诱导性多潜能干细胞_iPS cells_的研究进展

诱导性多潜能干细胞(iPS cells)的研究进展

学生：吴淑可元培学院学号：00646145

摘要：诱导性多能干细胞被誉为生命科学领域新的里程碑, 本文将通过iPS细胞的由来、研究概况、制备方法以及应用前景四个方面来简述iPS细胞的发展历程和应用前景。

关键词：iPS细胞、转录因子、小分子化合物

1.iPS细胞的由来

2007年11月，日本和美国科学家分别宣布独立发现将普通皮肤成纤维细胞转化为多潜能干细胞的方法，得到的干细胞称为诱导多能干细胞iPS（induced pluripotent stem cells）细胞。这项发现一方面解决了利用胚胎进行干细胞研究在伦理、宗教和法律等诸多限制，另一方面也使得干细胞的研究来源更方便且制备相对简单易行，故iPS细胞一经问世，即在生命科学领域引起了一次轰动，被誉为生命科学领域新的里程碑。简单来说，iPS细胞就是借助基因导入技术将某些特定因子导入动物或人的体细胞，同时可选择性地在培养液中加入特定的小分子物质，即可将体细胞重编程为多潜能干细胞，这类细胞在克隆形态、生长特性、表面标志物、基因表达模式、表观遗传学特征、拟胚体(embryoidbodies，EBs)形成、畸胎瘤(teratoma)形成和嵌合体(chimeras)形成(针对小鼠)等方面与ES 细胞非常相似[1]。

2. iPS 细胞的研究概况

2006年8月，Yamanaka小组确定最少有4 种转录因子组合——Oct4、Sox2、c-Myc和Klf4即可将成纤维细胞重编程为iPS细胞[2]。次年11～12月，该小组和Thomson小组先后将人的体细胞重编程为iPS细胞[3.4]。

2007年12月，Jaenisch小组用iPS细胞来源的造血前体细胞成功治疗镰状红细胞贫血，从理论和实践上为人类单基因遗传病治疗奠定基础，次年4月，该小组证实鼠iPS细胞来源的多巴胺能神经元移植进帕金森病大鼠脑内，可有效缓解其症状和改善其行为, 说明iPS对复杂疾病治疗的可能性[5]。

2008年4月，美国加利福尼亚大学科学家报告称，他们将实验鼠皮肤细胞改造成iPS细胞，然后成功使其分化成心肌细胞、血管平滑肌细胞及造血细胞。

2009年2月，日本东京大学科学家宣布，成功利用人类皮肤细胞制成的iPS细胞培育出血小板，而且从技术上说用iPS细胞培育人类红细胞和白细胞都是可能的；紧接着，日本庆应大学科学家又宣布，成功用实验鼠的iPS细胞培育出鼠角膜上皮细胞。同年3月，iPS细胞研究便相继迎来两项重大突破。英国和加拿大科学家发现了不借助病毒、安全将普通皮肤细胞转化为iPS细胞的方法；美国科学家则宣布，他们可以将iPS细胞中因iPS转化需要而植入的有害基因移除，保证获得的神经元细胞的基本功能不受影响。同时美国研究人员宣布，他们可以通过蛋白质，而非任何核酸材料，将普通皮肤细胞转化为iPS细胞。紧接着，2009年4月，美国科学家首次对遗传疾病Fanconi 贫血症患者皮肤细胞中的基因缺陷进行了修补，进而将这些组织转化成了能扭转疾患病情的干细胞，从而在基因重组过程中，制造出了无遗传缺陷、功能强大的诱导多功能干细胞（iPS细胞），并再次定向诱导分化出纠正患者遗传性贫血所需的健康血液细胞。

2009年6月，日本iPS之父证明了不同细胞来源的iPS具有不同的致瘤性。同时鉴于目前iPS诱导效率太低，提出了iPS诱导的种质模型和随机模型加以探讨。

2009年7月，iPS细胞研究在临床应用道路上又迈出非常重要的一步。据《自然》和《细胞：干细胞》杂志报道，中国上海和北京两个科学团队分别利用iPS细胞克隆出活体实验鼠，首次证明iPS细胞与胚胎干细胞一样具有全能性。该成果让人们看到了iPS细胞具有实用性。

(/society/2009-07/24/content_11766251.htm)

3. iPS 细胞的制备方法

目前，iPS细胞制备流程如下。简言之：a．分离和培养宿主细胞；b．通过病毒(逆转录病毒、慢病毒或腺病毒) 介导的方式将外源基因导入宿主细胞；c．将病毒感染后的细胞种植于饲养层细胞上，并于ES 细胞专用培养体系中培养，同时在培养液中根据需要加入相应的小分子物质( 如Wnt3a、5-AZA、BIX-01294、VPA、TSA等)以促进

重编程；d．数天后，出现ES 克隆样的克隆；e．在细胞形态、基因表达谱、表观遗传学、畸胎瘤形成和体外分化等方面对这些克隆进行鉴定。一般情况下，体细胞重编程为iPS细胞所需转录因子组合，需根据体细胞种类及其相应转录因子表达水平或额外加入的小分子化合物加以灵活选择。选用合适的小分子化合物，不仅可以大幅度提高重编程效率，并且能减少转录因子使用个数[1]。

通过逆转录病毒、慢病毒和腺病毒介导的方式均可将转录因子基因导入体细胞而获得iPS 细胞。逆转录病毒和慢病毒介导的转基因方式使病毒载体整合进宿主基因组，实现转基因稳定表达，但这两种转基因方式容易激活致癌基因，获得的iPS 细胞或具有毒害副作用。Hochedlinger 小组和Y amanaka 小组先后通过腺病毒将转录因子基因导入体细胞，瞬时表达这些转录因子而获得了无毒害副作用的或无病毒载体整合的iPS细胞，因为这种基因导入方式一般不会使病毒载体整合进宿主基因组中，有望成为临床应用的比较安全的方法[3,6]。

以病毒作为载体导入外源基因会使细胞发生遗传修饰，带有潜在的危险性，同时操作起来比较麻烦，并且所建立iPS细胞的方法均涉及到基因的过量表达，此外，饲养层细胞、小片段载体污染、体外培养细胞的同质性、表观遗传改变和基因组稳定性等都需要加以考虑。腺病毒介导的转基因方式虽然相较安全，但仍然存在潜在安全性和效率问题。最理想、最实用的方法是用小分子化合物代替外源基因导入实现体细胞重编程而获得iPS 细胞，这一想法在不久的将来有望变为现实。

4. iPS细胞的应用前景

iPS技术具有巨大的潜在应用价值，利用iPS技术能够获得病人或者疾病特异的多能性干细胞，这样可以避免移植过程中的免疫排斥问题，也绕开了人类胚胎干细胞研究所带来的伦理问题。此外，掌握疾病特异性iPS细胞向相应疾病中的功能细胞定向诱导的技术方法，以此作为模型研究这些疾病的发病机制，利用以上疾病模型，对现有药物做出个体化的评估，并发现新的治疗靶点和筛选新的药物，将为这些重大性疾病的基础和临床研究开辟新的研究方法和技术平台[6, 7]。

但是，人类诱导多能干细胞的研究尚处于起步阶段，这些细胞被重编程为iPS细胞所需时间较长（16-35天），效率低，大大增加了在这个过程中细胞的变异风险。找到一种理想的人类体细胞来源是所有科学家都重点关注的问题，同时，由于目前对干细胞自我更新与分化等行为的调控机制仍然知之甚少，迄今人类还不能按照自己的意图将各种来源的干细胞在体外定向诱导分化为任意感兴趣的功能细胞。许多iPS细胞体外分化模型被建立以获得不同类型终末分化细胞，但这些模型存在诸多问题：比如iPS 细胞还不能向单一方向分化或者iPS细胞还不能按照我们的意图定向分化，因而诱导分化后获得的往往是混合型细胞，如何通过准确控制iPS 细胞分化行为和优化诱导分化技术线路以实现iPS 细胞完全定向分化是进一步探讨的科学命题。

参考文献：

[1]申红芬，姚志芳，肖高芳，贾俊双，肖东，姚开泰. 诱导性多潜能干细胞(iPS cells)——现状及前景展望. 生物化

学与生物物理进展, 2009, 36(8): 950~960

[2]Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by

defined factors.Cell, 2006, 126(4): 663～676

[3]Takahashi K, Tanabe K, Ohnuki M, et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined

factors. Cell,2007, 131(5): 861～872

[4]Y u J, V odyanik M A, Smuga-Otto K, et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science,

2007, 318 (5858): 1917～1920

[5]Hanna J, Wernig M, Markoulaki S, et al. Treatment of sickle cell anemia mouse model with iPS cells generated from autologous skin.Science, 2007, 318(5858): 1920～1923

[6]Hanna J, Markoulaki S, Schorderet P, et al. Direct reprogramming of terminally differentiated mature B lymphocytes to

pluripotency.Cell, 2008, 133(2): 250～264

[7]Hockemeyer D, Soldner F, Cook E G, et al. A drug-inducible system for direct reprogramming of human somatic cells to

pluripotency. Cell Stem Cell, 2008, 3(3): 346～353