常用动物实验方法及检查方法
动物实验基本方法
动物实验的基本操作技术方法，根据实验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤， 保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必 须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷， 确实达到正确抓取固定动物的目的。
1．复制动物模型法此法是动物实验最基本的方法，是采用人工的方法使动物在一定致 病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及防治方法。
2．切开、分离法此法是以活体动物为对象的整体实验常用方法。习惯上把在麻醉情况 下，制备一些实验条件（如活体解剖、分离暴露器官、组织或进行一些手术制备等措施） 进行研究者称“急性动物实验”。其优点是比较简便，操作后可以即进行观察，实验条件相 对地较易控制，对要研究的器官，有可能直接观察。但存在着麻醉、手术创造及存活时间 较短等因素，也会对实验结果带来一定的影响。因此采用此法应注意麻醉深度更适中，手 术要轻巧，少出血、减少创伤，并要熟悉手术部位的神经、血管等解剖。
常用动物实验方法及检查方法
常用动物实验方法及检查方法动物实验是为了研究人类和动物的疾病、试验新药等目的而进行的实验。
它具有可控性、可再现性、安全性等优点，但也存在着动物伦理问题。
以下是常用的动物实验方法及检查方法。
一、行为实验方法行为实验是通过观察动物在特定条件下的行为反应来研究其认知、学习、记忆、情感和行为等方面的实验方法。
常用的行为实验方法包括：1.水迷宫实验将小鼠放置在特定的水池中，让其寻找出口。
通过观察小鼠在水中的海豚式游泳和潜水以及在水池边的行动判断其学习、记忆等能力。
2.开放田野环境实验观察动物在自然环境下的日常行为，并通过对比不同环境下的行为反应等来研究其行为特征。
3.运动学实验通过摄像提供的数据分析动物运动学表现，可以研究动物的协调能力、平衡能力等。
生理实验是通过测量动物生理生化指标及其变化等研究其生理功能和机制的实验方法。
常用的生理实验方法包括：1.心电图实验将小鼠放置在仪器上，通过在不同时间点测量其心电图数据来了解其心脏跳动、节律、速率等指标。
通过安装电极在动物头皮上进行记录和测量电活动，来研究动物的神经活动和行为的关系。
3.血液分析实验测量小鼠血液中各营养和代谢物的浓度及其变化，如血糖、血脂、酸碱度、肝功能酶等，以研究其生理机能和代谢变化。
1.肿瘤模型实验通过给动物注射癌细胞来建立肿瘤模型，观察肿瘤的生长和转移，评价药物的治疗效果等。
2.心血管疾病模型实验通过手术创建给予动物心脏和血管疾病，如高血压、冠心病、心力衰竭等模型，研究心血管药物的疗效。
3.动脉硬化模型实验通过高脂饮食、药物处理等方式建立动脉硬化模型，在病理变化、药物治疗等方面进行研究。
四、检查方法除了以上实验方法，常用的检查方法也是科学研究的重要手段，包括：1.显微镜检查通过显微镜观察动物医学切片的病理变化、组织结构等，可以从微观上了解动物机体病理生理和药理学变化。
2.核磁共振检查采用核磁共振技术对小鼠、大鼠等动物进行医学检查，如脑、心血管等部位的诊断，更加准确地研究各种动物模型。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物学的研究方法
动物学的研究方法动物学是生物学的一个分支，研究动物的形态、解剖、生理、生态、进化以及行为等方面。
在动物学的研究中，有许多不同的方法被用来进行观察、实验和分析。
下面将介绍一些常用的动物学研究方法。
1. 观察法：这是最基本的研究方法之一，通过观察动物的行为、外貌、栖息地和互动等方面来了解动物的特征和行为模式。
观察可以是直接观察，也可以是通过使用摄像机等设备进行间接观察。
观察可以在野外进行，也可以在实验室中进行。
2. 标记再捕法：这种方法常用于研究动物的迁徙、种群密度和个体生长等方面。
首先，对动物进行标记，例如附着颜色环、植入芯片或尾部标记等。
然后，在一段时间后再次捕获被标记的动物，通过记录标记的变化来分析和计算各种参数。
3. 统计学方法：统计学在动物学的研究中起着至关重要的作用。
通过收集大量的数据，并使用合适的统计方法进行数据分析，可以从中得出结论和推理。
统计学方法可以用来比较不同动物群体之间的差异性、预测种群的变化趋势等。
4. 实验法：实验法在动物学研究中广泛应用。
通过对动物进行有控制的实验，可以研究动物的行为、生理、生态等问题。
实验可以在实验室中进行，也可以在野外进行。
实验可以是对特定因素的处理实验，也可以是对不同处理组之间的对比实验。
5. 内窥检查法：内窥检查法可以用来观察动物的内部结构和器官，对于研究动物的解剖结构和生理机能非常重要。
内窥检查法包括使用显微镜观察细胞和组织、X射线检查或CT扫描观察骨骼和内脏器官等。
6. 生态学方法：生态学方法是研究动物与环境相互作用的重要手段。
这些方法包括调查研究、生境模拟实验和数学模型等。
通过这些方法，可以了解动物在特定环境中的适应性、种群动态和生态位等。
7. 分子生物学方法：分子生物学方法在动物学的研究中扮演着重要的角色。
这些方法包括DNA测序、PCR技术、基因表达分析等。
通过分子生物学的方法，可以对动物的遗传特征、亲缘关系和进化历史进行研究。
8. 社会调查：社会调查是研究动物社会行为的重要方法。
动物检疫中实验室检验的主要方法
动物检疫中实验室检验的主要方法动物检疫是通过对动物体内的样本进行实验室检验，以便检测出一些疾病、寄生虫及其他有害生物。
以下是动物检疫中常用的实验室检验方法：1. 细菌培养：用于检测动物体内的细菌感染，主要通过从样本中取得细菌并将其培养在适当的培养基上。
培养后，通过观察细菌的形态特征、生长速率和产生的代谢产物来确定细菌的种类和数量。
2. 病毒分离和鉴定：针对动物患病的病毒感染，可以采用细胞培养、鸡胚培养或小鼠接种等方法，将动物体内的病毒分离出来。
分离后，可以使用免疫荧光、酶联免疫吸附试验（ELISA）或PCR等技术对病毒进行鉴定和定量。
3. 血清学检验：检测动物体内的免疫反应，主要通过血液样本中的血清进行。
血清中的抗体水平可以通过酶联免疫吸附试验、补体结合试验或中和试验等方法进行测定，以确定动物是否感染某种病原体，并评估其免疫状态。
4. 寄生虫检测：用于检测动物体内的寄生虫感染，包括内寄生虫和外寄生虫。
内寄生虫的检测常通过粪便检查，利用显微镜观察寄生虫卵或幼虫的存在和数量。
对于外寄生虫，可以通过沾取动物毛发或皮肤组织样本，用显微镜观察或进行分离培养来检测寄生虫的存在。
5. 分子生物学方法：包括PCR、实时定量PCR和基因测序等技术，可以用于检测动物体内的病原体DNA或RNA。
这些方法在诊断疾病、监测感染水平以及进行病原体基因型鉴定等方面具有高灵敏度和高特异性。
6. 组织学检查：对于一些疑难病例，可以通过组织学检查来确定疾病的诊断。
常用的方法包括组织切片染色和显微镜观察，可以帮助确定动物体内的病理变化和病因。
总之，动物检疫中的实验室检验方法丰富多样，根据需要选择合适的方法进行检测，以确保动物的健康和防控有害生物的传播。
这些检验方法的应用可以帮助监测和预防动物病原体的传播，保护人畜健康和农业生产安全。
动物实验中的检查方法包括
动物实验中的检查方法包括在动物实验中，为了确保实验结果的准确性和可靠性，需要进行各种各样的检查方法。
这些方法可以帮助研究人员观察和评估实验动物的生理和行为状态，以及对实验中产生的可能的副作用进行监测和评估。
以下将介绍一些常见的动物实验中常用的检查方法。
一、生理指标检测：常用的生理指标包括体温、呼吸频率、心率、血压、血氧饱和度等。
这些指标可通过体温计、呼吸计、心电图仪等设备来进行实时监测，以评估实验动物的生理状态和对实验介入的反应。
二、血液和尿液分析：通过血液和尿液分析可以获取实验动物的生化指标和代谢物的含量，例如血糖、血脂、血红蛋白、肝功能指标、肾功能指标等。
这些数据可以用于评估实验动物的健康状态和器官功能，同时也可用于检测实验物质对血液和尿液的影响。
三、组织样本采集和病理学检查：实验结束后，可以通过活检或解剖的方式采集实验动物的组织样本，进行病理学检查。
这包括对组织切片的染色和观察，以评估实验物质对动物组织和器官的影响，发现潜在的损伤或疾病的迹象。
四、行为观察和行为测试：通过观察实验动物的行为，可以了解它们在实验中的感知和行为反应。
例如，使用开放场等设备观察实验动物的活动程度、探索行为和社会互动行为等。
此外，还可以进行特定的行为测试，比如记忆测试、学习能力测试、情绪行为测试等，以评估实验介入对行为的影响。
五、影像学技术：使用影像学技术如X射线、MRI、CT等对实验动物进行体内组织和器官的检查。
通过这些方法可以获取关于实验物质对器官结构和形态的影响，发现潜在的病变或变化。
六、遗传学和分子生物学方法：通过遗传学和分子生物学方法，可以评估实验物质对实验动物基因和DNA的影响，以及细胞水平上的变化。
这包括PCR、电泳、基因组学研究、蛋白质表达研究等。
需要注意的是，在进行动物实验时，应遵循相关伦理和法律规定，确保实验动物的福利和权益受到保护。
同时，在选择检查方法时，要综合考虑实验目的、动物种类和实验器材设备的可用性，以达到科学研究的目的并最大限度地减少对实验动物的伤害和痛苦。
动物激素的几种常用实验方法
动物激素的几种常用实验方法1．切除法：切除动物的某种内分泌腺，通过观察该动物的异常反应来验证该腺体所分泌激素的功能。
如手术摘除成年狗的甲状腺，狗会发生身体臃肿，食欲不振，行动呆笨而迟缓，精神萎靡。
如手术摘除蝌蚪的甲状腺，蝌蚪就不能变态发育为青蛙，从而证明了甲状腺激素具有促进新陈代谢、促进生长发育、提高神经系统兴奋性、加速物质氧化分解等功能。
各种内分泌腺均可通过切除法证明其产生激素的功能。
2．饲喂法：用含有某种激素的食物或水喂养动物，一段时间后，观察动物的异常生理变化，从而推断出该激素的功能。
如用甲状腺制剂饲喂蝌蚪，结果蝌蚪短时间内发育成青蛙，说明该激素能促进幼小动物的发育。
饲喂法只适用于研究甲状腺激素、性激素等小分子激素的功能。
3．注射法：向动物体内注射某激素（或某腺体提出物）后，观察该腺体分泌的激素增加的结果。
如将饥饿了一天的小白鼠注射一定剂量的胰岛素后，小白鼠逐渐反应迟钝、活动减少以至昏睡，甚至出现惊厥、昏迷等症状，从而证明胰岛素具有降低血糖作用。
注射法适用于各种激素。
4．阉割移植法：阉割移植法只适用于研究性腺和性激素的功能。
如摘除成年公鸡的睾丸后，雄性第二性征逐渐消退，移植卵巢后，雌性第二性征慢慢出现；如摘除成年母鸡的卵巢后，雌性第二性征逐渐消退，移植睾丸后，雄性第二性征慢慢出现，从而证明了性腺分泌的性激素具有激发并维持第二性征的功能。
5．同位素示踪法：用放射性同位素标记所要观察的激素，然后用放射性探测仪器就可以追踪激素在体内的动态，从而可以研究与该激素有关的内分泌腺活动的规律和激素在体内的代谢情况等，如应用放射性同位素131I研究甲状腺的功能就是一个典型的例子。
6．切除注射法：向切除某种内分泌腺的动物体内注射某种激素或该腺体的提取物后，观察治疗效果，看其丧失的功能是否恢复。
如切除小白鼠垂体后，发现小白鼠生长停滞，注射一定剂量生长激素后，又逐渐恢复生长，说明垂体分泌的生长激素能促进动物的生长。
动物生物化学实验
动物生物化学实验1. 引言动物生物化学实验是研究动物体内生物分子的组成、结构和功能的重要手段。
通过实验可以深入了解动物体内的代谢过程、蛋白质合成、酶活性以及相关疾病的发生机制等。
本文将介绍一系列常用的动物生物化学实验方法和实验步骤。
2. 蛋白质含量测定实验2.1 实验原理蛋白质含量是衡量细胞或组织中蛋白质水平的重要指标。
常用的蛋白质含量测定方法有Lowry 法、Bradford法和BCA法等。
其中，BCA法是一种基于铜离子和比色反应的测定方法，具有灵敏度高、稳定性好的特点。
2.2 实验步骤•步骤1：制备待测样品。
将待测组织样品加入磷酸缓冲溶液中，用均匀器均匀打碎组织，使得细胞内的蛋白质充分溶解。
•步骤2：制备标准曲线。
选取一系列已知浓度的蛋白质标准品，分别加入不同浓度的BCA试剂，混匀后在37摄氏度下孵育一段时间，最后测定吸光度。
•步骤3：测定待测样品。
将待测样品加入BCA试剂中，混匀后在37摄氏度下孵育一段时间，最后测定吸光度。
•步骤4：计算蛋白质含量。
将待测样品的吸光度值与标准曲线相比较，根据吸光度值的差异计算待测样品中的蛋白质含量。
3. 酶活性测定实验3.1 实验原理酶活性测定是评估酶功能和酶水平的重要方法。
常用的酶活性测定方法有过氧化物酶（POD）活性测定、超氧化物歧化酶（SOD）活性测定和碱性磷酸酶（ALP）活性测定等。
3.2 实验步骤以POD活性测定为例：•步骤1：制备待测样品。
将待测组织样品加入磷酸缓冲液中，通过离心等方法使得细胞内的酶充分溶解。
•步骤2：制备标准曲线。
选取一系列已知浓度的酶标准品，分别加入过氧化氢溶液和柱剂，混匀后在一定时间内测定吸光度。
•步骤3：测定待测样品。
将待测样品加入过氧化氢溶液和柱剂中，混匀后在一定时间内测定吸光度。
•步骤4：计算酶活性。
将待测样品的吸光度值与标准曲线相对比，根据吸光度值的差异计算酶的活性。
4. 代谢产物检测实验4.1 实验原理代谢产物是动物体内代谢过程的关键物质，其含量和比例变化可以反映动物的代谢状态。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验技术与方法
（1）鼠类：鼠类的灌胃器由注射器和特殊的灌胃 针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从 鼠的右口角插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使 其前端到达膈肌位置。灌胃针插入时应无阻力，如 有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、 穿破食道或误入气管。
小白鼠灌胃方法
大白鼠灌胃方法
（2）兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口 器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代潜）从开口器的小孔插入动 物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃 管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入 气管。
兔灌胃方法
狗灌胃方法
动物种类 小白鼠
插入深度， 3cm
大白鼠、豚鼠 5cm
兔
15cm
每次灌胃量： 1ml 1-4ml 80-100ml
犬
约20cm
200-250ml
（二）注射给药法 注射给药剂量准确、作用快，是动物实验中常用的给药方法，给药时应注
意针头的选择（鼠类用4#针头，兔、猫、犬、猪、猴用6—8#针头）。
狗颈静脉取血方法
（6）心脏采血：将动物麻醉并仰卧固定置实验台上。心前区皮肤脱毛，常规消毒。
于左侧第3、4肋间心尖博动最强处将针头垂直刺入心脏，由于心脏的搏动，血液 可自动进入注射器。如无血液流出，拔出针头后重新穿刺，不能左右来回斜穿，以 免造成气胸而导致动物很快死亡。经6—7天后可重复穿刺采血。
尿液采集
(一)代谢笼 动物排便时，可通过笼子底部的大小便分离 漏斗，将尿液与粪便分开，达到采集尿液的 目的。 (二)压迫膀胱(强制排尿) 将动物固定，按压骶骨两侧的腰背部或轻 轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
常用兽医实验室诊断方法
常⽤兽医实验室诊断⽅法附录三常⽤兽医实验室诊断⽅法对于家畜的⾎液、尿液、粪便等，进⾏物理、化学检查，或借助于显微镜，以观察其有形物质及细胞，经常能得到关于临床诊断所需要的重要材料或数据。
所以，临床检验是⼀种重要的辅助检查⼿段。
临床兽医师除了必须了解常⽤临床检验的应⽤时机和解释检验结果的临床意义外，还要能够亲⾃操作。
在进⾏检验⼯作时，要有严肃认真的态度，反复实践，⼒求准确。
严格遵循操作规程和注意事项，以防⽌差错。
并将检验结果应和系统的临床检查密切结合，才能得到正确的结论。
⼀、⾎液检验⾎液常⽤检验项⽬有：红细胞沉降速率（⾎沉）、⾎红蛋⽩含量及红细胞压积的测定，红细胞计数、⽩细胞计数及其分类计数等。
（⼀）⾎液的采取与抗凝采⾎的部位和⽅法根据检验项⽬、所需⾎量和动物种类的不同，可分为⽑细⾎管采⾎法、静脉采⾎法和⼼脏采⾎法。
【⽑细⾎管采⾎法】常⽤⾎液检验项⽬中除⾎沉测定和红细胞压积测定需较多量的⾎液外，其他各项测定⽤⾎量较少，均可在⽿尖、⽿缘及⽿静脉处按⽑细⾎管法采⾎。
采⾎前，先将局部剪⽑，要尽量剪短，再⽤酒精棉球消毒，待酒精挥发、⼲燥后，⽤消毒的⼲燥针头迅速刺⼊消毒部位约2～3mm深，让⾎液⾃然流出。
如⾎液不易流出时，可在刺⼊部的上⽅稍加按压，但勿⽤⼒强挤，以免混⼊过多的组织液。
开始流出的第1滴⾎，可⽤于制作⾎⽚；然后⽤⼲棉球擦去局部的剩余⾎液，利⽤重新流出的第2滴⾎液作红、⽩细胞计数和⾎红蛋⽩测定；若利⽤第3滴⾎液时，仍然要将第2滴⾎液的剩余部分擦⼲，使局部⽪肤⼲燥，否则以后流出的⾎液易分散，不能形成滴状，不易吸取。
对⽝、猫等⼩动物⽿缘采⾎时，可在局部剪⽑、消毒后，涂布⼀层凡⼠林，然后在局部刺⼊，流出的⾎液易成滴状，便于吸取。
利⽤⽑细⾎管⾎液时，取⾎动作要迅速，可做多项测定，如果操作不熟练，动作缓慢往往引起⾎液凝固。
利⽤⽑细⾎管⾎液作多项测定时，⼀般应先作红细胞计数测定，后作⾎红蛋⽩或⽩细胞数测定。
【静脉采⾎法】马、⽜、⽺可由颈静脉采⾎（具体部位和⽅法，见注射法部分）。
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
实验动物的生理、生化、免疫、血液学等各项指标的检测方法
实验动物的生理、生化、免疫、血液学等各项指标的检测方法实验动物的种类繁多，各种指标的检测方法往往各不相同，而且每个人在做动物试验时所需要检测的指标也各不相同，每个人掌握的测定方法也各不相同。
能到本版来的各位战友相信都做过动物试验，也检测过实验动物的指标，希望各位战友能将自己检测实验动物的各种指标时所使用的方法拿出来与大家分享。
以至于dxy能够将各位的实用方法系统的组织起来，形成一个比较完善的实验动物常用指标的检测方法！抛砖引玉：一．体重的测量方法动物体重的测量一般使用普通天平或电子天平等称量仪器，在称量前应禁食（不禁水），以减少食物对体重的影响。
如果进行长期的实验时，应每隔7～10天称量一次。
小鼠、大鼠：称量可用普通的天平或者电子秤称重。
兔、豚鼠：可直接放在婴儿秤上称重，从婴儿秤圆形刻度盘上读取动物体重。
犬：经训练后可直接放在磅秤上称重。
未经驯服的犬，先将犬嘴绑好，由实验员把犬抱起站在磅秤上称重，记下读数，减去实验员体重，即为动物体重。
二．体温的测定方法动物体温测定可采用普通体温计（肛表、口表）或半导体温度计，为防止测定过程中动物挣扎，以至于挫伤肠壁或折断体温计，在测定前应先固定好动物。
肛表测温可由实验者右手固定体温计，3分钟后取出观察读数。
半导体点温度计在测定时可立即从温度表上读取温度数。
测定温度时应注意如下几点：（1）检查肛表水银柱是否已甩下来，半导体点温度计的指针是否指在零位。
（2）环境温度对动物体温的测定有一定的影响，一般环境温度应控制在18～28℃。
（3）测量温度时应连续测定2～3次，取平均值。
（4）插入直肠的深度取决于动物的大小，犬、猫、兔3.5~5cm，豚鼠3.5cm，大鼠、小鼠1.5~2.0cm。
为了使插入深度一致，可用胶皮管套在温度计上，作为“限止环”。
（5）每次测定时间要一致。
一般体温计放入直肠内固定时间为3分钟，而每天测定的时间也大致一样，如第一次在上午测定，以后均应在上午测定。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
动物实验检测频率及采样方法
动物实验检测频率及采样方法
1.目的
为了保证动物实验质量，提供安全科学的实验前动物信息，特对动物实验进行检测。
2.内容
2.1检测频率
2.1.1普通级动物：每三个月至少检测动物一次。
2.1.2 清洁级动物：每三个月至少检测动物一次。
2.1.3无特定病原体动物：每三个月至少检测动物一次。
2.1.4无菌动物：每年检测动物一次。
每2-4周检查一次动物的生活环境标本和粪便标本。
一般来说，一旦病原体入侵动物群体引起感染，初期分离病原体较容易，随后抗体的检出率上升，2-3个月后可因某些个体抗体水平的降低以及新出生的非感染个体的增加等原因，抗体检出率下降。
2.2采样方法可用随机抽样法或哨兵动物法。
2.2.1 随机抽样法采样时，宜在动物群中不同方位随机采取成年动物，选择至少4个不同的位置采集样品(例如四角和中央)。
2.2.2哨兵动物法将经过检测符合质量要求的同种系动物实验即哨兵动物放入群内，不时调换位置，饲养一定时间后解剖检查抗体或病原。
采样样品从采样点到检测实验室运输途中应保证动物的安全和避免污染。
一般来说，无论病原学或血清学检测，检测结果阳性者表示该群动物有该病原体感染的存在。
但作为疾病病原体的确定，还需要进一步分析。
如果检测结果阴性，一般来说可作为无此病原体存在的依据。
但检测结果亦受多种因素的影响。
如:取材数量、感染率的高低、取材频率、取材对象(动物年龄、疾病的早晚期等)、方法学的选择(病原学或血清学检测)、方法学的敏感性等，均与检测结果密切相关。
动物诊疗实验报告
一、实验目的1. 掌握动物诊疗的基本流程和技能。
2. 学会运用临床诊断学的方法对动物进行初步诊断。
3. 熟悉常用诊疗设备和药物的使用方法。
4. 提高动物诊疗实践能力。
二、实验内容1. 实验动物及材料实验动物：家兔1只，狗1只实验材料：诊疗箱、听诊器、血压计、注射器、针头、止血钳、手术剪、纱布、生理盐水、抗生素、消炎药等。
2. 实验步骤（1）家兔诊疗实验2.1 初步检查- 观察家兔的精神状态、外貌、步态等。
- 检查家兔的口腔、鼻腔、肛门等天然孔道是否有异常分泌物。
- 观察家兔的呼吸、心跳、脉搏等生命体征。
2.2 听诊- 使用听诊器听取家兔的心音、肺音等。
- 观察听诊结果，判断家兔是否存在心脏疾病、肺部疾病等。
2.3 血压测量- 使用血压计测量家兔的血压。
- 观察血压值，判断家兔是否存在高血压、低血压等问题。
2.4 诊疗操作- 若家兔出现体温升高、食欲减退等症状，可进行如下操作：- 使用注射器抽取适量生理盐水，进行静脉注射，以补充体液。
- 使用抗生素进行肌肉注射，以治疗感染性疾病。
- 使用消炎药进行口服，以缓解炎症。
（2）狗诊疗实验2.1 初步检查- 观察狗的精神状态、外貌、步态等。
- 检查狗的口腔、鼻腔、肛门等天然孔道是否有异常分泌物。
- 观察狗的呼吸、心跳、脉搏等生命体征。
2.2 听诊- 使用听诊器听取狗的心音、肺音等。
- 观察听诊结果，判断狗是否存在心脏疾病、肺部疾病等。
2.3 血压测量- 使用血压计测量狗的血压。
- 观察血压值，判断狗是否存在高血压、低血压等问题。
2.4 诊疗操作- 若狗出现体温升高、食欲减退等症状，可进行如下操作：- 使用注射器抽取适量生理盐水，进行静脉注射，以补充体液。
- 使用抗生素进行肌肉注射，以治疗感染性疾病。
- 使用消炎药进行口服，以缓解炎症。
三、实验结果家兔和狗在诊疗过程中均表现出一定的病状，如体温升高、食欲减退等。
经过临床诊断和诊疗操作后，病状得到一定程度的缓解。
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一、实验动物的抓取固定方法
（一）大、小鼠抓取固定方法
一、实验动物的抓取固定方法
小 鼠 固 定 盒 固 定
一、实验动物的抓取固定方法
大鼠固定盒固定
一、实验动物的抓取固定方法
(二)、豚鼠的抓取固定法
一、实验动物的抓取固定方法
(三)、家兔的抓取固定法
一、实验动物的抓取固定方法
(四)、犬的抓取固定法
1.0
0.87 0.52 0.42 0.28 0.16
1.14
1.0 0.6 0.48 0.34 0.18
1.88
1.65 1.0 0.81 0.56 0.304
2.3
2.05 1.23 1.0 0.68 0.371
3.6
3.0 1.76 1.44 1.0 0.531
6.25
5.55 2.30 2.70 1.88 1.0
三、实验动物给药途径和方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 可见皮肤表面鼓起一小皮丘。 （三）肌肉注射 （四）静脉注射 （五） 腹腔注射
三、实验动物给药途径和方法
（六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药 1．呼吸道给药 2．皮肤给药 3．脊髓腔内给药 4．小脑延髓池给药 5．脑内给药 6．直肠内给药 7．关节腔内给药
五、实验动物的麻醉
（一）动物的麻醉方法 1．全身麻醉 2．局部麻醉
常用麻醉剂的用法及剂量
麻醉剂 动 物 给药方法 静脉 腹腔 腹腔 静脉 腹腔 剂量 (mg/kg) 30 40-50 40-50 15-20 40 常用 浓度% 3 3 2 2 1 维持时间 2-4小时中途加上1/5 量，可维持1小时以 上，麻醉力强，易抑 制呼吸。 15-30分钟，麻醉力 强，宜缓慢注射。 3-4小时，诱导期不 明显 2-4小时，毒性小， 主要适用小动物的麻 醉。
小白鼠
大白鼠 豚鼠 兔 猫 蛙
最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头
1ml 9(钝头) 1ml 静脉切开针 3ml 静脉切开针 20ml 10号导尿管 20ml 10号导尿管 淋巴囊注射
最大注射量
四、实验动物用药量的确定及计算方法 （一）动物给药量的确定 在观察一个药物的作用时，应该 给动物多大的剂量是实验开始时应 确定的一个重要问题。剂量太小， 作用不明显，剂量太大，又可能引 起动物中毒致死，可以按下述方法 确定动物的给药剂量：
颜 色 被 毛 涂 擦 标 记 法
二、实验动物编号标记方法
（二）烙印法 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用 棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂 抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
二、实验动物编号标记方法
（三）号牌法 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大 动物可系于颈上。 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记， 只记录它们的外表和毛色即可。
(二) 常用的麻醉剂
1. 挥发性麻醉剂：氯仿、异氟烷
2．非挥发性麻醉剂：苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、水合氯醛 3．中药麻醉剂：氢溴酸、东莨菪碱
五、实验动物的麻醉
（三）麻醉的注意事项 1.动物麻醉前宜禁食。 2.麻醉剂的用量 3. 配制的药物浓度要适中，便于给药量。
4. 动物在麻醉期间提问容易下降，要采取保温措施。
人
狗 12kg 4.8 人 60kg 9.01
折算系数W
小白鼠20.2Kg 1.6
豚鼠 0.4Kg 1.6
家兔 1.5kg 2.7
B 种 动 物 或 成 人
大白鼠0.2Kg
豚鼠0.4Kg 家兔1.5kg 猫2.0kg 狗12kg 人60kg
0.7
0.61 0.37 0.30 0.21 0.11
二、实验动物编号标记方法
编号的原则是：先左后右，从上到下。一般 把涂在左前腿上的计为1号，左侧腹部计为2 号，左后腿为3号，头顶部计为4号，腰背部 为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰 部为8号，右后腿计为9号。若动物编号超过 10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色 的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种 颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号， 假使把红的记为十位数，黄色记为个位数， 那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号 鼠（见图示），其余类推。
四、实验动物用药量的确定及计算方法
7．确定动物给药剂量时，要考虑因 给药途径不同，所用剂量也不同， 以口服量为100时，灌肠量应为 100-200，皮下注射量30-50，肌 肉注射量为25-30，静脉注射量为 25。
动物与人体的每公斤体重剂量折算系数表
A 组 动 物 或 成
猫 2.0kg 3.2
四、实验动物用药量的确定及计算方法
4．确定剂量后，如第一次实验的作用不 明显，动物也没有中毒的表现（体重下 降、精神不振、活动减少或其他症状）， 可以加大剂量再次实验。如出现中毒现 象，作用也明显，则应降低剂量再次实 验。
四、实验动物用药量的确定及计算方法 在一般情况下，在适宜的剂量范围 内，药物的作用常随剂量的加大而 增强。所以有条件时，最好同时用 几个剂量作实验，以便迅速获得关 于药物作用的较完整的资料。如实 验结果出现剂量与作用强度之间毫 无规律时，则更应慎重分析。
二、实验动物编号标记方法
动物在实验前常常需要作适当的分 组，那么就要将其标记，使各组加 以区别。标记的方法很多，良好的 标记方法应满足标号清晰、耐久、 简便、适用的要求。 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、 烙印、号牌等方法。
二、实验动物编号标记方法
（一）颜料涂染 这种标记方法在实验室最常使用， 也很方便。使用的颜料一般有3-5% 苦味酸（黄），2%硝酸银（咖啡色） 溶液和0.5%中性品红（红色）等。 标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液， 在动物体的不同部位涂上斑点，以 示不同号码。
皮下注射
腹腔注射
静脉注射
小鼠的灌胃给药
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
注射途径 腹 腔 小鼠 0.2-1.0 大鼠 1-3 豚鼠 2-5 兔 5-10 狗 5-15
肌
静 皮
肉
脉 下
0.1-0.2
0.2-0.5 0.1-0.5
0.2-0.5
1-2 0.5-1.0
0.2-0.5
1-5 0.5-2
5.静脉注射必须缓慢。 6.控制麻醉浓度。
五、动物安乐死
（一）定义 安死术（euthanasia）是指公众认可的、以人 道主义的方法处死实验动物的过程，即达到没有 惊恐或焦虑而安静地、无痛苦地死亡。 （二）动物安乐死的方法 1.物理性安乐死方法。颈椎脱臼处死法、电 击。 2.化学性安乐死方法。过量麻醉处死法、二 氧化碳吸入处死法、异氟烷
戊巴比 妥钠
狗、兔
大小鼠、豚 鼠
狗、兔 大白鼠
硫喷妥钠
小白鼠
氯醛糖 兔 大白鼠 兔 乌拉坦
腹腔
静脉 腹腔 静脉
15-20
80-100 50 750-1000
1
2 2 30
大小鼠
蛙 蟾蜍
皮下或肌肉
淋巴囊注射 淋巴囊注射
800-1000
0.1ml/100g 1ml/100g
20
20-25 10
五、实验动物的麻醉
四、实验动物用药量的确定及计算方法
1．先用小鼠粗略地探索中毒剂 量或致死剂量，然后用小于中 毒量的剂量，或取致死量的若 干分之一为应用剂量，一般可 取1/10-1/5。
四、实验动物用药量的确定及计算方法
2．植物药粗制剂的剂量多按生药折 算。
3．化学药品可参考化学结构相似的 已知药物，特别是化学结构和作用 都相似的药物的剂量。
四、实验动物用药量的确定及计算方法
5．用大动物进行实验时，开始的剂 量可采用给鼠类剂量的十五分之 一～二分之一，以后可根据动物的 反应调整剂量。
四、实验动物用药量的确定及计算方法
6．确定动物给药剂量时，要考虑给 药动物的年龄大小和体质强弱。一 般说确定的给药剂量是指成年动物 的，如是幼小动物，剂量应减少。 如以狗为例：6个月以上的狗给药 量为1份时，3-6个月的给1/2份，4589日1/4份，20-44日的给1/8份，1019日的给1/16份。
第十二章 常用实验方法及检查方法
主要内容
一、实验动物的抓取、保定和标记 二、动物给药方法 三、动物检查方法 四、动物麻醉和安乐死方法
一、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损 害动物健康，不影响观察指标，并 防止被动物咬伤，保证实验顺利进 行。抓取固定动物的方法依实验内 容和动物类而定。
0.5-1.0
3-10 1-3
2-5
5-15 3-10
常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
动物名称 项 目 灌 胃 皮下注射 0.4ml 5(1/2) 1ml 6 1ml 6(1/2) 2ml 6(1/2) 20ml 7 肌肉注射 0.4ml 5(1/2) 0.4ml 6 0.5ml 6(1/2) 2ml 6(1/2) 2ml 7 1ml/只 腹腔注射 1ml 5(1/2) 2ml 6 4ml 7 5ml 7 5ml 7 静脉注射 0.8ml 4 4ml 5 5ml 5 10ml 6 10ml 6