]//中国解剖学会.中国解剖学会2019年年会论文文摘汇编.昆明:解剖学杂志编辑部,2019:182.[6]王秀超.胰腺癌肿瘤细胞PD -L1表达调控机制及联合干预实验研究[D].天津:天津医科大学,2017.[7]李青丽,唐瑶,李富丽,等.抗PD -L1抗体抑制小鼠非小细胞肺癌移植瘤的生长及其机制[J].肿瘤,2020,40(8):531-540.[8]孙晨,镡云辉,耿波,等.PD -1/PD -L1抑制剂在肾癌中的研究进展[J].国际外科学杂志,2020,47(9):639-643.[9]张丽娜,杨艳芳,姜战胜.PD -1/PD -L1抑制剂治疗三阴性乳腺癌的研究进展[J].中国肿瘤生物治疗杂志,2021,28(8):844-849.[10]李一鑫,路丹.PD -1/PD -L1抑制剂治疗晚期卵巢癌的研究进展[J].现代肿瘤医学,2021,29(15):2741-2744.[11]陈茜,周建英,黎扬斯.抗PD -1/PD -L1治疗在晚期难治性肺鳞癌中的疗效和安全性[J].循证医学,2015,15(4):213-216.[12]YUAN Y,ADAM A,ZHAO C,et al.Recent advancements in themechanisms underlying resistance to PD -1/PD -L1blockade immu-notherapy[J].Cancers(BaseⅠ),2021,13(4):663.[13]韩丽炘,黄玉,温娟娟.PD -1/PD -L1抑制剂联合化疗对比免疫单药治疗晚期NSCLC 疗效及安全性的Meta 分析[J].山西大同大学学报(自然科学版),2022,38(4):84-90.[14]汝继轩,吴川林,张占田,等.PD -1/PD -L1免疫检查点抑制剂治疗胰腺癌研究进展[J].中华胰腺病杂志,2021,21(2):143-147.[15]陈丽丽.EGFR 联合PD -L1在可切除或临界可切除胰腺癌中的预后评价作用[C]//第二届中国临床分子诊断大会.第二届中国临床分子诊断大会论文集.成都:出版者不详,2019:73.[16]YANG Z T,WANG Y,LIU S X,et al.Enhancing PD -L1degra-dation by ITCH during MAPK inhibitor therapy suppresses acquiredresistance[J].Cancer Discovery,2022,12(8):1942-1959.(编辑:姚佳良)27山东理工大学学报(自然科学版)2024年㊀。
古菌团队“CRISPR系统研究与应用”获新成果
古菌团队“CRISPR系统研究与应用”获新成果10月13日,《Nucleic Acids Research》(IF: 9.112)在线发表了我校农业微生物学国家重点实验室古菌分子生物学研究团队在CRISPR 系统研究与应用中取得的新成果。
论文以“Harnessing Type I and Type III CRISPR-Cas systems for genome editing”为题,首次提出了一种利用I型和III型CRISPR-Cas系统进行基因组编辑的方法。
农业微生物学国家重点实验室佘群新教授和梁运祥教授为论文通讯作者,博士生李英俊为论文第一作者。
CRISPR-Cas系统作为一种原核生物抵御病毒等外源入侵核酸的获得性免疫系统,广泛存在于大约90%的古菌和40%细菌中。
CRISPR-Cas系统被划分为三个主要类型:I型,II型和III型。
II型CRISPR系统仅需要Cas9一个蛋白与一条crRNA和trans-acting RNA行使DNA 干涉活性,简单的II型CRISPR系统因此被开发成基因组编辑工具,并广泛应用于不同的真核生物和细菌。
然而CRISPR/Cas9系统也存在诸多局限性,例如操作程序复杂、脱靶效应以及在极端生物中应用的限制等。
本研究开发的利用I型和III型CRISPR进行基因组编辑的方法,是居于原核生物自身的CRISPR系统,只需要构建一个同时携带人工CRISPR簇和Donor DNA的编辑质粒,该编辑质粒转化到宿主细胞后,人工CRISPR簇提供的crRNA与内源CRISPR系统提供的Cas 蛋白形成核酸蛋白复合体crRNP,对靶标基因进行DNA干涉,然后通过Donor DNA与靶标基因发生同源重组达到对基因组的编辑,编辑类型可以为缺失、插入和突变等。
该方法的优点在于:应用宿主范围广,所有含有内源CRISPR-Cas 系统的细菌和古菌均可操作;同源重组的参与极大程度上避免了脱靶效应,增强了编辑特异性;更高的编辑效率,筛选阳性率高;流程简单,操作周期短,大大减轻了原核生物基因组编辑的工作量。
CRISPR基因编辑技术在生命科学中的应用
CRISPR基因编辑技术在生命科学中的应用CRISPR基因编辑技术(CRISPR-Cas9)是一种基于细菌和古生菌天然的免疫系统而发展起来的一项科技。
CRISPR-Cas9技术通过一些修饰和扩展,使它能够在人类细胞中识别和修剪基因组中的特定区域。
这种技术快速成为一项前沿工具,可帮助科学家们在研究中模拟人类遗传病因,并测定从蛋白质到免疫系统的千差万别的生命体征。
在生命科学中的应用CRISPR-Cas9 技术在生命科学中应用广泛极其基础的切入点确定,依靠了这种技术在基因编辑上的优越性能。
首先,CRISPR-Cas9技术通过切断DNA寻找并定位基因检测区域。
开创性地建立了与之前依赖的较慢、更低效、更依赖专业技术或贵重实验条件和设备的技术完全不同的基因研究和乃至于治疗手段。
该技术已经被与许多领域的专业师有益补充,它为分子生物学、微生物学、遗传学和生物医学的一些领域提供了更为直观、稳定和定向的启发式设计。
遗传学在生命科学中,CRISPR-Cas9已经成为遗传学研究中一项有力工具。
该技术已经成功应用于将人类遗传疾病基因敲除,可以增强对治疗的理解,而且可以提高基因组编辑和致病性突变修复的效率。
实际上,CRISPR-Cas9已成功用于研究人类疾病,例如单基因遗传性疾病、糖尿病、shi健等一些心血管和免疫系统疾病。
微生物学在微生物学领域,CRISPR-Cas9技术已经被广泛地用于研究和改进微生物菌株,尤其是在工业上生产发酵操作相关项。
这些改进技术有可能应用于大规模发酵、易感性状治疗、食品安全和反向遗传工程等领域。
CRISPR-Cas9还可以提高新药发现效率,并在微生物工程领域的很多新工艺中得到应用。
神经科学在神经科学领域,CRISPR-Cas9技术被广泛应用于控制途径和神经元的基因激活和信号通路调制,其中最具代表性的研究方向之一是基因组恢复和神经元健康修复。
此外,该技术也被应用于了解nervous信号发挥作用的过程、癫痫、帕金森已经用于谷鳞鱼的全基因组敲除。
crisper cas9技术简介
pAAV-miCMV-Cas9
6.2kb
pAAV-U6-gRNA-CMV-EGFP
编号 H422 H423
说明 腺相关病毒, Cas9 腺相关病毒,表达gRNA
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联系方式: 杨兴林, yxl@
Cas9位点查找
Cas9位点查找
选择最优的cas9靶点
Cas9载体构建
Cas9载体活性验证
Cel1实验原理示意图
Control
Cas9
PCR产物~500bp 预测切割产物~340bp
预测切割产物~160bp
Cas9质粒活性检测实例
和元公司CRISPR/Cas9系统介绍
和元Cas9载体系统
11.9kb pLenti-CMV-Puro-T2A-3Flag-Cas9n
7.9kb
pLenti-U6-gRNA-CMV-EGFP
编号 H136 H137 H140
说明 Puro抗性标记 Cas9n, Puro抗性标记 慢病毒, gRNA载体
基于腺相关病毒载体的Cas9系统
载体大小
载体全名
7.4kb
基因组编辑技术 -CRISPR/Cas9
杨兴林 博士
主要内容
1. CRISPR/Cas9技术的基本原理 2. CRISPR/Cas9主Байду номын сангаас实验流程 3. 和元公司CRISPR/Cas9系统介绍
CRISPR/Cas9技术的基本原理
基因组编辑技术
一种利用同源重组 (Homologous Recombination,HR) 或者非同源末端连接(Non-homologous End Joining, NHEJ) 原理改变生物体内源基因 的遗传学技术。
《2024年利用CRISPR-Cas9系统构建DUSP9基因敲除小鼠胚胎干细胞系》范文
《利用CRISPR-Cas9系统构建DUSP9基因敲除小鼠胚胎干细胞系》篇一一、引言基因编辑技术为现代生物学研究带来了巨大的突破。
在众多基因编辑技术中,CRISPR-Cas9系统以其高精度、高效率的特性备受关注。
本篇论文旨在探讨利用CRISPR-Cas9系统构建DUSP9基因敲除小鼠胚胎干细胞系的过程、结果以及相关讨论。
二、材料与方法1. 材料小鼠胚胎干细胞系、DUSP9基因序列信息、CRISPR-Cas9系统相关试剂等。
2. 方法(1)设计并合成针对DUSP9基因的CRISPR-Cas9系统指导RNA(gRNA)。
(2)将gRNA与Cas9蛋白共同转入小鼠胚胎干细胞中。
(3)通过PCR、Western Blot等方法检测DUSP9基因的敲除情况。
(4)对敲除后的胚胎干细胞进行扩增、培养,并分析其生物学特性。
三、实验结果1. DUSP9基因敲除效率分析通过PCR和Western Blot等方法,我们成功检测到DUSP9基因的敲除情况。
在转导了CRISPR-Cas9系统的胚胎干细胞中,DUSP9基因的敲除效率达到了XX%。
2. 胚胎干细胞的生物学特性分析通过对敲除后的胚胎干细胞进行扩增、培养,我们发现其增殖能力、分化能力等生物学特性均与野生型胚胎干细胞无显著差异。
3. 基因敲除小鼠模型的构建与验证将敲除DUSP9基因的胚胎干细胞注射到小鼠囊胚中,成功构建了DUSP9基因敲除小鼠模型。
通过对小鼠进行基因检测,验证了DUSP9基因的敲除情况。
四、讨论本实验利用CRISPR-Cas9系统成功构建了DUSP9基因敲除小鼠胚胎干细胞系,为进一步研究DUSP9基因的功能及其在相关疾病中的作用提供了有力工具。
同时,本实验也证明了CRISPR-Cas9系统在基因编辑领域的广泛应用和可靠性。
在实验过程中,我们注意到以下几点:首先,gRNA的设计与合成是影响基因敲除效率的关键因素之一,需要针对目标基因的序列信息进行精确设计。
CRISPR-Cas9技术优化
▪ CRISPR-Cas9的安全性和伦理问题
1.CRISPR-Cas9技术可能引发非特异性切割,导致意外的基因 突变,因此需要严格的实验设计和操作规范。 2.CRISPR-Cas9技术涉及人类胚胎基因编辑等敏感领域,需要 在伦理和法律框架下进行审慎应用。 3.随着CRISPR-Cas9技术的发展,国际社会需要建立相应的监 管和指导原则,确保其安全、合规和可持续发展。
CRISPR-Cas9技术优化
CRISPR-Cas9技术的优势
CRISPR-Cas9技术的优势
▪ CRISPR-Cas9技术的高效性
1.CRISPR-Cas9技术可以在短时间内实现对目标基因的精确编辑,大大提高了实验 效率。 2.与传统的基因编辑技术相比,CRISPR-Cas9技术的操作过程更加简便,降低了实 验难度。 3.CRISPR-Cas9技术可以实现对多个基因的同时编辑,进一步提高了实验效率。
▪ CRISPR-Cas9在疾病模型构建中的应 用
1.CRISPR-Cas9技术可以用于构建疾病模型,如癌症、神经退 行性疾病等。 2.通过CRISPR-Cas9技术,研究人员可以在细胞或动物模型中 精确地编辑与疾病相关的基因,以研究疾病的发生机制和治疗 方法。 3.目前,CRISPR-Cas9已经在一些疾病模型中展示出良好的效 果,如构建肺癌、阿尔茨海默病等疾病模型。
▪ CRISPR-Cas9技术的伦理问题
1.CRISPR-Cas9技术的应用可能引发一系列的伦理问题,如基因编辑的道德边界、基因编辑 的公平性等。 2.这些问题需要科研人员、政策制定者和公众共同讨论和解决。 3.为了解决这些伦理问题,研究人员正在开发新的研究方法和工具,以更好地理解和管理 CRISPR-Cas9技术的风险和影响。
利用CRISPR技术改良动物模型
利用CRISPR技术改良动物模型CRISPR技术在近年来迅速发展,并被广泛应用于生命科学研究领域。
通过利用CRISPR技术来改良动物模型,可以对人类疾病的发生机制进行深入研究,为疾病治疗和药物开发提供重要的依据。
本文将讨论CRISPR技术在动物模型改良中的应用和潜在的应用前景。
一、CRISPR技术简介CRISPR是一种基因组编辑技术,可以通过特定的酶系统,精确地修改生物体的DNA序列。
CRISPR技术主要由两个组成部分组成:CRISPR-Cas9蛋白质和引导RNA。
Cas9蛋白质具有一种特殊的酶活性,可以识别和切断特定的DNA序列,而引导RNA可以将Cas9蛋白质引导到目标DNA序列上。
二、利用CRISPR技术改良动物模型的方法1. 基因敲除利用CRISPR技术可以直接敲除动物基因组中的目标基因,从而观察该基因在动物发育和疾病过程中的功能。
通过敲除特定基因,可以深入了解该基因在疾病发生中的作用机制,并为疾病治疗提供新的思路和靶点。
2. 基因修复CRISPR技术还可以修复动物模型中的遗传缺陷,例如修复人类疾病模型中的突变基因,恢复其正常功能。
这种方法可以模拟和研究人类遗传疾病的发生机制,为相关疾病的治疗和药物研发提供新的突破口。
3. 基因添加除了敲除和修复基因外,CRISPR技术还可以添加新的基因到动物模型中,以研究该基因的功能和作用机制。
通过添加特定基因,可以模拟人类疾病的发生过程,并寻找新的治疗靶点和策略。
三、CRISPR技术改良动物模型的应用案例1. 癌症研究利用CRISPR技术可以在小鼠模型中敲除或修复与癌症相关的基因,从而研究这些基因在肿瘤发生和发展中的作用。
这为深入了解癌症发生的分子机制提供了有力工具,并为癌症治疗提供了新的靶点和策略。
2. 遗传病模型CRISPR技术可以用于改良动物模型来研究人类遗传病的发病机制和治疗方法。
通过敲除或修复与特定遗传病相关的基因,可以模拟人类遗传病的发生过程,为疾病治疗和药物开发提供重要参考。
细菌感染的新型治疗策略:CRISPR-Cas9技术
细菌感染的新型治疗策略:CRISPR-Cas9技术细菌感染是一种常见的健康问题,给人类健康和生活带来了不小的困扰。
传统的抗生素治疗往往会出现耐药性和副作用等问题,为此,科学家们正在努力寻找一种新型治疗策略来应对细菌感染。
近年来,CRISPR-Cas9技术以其高效、精确、可编程性等特点,成为了一种备受关注的治疗手段。
本文将介绍CRISPR-Cas9技术在细菌感染治疗中的应用,并探讨其前景和挑战。
一、CRISPR-Cas9技术简介CRISPR,全称为“Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats”,是一种存在于细菌和其他原核生物中的遗传系统。
而Cas9,则是与CRISPR相关联的内源性脱氧核酸酶,在这个系统中起到基因编辑和切割DNA链的作用。
利用Cas9可以对靶向基因进行精准切割并改写DNA序列,以达到修复或调整特定基因功能的目的。
二、CRISPR-Cas9技术在细菌感染治疗中的应用1. 靶向细菌抗性基因的切割细菌往往会通过经验性或自然选择产生耐药性,传统的抗生素很难对这些产生抵抗性突变的细菌有效。
而CRISPR-Cas9技术可以针对这些细菌耐受的抗生素基因进行精确的切割和修复,使得细菌再次变得易受控制。
2. 基因调控和免疫系统增强CRISPR-Cas9技术不仅可以用于修改感染相关基因以治疗细菌感染,还可以被用来增强人体免疫系统。
当细菌感染进入人体后,我们可以利用CRISPR-Cas9改写人体免疫相关基因,以提升机体自身对抗细菌侵入的能力。
3. 研发新型抗生素经过几十年的使用和滥用,传统抗生素已经出现了严重的耐药问题。
利用CRISPR-Cas9技术,科学家们可以设计并合成全新结构和具有靶向性的抗生素,这些新型抗生素在对抗细菌感染时可以发挥更高的疗效。
三、CRISPR-Cas9技术在细菌感染治疗中的前景和挑战CRISPR-Cas9技术作为一种新型治疗策略,在细菌感染治疗领域具有巨大潜力。
一种基于CRISPR-Cas9技术的基因编辑系统及应用[发明专利]
专利名称:一种基于CRISPR-Cas9技术的基因编辑系统及应用
专利类型:发明专利
发明人:童英,卢俊南,张明虹,陈立志,梁兴祥,姚永超,秦莉,陈小平
申请号:CN201910026600.8
申请日:20190111
公开号:CN111434772A
公开日:
20200721
专利内容由知识产权出版社提供
摘要:本发明提供了一种基于CRISPR‑Cas9技术的基因编辑系统及其应用,以内源U6启动子依赖型载体系统为基础,在表达载体的Cas9表达盒内加入负筛选标记,并将包含同源臂的拯救载体上的抗药筛选标记转移至表达载体上,减少拯救载体的基础大小,扩大其容量,可介导在人疟原虫中敲入长达6.3kb外源基因片段,且获得的重组疟原虫不含抗药筛选标记和Cas9蛋白表达质粒的残留,可用同一药筛标记进行连续基因编辑,性能稳定,高效简洁,功能强大,具有广阔的应用前景和巨大的市场价值。
申请人:广州中科蓝华生物科技有限公司
地址:510530 广东省广州市高新技术产业开发区科学城揽月路3号广州国际企业孵化器F区F401号房间
国籍:CN
代理机构:北京品源专利代理有限公司
代理人:巩克栋
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【高中生物】华人女学者用CRISPR技术改善遗传性失明
【高中生物】华人女学者用CRISPR技术改善遗传性失明根据美国Cedars-Sinai医学中心的一项研究首次证明,一种新技术??可通过去除遗传缺陷治疗遗传性疾病,可阻止患有一种遗传性失明的大鼠的视网膜变性。
Cedars-Sinai医学中心Governors再生医学研究所的一个研究小组,专注于遗传性视网膜色素变性,这种退行性眼病可能导致失明,目前还没有可治愈的方法。
研究人员使用了一种叫做CRISPR/Cas9的技术,删除一个可导致失明病的遗传突变。
CRISPR/Cas9改编自细菌用来对抗入侵病毒的一种策略。
虽然这项研究采用的是大鼠,但这项研究结果是一个重要的里程碑,因为它对人类也有潜在的影响。
相关研究结果发表在《MolecularTherapy》,本研究资深作者、该研究所眼项目研究科学家和生物医学科学副教授王少梅(音译,ShaomeiWang)指出:“我们的数据表明,随着进一步的发展,我们可以使用这种基因编辑技术,来治疗患者的遗传性视网膜色素变性。
”王少梅博士早年毕业于辽宁医科大学,在中国医科大学获硕士学位,美国谢菲尔德大学获博士学位,主要研究视网膜色素变性和视神经病变的细胞疗法、干细胞修复视力的机制和人类细胞在动物模型眼睛中的免疫反应。
根据美国国立卫生研究院资料显示,视网膜色素变性患者,在疾病的早期阶段出现夜盲症,连同视网膜的萎缩和色素变化、视野缩小,最终失明。
虽然总体来说比较罕见,但它是最常见的遗传性视网膜疾病,在美国和欧洲影响大约4000人中的1人。
在不到五年的时间里,CRISPR/Cas9??Cedars-Sinai医学中心的科学家用来靶定视网膜色素变性的技术,已经被广大遗传研究人员使用。
它使基因组编辑过程更容易、更可靠、更便宜,因此已经使基因编辑科学发生了变革。
该技术是改编自细菌用以对抗入侵病毒的一个系统。
细菌首先将入侵者的基因编码复制到核糖核酸(RNA)的一段特殊序列中。
当病毒返回时,RNA与一个称为Cas9的蛋白结合,指导它与病毒基因相匹配。
《CRISPR-CAS9技术介导的人胰岛素(hINS)在牛成纤维细胞中定点整合的研究》范文
《CRISPR-CAS9技术介导的人胰岛素(hINS)在牛成纤维细胞中定点整合的研究》篇一CRISPR-CAS9技术介导的人胰岛素(hINS)在牛成纤维细胞中定点整合的研究一、引言随着基因编辑技术的飞速发展,CRISPR/Cas9系统作为一种精确的基因编辑工具,已在多个领域展现出其强大的潜力。
近年来,该技术被广泛应用于人胰岛素(hINS)的基因编辑和表达研究,特别是在牛成纤维细胞中实现定点整合。
本研究旨在利用CRISPR/Cas9技术,实现hINS基因在牛成纤维细胞中的精确整合,为未来糖尿病治疗提供新的可能。
二、材料与方法1. 材料本实验所需的材料包括:CRISPR/Cas9基因编辑系统、hINS 基因片段、牛成纤维细胞、培养基等。
2. 方法(1)构建CRISPR/Cas9表达载体:设计并构建针对hINS基因的CRISPR/Cas9表达载体。
(2)牛成纤维细胞的准备与转染:将牛成纤维细胞培养至适宜密度,然后进行CRISPR/Cas9表达载体的转染。
(3)hINS基因的定点整合:通过CRISPR/Cas9系统引导hINS基因在牛成纤维细胞中实现定点整合。
(4)检测与评估:通过PCR、Western Blot等方法检测hINS 基因的整合情况及表达水平。
三、实验结果1. CRISPR/Cas9表达载体的构建与转染效果成功构建了针对hINS基因的CRISPR/Cas9表达载体,并实现了在牛成纤维细胞中的高效转染。
2. hINS基因的定点整合利用CRISPR/Cas9系统,成功实现了hINS基因在牛成纤维细胞中的定点整合。
整合后的细胞株具有较高的hINS基因表达水平。
3. 检测与评估通过PCR和Western Blot等方法,检测到hINS基因的成功整合及高表达。
同时,对整合后的细胞株进行了生物学特性的评估,表明其具有较好的生长特性和稳定性。
四、讨论本研究利用CRISPR/Cas9技术,成功实现了hINS基因在牛成纤维细胞中的定点整合。
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列 ( repeats ) 组 成, 重 复 序 列 之 间 被 间 隔 序 列 ( spacer) 隔开。在 CRISPR 位点附近,存 在 一 系 列 CRISPR 相 关 ( CRISPR-associated,Cas) 基 因,如 图 1[29]。研究表明,CRISPR 与一系列相关蛋白、前导 序列一起构成一套保守且完整的系统,为原核生物 提供对抗噬菌体等外源基因的获得性免疫能力[4]。
CRISPR / Cas9 作为细菌和古细菌在长期演化过 程中形成的一种适应性免疫防御,可用来对抗入侵 的病毒及外源 DNA。即: 当噬菌体入侵细菌时,Cas 蛋白复合物靶向并裂解噬菌体基因组中短的原型 间隔序列( proto-spacer) ,该序列是与 CRISPR 间隔 序列同源的噬菌体基因序列,然后这些原型间隔序 列整合到 CRISPR 位点的 5' 端[5],随后这些间隔序 列被转录成 crRNAs( CRISPR RNAs) ,当噬菌体再次 被噬菌体感染时,crRNAs 作为模板靶向噬菌体的 原型间隔序列并利用 cas 蛋白进行切割,从而对抗 外源基因的入侵[6]。Jinek 等对 CRISPR / Cas9 系统 进行改造,将 crRNA 和 tracrRNA2 个序列通过一个 四碱基 的 连 接 环 连 接 起 来,构 成 一 个 新 的 向 导 RNA,相 对 于 野 生 型 的 CRISPR / Cas9 系 统 ( 如 图 2) [7],这种新型的系统更加容易构建并具有相同的 打靶效率[7]。Cas9 内切酶在向导 RNA 分子的引导 下对特定位点的 DNA 进行切割,形成双链 DNA 缺 口,然后细胞会借助同源重组机制或者非同源末端 连接机制对断裂的 DNA 进行修复。若细胞通过同 源重组机制进行修复,会用另外一段 DNA 片段填补 断裂的 DNA 缺口,因而会引入一段“新的”遗传信 息。最近多项研究都表明,RNA 介导的 Cas9 系统 能够成功介导细菌、小鼠细胞、斑马鱼胚胎、人类细 胞、植物细 胞、非 人 灵 长 类 动 物 食 蟹 猴 胚 胎 等 的 基 因组编辑[7 - 13]( 图 3 ) [7 - 13,17]。Rudolf Jaenisch 等利 用该技术成功构建了同时携带多个基因突变的小 鼠[14]。中科院李劲松研究组设计出一种引导 Cas9 结合到一个发生单碱基突变的等位基因上的向导 RNA,在这种等位基因上,Cas9 能够切割发生突变 的 DNA 序列。他们将野生型等位基因或寡核苷酸 注射到发生单碱基突变的小鼠受精卵中,能够校正 发生突变的 等 位 基 因,得 到 了 无 白 内 障 小 鼠[15],这 是首次在完整动物中利用 CRISPR 系统纠正致病的 突变基因从而治疗疾病。与此同时,Hans Clevers 研 究组通过 CRISPR / Cas9 以及一个包含插入修补序 列的供体质粒在人类干细胞中纠正了与囊性纤维 化有关 的 缺 陷,成 功 培 育 出 了 功 能 正 常 的 微 型
【Key words】 CRISPR / Cas9 system; Non-human primates; Neurodegenerative diseases.
神经退行性疾病是由神经元或其髓鞘的丧失 所致,随着年龄老化而恶化,导致功能障碍,如肌肉 萎缩性侧索 硬 化 症、额 颞 叶 痴 呆、老 年 性 痴 呆 阿 尔
【Abstract】 Animal models are highly valuable systems that have been extensively used to elucidate human disease pathogenesis and to find therapeutic ways to treat human diseases. Since non-human primates are close to humans,monkeys are important model species in exploring the mechanisms and treatment of human neurodegenerative diseases, neuropsychiatric disorders,cognitive function,and neural circuits. However,due to the lack of embryonic stem cell lines in large animals,the traditional gene targeting technology is difficult to establish primate animal models of human diseases. CRISPR / Cas9,as a recently developed tool for genome modifications,has been successfully used to target genomic loci in mouse,rat,monkey,and other species. Here,we discuss the utilization of CRISPR / Cas9 technology in establishing monkey models for studying human neurodegenerative diseases.
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中国比较医学杂志 2014 年 8 月第 24 卷第 8 期 Chin J Comp Med,August 2014,Vol. 24. No. 8
图 1 CRISPR 位点结构[29] Fig. 1 The struscture of CRISPR System[29]
图 2 CRISPR / Cas9 系统的模式图[7] Fig. 2 Schematic of CRISPR / Cas9 mediated DNA double-strand break[7]
杨伟莉,涂著池,李晓江
( 中国科学院遗传与发育学生物学研究所,北京 100101)
【摘要】 动物疾病模型在研究人类疾病致病机理和药物筛选中起到了关键作用。非人灵长类动物由于与人 类更为接近,在探究人类神经退行性疾病、神经精神疾病及人类认知功能、神经环路等方面具有巨大的优势可成为 研究和药物筛选的重要疾病模型。然而,由于缺乏大动物的胚胎干细胞系,传统的基因打靶技术难于用来建立灵 长类动物疾病模型。最近发展的基因编辑新技术 CRISPR / Cas9 系统在定向对基因进行修饰上展现出了巨大的潜 力。本文将介绍 CRISPR / Cas9 技术的发展和应用,以及非灵长类动物作为神经退行性疾病模型的优势和意义。
茨海默症、亨 廷 顿 舞 蹈 症、帕 金 森 症 等。 随 着 人 类 生活水平的提高与寿命的延长,老年人比例不断增 加,神经退 行 性 疾 病 逐 渐 增 多,也 越 来 越 受 到 社 会
[基金项目]科技部国家重大科学研究计划项目( 课题编号: 2012CBA01304) 和分子发育生物学国家重点实验室经费资助。 [作者简介]杨伟莉( 1987 - ) ,研究生,主要研究方向: 神经退行性疾病,E-mail: weiliyang@ genetics. ac. cn。 [通讯作者]李晓江( 1957 - ) ,研究员,主要研究方向: 神经退行性疾病,E-mail: xjli@ genetics. ac. cn
YANG Wei-li,TU Zhu-chi,LI Xiao-jiang ( State Key Laboratory of Molecular Developmental Biology,Institute of Genetics and Developmental Biology,
Chinese Academy of Sciences,Beijing 100101,China)
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的关注。然 而,该 类 疾 病 大 多 发 病 机 制 尚 不 明 确, 无有效的治疗措施。因此,要筛选和检测出有效的 药物和治疗方法,成功建立出能够模拟出人类神经 退行性疾病症状的有效动物模型成为关键。非人 灵长类动物和人类在遗传学基础上和生理病理上 高度相似,被 公 认 为 是 理 想 的 疾 病 研 究 动 物 模 型。 基因组编辑技术在疾病模型建立过程中发挥了重 要作用,尤其是最新发现的 CRISPER / cas9 技术因 简单、方便 且 能 够 精 确 的 对 基 因 进 行 修 饰,使 得 用 CRISPER / cas9 技术建立基因修饰猴来模拟人类重 大疾病成为可能。
2014 年 8 月 第 24 卷 第 8 期
中国比较医学杂志 CHINESE JOURNAL OF COMPARATIVE MEDICINE
檵殝
August,2014 Vol. 24 No. 8
檵檵檵檵檵殝 Cas9 系统: 构建非人灵长类 动物疾病模型的新技术
1 CRISPR / Cas9 系统
建立动物模型的基因编辑方法主要有转基因 和基因打靶。转基因即用人工方法将外源基因导 入或整合到基因组内,并能够稳定传给下一代。动 物转基因技术的操作方法主要有显微注射法,胚胎 干细胞法和逆转录病毒感染法等。转基因技术的 发展在生物医学研究及农业生产中发挥了相当重 要的作用。而基因打靶技术是指通过内源性 DNA 定点重组,改变基因组中的某一特定基因从而在生 物活体内 研 究 该 基 因 的 功 能,包 括 基 因 敲 除 和 敲 入[1]。传统的基因打靶技术依赖于胚胎干细胞系, 首先在胚胎干细胞系中进行基因打靶,然后移植打 靶后的胚胎干细胞入动物母体,让其发育成带有突 变基因的动物。由于缺乏大动物的胚胎干细胞系, 此传统的基因打靶技术难于用来建立灵长类动物 疾 病 模 型。 最 近 发 展 的 定 向 基 因 组 编 辑 方 法 CRISPR / Cas9 技术能在胚胎细胞中直接打靶,已广 泛用于不同种属中来进行基因组改造和基因修饰。