失血性休克实验设计
机能学实验 失血性休克及抢救
失血性休克及抢救学号xxxxxxx姓名xxxxxx 日期2010-5-28一．实验目的：1.复制家兔失血性休克模型2.探讨失血性休克的发病机制3.分析失血性休克的抢救措施二．实验准备：1．动物：家兔一只，2.05kg，雄性2．药品：20%乌拉坦、肝素溶液（125U/ml）、3:2:1溶液（7.5%高渗盐水：低分子右旋糖酐：5%葡萄糖）、4% NaHCO3溶液、肾上腺素、去甲肾上腺素、酚妥拉明、异丙肾上腺素、多巴胺等3．器械：手术器械（剪毛剪，组织剪，止血钳，眼科剪，玻璃分针，止血夹等），注射器（50ml，20ml，10ml，1ml），针头（9号，16号），头皮针，动脉导管，气管插管，兔手术台，听诊器，压力换能器，HX200型呼吸流量换能器，RM6240多道生理信号采集处理系统。
三．实验步骤：1．家兔称后固定于手术台上，左耳耳缘静脉缓慢注射20%乌拉坦共12ml麻醉，待家兔麻醉后仰卧位固定于手术台上。
2．颈部剪毛，分离右侧颈总动脉，动脉插管，并连接三通管记录血压。
3．分离气管，做气管插管，插管另一端连接呼吸流量换能器。
4．将针形电极分别插入四肢踝部皮下，导联线按右前肢（绿）、左后肢（红）、右后肢（黑）的顺序连接，以记录心电图波形。
5．腹部左侧距中线2cm左右剪毛，做纵行切口，打开腹腔，牵出部分回肠，肉眼观察失血前后小肠微循环的变化。
6．连接RM6240信号采集处理系统，监测血压、呼吸、心电等生理指标。
7．从颈总动脉放血，至血压降至40mmHg左右停止放血，共放血20ml。
维持大约15min 后，做血气分析，并观察以上生理指标的变化。
8．失血性休克模型完成，实施抢救（以下均从耳缘静脉注射）：（1）依次输全血5ml，3：2：1溶液10ml；（2）注射4% NaHCO3溶液5ml；（3）注射肾上腺素0.3ml；（4）注射酚妥拉明0.2ml；（5）注射异丙肾上腺素0.1ml；（6）继续扩容，依次输全血10ml，3：2：1溶液5ml；（7）注射去甲肾上腺素0.1ml，10min后再次注射0.2ml；（8）由于家兔血压一直维持在20mmHg左右，故继续采取扩容，注射肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素、多巴胺等措施，但均未使血压恢复到正常水平，宣布抢救失败，实验结束。
机能综合实验报告——失血性休克
机能综合实验报告——失血性休克失血性休克是指失血导致循环血量不足，导致心排血量下降，组织灌注不足，出现严重低血压和组织器官衰竭的一种疾病状态。
本次实验的目的主要是通过建立实验动物的失血性休克模型，观察动物体征变化并进行相应的生理指标测量，探究失血性休克的机制，为临床治疗提供一定的参考和指导。
一、实验方法1.1 实验动物选用成年雄性Wistar大鼠，体重250-300g。
1.2 实验设备和试剂心电图机、血流量测定仪、氧化还原酶计、血红蛋白测定仪、动脉粘滞度测定仪、无菌手术器械、路易斯溶液、大鼠丙泊酚、肌肉松弛剂、凝血酶纤维蛋白原复合物、氯化钠、生理盐水等。
1.3.1 麻醉和手术操作首先对大鼠进行预处理，让大鼠在实验环境下适应2-3天。
在实验当天，将大鼠移至操作台上，静脉内注射丙泊酚10mg/kg和肌肉松弛剂2mg/kg，用无菌手术器械对大鼠进行一定长度的剖腹手术，将管腔暴露。
随后使用针头伏特法将大鼠肝门中央静脉插入隆突下动脉，连接血流量测定仪。
1.3.2 失血处理分别抽取50ml的血液（Wistar大鼠血容量占体重的7-8%），使大鼠处于失血状态。
失血量控制在10ml左右，出现严重的低血压和心率下降的情况即停止失血。
1.3.3 观察和测量动物失血后，可以通过血流量的变化观察血管收缩和扩张的情况，心电图的变化观察心脏功能的变化。
同时，用氧化还原酶计、血红蛋白测定仪等仪器测量相应生理指标。
1、预处理：让大鼠在实验环境下适应2-3天。
2、麻醉和手术：将大鼠移至操作台上，静脉内注射丙泊酚10mg/kg和肌肉松弛剂2mg/kg。
对大鼠进行剖腹手术，将管腔暴露。
4、观察和测量：用血流量测定仪等仪器观察和测量相应生理指标。
二、实验结果2.1 生理指标变化实验结果显示，大鼠失血后，心率呈下降趋势，收缩压、舒张压和平均动脉压呈现显著的下降趋势，心排血量下降明显。
氧化还原酶计、血红蛋白测定仪等指标也均表现出异常变化。
失血性休克实验设计
家兔失血性休克【实验目的】1.了解家兔失血性休克模型的复制方法。
2.观察休克不同时期呼吸的改变、微循环的改变和血液动力学的改变。
3.掌握家兔麻醉、颈动静脉插管、气管插管、肠系膜微循环观察与放血的方法。
4.掌握输尿管插管技术。
【实验原理】动脉放血使循环血量减少，当少量失血时，有效循环血量减少可通过机体的一系列代偿措施（包括微循环的灌流量明显减少），使血压不出现明显的降低。
但当快速失血量超过30%或大量失血时，有效循环血量急剧减少，超出机体的代偿能力，引起心输出量减少，血压降低和微循环严重和长时间缺血与缺氧，引起休克。
不同休克代偿阶段的临床表现及代偿机制如下图：表一休克代偿期的临床表现和代偿机制表二休克进展期临床表现和机制表三休克晚期临床表现及机制【实验动物】家兔，1只，1.5~2.0kg【药品与器材】25％乌拉坦溶液，25％葡萄糖溶液，0.9％生理盐水，0.7%肝素。
兔手术台，电子称，微循环生物信号处理系统，手术器械一套，动脉插管，气管插管，5m1、20 ml、50ml注射器各2支。
【观察指标】一般指标：皮肤黏膜状态、一般状态血流动力学指标：血压、心率、脉压差呼吸系统观察指标：呼吸频率、深度、节律肠系膜微循环观察指标：血管口径、血液流速、毛细血管开放、细胞流态、白细胞粘附【实验内容】1.家兔捉拿，称重。
2.麻醉：耳缘静脉缓慢注射25％乌拉坦溶液（以4ml/kg体重计算麻醉剂总量），作全身麻醉。
注射速度应缓慢，同时密切观察家兔的肌张力和反射等的变化估计合适的麻醉剂用量。
一般地说，当出现耳朵下垂，角膜反射明显迟钝或消失，四肢瘫软时，即可停用麻醉剂。
3.动物固定将动物仰卧固定于兔手术台上，颈前部和腹部等手术部位剪毛备皮。
4.气管插管颈部剪毛，正中切口，切口长约5－7cm，逐层钝性分离组织，暴露出气管并在其下穿一根粗结扎线，在气管上剪一“⊥”形切口，插入气管插管并结扎固定。
5.动脉插管：钝性分离出双侧颈总动脉，分别插入动脉插管。
机能综合实验报告失血性休克
机能综合实验报告失血性休克一、实验目的通过模拟失血性休克这种常见危重病情，了解休克的相关知识，熟悉休克时机体各系统生理功能变化，掌握休克的监测、抢救措施和护理技巧等基本知识和技能。
二、实验原理失血性休克是指因大量失血造成心脏无法维持血液循环所形成的一种危重急症，是失血后机体对风险因素的一种自保反应。
失血性休克的发生，必须存在某种形式的有效循环血量严重不足，主要表现为低血容量、低血压和组织缺氧等。
机体对失血休克的反应即是消化道道、皮肤脉管收缩、淋巴系统流速下降、交感神经系统生物反应降低，以利用有限的血容量为机体的重要器官供应足够的氧气和营养。
当出现失血休克时，必须尽快进行抢救，以保证机体各系统生理功能得以维持，及时防止危及生命的情况的发生。
三、实验器材及药品1. 实验仪器及设备：生命体征监护仪、氧气瓶及氧气面罩、Ⅲ 型汇流管等。
2. 实验药品及溶液：生理盐水、血液置换液及血液净化液等。
四、实验过程1. 了解实验仪器及设备的使用方法、药品及溶液的配制方法。
2. 请实验被试躺在床上，坚持卧床休息。
3. 用生命体征监护仪记录患者心率、呼吸频率、血压、体重等指标，并设置报警上下限。
4. 为患者取血检查，模拟患者失血量，测量本次失血量，并记录血红蛋白、血细胞比容等5. 开始进行失血性休克模拟实验。
通过静脉输液吊盐水和生理盐水来控制患者的血容量，进一步降低患者的血容量，使失血量达到实验设置的程度。
6. 在休克过程中，监测患者生命体征的变化，如心率、呼吸、血压等。
当患者发生失去反应时，应立即进行紧急抢救。
7. 进行抢救措施，包括输液、打氧气等，及时恢复患者的生命体征状态。
8. 护理措施，如保温、检查压疮等。
五、实验结果与分析1. 实验过程中，患者逐渐进入失血休克状态，生命体征逐渐变差，如心率增快并出现心律不齐，血压下降，呼吸困难等。
3. 实验结果还表明，在失血性休克中应该根据患者的情况及时采取抢救措施，如输液、打氧气，及时恢复患者的生命体征状态。
机能综合实验报告失血性休克
机能综合实验报告失血性休克一、实验目的1.了解失血性休克的机制和病理生理变化；2.掌握对失血性休克的处理方法；3.建立对实验动物失血性休克模型的制备方法。
二、实验原理失血性休克是由于大量失血导致有效循环血容量减少，心排血量降低而引起的一种严重的循环功能障碍综合征。
在休克发生过程中，机体会发生一系列病理生理变化，包括心排血量减少、心率加快、血压下降、组织缺血、代谢紊乱等。
失血性休克的处理方法主要包括保持呼吸道通畅、控制出血、输血及补充液体。
三、实验器材和试剂1.实验动物：健康成年小鼠；2. 失血性休克模型制备器材：手术刀、医用剪刀、无菌棉签、灭菌贴、100 ml注射器、1 ml注射器、生理盐水；3.计量仪器：注射器、电子天平；4.进行实验的环境：温度适宜的实验室。
四、实验步骤1.处理实验动物：按照实验伦理规定，将实验动物进行饲养，并训练适应环境；2.模型制备：使用手术刀和医用剪刀，在小鼠的背部对称剪切部分，大约剪除小鼠总血量的20%；3.观察指标记录：在实验过程中，记录实验动物的心率、血压、呼吸等指标。
五、实验结果分析在制备失血性休克模型后，我们对实验动物的生理指标进行了观察和记录。
结果显示，剪切失血后，实验动物的心率明显加快，血压迅速下降，呼吸急促。
这些指标的异常变化与失血性休克的病理生理改变相对应，证明了失血性休克模型制备成功。
六、实验讨论失血性休克是一种常见且危险的疾病，对其的处理方法非常重要。
在实验中，我们使用了剪切法制备了失血性休克模型，并记录了相关的生理指标。
实验结果表明，剪切失血后，实验动物出现了典型的失血性休克病理生理变化，验证了所制备的休克模型的可靠性。
然而，在实际应用中，剪切法制备失血性休克模型并不是最常用的方法。
通常，我们会选择钢针法或切割法来制备失血性休克模型，这些方法更加可控、准确，且操作简便。
因此，在下一步的实验中，我们将尝试其他更先进的制备方法，以提高实验结果的可靠性和准确性。
机能学实验-失血性休克实验报告
机能学实验-失血性休克实验报告失血性休克是一种常见而且危险的情况。
它通常是由于出血或其他原因而导致体内血容量降低引起的，会使血压下降，血流量降低，导致组织缺氧等一系列生理反应。
本次实验旨在模拟失血性休克情况，观察猪肠的微循环变化，以探究失血性休克对生理状态的影响以及可能的治疗手段。
实验操作步骤：1. 杀猪，取出猪肠，清洗干净。
将猪肠放置于显微镜下，调节显微镜，观察猪肠微循环情况，记录基础状态下的血压和心率。
2. 将空气吸入注射器中，插入針头，注入猪肠中。
同时，监测猪肠微循环情况、血压和心率。
3. 在注射逐渐递增过程中，一旦猪肠微循环开始出现异常，即认定休克状态出现。
记录此时的血压和心率。
4. 将逐渐注入的空气清空，继续观察猪肠微循环情况，直到其恢复到基础状态。
实验结果分析：在注射空气逐渐递增过程中，随着空气的注入，血压和心率开始下降，且猪肠微循环出现明显的缺血情况。
出现休克状态后，血压和心率进一步下降，猪肠微循环更加严重缺氧，直到缺氧达到顶峰后，逐渐恢复到基础状态。
从实验结果可以看出，失血性休克对生理状态产生了很大的影响。
如果不及时处理，可能会导致生命危险。
因此，针对失血性休克的治疗非常重要。
在实验中，我们可以观察到猪肠微循环的变化，从而了解失血性休克对器官组织的影响。
同时，我们也可以尝试不同的治疗手段来缓解休克状态，以找到最佳的治疗方案。
例如，给予输液来恢复体液水平、输血来增加血容量、使用肾上腺素等药物来升高血压等等。
总结：失血性休克是一种危险的疾病，需要及时应对。
机能学实验可以有效的模拟失血性休克情况，通过观察器官微循环的变化，以探究失血性休克对生理状态的影响，为寻找治疗方案提供基础依据。
此外，通过实验，我们还可以更好地理解生理学知识，深入了解机体的运作机制。
机能综合实验报告失血性休克
一、实验名称——动脉血压调节和失血性休克（二）二、实验目的1. 建立失血性休克的动物模型并观察失血性休克过程中心脏、肾及微循环的变化2. 了解抢救失血性休克时扩容血容量的意义，在扩容基础上的应用不同的血管活性药物治疗失血性休克，并进行疗效比较。
3. 观察肠系膜微循环，了解休克的机理。
三、合作同学朱骞、徐灵驰、陈霁云、胡蝶四、实验原理1. 失血性休克的原理微循环障碍致微循环动脉血灌流不足，重要的生命器官因缺氧而发生功能和代谢障碍，是各型休克的共同规律。
休克时微循环的变化，大致可分为三期，即微循环缺血期、微循环淤血期和微循环凝血期。
1）正常情况⑴动静脉吻合支是关闭的。
⑵只有20%毛细血管轮流开放，有血液灌流。
⑶毛细血管开放与关闭受毛细血管前括约肌的舒张与收缩的调节。
2）微循环缺血期⑴交感神经兴奋和肾上腺素、去甲肾上腺素分泌增多，小动脉、微动脉、后微动脉，毛细血管前括约肌收缩。
⑵动静脉吻合支开放，血液由微动脉直接流入小静脉。
⑶毛细血管血液灌流不足，组织缺氧。
3）微循环淤血期⑴小动脉和微动脉收缩，动静脉吻合支仍处于开放状态，进入毛细血管的血液仍很少。
⑵由于组织缺氧，组织胺、缓激肽、氢离子等舒血管物质增多，后微动脉和毛细血管前括约肌舒张，毛细血管开放，血管容积扩大，进入毛细血管内的血液流动很慢。
⑶由于交感神经兴奋，肾上腺素和去甲肾上腺素分泌增多，使微静脉和小静脉收缩，毛细血管后阻力增加，结果毛细血管扩张淤血。
4）微循环凝血期⑴由于组织严重缺氧、酸中毒，毛细血管壁受损害和通透性升高，毛细血管内血液浓缩，血流淤滞；另外血凝固性升高，结果在微循环内产生播散性血管内凝血。
⑵由于微血栓形成，更加重组织缺氧和代谢障碍，细胞内溶酶体破裂，组织细胞坏死，弓I起各器官严重功能障碍。
⑶由于凝血，凝血因子和血小板大量被消耗，纤维蛋白降解产物增多，又使血液凝固性降低；血管壁又受损害，继而发生广泛性出血。
2. 阿拉明和多巴胺治疗失血性休克的机理阿拉明是a -受体激动剂，具有显著地收缩血管的作用，能够快速升高血压；小剂量的多巴胺能够扩张血管。
机能学实验-失血性休克实验报告
机能学实验-失血性休克实验报告一、实验目的1、复制失血性休克模型（主要）。
2、观察休克早期大鼠机体的机能变化，探讨休克的发病机制。
3、了解休克早期的治疗原则。
二、实验动物：300g左右SD大鼠，雌雄不限三、实验器械：略四、实验步骤：1.称重麻醉固定：大鼠称重后腹腔注射40mg/kg 2%戊巴比妥钠溶液进行全麻，数分钟后观察，疼痛，翻正反射均消失后，用8%硫化钠脱去一侧耳廓被毛，将大鼠仰卧位固定于鼠恒温实验台上，减去股部手术野被毛。
2.动静脉插管：碘伏消毒手术野，切开股动脉搏动处皮肤组织，止血钳分离股血管神经鞘，暴露神经血管后，利多卡因擦拭。
用玻璃分针分离股动静脉与股神经，股静脉插管，结扎远心端，近心端插入静脉留置针，打结固定，2.5ml/kg经股静脉推注50U/ml肝素。
股动脉插管连接压力换能器。
腹部手术完成后，以湿生理盐水纱布覆盖。
3.尿道插管：选取硬膜外导管前端约七厘米与尿液计滴器相连，碘伏会阴处消毒，将导管沿尿道插入约4cm。
4.肛温测量：用液体石蜡涂抹动物肛温仪前端，插入大鼠肛门约二厘米，但数值稳定后读取肛温。
5.观察记录正常指标。
6.抢救：经股静脉回输自身血液加出血量二倍的生理盐水。
观察记录指标变化。
五、实验结果：平均压/脉压呼吸中心静脉压心率血细胞比容皮肤黏膜颜色肛温耳廓微循环正常113.45/38.03 正常正常212 正常红润37.6 正常放血后代偿后下降/增加54.74/48.22变浅变慢加深加快下降增加减慢294不变降低苍白苍白下降35.2微循环收缩微血管收缩治疗后99.25/45.84 加深加快进一步回升272 增加红润36.3 恢复正常六、讨论1、各观察指标的变化及其变化机制？血压：放血后，血容量降低，回心血量急剧下降，导致心脏搏出量迅速降低，血压也就急剧下降；代偿后，通过心率加快，外周阻力增加，自身输液等机制，血压有所回升。
治疗后，血容量得到扩充，血压进一步回升。
脉压：放血后血容量下降，心率减慢，舒张期偏长，心舒期末外周残留血液较少，舒张压显著减少，脉压增加，代偿后，心率加快，外周血管收缩，外周阻力增加，血液流速减慢，大多残留在外周，舒张压增加，脉压减小，治疗后心率高于正常，血容量恢复，微循环恢复，舒张压应增高，脉压相较正常应该减小，实验数据有一定问题，呼吸：放血后，脑组织缺氧，抑制呼吸中枢，而且呼吸肌缺氧，呼吸频率变浅变慢，代偿后，呼吸中枢恢复，血氧分压降低，刺激外周化学感受器，反射性引起呼吸加深加快，治疗后进一步缓解呼吸肌缺氧，呼吸加深加快。
实验五、失血性休克的观察与治疗
【实验目的】通过经总动脉放血复制失血性休克模型，观察肠系膜微循
环的变化情况，Βιβλιοθήκη 讨变化的机制及代偿的机理。【实验对象】家兔
【器材药品】BI-2000A微循环观察系统、手术器械、25%乌拉坦、
3.8%枸橼酸钠、生理盐水。
【实验方法】
1、实验准备
1）家兔称重，用25%乌拉坦经耳缘静脉注射麻醉，取仰卧位交叉固定，颈部、 下腹部腹直肌旁剪毛。
【实验结果】
表1 放血前、后及补液后动脉血压及肠系膜微循环变化的比较
时 间 放血前 放血后 补液后
动脉血压 线流
肠系膜微循环 线流—粒线流—粒流 粒流—粒线流—线流
【实验讨论与分析】
1、失血性休克家兔放血前、后及补液后血压及微循环变化的原因。 2、休克早期微循环变化及机制？ 3、休克早期机体的代偿意义及机制？ 4、失血性休克实验中有哪些注意事项？
2）做颈正中切口，钝性分离一侧颈总动脉及对侧颈外静脉，穿双线备用。
3）做腹直肌旁切口，长约4cm（靠近微循环灌流盒一侧），钝性分离肌层，用
止血钳暂时夹闭。
4）插管： 行颈总动脉插管术，用于放血; 静脉插管用生理盐水排气，行颈外静脉插管术用于补液，5滴/分维持输液。
2、观察肠系膜微循环：打开腹腔，找出一段游离度较大的小肠肠襻置微循 环灌流盒观察台上，显微镜下观察正常肠系膜微循环。 3、失血性休克模型的复制：颈总动脉放血，按照20ml/kg放血，观察放血后 微循环的变化情况。 4、 抢救：观察10min后，静脉输血或生理盐水，输液速度约100滴/分，观察 微循环改变。 5、 记录放血至输液后整个过程，肠系膜微循环的变化趋势。
珍惜每一天， 从现在开始！
失血性休克实验报告
失血性休克实验报告失血性休克实验报告休克，作为一种严重的生理状态，是由于全身有效循环血量不足而导致的组织灌注不足。
其中，失血性休克是一种常见的休克类型，通常由于大量失血引起。
为了深入了解失血性休克的发展过程以及可能的治疗方法，我们进行了一系列的实验。
实验一：失血性休克的模拟在这个实验中，我们使用了动物模型来模拟失血性休克的过程。
选择小鼠作为实验对象，通过控制失血量来观察休克的发展过程。
首先，我们将小鼠随机分为两组，一组为实验组，一组为对照组。
实验组的小鼠将被抽取一定量的血液，模拟大量失血的情况，而对照组的小鼠则不进行任何处理。
在实验进行的过程中，我们密切观察了小鼠的生理指标，如血压、心率、呼吸等。
结果显示，实验组的小鼠在失血后很快出现了血压下降、心率加快以及呼吸急促等症状，而对照组的小鼠则保持了相对稳定的生理状态。
实验二：失血性休克的影响因素在实验一的基础上，我们进一步探究了失血性休克的影响因素。
我们改变了实验组小鼠的失血速度，以模拟不同程度的失血情况。
结果显示，失血速度的增加导致了休克的发展更为迅速。
失血速度越快，小鼠出现休克的时间越早，并且休克的程度也更加严重。
这一结果表明，失血速度对于休克的发展过程具有重要的影响。
实验三：失血性休克的治疗方法在实验一和实验二的基础上，我们进一步探究了失血性休克的治疗方法。
我们尝试了不同的治疗手段，如输血、血管活性药物等，来评估它们对休克的影响。
结果显示，输血可以明显改善休克的症状，提高小鼠的生存率。
而血管活性药物的使用则对休克的治疗效果有限。
这一结果提示，输血是目前治疗失血性休克最有效的方法之一。
讨论与结论通过以上实验，我们对失血性休克的发展过程以及可能的治疗方法有了更深入的了解。
失血性休克的发展过程可以迅速而严重，而失血速度对于休克的发展具有重要的影响。
在治疗方面，输血是一种有效的治疗手段，可以明显改善休克的症状。
然而，我们也意识到实验中存在一些局限性。
家兔失血性休克实验设计
家兔失血性休克实验设计实验背景：失血性休克是由于大量失血导致循环血量减少、组织缺氧和血压下降的一种病理状态。
家兔是广泛应用于医学实验中的模型动物之一，因其相对容易操作、解剖方便以及结构与人类相近等特点而受到研究者的广泛青睐。
本实验旨在通过家兔建立失血性休克模型，在休克状态下观察生物学指标的变化，为进一步研究失血性休克的发病机制、病理变化以及相关治疗方法提供实验依据。
实验设计：1.动物选择和处理：选择健康的成年家兔作为实验对象，除毛洗净并寄生虫处理，随后进食禁食12小时，并限水制禁水12小时。
2.分组设计：将家兔随机分为实验组和对照组，每组10只家兔。
实验组：进行失血性休克模型制备，并观察指标变化。
对照组：未进行任何处理，作为对照。
3.失血性休克模型制备：3.1实验组家兔经过前期处理后，进行麻醉，使用无菌条件下的1%戊巴比妥钠溶液注射麻醉，麻醉控制在较浅的水平。
3.2每只家兔将其右侧颈部动脉用吸引管插入失血组中，通过微创方法控制失血量。
3.3失血量控制为总血量的30%，通过控制失血时间和抽取失血速度实现。
3.4控制失血后立即停止失血，并进行下一步观察。
4.实验观察指标：4.1血压测定：使用无菌条件下的血压计测定家兔麻醉前和失血后不同时间点的平均动脉血压。
测定方案：在颈部动脉上一根合适的动脉进行逐秒测量，记录测得的数据并计算平均值。
4.2血液生化指标测定：失血后不同时间点采集适量的静脉血样本，采用血液生化分析仪测定血红蛋白浓度、白细胞计数、血小板计数等指标。
4.3组织病理学观察：失血后不同时间点处死家兔，取出心脏、肝脏、肾脏等重要器官进行组织取样，固定、染色、制片并进行镜检。
5.数据处理和统计：将数据进行统计学分析，使用SPSS软件进行方差分析，结果以均值±标准差表示，并进行显著性检验。
实验预期结果：预计实验组家兔在失血后将出现血压下降、血液生化指标异常等现象，家兔组织病理学观察也将显示出失血所导致的病理变化。
实验六 实验性失血性休克
实验性失血性休克
指导老师 王延柯 叶松山
ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
实验目的与要求
掌握失血性休克时的主要体征及血流动力 学变化特点 熟悉失血性休克的发病机理及救治措施 了解失血性休克动物模型的复制方法
仪器与材料
生物信号转换器、显微镜、电子计 算机 动物手术器械、中心静脉压、静脉 输液装置、注射器 家兔、氨基甲酸乙酯 、1%肝素、 生理盐水
㈡ 实验步骤： 1、记录正常血压，呼吸频率，中心静脉压，观察微循 环状态(毛细血管数目、血管半径，流速、流态等)。 2、由颈动脉放血，待血压降至60mmHg，停止放血， 记录失血量并观察血压、呼吸频率、中心静脉压、微 循环的变化。 3、待血压回升后，第二次放血至40mmHg处，记录血 压、呼吸频率、中心静脉压，观察微循环发生的变化。 4、以40-60滴/分的速度由静脉输入生理盐水，输液总 量约为失血量的2-3倍。每输液50ml即观察并记录各项 指标的变化。
实验内容
观察并记录家兔正常血压，呼吸频率，中 心静脉压，观察微循环状态 颈动脉放血，失血性休克动物造模 记录失血量并观察血压、呼吸频率 、中心 静脉压、微循环的变化 实施相关抢救措施，观察血压、呼吸频率 、 中心静脉压、微循环的变化
㈠ 手术操作： 1、取家兔1只，称重后仰卧固定于兔台，剪去颈部和腹部被毛， 以3%戊巴比妥纳溶液(1ml／kg)从耳缘静脉缓慢推注。 2、颈部正中切口，长度约6cm，分离左侧颈总动脉，右侧颈 外静脉，穿线备用。 3、由耳缘静脉注1%肝素(0.5ml／Kg)，行肝素化抗凝血。 4、颈总动脉插管，接血压描记装置，颈静脉插管接输液装置 和中心静脉压装置。 5、于剑突下5cm处向下作约4cm长的腹部正中切口，剪开腹膜， 拉出一段小肠 ，用大头钉置于带磁铁的方形泡沫框上，将其 置于显微镜下，以观察肠系膜微循环。
失血性休克及其抢救实验报告
失血性休克及其抢救实验报告实验名称：失血性休克及其抢救
实验目的：研究失血性休克的病因、临床表现、抢救方法及效果，提高对该病的认识与处理水平。
实验对象：实验动物为大鼠，共50只，均为雄性，体重200-250g。
实验方法：
1. 建立失血性休克模型
将大鼠随机分为5组，每组10只。
分别施行不同程度的失血，建立失血性休克模型，控制失血量在10％、20％、30％、40％和50％。
2. 抢救方法
输注0.9％生理盐水：对照组，在建立失血性休克后立即注射等体积0.9％生理盐水。
输注白蛋白：在失血后30分钟开始输注50％白蛋白，每只动物按10ml/kg计算，以1ml/min的速度输注。
输注血浆：在失血后30分钟开始输注新鲜血浆，每只动物按10ml/kg计算，以1ml/min的速度输注。
注射多巴胺：在失血后30分钟开始注射多巴胺，每只动物按5μg/kg计算，以1μg/min的速度注射。
注射血管紧张素：在失血后30分钟开始注射血管紧张素，每只动物按5μg/kg计算，以1μg/min的速度注射。
3. 结果观察
观察血压、呼吸、心率等指标变化，记录抢救30分钟、60分钟、120分钟后的存活情况和死亡率。
实验结论：
1. 输注白蛋白、血浆能够有效提高血容量，维持血压稳定，降低死亡率。
2. 注射多巴胺和血管紧张素对保护脏器有一定作用，但对降低死亡率的效果不明显。
3. 在抢救失血性休克时，应注重维持血容量稳定，保证血液流通，早期抢救有利于提高存活率。
本实验为科学研究之目的，保证动物受到合理对待并已获得相关实验室伦理委员会批准。
失血性休克实验报告
失血性休克实验报告
实验目的：
研究失血性休克对生物体的影响，了解失血性休克的病理生理过程。
实验材料与方法：
材料：小白鼠（实验组）、生理盐水、失血设备
方法：
1. 将10只具有相似体重的小白鼠随机分为两组：实验组和对照组。
2. 实验组小白鼠经颈动脉置管后，在规定时间内抽取相应量的血液，模拟失血性休克。
3. 对照组小白鼠同样进行颈动脉置管，但没有抽取血液。
4. 实验组和对照组小白鼠在抽取血液前后进行体温、心率、呼吸等指标的监测。
5. 实验结束后，对实验组小白鼠进行解剖，观察器官的病理变化。
实验结果：
1. 实验组小白鼠在血液抽取后体温逐渐下降，心率和呼吸频率逐渐增加。
2. 实验组小白鼠出现晕厥、乏力、腹泻等失血性休克症状。
3. 实验组小白鼠在解剖时观察到体内器官质地松软，心脏和肝脏呈淡黄色等病理变化。
结论：
失血性休克会导致生物体内循环血量减少，引起低血压、组织缺氧等一系列病理生理反应。
实验结果表明，在失血性休克的早期阶段，生物体会通过自身代偿机制进行冲击反应，但随着失血的持续增加，生物体逐渐耗竭其代偿能力，出现休克症状，并对器官造成明显的损害。
因此，对于失血性休克的治疗，应尽早补充血容量，纠正低血容量状态，以保护重要器官功能。
失血性休克_实验报告
1. 建立失血性休克动物模型，观察休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化。
2. 了解抢救失血性休克时扩容血容量的意义，并探讨不同血管活性药物治疗失血性休克的疗效。
3. 观察肠系膜微循环，了解休克的机理。
二、实验材料与仪器1. 实验动物：雄性SD大鼠6只，体重200-250g。
2. 仪器：手术显微镜、手术器械、生理盐水、肝素、肾上腺素、去甲肾上腺素、生理盐水、恒温箱、微循环显微镜等。
三、实验方法1. 动物分组：将6只大鼠随机分为3组，每组2只。
对照组、实验组1、实验组2。
2. 建立失血性休克模型：（1）将大鼠置于恒温箱中预热至37℃。
（2）采用腹主动脉插管法，将大鼠的腹主动脉结扎，使血液流出，建立失血性休克模型。
（3）观察失血性休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化。
3. 治疗方案：（1）对照组：不进行任何治疗。
（2）实验组1：给予扩容治疗，静脉注射生理盐水。
（3）实验组2：在扩容治疗的基础上，给予血管活性药物治疗，静脉注射去甲肾上腺素。
4. 观察指标：（1）心率、血压、呼吸频率等生命体征。
（2）心脏、肾脏及微循环的变化。
（3）肠系膜微循环的变化。
1. 对照组：心率、血压、呼吸频率等生命体征在实验过程中逐渐下降，直至死亡。
心脏、肾脏及微循环出现明显障碍。
2. 实验组1：心率、血压、呼吸频率等生命体征在扩容治疗后有所回升，但仍然低于正常水平。
心脏、肾脏及微循环障碍得到一定程度的改善。
3. 实验组2：心率、血压、呼吸频率等生命体征在扩容治疗和血管活性药物治疗后明显回升，接近正常水平。
心脏、肾脏及微循环障碍得到显著改善。
五、讨论与分析1. 失血性休克是临床常见的危急重症，其发病机制复杂，主要表现为微循环障碍、组织灌注不足和器官功能障碍。
2. 本实验通过建立失血性休克动物模型，观察到休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化，为临床治疗提供了理论依据。
3. 扩容治疗是抢救失血性休克的基本措施，可改善组织灌注，减轻器官功能障碍。
失血性休克实验【目的要求】
0.7%肝素。
■兔手术台，电子称，
i-STAT血气分析仪，微循环生物
信号处理系统，手术器械一套，动脉插管、气管插管、 静脉插管，注射器。
【手术步骤】
1．全身麻醉：静脉内注射25％乌拉坦溶液(3ml/kg)。 2．动物固定：颈前部和腹部的手术部位剪毛备皮。 3．气管插管：手术分离出气管，并插入气管插管， 其一端连接PowerLab生物信号处理系统。 4．动脉插管：钝性分离出双侧颈总动脉，分别插入动
回输血
放 血 前
第 3 次 放 血 维 持 回输血
放 血 前
第 4 次 放 血 维 持
回输血
失血性休克实验血气指标的测定记录表 检测项目 pH PaO2 放血前 第三次放血后
PaCO2
SB BE K+ Na+
Cl-
【思考题】
1．失血是否引起了休克的发生？ 2．实验观察的各项指标与休克时主要功能代谢变化的 关系？
■第4次严重大量失血
再次由颈动脉快速放血，使收缩压降至2.6～0kPa时， 记录失血量和失血时间，以及各项指标变化。
【数据分析】 《略》
【注意事项】
1．生物信号处理仪上的各种旋钮、开关，切忌随意 扳动；电脑显示屏上显示的各种参数，亦忌随意 切换更改。 2．实验过程中的记录应保持连续性，若遇到图象异
失血性休克实验
【目的要求】
1．观察实验动物血压、呼吸等生理指标的变化。 2．观察和了解休克发生、发展过程中，实验动物 肠系膜微循环血液灌流的变化特点。 3．分析实验指标变化的原因及其病理生理学意义。
【实验动物】
家兔，体重 1.5～2.0 kg。
【药品与器材】
■25％乌拉坦溶液，25％葡萄糖溶液，0.9％生理盐水，
机能学实验报告(失血性休克)
\失血性休克的实验治疗一、实验目的1.观察家兔失血性休克对机体的机能变化及微循环变化2.探讨不同治疗方案对失血性休克的作用及机制二、实验原理1.失血性休克的原理：微循环障碍致微循环动脉血灌流不足，重要的生命器官因缺氧而发生功能和代谢障碍，是各型休克的共同规律。
休克时微循环的变化大致可分为以下三期，即微循环缺氧期、微循环淤血期和微循环凝血期。
（1）正常情况：①动静脉吻合支是关闭的②只有20%毛细血管轮流开放，有血液灌流③毛细血管开放与关闭受毛细血管前括约肌的收缩和舒张调节；（2）微循环缺氧期：①交感神经兴奋和肾上腺素、去甲肾上腺素分泌增多，小动脉，微动脉，后微动脉，毛细血管前括约肌收缩②动静脉吻合支开放③毛细血管血液灌流不足；（3）微循环淤血期①进入毛细血管的血液仍很少②毛细血管开放，血管床容积扩大，进入毛细血管内的血液流动很慢③毛细血管扩张淤血；（4）微循环凝血期①血管内淤血②广泛血栓形成。
2.阿拉明和多巴胺治疗失血性休克原理：阿拉明是α受体激动剂，具有明显的收缩血管作用。
小计量的多巴胺能够扩血管。
三、实验仪器设备大动物手术器械，输血输液装置，呼吸血压描记装置，气管插管，动脉插管，静脉插管，注射器若干，生理盐水，肝素，多巴胺及阿拉明。
四、实验方法与步骤1．动物称重与固定：将麻醉好的兔子称重后，仰卧位固定于动物手术台上。
2．备皮：剪去颈部、腹股沟手术部位的毛。
3．颈部手术：①行气管插管并连接呼吸换能器，记录呼吸；②行颈总动脉插管并连接压力换能器，记录动脉血压；③行颈外静脉插管并连接输液装置，输液用。
4．股部手术：于右侧腹股沟动脉搏动明显处沿动脉走向切开皮肤4—5cm，分离股动脉，夹上动脉夹。
5．观察与记录实验过程中动态观察记录的指标包括：一般情况，皮肤黏膜颜色、血压、心率和呼吸。
（1）放血前：手术完毕，观察与记录上述指标作为实验作为对照。
在颈静脉注射肝素，1ml/kg；（2）放血造成休克：①松开股动脉夹，用注射器抽血并观察血压变化，直至血压维持在平均45mmHg，并维持15min②测量放血量；（3）抢救：根据放血量取等量生理盐水注射，注射完后再注射生理盐水15ml+0.5ml/kg阿拉明，注射完后即为抢救即刻，记录上述指标。
失血性休克实验报告-失血性休克实验
病理生理实验报告实验名称：失血性休克实验目的：复制失血性休克动物模型，观察失血性休克动物机能代谢变化。
实验动物：家兔实验方法：2.1实验装置与连接：①将压力换能器固定于铁支架上，使换能器的位置尽量与实验动物的心脏在同一水平面上。
然后将换能器输入至RM6240生物信号采集系统一通道。
②压力换能器的另一端与三通管相连。
三通管的一个接头将与动脉插管相连。
在将动脉插管插入左颈总动脉前，先用盛有肝素的注射器与三通管另一接头相连，旋动三通管上的开关，使动脉插管与注射器相通，推动注射器，排空动脉插管中的气体，使动脉插管内充满肝素溶液，然后关闭三通管。
2.2仪器调试：在菜单中选择“血压”。
双击一通道，调节增益、采样参数，使基线归零，令图形位于屏幕中央，便于观察。
2.3麻醉固定：家兔称重后，将氨基甲酸乙酯以5ml/kg 的体重剂量13.5ml由兔耳缘静脉内缓慢注入，注意观察家兔的反应。
待麻醉后，将家兔仰卧固定于兔手术台上，先后固定四肢及兔头。
(以上步骤在做血压调节因素时已完成)2.4 手术：剪去家兔颈部的被毛，切开颈部皮肤5～7cm,钝性分离颈部肌肉，暴露颈部气管和血管，用玻璃分针分离两侧颈总动脉和右侧颈外静脉，各穿两线备用。
2.5 动脉插管：在左颈总动脉的近心端夹一动脉夹，然后结扎其远心端(保留此结扎线头)，在动脉夹与结扎之间一般应相距2cm以上。
在结扎端的下方用眼科剪作一“V”型斜口，向心脏方向插入动脉插管，用已穿好的丝线扎紧插入管尖嘴部分稍后处，并以远心端丝线将插管缚紧固定，以防插管从插入处滑出。
此三通管用于连接电脑，进行血压的记录。
2.6 静脉插管：用一丝线将右侧颈外静脉远心端提起，用眼科剪在其下方做一“V”型斜口，向心脏方向插入静脉插管，用已穿好的丝线扎紧插入管尖嘴部分稍后处，并以远心端丝线将插管缚紧固定，结扎血管同时防插管从插入处滑出，静脉插管成功后立即开始输液，并将输液速度调慢。
随后，对另一侧的颈总动脉进行插管，以进行抽血。
失血性休克实验设计1
失血性休克模型制备及其抢救【实验目的】复制家兔失血性休克模型，在次过程中观察失血性休克动物的皮肤黏膜颜色、平均动脉压、呼吸、中心静脉压、尿量等指标的变化，分析失血性休克发生的机制及抢救措施。
【实验材料】1.实验动物：家兔6只，健康状况良好、雄性、体重2~3kg；2.实验仪器：BL-420E+生物信号描计系统、婴儿秤；3.实验药品：25%乌拉坦溶液、肝素、生理盐水、去甲肾上腺素、阿托品；4.实验器械：剪毛剪刀、手术刀、组织剪、眼科剪、镊子、止血钳、气管插管、动（静）脉插管、动脉夹、注射器、细线。
【实验步骤】1.取成年雄性家兔，称重；耳缘静脉注射乌拉坦4ml/kg；待麻醉后背位固定动物。
2.备皮减去颈部及右侧腹股沟处的毛。
3.由甲状软骨下1cm处切开颈正中皮肤5~6cm，逐层分离并剪开皮下组织及颈前肌肉，分离气管,并做气管插管。
分离左侧颈总动脉及右侧颈总静脉。
4.由耳缘静脉注入肝素1ml/kg，做颈总动脉插管以描计血压；将静脉插管从右侧颈总静脉插入5~6cm以描计中心静脉压；做股动脉插管，保持动脉夹夹闭状态，以备放血用。
在插管前，先充满生理盐水并夹闭，测压或放血时再打开。
5.插入导尿管以记录尿量。
6.在剑突处皮肤上缝一针，用线连接张力换能器以描记呼吸。
7.观察放血前观察动物的一般情况及各项生理指标：皮肤黏膜颜色、血压、呼吸、心率、中心静脉压、尿量。
8.放血预先在500 ml烧杯中加入肝素2 mg，用于收集所放血液。
打开股动脉上的动脉夹，快速放血，在15 min内使平均动脉血压降至40 mmHg，通过调节放血量，维持平均动脉压于40 mmHg，20min，并观察失血期间家兔各项生理指标的改变。
9.抢救第1、2小组将放出的血液快速输回，然后用生理盐水进行抢救；第3、4小组将放出的血液快速输回，然后用生理盐水进行抢救，并静脉推注去甲肾上腺素（缩血管类药物）；第5、6小组将放出的血液快速输回，然后用生理盐水进行抢救，并静脉推注阿托品（扩血管类药物）。
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家兔失血性休克
【实验目的】
1.了解家兔失血性休克模型的复制方法。
2.观察休克不同时期呼吸的改变、微循环的改变和血液动力学的改变。
3.掌握家兔麻醉、颈动静脉插管、气管插管、肠系膜微循环观察与放血的方法。
4.掌握输尿管插管技术。
【实验原理】
动脉放血使循环血量减少，当少量失血时，有效循环血量减少可通过机体的一系列代偿措施（包括微循环的灌流量明显减少），使血压不出现明显的降低。
但当快速失血量超过30%或大量失血时，有效循环血量急剧减少，超出机体的代偿能力，引起心输出量减少，血压降低和微循环严重和长时间缺血与缺氧，引起休克。
不同休克代偿阶段的临床表现及代偿机制如下图：
表一休克代偿期的临床表现和代偿机制
表二休克进展期临床表现和机制
表三休克晚期临床表现及机制
【实验动物】
家兔，1只，1.5~2.0kg
【药品与器材】
25％乌拉坦溶液，25％葡萄糖溶液，0.9％生理盐水，0.7%肝素。
兔手术台，电子称，微循环生物信号处理系统，手术器械一套，动脉插管，气管插管，5m1、20 ml、50ml注射器各2支。
【观察指标】
一般指标：皮肤黏膜状态、一般状态
血流动力学指标：血压、心率、脉压差
呼吸系统观察指标：呼吸频率、深度、节律
肠系膜微循环观察指标：血管口径、血液流速、毛细血管开放、细胞流态、白细胞粘附【实验内容】
1.家兔捉拿，称重。
2.麻醉：耳缘静脉缓慢注射25％乌拉坦溶液（以4ml/kg体重计算麻醉剂总量），作全身
麻醉。
注射速度应缓慢，同时密切观察家兔的肌张力和反射等的变化估计合适的麻醉剂用量。
一般地说，当出现耳朵下垂，角膜反射明显迟钝或消失，四肢瘫软时，即可停用麻醉剂。
3.动物固定将动物仰卧固定于兔手术台上，颈前部和腹部等手术部位剪毛备皮。
4.气管插管颈部剪毛，正中切口，切口长约5－7cm，逐层钝性分离组织，暴露出气管并
在其下穿一根粗结扎线，在气管上剪一“⊥”形切口，插入气管插管并结扎固定。
5.动脉插管：钝性分离出双侧颈总动脉，分别插入动脉插管。
其一侧插管与生物信号处理
系统的压力换能器相连接；另一侧的动脉插管与放血装置相连接，备放血和回收血液之用。
6.输尿管插管：在耻骨联合越0.5cm处，沿腹白线切开腹壁肌肉层组织，切勿损伤腹内器
官。
寻找膀胱，将其翻出，辨清分离输尿管，钝性分离进行插管。
7.微循环标本制备：（1）在腹部剑突与耻骨之间的中央，沿腹白线作长约10cm的正中
切口，打开腹腔。
（2）将曲臂显微镜移至切口最近处，固定曲臂，并在微循环观察水槽内注入加温的生理盐水。
（3）选一段游离度较大的小肠袢（常在左上腹部易于找见），轻轻将其拉出，放在微循环观察水槽内。
（4）打开光源调节钮，调整光亮度，在4倍物镜下，选择微循环血管丰富，血流情况良好，并能观察清晰的部位后，用盖板固定肠系膜（注意肠系膜不可北过度牵拉或受压）。
8.肝素化经耳缘静脉注射2～3ml 0.7％肝素溶液，使之达到全身肝素化。
9.放血引起失血性休克
（1）第1次放血
①由颈动脉缓慢放血（<2ml/min），观察平均血压降至原水平的2/3时，停止放血，记录失血量和失血时间。
然后，再稳定观察3 min，记录体征和各种指标的变化，观察微循环的血流变化，以及机体是否出现代偿性变化。
②代偿变化观察结束后将放出并存放于50ml注射器中的血液，经颈动脉缓慢回输，观察记录以上各项指标。
（2）第2次放血
由颈动脉快速放血，当平均血压降至原水平的2/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，然后稳定观察3min，记录各项指标和微循环变化，再重复操作上述②的工作。
（3）第3次放血
由颈动脉快速放血，当收缩压降至原水平的1/3时，停止放血，记录失血量和失血时间，然后稳定观察3min，记录各项指标和微循环变化②的工作。
（4）第4次放血
再次由颈动脉快速放血，使收缩压降至2.6～0kPa时，记录失血量和失血时间，以及各项指标变化。
【实验结果记录】。