动物实验操作的基本知识
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
第八篇 动物实验技术
2、按统计学方法测算的样本数
（1）配对试验动物数目的确定：
可用配对试验的t检验法，推倒试验所需动物数 目，欲达到显著水平α=0.05时，则样本的含量可 用下式确定：
n=[(t0.05sd)2]/d2 sd为前人试验或经验所得各组间差异的方差
d为要求达到所预期的差异显著时的均数差值
4、实验方法的选定
实验方法按学科可分为生理学方法、生物化学方 法、生物物理方法、免疫学方法等等；按性质可分为 形态学方法、机能学方法；按范围可分为整体综合方 法和局部分析方法；按水平可分为整体水平、器官水 平、细胞水平、分子水平、量子水平等等。 无论选择何种实验方法，均应保证以下几点： 1、可靠性，即切实可行，稳定可靠，是受大家公 认的方法，也称经典方法； 2、优越性，即指实验方法既具有先进的一面，又 便于与其它实验方法相互配合，故也称先进性和协同 性； 3、创造性，即实验方法的创新或改良。
（二）配对设计（paired design）
是将动物按某些特征或一定条件配成对，再 将每对中两个动物随机分配到两个不同处理组中。 配对的因素是影响试验效应的主要非处理因素， 如动物性别、体重，两组动物取得均衡进行实验，
以减少误差及动物间的个体差异。
（三）随机区组设计
是配对设计的扩大。将全部动物按体重、性 别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与 拟划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区 组中的每一只动物进行编号，利用随机数字法将
一、动物实验设计的基本原则
实验研究主要是通过对样本的研究而得出结论。
要将样本的结论外推到总体，必须尽量使样本能够
真实的代表总体。然而，实验动物的种系和个体差
异、实验环境差异、仪器的稳定性、药品的纯度、
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
动物实验基本知识
动物实验基本知识嘿，朋友们！今天咱来聊聊动物实验的那些基本知识，可别小瞧了这事儿，这里头的门道可多着呢！你想想看，动物实验就像是一场特殊的冒险。
动物们就像是勇敢的小战士，为了我们人类的科学进步在默默付出。
咱先说动物的选择吧。
那可不是随便抓一只就行的呀！就好比你要去参加比赛，不得选个适合项目的选手嘛。
不同的实验需要不同的动物，有的需要小白鼠，因为它们繁殖快、好养活；有的需要猴子，因为它们和我们人类在某些方面比较相似。
这就好像挑工具一样，得选对了才能干好活儿，对吧？然后就是实验环境啦。
这可不能马虎，得给动物们一个舒服的“家”。
温度、湿度都得合适，不能让它们冷着饿着呀。
这就跟咱人一样，住在一个舒服的房子里心情才好，才能更好地工作学习嘛。
要是把它们放在一个脏兮兮、乱糟糟的地方，它们能好好配合实验吗？那肯定不行呀！还有实验操作呢，这可得小心谨慎。
就像你小心翼翼地拼一个复杂的拼图，不能粗鲁地对待。
要温柔地对待这些小动物，尽量减少它们的痛苦。
毕竟它们也是有感觉的呀，它们也会疼会难受。
咱可不能没心没肺地折腾它们。
动物实验的过程中，观察也很重要。
得像个侦探一样，仔细地盯着动物们的一举一动，不放过任何一个小细节。
这可不是简单的事儿，得有耐心，还得有一双敏锐的眼睛。
不然怎么能发现那些隐藏的秘密呢？动物实验做完了，也不能就把动物们丢一边不管啦。
得好好照顾它们，让它们能恢复健康。
这也是我们的责任呀，不能利用完了就不管不顾了。
有人可能会说，那干嘛非要用动物做实验呀？不用不行吗？嘿，你还别说，有些时候还真不行。
很多新的药物、新的治疗方法，不先在动物身上试试，谁敢直接用到人身上呀？那不是太冒险了嘛！动物实验可以帮我们提前发现问题，让我们的医学进步更稳当。
所以说呀，动物实验可不是一件随随便便的事儿。
我们要认真对待，要尊重这些为我们付出的小动物们。
它们虽然不会说话，但它们的贡献可不小呢！我们得怀着感恩的心，好好利用动物实验带来的成果，让我们的生活变得更美好，让人类的健康得到更好的保障。
动物实验基础知识系列
动物实验基础知识系列之一：剂量换算关于剂量换算的问题最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。
这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。
但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。
下面我们分以下几点来探讨这个问题。
第一、等效剂量系数折算法换算第二、体表面积法换算第三、系数折算法与体表面积法的比较第四、系数折算法的相对误差第五、小孩与成人的剂量换算第六、少常用实验动物剂量间的换算第七、不同给药途径间的剂量换算第八、LD50与药效学剂量间的换算下面我来简单说一下这个问题。
我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。
有时有现成的，可直接用。
有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。
也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。
这样，我们就得进行换算。
这是我们今天要谈的这种方法。
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。
一般参考数据是LD50。
至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。
这个我们再另题讨论。
下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。
目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。
在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。
这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。
表如下所示：请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。
把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。
如：人的临床剂量为X mg/kg ,换算成大鼠的剂量：大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。
基本动物实验知识
当动物有病时，常表现为精神不振、行动迟缓、毛发蓬乱无光泽、鼻部皮肤干燥并流鼻水、眼有分泌物等。
1.大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
2.动物实验的常用方法有哪些？动物实验方法已成为医学科学研究和实验教学及相关学科研究中不可缺少的重要手段。
动物的实验方法是多种多样的，在医学的各个学科领域内都有其不同的应用，但基本的实验方法则是共同的，⑴如健康动物的识别、选择、抓取、固定、麻醉、动物分组、编号、脱毛、给药、采血、取尿、急救、处死、尸检等，不论从事何种课题的医学研究都涉及到这套实验动物基本操作方法。
⑵动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验。
还可进一步具体分为分子、亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。
按动物时间的长短则可分为急性实验和慢性实验。
⑶按学科的实验方法可分为生理学的动物实验方法，病理生理学的动物实验方法，药理学的动物实验方法，病理解剖学、组织学的动实验方法等。
3.实验动物的捉持与固定如何正确捉拿及固定大白鼠？以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，捉拿时最好带上防护手套，右手抓住鼠尾立即提起，放在易攀抓的粗糟面上，用左手拇指和食指抓住其两颊及后枕部皮肤，充分固定慎防咬伤，其余手指握住整个鼠体，注意握力不要太大，以免大鼠窒息死亡。
然后将其腹部向上，作腹腔麻醉，最后固定。
4．实验动物性别的鉴别？（1）如何鉴别小、大鼠的性别？根据外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离来判断这些动物新生仔的性别，一般间隔短的是雄性，外生殖器阴茎与阴蒂大，但是对此判别要有一定经验，成熟期雌性有阴道口，有膨起的阴囊和阴茎。
实验动物基本知识及基本操作
2.耳中央动脉采血
将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较 鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中 央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可 见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血 可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生 痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动 脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待 时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血 用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动 脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚， 血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。
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标记方法 ：
用棉签或毛笔沾一种颜料溶液，涂于动物体表 不同部位标记，顺序是：先左后右，从上到下， 从前到后。左前腿记为1号，左侧腹部记为2号， 左后腿记为3号；头部记为4号，腰部记为5号， 尾基部记为6号；右前腿记为7号，右侧腹部记 为8号，右下腿记为9号。空白处则记为10号。
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（四）常用给药方法 经消化道给药法
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3.心脏取血
将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处 注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项 有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防 止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应 将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动 以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。
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4.后肢胫部皮下静脉取血
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3. 肌肉注射 小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌 肉，注入药物。
4. 腹腔注射 左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持 注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下 向前推进3～5mm，然后使针头与皮肤呈45度角方向 穿入腹腔。针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻 推药物。
实验动物基本知识基本操作实验方法
实验动物基本知识基本操作实验方法实验动物是用于科学研究和药物安全性评估的动物，其主要作用是代表人类进行实验，以便了解和解决人类的健康问题。
在科学研究中，实验动物的使用是不可或缺的。
下面将介绍实验动物的基本知识、基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物的种类：常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等。
根据不同的实验目的和要求，选择适合的实验动物进行研究。
2.实验动物的特点：实验动物一般具有较短的生命周期、较快的繁殖速度、易于获取和饲养，并且在生理和生化方面与人类有较高的相似性。
3.实验动物的饲养条件：实验动物的饲养需要满足特定的环境要求，包括温度、湿度、光照、气流等。
此外，饲养动物还需要提供适宜的饮食、洁净的饮水和舒适的生活空间。
二、实验动物的基本操作1.动物的标识：为了对实验动物进行个体管理，在实验动物身上进行标记是必要的。
标记方式可以是耳标、尾标、皮肤刺纹等。
2.动物的饲养和管理：根据不同的实验需要，合理饲养和管理动物是确保实验结果准确性的重要环节。
饲养和管理包括动物饲料的配制、日常照料、观察动物行为以及健康状况等。
3.动物的采集：在进行实验前或实验过程中，需要采集动物的组织、细胞或体液样本。
采集方式可以是手术切除、穿刺、皮下或腹腔注射等。
三、实验动物的实验方法1.动物的体外实验：将动物的组织或细胞体外培养，通过加入试剂、观察细胞变化、测定生物活性等方式来研究其中一种生物学过程或药效。
2.动物的体内实验：将试验物质注射或服用给动物，观察动物的生理、生化或行为变化。
可以通过动物模型来模拟人类的疾病和药物反应。
3.动物实验设计：根据实验目的和要求，合理设计动物实验方案。
包括选择合适的实验动物、确定实验过程和方式，制定实验流程和时间表等。
总结：实验动物在科学研究和药物试验中起着重要的作用。
了解实验动物的基本知识、基本操作和实验方法，对开展科学研究、提高实验数据的可靠性具有重要意义。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
实验动物基础知识
四、常见实验动物传染病
2. 淋巴细胞性脉络丛脑膜炎 病原：由淋巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒（LCMV）引 起的人和多种动物共患的病毒性疾病。 临床表现：小鼠感染表现为大脑型、内脏型和迟发型 3种疾病：人类感染主要表现为流感样症状和脑膜炎。 流行病学特点：是一种人和多种动物共患的病毒性疾 病。含病毒的鼻分泌物可能引起呼吸道传播，随后病 毒在鼠群内传播，许多小鼠通过子宫和乳汁传给后代。 由此可见，若无意中引入一只淋巴细胞性脉络丛脑膜 炎隐性感染小鼠，一个鼠群即会很快被全部感染而成 为一群持续感染的带毒者。 诊断方法：病毒的分离与鉴定：取病死小鼠的肝组织 制成冰冻切片，采用免疫荧光试验检查肝组织中的淋 巴细胞性脉络丛脑膜炎病毒抗原。 血清学试验：多用补体结合试验、ELISA试验等检查， 其中后者效果更佳。
实验动物基础知识及 动物实验操作规程 黄厚才
实验动物中心
第一部分 实验动物基础知识
一、实验动物科学的基本概念 1.比较医学 比较医学是对动物与人类的建康和疾病状态进行类比研究 的科学。它是以实验动物为替身研究人类，通过建立人类 疾病的动物模型及模型系统，来研究：①人类相应疾病的 发生、发展规律和诊断、预防、治疗；②宿主抗体机制； ③临床变化；④药物、致癌物质、残留毒物的作用等变化 规律，从而最终战胜人类疾病。 2.实验动物标准化 实验动物标准化由实验动物生产条件的标准化、实验动物 质量的标准化、动物实验条件的标准化以及与之相适应的 饲养管理标准化和动物实验规范化几个部分组成。
四、常见实验动物传染病
1.鼠痘 病原：由鼠痘病毒（MPV）引起的实验小鼠的一种烈 性传染病，是危害实验小鼠最为严重的疾病之一。本 病多呈爆发性流行，致死率极高。 临床表现：四肢、尾和头部肿胀、溃烂、脚趾脱落， 故又称脱脚病。 流行病学特点：病毒可经皮肤伤口侵入机体，也可经 呼吸道和消化道传染。本病一年四季可发。 诊断方法：鼠痘临床上可分为3种病型：急性型，亚急 性型和慢性型。由本病的主要特征可以做出初步诊断。 确诊需进行病毒分离与鉴定。
大小鼠动物实验基础知识
子宫切除手术,将无菌取胎的仔鼠放在隔离器内无菌条件下进行饲养的动物.
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实验动物环境
• environment
温度
动物实验时最适宜的环境温度为：21℃-25℃,GB目前18-29℃. 影响动物的生殖机能、机体抵抗力、新陈代谢. 影响动物脏器重量,环境温度与动物脏器重量有显著的负相关. 影响动物的实验反应性.小鼠的心跳、呼吸数随着气温的升高而呈直线下降. 不适宜的环境温度可使实验动物处于应激状态,从而出现对化学物质的急性毒性反应改变 暴露在高温或低温环境下的动物,对其神经系统、内分泌系统以及各种酶活性的亢进或抑制等均有影响.
NIH活率高,雄性好斗,易打伤致残.免疫反应敏感性比XX鼠强, 是国际广泛通用的实验动物.主要用于药物毒理研究和生物制品检定.
ICR.又称SwissHanschka,CD-1,Ha/ICR.为美国培育的Swiss种小鼠,因美国癌症研究所〔InstituteofCancerResearch分送各 国饲养实验,各国称为ICR品种.白色,繁殖力强,适应性强,生长快速,实验重复性好.是国际通用的封闭群小鼠.广泛用于药 理、毒理、肿瘤、食品、生物制品的研究生产.
大小鼠动物实验基础知识
CONTENTS 1. 实验动物
2. 实验动物环境 3. 动物实验常用大小鼠 4. 动物实验技术
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实验动物
• Laboratory animal
实验动物定义
1. 实验动物是指经人工饲育,对其携带微生物实行控制,遗传背景明确或者来源清楚的用于科学研究、教学、生产、检定 以及其他科学实验的动物.
动物实验基础知识
2.
a. b. c. d. e.
屏障环境
空气必须经初、中、高效过滤器进入动物饲养室或实验室。 利用空调送风系统形成清洁走廊、动物饲养间、非清洁走廊、室外的静压差梯度，各 梯度差不低于20Pa。 空气、人流、物流均采用单向流通路线。 人流、物流分开，所有物品应采用严格灭菌控制。 空气洁净度为10000级。
3、 气流与风速
气流速度控制在0.1~0.2m/s，换气次数10~20次/小时 风速是除了温度、湿度以外与体热发散有关的环境因素。
1)
实验动物单位体重的体表面积比人大，气流对实验动物的影响也较大。
2)
3) 4)
气流速度过小，空气流通不良，有害气体浓度升高，散热困难，易造 成呼吸道疾病的传播。
气流速度过大，动物体表散热量增加，同样危及动物的健康，影响动 物实验结果。 合理的气流组织和风速能调节温度和湿度，有效降低室内粉尘和有害 气体，控制传染病的流行，有利于实验动物和工作人员的健康。
4、杂交一代动物（F1）
杂交一代动物（F1）：两个不同近交系杂交所生的第一代动物称为杂交一 代动物或F1代。 不是一个品系或品种，不具有育种能力，不能自群繁殖成与杂交F1代相 同基因型动物，需进一步交配得到F2出现遗传分离基因重组，个体间的 一致性也随之消失。
特点： a.个体间遗传均一：个体间遗传变异与近交系一样很小，其基因位点均 为杂合型（近交系为纯合型），因此能取得一致的实验结果。 b.表现双亲的显性性状 c.环境适应性强 d.具有杂种优势，如体质健壮、生长快、易于饲养管理、发育均匀、手 术后恢复快等优点。 小鼠F1代如： Nga：(C57BL/6×DBA/2)F1、LAF1：(C57BL/J×A/HJ)F1等。
3、突变系
突变系：育种过程中，出于单个基因的突变，或将某个基因导入， 或通 过多次回交“留种”，而建立一个同类突变品系（mutational strain）， 扩大数量，定向培育而成。可以以基因符号来表示基因型，或能保持特 定遗传性状的品系动物。 此类个体具有同样遗传缺陷或病态，如肥胖症、侏儒症、肌萎缩、白内 障、视网膜退化、无毛等等，现己培养成的自然具有某些病的 突变系有： 白血病鼠、糖尿病鼠、肿瘤鼠、贫血鼠、高血压鼠和裸鼠(无胸腺无毛) 等等，这些品系的动物对于研究相应疾病的防治具有很重要的价值。
动物实验基本操作技术手册
动物实验是一项敏感和复杂的工作，必须在合乎伦理的前提下进行，且需要遵循相关法规和指南。
以下是一个基本的动物实验操作技术手册大纲，但请注意，实施动物实验前，确保已经获得了合适的伦理批准和遵循当地法规。
1. 实验前准备：-获取伦理委员会的批准。
-确保实验室和设备符合标准。
-训练实验人员，确保其了解实验目的和操作流程。
2. 动物选择和养护：-选择适当的实验动物种类。
-确保动物的健康状况和遗传背景。
-提供适当的饲料、水和住房条件。
3. 实验设计：-制定明确的实验计划和协议。
-随机分组和安排实验。
-控制实验变量，确保结果的可靠性。
4. 麻醉和手术技术：-使用适当的麻醉剂和疼痛缓解措施。
-实施外科手术时，保持严格的无菌操作。
-确保手术室环境符合标准。
5. 实验操作和数据收集：-严格遵循实验方案的步骤。
-使用精确的测量工具。
-记录和存储实验数据。
6. 动物监测：-定期监测实验动物的生理指标。
-观察动物行为和外观。
-确保动物福祉和及时干预。
7. 实验结束和处理：-完成实验后，安全地结束动物的参与。
-对实验动物进行适当的处置或重返饲养环境。
-清理和消毒实验设备和环境。
8. 数据分析和报告：-使用统计工具对数据进行分析。
-撰写实验报告，详细描述实验设计、方法和结果。
-提交实验结果给相关的科研机构或期刊。
9. 废弃物处理：-安全处理动物实验产生的废弃物。
-符合相关环境法规，确保废弃物不对环境造成污染。
10. 纪录保存和档案管理：-确保实验记录和数据的安全存储。
-遵循机构和法规的档案保存要求。
11. 反馈和改进：-定期进行实验室审核和评估。
-根据实验结果和经验，改进实验设计和操作流程。
请注意，这只是一个基本的手册大纲，具体的操作流程和技术要求可能根据实验的具体内容和动物种类而有所不同。
在进行任何动物实验之前，请确保阅读并遵循相关法规和伦理指南，以确保实验的合法性和伦理性。
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动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
注意捆绑松紧度要适宜。
倘若此举不成，应用犬头钳夹住其颈部，将犬按倒在地，再绑其嘴（图3-6）。
头部固定：固定犬头需用一特制的狗头固定器，犬头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一个弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。
操作时先将犬舌拉出，把犬嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁闩横于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌骨上，把铁柄固定在犬头的铁柱上即可（图3-7）。
四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。
图3-1 Mouse的捉拿固定与腹腔注射图3-2 Rat的捉拿法图3-3 Cavy的捉拿与固定方法图3-4 Frog的捉拿固定图3-5 Rabbit的正确捉拿方法图3-6 捆绑犬嘴的方法及犬头钳图3-7 犬台与犬头固定器二、实验动物的麻醉(anesthesia)和给药途径（一）Anesthesia的方法和麻醉药的用量进行在体动物实验时，宜用清醒状态的动物，这样将更接近生理状态，有的实验则必须用清醒动物。
但是进行手术时或实验时为了消除疼痛或减少动物挣扎而影响实验结果，必须使用麻醉药。
Anesthesia动物时，应根据不同的实验要求和不同的动物选择麻醉药。
1．局部麻醉（local anesthesia）如以0.5～2%普鲁卡因(procaine)给兔颈部皮下作浸润麻醉，可进行局部手术。
2．全身麻醉（general anesthesia）（1）吸入麻醉（inhalation anesthesia）乙醚（ether）蘸在棉球上放入玻璃罩内，利用其挥发的性质，经呼吸道进入肺泡，对动物进行麻醉。
可用于各种动物。
适用于时间短的手术过程或实验，吸入后约15～20min开始发挥作用。
采用乙醚麻醉的优点是：anesthesia的深度易于掌握，比较安全，麻醉后苏醒快。
缺点是：需要专人管理。
在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用。
对于经验不足的操作者，用乙醚麻醉动物时容易因anesthesia过深而致动物死亡。
另外，乙醚易燃，易爆，对人亦有作用，使用时应避火，通风，注意安全。
（2）注射麻醉（injection anesthesia）巴比妥类：各种巴比妥类药物的吸收和代谢速度不同，其作用时间亦有长有短。
戊巴比妥钠（sodium pentobarbital）作用时间为2～4h，属中效巴比妥钠类，实验中最为常用。
常配成3～5%的水溶液，由静脉或腹腔给药。
硫喷妥钠（sodium thiopental）作用时间仅为15～30min，属短效或超短效巴比妥类，适用于较短时程的实验。
巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，anesthesia过深时，呼吸活动可完全停止。
故应注意防止给药过多过快。
对心血管系统也有复杂的影响，故这类药物用于研究心血管机能的实验动物麻醉，是不够理想的。
氯醛糖(chloralose)：本药溶解度小，常配成2%水溶液。
使用前需先在水浴锅中加热，使其溶解，但加热温度不宜过高，以免降低药效。
本药的安全度大，能导致持久的浅麻醉，对植物性神经中枢的机能无明显抑制作用，对痛觉的影响也极微，故特别适用于研究要求保留生理反射（如心血管反射）或研究神经系统反应的实验。
乌拉坦：又名氨基甲酸乙酯（urethane），与氯醛糖类似，可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。
乌拉坦对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药。
对猫和狗则奏效较慢，在大鼠和兔能诱发肿瘤，需长期存活的慢性实验动物最好不用它麻醉。
本药易溶于水，使用时配为10%～25%的溶液。
（二）动物给药途径1．灌胃法(intragastric injection，ig)（1）Mouse用左手固定mouse，使其头颈部充分伸直，但不宜抓得过紧，以免窒息。
右手拿起连有小鼠灌胃针的注射器，将针头小心自口角插入口腔，紧贴上腭入胃，注入药液（图3-8）。
操作时应避免灌胃针插入气管。
插入时遇有阻力应抽出再试，如错插入气管注药时可立即死亡。
注射量0.1～0.25ml/10g体重。
（2）Rat左手戴防护手套握住Rat头骨部，或压在鼠笼上固定，右手将连有注射器的灌胃针头从其口角插入口腔，继续用灌胃针压其头部，使口腔与食道呈一直线，再将针头沿咽后壁轻轻进入食道，这时如插入畅通，无阻力，可插得较深，插入后动物安静，呼吸无异常，可将药液注入。
应避免针头或导管插入气管。
灌胃量不超过2ml/只。
（3）Cavy一个人抓住Cavy头颈部和四肢，另一人将“含咀”放入Cavy口内旋转使舌压在其下，再将塑料管或导尿管插入,然后注入药物，因Cavy上腭部有牙齿，易阻止导管插入，应把Cavy头部与躯体拉直，便于导管避开阻碍而进入食道。
（4）Rabbit一般采用开口器和小儿导管或导尿管。
开口器是2×2×10cm的木片或竹片，呈纺棰形，于正中垂直开一6～8mm直经的圆孔制成。
灌胃时，将动物固定于竖立体位，将开口器放于动物的上，下腭齿之间，两端露出口角处，用绳将它固定或用手固定。
右手将导管由开口器的小圆孔，沿咽后慢慢进入食道插入胃中，为防止插入气管内，将导管外端插入盛水的小烧杯中，如随动物呼吸而有气泡冒出，表明插入气管应立即拔出插管；若不冒气泡，表明导管插入胃中，方可注入药液，注入完毕，以少量清水冲洗残留管内药液，再拔出导管。
2．皮下注射(subcutaneous injection，sc)（1）Frog或cavy淋巴囊注射法Frog的皮下有数个淋巴囊，注入药物易吸收。
一般以腹部淋巴囊作为给药途径，另外可注于颌下，胸或大腿等淋巴由于其皮肤薄，缺乏弹性，如果用注射器直接刺入拔针后药液易自注入孔流出，因此注射胸淋巴囊时，应从口角入口腔底部刺入肌层再返入皮下，针尖进入胸淋巴囊后进行注射（图3-9）；注射大腿淋巴囊时针尖从小腿皮肤刺入绕过膝关节进入大腿淋巴囊；注射腹淋巴囊时，针尖从胸淋巴囊刺入；进入腹淋巴囊注射或从Frog大腿上端刺入，经过大腿肌层入腹壁肌层再转入腹淋巴囊，然后注射药液。
注射量一般0.25～1.0ml/只。
（2）Mouse皮下注射通常在背部皮下注射，注射时以左手拇指和中指将mouse颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器，从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针头在皮下，此刻可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。
大批动物注射时，可将Mouse放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，Mouse自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，推注药液。
（3）Rat皮下注射注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮下，一次注射量为<1ml/100g。
（4）Cavy皮下注射部位可选用两肢内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。
通常在大腿内侧注射，针头与皮肤呈45度角的方向刺入皮下，确定针头在皮下推入药液，拔出针头后，拇指轻压注药部位片刻。
（5）Rabbit皮下注射法：参照mouse皮下注射法。
3．腹腔注射法(intraperitoneal injection, ip)（1）Mouse左手持鼠，将腹部朝上，右手持注射器，针头刺入方向可与腹部呈45°角，一般由左或右下腹部刺入，为避免刺伤内脏,可将头部放低，使脏器移向横膈之处，（勿刺破肝脏和膀胱）。
当针头刺入腹腔是时，有落空感即可给药（图3-10）。
（2）Rat，cavy，rabbit，猫等的腹腔注射皆可参照mouse腹腔注射法。
但应注意Rabbit 与猫在腹白线两侧注射时，离腹白线约1cm处进针。
图3-8 Mouse的灌胃方法图3-9 Frog淋巴囊注射图3-10 Mouse腹腔注射4．肌肉注射法(intramuscular injection，im)（1）Mouse、rat、cavy：一般因肌肉少，不作im，如需要时，可将动物固定后，一手拉直动物左或右侧后肢，将针头刺入后肢大腿外侧肌肉内，用5～7号针头，mouse一次注射量不超过0.1ml/只。
（2） Rabbit：固定动物，右手持注射器，令其与肌肉呈60°角一次刺入肌肉中，先抽回针栓，视无回血时，将药液注入，注射后轻按摩注射部位，帮助药液吸收。
5．静脉注射法(intravenous injection, iv)（1）Mouse，rat将mouse放入特制圆筒（或将鼠放在鼠笼内，使鼠尾从鼠笼网眼中拉出）尾部用45～50℃温水浸泡半min或用75%酒精棉（二甲苯）擦之，使血管扩张，并使表皮角质软化，可以看见三条静脉，选择其中较粗大静脉（一般选左，右两侧之静脉）用吸取好药的注射器针头（4～4½号针头）刺入，缓缓将药液注入（图3-11）。