鱼类生理学实验指导2013

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鱼类营养生理实验

鱼类营养生理实验

鱼类蛋白质利用率的测定
(三)克氏定氮法 采用克氏(Kjeldahl)定氮法测定样品含氮量。其方法如下: 1.原理 2H2SO4 C+O2 CO2 2SO2+2H2O+O2 2H2+O2 2H2O
NH2-CH2-COOH+3H2SO4 2NH3+H2SO4 2H2SO4+Se2 (NH4)2SO4+H2SeO3 3(NH4)2SeO3 (NH4)2SO4+2NaOH NH3+H2BO3
(5)计算。 样品含氮量(%)=(样品滴定值-空白滴定值)×c×n 1 000×VD V×100 m 样品粗蛋白含量(%)=样品含氮量×625 式中,c为标准酸液的物质的量浓度(mol/L); n为氮原子的摩尔质量(14); VD为样品消化后定容体积(mL); V为用于测定的消化液体积(mL); m为样品质量(g)。
(二)14C标记粗纤维的提取 称取20 g 14C标记的凤眼莲干粉置于3 000 mL大烧杯中,加入2 000 mL 125 mL/L H2SO4,加热煮沸,同时加入数滴辛醇溶液,以防止气泡过多,并 注意水分蒸发。不断用滴管加入沸水,使烧杯内溶液保持在2 000 mL左右。持续沸 腾30 min后趁热倒入布氏漏斗中抽滤。抽滤毕,用沸水洗2~3次,每次用水约40 0~800 mL。洗至滤渣不呈酸性为止。再用2 000 mL 125 g/L NaOH 溶液把漏斗内的滤渣洗回原大烧杯中,并依法进行碱处理。碱处理后,滤渣用沸水洗至不 呈碱性;用煮沸的125 mL/L H2SO4 400 mL分为2~3次洗滤渣,以除 去溶于酸中的某些金属沉淀,接着用沸水分数次洗去残余硫酸直至不呈酸性为止。最后, 用100 mL 950 mL/L乙醇洗滤渣,再用200 mL乙醚分两次滤洗,所得的滤 渣就是粗纤维,将它置于105 ℃烘箱中烘干备用。 提取的粗纤维的抽样用常规生化分析方法试验,证实与粗纤维共存于凤眼莲植物体中的蛋 白质、脂肪、糖类等物质均已清除。

鱼类学实验指导(水产养殖、生物科学)

鱼类学实验指导(水产养殖、生物科学)

鱼类学实验指导(⽔产养殖、⽣物科学)“鱼类学”实验指导课程编号:12414220 专业:⽔产养殖、⽣物科学学时:33学时指导教师:龚⼩玲第⼀部分鱼类形态实验⼀鳞⽚、⾊素细胞鳍条的观察(3学时)实验⽬的:掌握鱼类不同的鳞⽚形式、鳞⽚的分区、鳞⽚上年轮的识别,⾊素细胞的分布、种类、形状,鱼类不同类型鳍条的形态,为鱼类学的进⼀步学习打下基础。

实验原理:鱼类的年轮的形成是有⼀定的规律,年轮有识别的标识,鳍条的硬棘、软条、假棘的形态结构是完全不同的。

实验对象:路⽒双髻鲨、鲫鱼、鲈鱼、鲥鱼、鳕鱼的鳞⽚;⾦鱼的⾊素细胞,鲫鱼的软条、假棘,⼩黄鱼的硬棘实验药品与器材⽢油溶液、NaOH溶液、解剖盘、解剖⼑、剪⼑、镊⼦、玻⽚、透明胶、解剖镜、显微镜、烧杯、培养⽫观察的主要内容:⼀鳞⽚1.盾鳞: 由表⽪真⽪发⽣(路⽒双髻鲨)鳞棘(露在⽪肤外的部分): 棘突棱突髓腔通孔基板(插⼊⽪肤部分)2.硬鳞: 由真⽪发⽣(软⾻硬鳞类硬⾻硬鳞类)3.⾻鳞: 由真⽪发⽣基本结构: 基区(前区) 顶区(后区) 上侧区下侧区鳞焦鳞嵴鳞沟年轮分类: 按栉刺的有⽆分圆鳞: 鲫(鳞焦偏顶区) 鳞嵴⼏呈同⼼圆排列鳞沟放射状(初级次级)鲥(鳞焦偏顶区) 鳞焦偏顶区鳞沟与鳞嵴波状(⼏乎平⾏)鳕(鳞焦偏顶区) 鳞焦偏基区鳞嵴呈⼩枕状鳞沟放射状(初级次级) 栉鳞: 鲈鱼顶区有栉刺其它同鲫鱼⼆⾊素细胞取活体⾦鱼彩⾊鳞⽚,放在载波⽚上,盖上盖玻⽚,在显微镜下观察⾊素细胞的种类、形状等。

⿊⾊素细胞(活体放射状可变形死后颗粒状)黄⾊素细胞(连成细胞)反光体三鳍条硬棘: 不分⽀不分节假棘: 不分⽀分节软条: 分⽀分节注意:显微镜观察盾鳞、栉鳞的栉刺、鳕鱼鳞⽚、⾊素细胞,其它使⽤解剖镜作业:1.画出鲫鱼、鲈鱼、路⽒双髻鲨鳞⽚的⽰意图(注意各部分的⽐例),并标出各结构的名称2.画出硬棘、软条、假棘的⽰意图实验⼆~四鲫鱼、⼩黄鱼、鲳鱼的形态⽐较解剖(9学时)实验⽬的鲫鱼、⼩黄鱼、鲳鱼⽣活环境、⽣活⽅式、分类地位存在差异,对三者形态结构进⾏⽐较解剖,从⽽掌握它们形态结构的差异性及形态结构与功能的统⼀性。

鱼类营养生理实验

鱼类营养生理实验

(1)样品的消化。 将小纸筒放入称瓶中,加入约05 g试样,然后置105 ℃烘箱中烘至恒温, 冷却并称重后,用长镊子夹住纸筒底部突起处,斜向上插入到克氏烧瓶底部, 然后连烧瓶一起倒转直立,试样即无损失地倾入瓶底,然后小心取出纸筒,放 回称瓶中,称重,计算试样重量。接着,在烧瓶中加入6 mL 5g/L硒- 硫酸混合液,轻轻转动烧瓶,使试样全被酸湿润,再加入4 mL 300 mL /L过氧化氢(最好分几次加入,以防止反应过于剧烈,将试样渍出。操作应 在通风橱中进行)。在剧烈反应停止后,投入数粒玻璃珠,置电炉上加热煮沸, 直至溶液澄清(无色或只呈微黄色,约需20~30 min,一般不超过1 h)。 冷却后,用无氨蒸馏水定容至100 mL,每种样品需同时做2~3个平行测 定。另取2个克氏烧瓶,不放样品,而分别加6 mL硒-硫酸混合液和4 m L过氧化氢作为空白,往后的处理方法与样品相同。
(三)草鱼对粗纤维消化利用的测定 将提取的14C粗纤维干粉与普通面粉按7∶3的比例加水并加热混合调匀,制成各种大 小的颗粒饵料,烘干备用。对照组的颗粒饵料采用14C标记的凤眼莲干粉和面粉依同法 制成。 试验用的草鱼可用大、中、小三种规格。大鱼组体长120~150 mm,体重35~8 0 g;中鱼组体长90~115 mm,体重16~26 g;小鱼组体长70~90 mm, 体重6~15 g。草鱼驯养约10 d,以3~5尾为一组,按体重1%的投饵量投给标记 颗粒饵料。第一批试验,投饵1次,24 h后测定消化吸收率;第二批试验,每天投饵1 次,连续2 d,然后测定消化吸收率;第三批试验,每天投饵1次,连续3 d,然后测定 消化吸收率;第四批试验,减少投饵量,只按体重的03%投给,24 h后测定消化吸 收率。对照组鱼的大小、投饵量和试验次数均和中鱼组相同。试验期间水温变幅为13 5~22 ℃。取样测定的草鱼经充分流水冲洗后,吸干体表水分,测量体长和体重,刮 取鳞片,用已知重量的滤纸吸取新鲜血液样品。然后解剖,将肌肉、骨骼、肠、鳃、肝胰 脏、肾脏、前肠含物、后肠含物等分离并分别置于培养皿中,在80~100 ℃烘箱中 经6 h烘干,研磨成粉状。各取50 mg(各器官一般有2个平行样品,不足50 mg的样 品则全部一次测定)置于闪烁瓶内,加05 mL闪烁液,充分摇匀,用液体闪烁测定 仪测定放射性活度(以每分钟的脉冲数cpm或c/min:counts per minute)或以每秒衰变 次数Bq表示cpm(c/min)是不规范的单位,但在某些实验中仍在应用,此书暂保留。 cpm÷E%(通常为60%,指仪器效率)=dpm(一个核衰变数);dpm÷60=dps; 1 dps=1 Bq。。同时,吸取草鱼取食标记颗粒饵料后排出的粪便,烘干磨碎,测定其 放射性活度。

鱼类生理学实验内容

鱼类生理学实验内容

实验一坐骨神经—腓肠肌标本制备 (1)实验3刺激强度对骨骼肌收缩的影响(选修) (3)实验二骨骼肌单收缩复合收缩和强直收缩 (4)实验三蛙心起搏点 (6)实验四蛙心灌流 (7)实验五脊髓反射 (9)实验六红细胞与白细胞的计数 (11)实验七血涂片制作和白细胞分类计数 (13)实验八红细胞渗透脆性的测定——浓度梯度法 (16)实验八鱼类血液指标的综合分析与差异比较 (17)实验一坐骨神经—腓肠肌标本制备(必修)[目的与原理]掌握机能学实验的基本组织分离技术;掌握蟾蜍坐骨神经-腓肠肌标本制备的基本操作方法。

蟾蜍等两栖类动物的某些基本生命活动和生理功能与温血动物相似,其离体组织的实验条件较简单且易于控制,在机能实验中常用蛙或蟾蜍坐骨神经-腓肠肌标本观察神经、肌肉兴奋性、刺激与反应的关系及肌肉收缩等某些基本特性或活动规律。

[实验对象]蟾蜍或蛙。

[试剂与器材]任氏液、蛙板、玻璃板、粗剪刀、手术剪、镊子、金属探针、玻璃钩针、蛙钉、滴管、培养皿、锌铜弓、烧杯。

[实验步骤]1、破坏脑脊髓:(1)取蟾蜍一只,用自来水冲洗干净。

左手握住蟾蜍,用食指按其头部使之略向前屈,拇指按住其背部,其余三指则握住蟾蜍的四肢和腹部,其手法如图1-7-1A。

(2)用右手持金属探针,在头颅后缘,自枕骨大孔与脊椎管之间刺入椎管,先左右摆动,离断脊髓;再向前插入颅腔,向左右摆动数次,捣毁全部脑组织,如探针确已插入颅腔,则向各方向摆动时,即有触及颅骨的感觉。

(3)将探针撤回至枕骨大孔,但不拔出皮肤,直接向后插入脊椎管,直达骶部,轻轻转动探针,以破坏脊髓。

如探针确已在脊椎管中,则不能左右摆动,探针不得穿透脊椎管,以免损伤内脏。

最后拔出探针,用小棉球堵塞创口以止血。

脑脊髓破坏完全后,蟾蜍将失去一切反射活动,全身肌肉软瘫。

如动物仍有反射动作,表示破坏不彻底,必须重新破坏。

2、去皮和制作下肢标本:图1-7-1破坏蟾蜍脑脊髓及剥去皮肤(1)左手握住蟾蜍的脊柱,用粗剪刀在前肢腋窝处,将脊柱横断,并沿脊柱两侧避开坐骨神经剪开腹壁,此时头、躯干上部及内脏全部下垂,剪除头、全部躯干及内脏组织,剪去肛周皮肤,留下脊柱和后肢(图1-7-1B、C)。

《鱼类学实验》课程教学大纲

《鱼类学实验》课程教学大纲

《鱼类学实验》课程教学大纲一、课程基本信息1.课程编号:132D10C2.课程类别:专业教育平台课3.课程性质:专业课4.学时/学分:学时34/学分15.先修课程:动物学6.适用专业:海洋资源与环境7.课程负责人:二、课程目标及学生应达到的能力1.课程简介鱼类学实验主要学习鱼类的形态测量与内部解剖、鱼类的分类鉴定、鱼类胚胎及仔稚幼鱼发育观察、鱼类年龄鉴定及生长测定、鱼类繁殖力测定等方面。

学生学好本课程,有助于渔业资源评估与管理、水产动物增养殖学、名特水产养殖技术等后续课程的学习及从事鱼类科学相关研究。

2.课程目标知识目标:(目标1)掌握鱼类的基本形态,掌握鱼类各器官的主要构造和发育过程;掌握鱼类生态学基本知识和常用的研究方法;掌握常见鱼类、特别是经济鱼类的分类地位及分类特征。

能够通过鱼类资源反应海洋环境与资源的问题。

能力目标:(目标2)熟练掌握鱼类的解剖方法和实验技能;要求通过实验了解和掌握鱼类学的基础知识,包括鱼类的基本形态,鱼类各器官的主要构造,鱼类分类的基本原理和方法。

通过鱼类学基本知识和常用的研究方法对海洋环境资源问题进行识别和有效分解。

素质目标:(目标3)掌握相关实验操作技术,为从事海洋资源与环境的相关研究奠定基础。

3.课程目标与毕业要求的对应关系及权重毕业要求毕业要求指标点课程目标课程权重2.基础知识2.1能运用恰当的生物、化学、数学等基础知识及专业基础知识表述海洋环境与资源的问题;目标1:掌握鱼类的基本形态,掌握鱼类各器官的主要构造和发育过程;掌握鱼类生态学基本知识和常用的研究方法;掌握常见鱼类、特别是经济鱼类的分类地位及分类特征。

能够通过鱼类资源反应海洋环境与资源的问题。

0.43.问题分析3.1:能够应用数学、生物学的基本概念、原理和海洋环境与资源的专业知识对复杂环境资源问题进行识别和有效分解。

目标2:熟练掌握鱼类的解剖方法和实验技能;要求通过实验了解和掌握鱼类学的基础知识,包括鱼类的基本形态,鱼类各器官的主要构造,鱼类分类的基本原理和方法。

水产动物生理学实验指导

水产动物生理学实验指导

水产动物生理学实验指导目录第一部分水产动物生理学实验概述一、水产动物生理学实验的目的、任务与要求二、水产动物生理学实验报告的写作第二部分基本生理实验操作第一节组织、器官的机能实验实验1 生理学常用仪器使用方法介绍实验2 坐骨神经—腓肠肌标本的制备实验3 刺激强度对骨骼肌收缩的影响实验4 刺激频率对骨骼肌收缩的影响实验5 蛙心起博点实验6 期前收缩与代偿间歇实验7 蛙心灌流实验8 鱼类心脏灌流实验9 离体小肠平滑肌的生理特性实验10 反射中枢活动的某些基本特征及反射弧分析第二节血液组成成分及其性质的分析、血清中部分物质含量的测定实验11 红细胞与白细胞计数实验12 血红蛋白含量测定实验13 血涂片制作与白细胞分类计数实验14 红细胞沉降率的测定实验15 红细胞比容的测定实验16 红细胞渗透脆性的测定—浓度梯度法实验17 蛋白质含量的测定I—双缩脲法实验18 血清γ—球蛋白的分析测定—盐析法实验19 血清白蛋白和球蛋白的分析测定—盐析法实验20 醋酸纤维素薄膜电泳分离血清蛋白实验21 聚丙烯酰胺凝胶盘状电泳分离血清蛋白实验22 糖含量的测定II—邻甲苯胺法实验23 总脂的测定—香草醛法实验24 胆固醇的测定—邻苯二甲醛法实验25 血清尿素氮的测定第三节酶活力的分析测定实验26 过氧化氢酶活力的测定实验27 酸性磷酸酶活力的测定实验28 硷性磷酸酶活力的测定实验29 谷丙转氨酶(GPT)活力的测定实验30 蛋白酶活力的测定实验31 淀粉酶活力的测定实验32 脂肪酶活力的测定第四节营养、消化、吸收与代谢机能实验实验33 耗氧率的测定实验34 氨氮排泄率的测定第三部分研究设计型实验第一节疾病对水产动物机能影响的研究实验参考选题1、中国对虾(或南美白对虾)红腿病的发病机制的分析研究2、中国对虾黑鳃病几项生理、生化、免疫指标变化的分析研究3、鲤肠炎病几项生理、生化、免疫指标变化的分析研究4、草鱼出血病几项生理,生化,免疫指标变化的分析研究5、寡糖类免疫增效剂对提高中国对虾抗病力的影响及其作用机制6、微生态制剂对提高鲤抗病能力的影响及其作用机制7、抗生素对鲤免疫机能影响及其作用机制第二节环境因子对水产动物机能影响的研究实验参考选题1、温度对鲤(或牙鲆)生长、消化、代谢、消化酶活力及免疫力的影响2、低温条件下鲤、鲫、鲢、鳙抗寒力的比较研究3、氨氮、硝态氮、亚硝态氮对鲤抗病力影响的研究4、农药对南美白对虾几项生理、生化、免疫指标的影响5、水质净化剂对提高中国对虾免疫力的影响及其作用机制第三节营养和非营养因素对水产动物生长和物质利用影响的研究实验参考选题1、饥饿对美国红鱼的消化、代谢机能的影响2、不同脂肪源对牙鲆生长和代谢的影响3、美国红鱼的营养需求量的研究4、微生态制剂饲料添加剂对促进鲤生长的影响及其作用机制附录常用试剂配制第一部分水产动物生理学实验概述一、水产动物生理学实验的目的、任务与要求(一)生理实验课的目的和任务水产动物生理学实验是水产动物生理学的配套课程,也是水产养殖专业的专业基础课,更是主要实践环节之一。

发育生物学实验(鱼类)

发育生物学实验(鱼类)

TE溶液 : Tris-HCl 10mM (pH:8.0) EDTA.Na2 1mM (pH:8.0) 作用: 提供略碱的pH值,保证DNA溶于水相。 在酸性条件下,DNA分配于有机相。 8-羟基喹啉: 0.1% 黄色 酚相指示剂、抗氧化剂
作用: 去除蛋白等杂质。酚对蛋白有强烈的变性作用,用酚和氯 仿抽提样品,可以使样品中的蛋白质变性沉淀,可通过离心去除。 为防止其对后续实验的影响,一般再用氯仿抽提去除残留的酚。
操作注意事项: 1、离心时离心机内样品平衡后对称放置 2、注意30ul、50ul加样体积准确。
加样器使用提示: (1)吸头的安装要紧密。 (2)打到第一挡,将吸头插入液面下适 当深度(3)缓慢松开拇指,吸取液体。拇指完全放开后,吸头在 液面下停留一下(约半秒钟)(4)将外壁液体用容器口引流回容 器。吸头内的体积应大致正确。(5)贴目的容器内壁,将液体匀 速打到目的容器内,加样器推到第二挡。观察吸头内液体是否完全 打出。
而研究的起点就是要获得纯度高-不含蛋白质、糖类、 酚、氯仿等污染;得率好-以便有足够量用于分析;基 因组相对完整--断裂的基因组以便实验目的
掌握鱼类组织模板DNA的提取技术。 学习DNA琼脂糖凝胶电泳的原理和技术。 三、实验材料 鱼类组织

SDS裂解 蛋白酶K消化
酚氯仿抽提
琼脂糖电泳 PCR
乙醇沉淀
DNA提取步骤图解
二、各种试剂的作用
1、NE 溶液:
N: NaCl 50mM E: EDTA.Na2 25mM (PH:8.0) 作用: 金属离子螯合剂,抑制DNase的活性
(螯合DNase发挥活性所需的2价阳离子)。
2、SDS :十二烷基硫酸钠 终浓度0.5%
实验内容 实验一 实验二 实验三 实验四 实验五 基因组DNA的提取

鱼类生理学大纲

鱼类生理学大纲

鱼类生理学大纲《鱼类生理学》实验教学大纲课程名称:鱼类生理学课程英文名称:Fish Physiology 课程代码: 总学时:60 课程总学分:3 课程类型:专业基础课课程性质:非独立设课适用专业:水产养殖考核方式:实验成绩占总成绩的20%。

实验(实习)教材:无••••主要参考书:实验(实习)项目:实验(实习)项目及学时分配计划序号实验项目实验类型开出要求学时实验一生理学实验及常用仪器介1 2 验证必开绍、兴奋与兴奋性的观察及分析实验二骨骼肌的单收缩、复合收缩与必开 2 2 验证强直收缩实验三神经干动作电位观察及神经纤必开 3 2 验证维兴奋传导速度的测定实验四鱼类血细胞计数和血红蛋白必开 4 2 验证的测定;实验五蛙心起搏点观察,期前收缩与 5 2 验证必开代偿间歇6 实验六蛙心灌流及心血管活动的调节 3 验证必开7 实验七影响尿液生成的因素 3 综合必开合计 16实验类型:在演示实验、验证实验、综合实验、设计实验中选择实验一生理学实验及常用仪器介绍、兴奋与兴奋性的观察及分析一、实验学时:2学时二、实验类型:(验证实验)三、实验目的:通过生理学实验及常用仪器介绍、了解生理学实验的基本任务、内容和方法,理解生理学既是一门理论科学、又是一门实验科学的重要意义。

要求严格遵守实验课的程序、规则以及每个实验的具体操作方法和要求。

初步熟悉和掌握常用实验仪器的使用方法和注意事项。

通过对组织兴奋和兴奋性的实验观察,加深对兴奋与兴奋性概念的理解。

四、实验内容:1、按要求制备蟾蜍或蛙坐骨神经——腓肠肌标本操作顺序为:洗蛙、杀蛙、去头、胸腹内脏、剥皮(洗手及剪刀和杀蛙针),去尾骨,分离椎板及两腿,游离坐骨神经及腓肠肌,离断股骨及小腿,完成坐骨神经——腓肠肌标本(一般在30分钟内完成)。

将制备完好的标本置于任氐液中备用。

2、连接及检查仪器线路,将仪器各旋钮的位置置于零位。

固定标本于标本台,准备实验。

3、用适当的刺激参数,分别刺激标本的神经部分和肌肉,观察和记录肌肉的收缩曲线。

鱼类生理学实验指导

鱼类生理学实验指导

鱼类生理学实验指导实验一、坐骨神经-腓肠肌标本制备目的学习生理学实验基本的组织分离技术;学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法;了解刺激的种类。

原理蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似,若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中,其兴奋性在几个小时内可保持不变。

若给神经或肌肉一次适宜刺激,可在神经和肌肉上产生一个动作电位,肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次,表明神经和肌肉产生了一次兴奋。

在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性;刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等,制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。

实验动物与用品蟾蜍或蛙、任氏液、食盐、1% H2SO4滤纸、普通剪刀、手术剪、眼科镊(或尖头无齿镊)、金属探针(解剖针)、玻璃分针、蛙板(或玻璃板)、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓(或电子刺激器)、酒精灯。

实验步骤与项目破坏脑、脊髓取蟾蜍一只,用自来水冲洗干净(勿用手搓)。

左手握住蟾蜍,使其背部向上,用大拇指或食指使头前俯(以头颅后缘稍稍拱起为宜)。

右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管(图)。

然后将探针改向前刺入颅腔内,左右搅动探针2~3次,捣毁脑组织。

如果探针在颅腔内,应有碰及颅底骨的感觉。

再将探针退回至枕骨大孔,使针尖转向尾端,捻动探针使其刺入椎管,捣毁脊髓。

此时应注意将脊柱保持平直。

针进入椎管的感觉是,进针时有一定的阻力,而且随着进针蟾蜍出现下肢僵直或尿失禁现象。

若脑和脊髓破坏完全,蟾蜍下颌呼吸运动消失,四肢完全松软,失去一切反射活动。

此时可将探针反向捻动,退出椎管。

如蟾蜍仍有反射活动,表示脑和脊髓破坏不彻底,应重新破坏。

2.剪除躯干上部、皮肤及内脏用左手捏住蟾蜍的脊柱,右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断,然后左手握住蟾蜍的后肢,紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去(注意避开坐骨神经),并剪去肛门周围的皮肤,留下脊柱和后肢。

鱼类生理学

鱼类生理学

鱼类生理学一一·鱼类生理学定义:研究健康鱼类功能活动规律的学科功能:是生物体及其各个部分所表现出的生命现象二·鱼类学研究层次:整体和环境、器官和系统水平、细胞水平和分子水平方法:离体器官:离体器官→模拟在体条件→刺激1·急性实验:活体解剖:麻醉或破坏大脑→暴露器官→刺激优点:直观、操作简单、条件易控制以完整、健康动物为研究对象,在无菌、麻醉条件下进行手术,待2·慢性实验:动物清醒和恢复健康后进行实验优点:充分反映器官在体内的正常规律。

1·新陈代谢:物质交换、能量转移、自我更新2·兴奋性:活细胞对刺激发生反应的能力(兴奋或抑制)三·生命活动的基本特征 3·刺激:能引起机体发生反应的环境变化4·生殖:个体生长发育到一定阶段后,产生与自己相似的子代个体的功能四·稳态的定义:内环境化学成分和生理特征相对稳定的现象1·保持新城代谢正常进行意义: 2·维持细胞的正常兴奋性3·使机体适应外环境的剧烈变化五·内环境:由细胞外液构成的液体环境六·神经调节:通过神经系统的活动对机体的机能的调节方式:为反射:在中枢神经系统参与下,机能对内外环境变化产生的适应性反应特点:迅速、精确、短暂七·神经调节的结构基础---反射弧感受器-传入神经-神经中枢-传出神经-效应器八·体液调节:由某一器官或组成分泌的化学物质(主要是激素),通过血液循环运输到另一器官,调节其功能活动的过程特点:缓慢、持久、弥散九·反馈的概念:由受控制部分发出的返回信息对控制部分的作用负反馈:反馈信息抑制或减弱控制部分活动,使系统保持稳态,是可逆的正反馈:反馈信息促进和加强控制部分活动,使系统处于再生状态,不可逆过程二一·血液的机能1·营养功能2·运输功能(一)血液的机能: 3·维持内环境稳定4·参与体液调节5·防御和保护功能二·血浆渗透压:1·晶体渗透压:由无机离子和小分子晶体构成,维持血细胞内外水的分布2·胶体渗透压:出血浆蛋白(主要是白蛋白构成)维持血管内外水的分布三·等渗溶液:与血浆渗透压相等的溶液,主要有0.9% Nacl和5%GS四·NaHCO3与Na2CO3的比例为20:1血液中NaHCO3的含量称碱储三一·溶血:RBC膜破裂释放出血红蛋白的现象二·红细胞的生理功能:1·运输O2和CO22·缓冲血液酸碱物质生成调节:体液性调节,受雄激素(促肾上腺皮质激素、糖皮质激素、促甲状腺激素、甲状腺素)刺激RBC 生长发育,增加骨骼肌肌力。

鱼类生理学实验

鱼类生理学实验

鱼类生理学实验鱼类生理学实验是一种以观察、记录和探究鱼类生理活动为主要目的的科学实验。

在这个实验中,通过分析和记录鱼类的各种生理参数来研究鱼类的生理机能和生存环境,为人类保护和利用鱼类资源提供科学依据,对青少年进行科学教育也大有益处。

本文将为大家介绍一下鱼类生理学实验的步骤。

第一步:实验前准备在进行鱼类生理学实验之前,需要准备必要的实验设备和工具,例如水槽、溶氧计、温度计、酸碱度计等,以及实验所需要的鱼类。

同时,还应当选择合适的实验环境和时间,确保实验的科学性和有效性。

第二步:实验设计在实验前,应当做好实验设计和实验方案。

包括确定实验所需参数、测量方法和实验流程等,以及实验过程中可能出现的问题和解决方案。

特别要注意实验过程中鱼类的健康状况和安全,尽量减少实验对鱼类的伤害和不适。

第三步:实验操作在进行实验操作时,需要认真按照实验方案和操作流程进行,同时密切观察实验结果和变化,及时纠正实验中出现的偏差。

例如,在测量鱼类心跳频率时,需注意测量频率和时间间隔,排除外界干扰,确保测量结果准确可靠。

第四步:实验结果分析在实验操作结束后,需要对实验结果进行仔细的分析和归纳,将鱼类的生理参数和实验数据进行比较和分析,研究鱼类的生理机能和环境适应性等问题。

同时,需要对实验结果加以解释和说明,以便更好地理解和应用实验成果。

总结:鱼类生理学实验是一种富有启发性和具有科学价值的实验,并有助于青少年的科学教育和环保意识的提高。

在实验过程中,需要注重实验的科学性、准确性和安全性;并认真分析和解释实验结果,提高实验成果的应用价值。

鱼类学实验指导

鱼类学实验指导

武汉工业学院实验指导(2012-2013学年第一学期)实验一:鱼体外部形态测量一、实验目的:熟悉鱼类的体形和身体外部器官的位置和形态;掌握鱼类外部器官的名称、位置、形态和特点;掌握外形的测量方法。

二、实验材料和工具:鲫、解剖盘、解剖刀、直尺、镊子三、实验内容:凡10m以下标本均以mm,10m以上者以cm为计量单位1. 观察性状:头部,躯干部,尾部,吻部,颊部,眼后头部,下颌联合,颐部,峡部,喉部,眼间隔2. 测量鲫的头尾轴,背腹轴和左右轴的长度并说明其体形3. 可测量性状:全长,体长,体高,头长,吻长,尾柄长,尾柄高,眼径,眼间距,眼后头长。

四、作业1.绘出鲫鱼体轴,并用表格列出体轴的测量值。

2.画出鲫鱼的外观图,在图上标出鲫鱼的全长,体长,体高,头长,吻长,尾柄长,尾柄高,眼径,眼间距,眼后头长的位置,并用表格列出上述测量的数据。

附鱼类各部分名称1吻部:头部最前缘到眼前缘。

2眼后头部:眼的后缘到鳃盖骨后缘或最后一鳃裂。

3眼间隔:两眼间最短距离。

4颊部:眼的后下方到前鳃盖骨后缘。

5喉部:两鳃盖间的腹面部分。

6下颌联合:下颌左右两齿骨在前方汇合处。

7颏部(颐部):紧接下颌联合的后方。

8峡部:颏部后方、喉部前方的部位。

9鳃盖膜:鳃盖后缘的皮褶。

10头部:吻端到鳃盖骨的后缘之间的部分。

11躯干部:鳃盖骨的后缘到肛门之间的部分。

12尾部:肛门到尾鳍末端之间的部分。

常用的测量部位:1全长:吻端到尾鳍末端的直线长度。

2体长(标准长):吻端到尾鳍基部或最后一椎骨后缘的长度。

3体高:身体的最大高度。

4头长:吻端到鳃盖骨或最后一鳃孔后缘的长度。

5吻长:眼前缘到吻端的直线长度。

6眼径:沿体纵轴方向眼的直径。

7眼间距:两眼间的最短距离。

8眼后头长:头在眼以后的长度。

9尾柄高:尾柄部分最低的高度。

10尾柄长:臀鳍基部后缘到尾鳍基部或最后一椎骨后缘的长度。

实验二:骨骼系统的解剖观察一、目的要求通过鱼类内骨骼的观察,以了解、熟悉、掌握骨骼的一般结构和演化关系,同时为学习鱼类的肌肉系统等及鱼类分类学奠定基础。

鱼类生理学

鱼类生理学
刺激外周感受器,反射性的兴奋呼吸中枢,增强呼吸运动
不足使呼吸中枢兴奋,呼吸运动增强和频率加快
使鱼类窒息死亡的氧浓度(“窒息点”) 3·PH 4·温度 六
:食物在消化道内被分解为结构简单、可被动物直接利用的小分子物质的过程
平滑肌的生理特性:1·兴奋性较低,收缩缓慢 ·较大的伸展性 ·持续的紧张性 ·不规则的自律性 ·对化学、温度和机械牵张刺激敏感
固的三大步骤:凝血酶原激活作用
↓(激活)
凝血酶原→凝血酶(IIa)

纤维蛋白原→纤维蛋白(Ia)
外源凝血过程的不同:1·内原性凝血途径:参与凝血的全部因子来自血液
2·外源性凝血途径:凝血的组织因子来自组织
和促凝的方法
(二)促凝
补钙+CaCl2
光滑面接触
血液与粗糙面接触
适度提高创面温
给机体补充Vk
四 胞的分类(结构和功能) 普通心肌细胞:心房肌和心室肌,有兴奋性、传导性、收缩性、无自律性 胞:结间束、房室束、浦肯野氏纤维
等)
(六)广盐性鱼类渗透压调节:
由淡水进入海水的调节:1·吞饮海水
DH作用,肾小球血管收缩,肾小球滤过率降低,水分重吸收增强,尿量减少
:广盐性鱼类—进入海水—喝水+吸收NaCl—血[Na+]↑—肾间组织分泌—皮质醇
鳃上皮氯细胞数量↑—提高Na+—ATP酶活性:
A·Cl一由顶
隐窝排出
B·Na+通过细
2·固体物:(1)有机物:尿酸、肌酸、肌酐等 (2)无机物:Na+、K+、Ca2+、Mg2+、Cl—、硫酸盐等
鱼类尿与食性的关系:1·肉食性鱼类为酸性(蛋白质在体内代谢产生
酸性物质) 2·草食性鱼类为碱性(草料中含有机酸钾盐,代谢产物为

鱼类生理学实验

鱼类生理学实验

鱼类生理学实验
1.鱼类呼吸实验:观察不同条件下鱼类呼吸的变化,如水温、水质等。

2. 鱼类消化实验:研究鱼类消化器官的结构和功能,如胃、肠等。

3. 鱼类循环实验:了解鱼类心脏的结构和功能,以及血液循环过程。

4. 鱼类神经实验:研究鱼类的感觉器官和神经系统的结构和功能,如视觉、听觉等。

5. 鱼类生殖实验:观察不同环境条件下鱼类的繁殖行为和生殖器官的发育。

6. 鱼类行为实验:研究鱼类的行为特征和适应性,如攀岩能力、追逐能力等。

7. 鱼类生长实验:观察不同饲养条件下鱼类的生长情况,如水质、饲料等。

8. 鱼类代谢实验:研究鱼类代谢过程和能量转化,如呼吸作用、光合作用等。

9. 鱼类毒性实验:评估不同化学物质对鱼类生长和生理功能的影响,如水污染、化学药品等。

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【鱼类学实验指导】鱼类的生物学测定(可编辑)

【鱼类学实验指导】鱼类的生物学测定(可编辑)

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??二、实验材料和工具?? (一)工具解剖盘,解剖刀,解剖剪,尖头摄,药用天平,秤,直尺,分规,解剖镜,显微镜,载玻片?,透明胶纸,目微尺,培养皿,吸管,4%福尔马林溶液。

? (二)材料 2龄以上,已达性成熟的新鲜鱼;已做好的鲢(或鳙)鳞片片子;年轮示范――鲢鳍条切片,镢(或鲈)鳃盖骨,鲇脊椎骨,沙塘鳢胸鳍辐鳍骨,大黄鱼(或小黄鱼)的耳。

??三、内容和方法 (一)测定鲤的体长、体重。

然后在鲤的背鳍下方、侧线上方的左右体侧取6―10枚鳞片(不取再生鳞和侧线鳞)? 浸入淡氨水或温水中数分钟,用牙刷或软布轻轻擦去表皮及粘液,再放到清水冲洗,拭干后夹在两载玻片之间,用透明胶纸固定后即可用作观察年轮。

用剪刀在鲤肛门前方剪一小口后沿腹中线向前开腹壁肌肉,注意不要损坏内脏,剪至鳃盖下方为止,然后剪去左侧腹壁肌肉,观察性腺成熟度和肠的充塞度。

(二)性腺成熟度鉴别 1. 根据性腺大小、??颜色、血管分布状况、卵细胞牲状等标准,目测性腺成熟度的分期等级。

《鱼类生理学实验》课程实验教学大纲

《鱼类生理学实验》课程实验教学大纲

《鱼类生理学实验》课程实验教学大纲课程名称:鱼类生理学实验课程编号:4942223080课程性质:非独立设课课程属性:专业基础课课程总学时:16 学分:1.0 实验学时:16 实验学分:1.0面向专业:水产养殖学实验室名称:生物实验室一、课程简介鱼类生理学实验是与《鱼类生理学》相配套的专业基础课,与理论课既互为补充,又相对独立。

通过实验对学生进行实验基本技能训练、训练学生的动手能力、观察、分析问题和归纳能力、培养学生的创新精神、严谨治学和团队精神,以提高学生的综合素质;为后续课程学习打下坚实的基础。

二、课程实验目的及要求鱼类生理学实验课的目的,在于通过实验使学生初步掌握鱼类生理实验常规仪器和基本实验技术的操作和鱼类生理学实验常用标本的制备和某些生理指标测定的方法。

通过实验学习和掌握生理学的理论,以及验证和巩固生理学的基本理论;能独立客观地进行实验。

三、实验方式与基本要求实验教学以学生操作为主,在实验教师指导下,学生独立完成各项实验操作。

要求学生动手进行操作,使学生能掌握鱼类生理学实验研究的常规操作方法和手段。

四、考核方式与评分标准(一)考核方式:实验共16学时,4次实验,实验成绩包括实验报告、实验操作、随堂考查和综合素质等方面。

(二)评分标准随堂考查以当堂面试方式进行,公布评分标准,逐个考查学生的操作、观察和回答问题的情况;实验报告强调规范,报告中的实验现象和数据与原始记录的一致性以及对实验结果的分析;原始记录强调其真实性。

平时成绩主要包括考勤、仪器维护、桌面卫生、值日卫生。

以百分制评定成绩,实验报告占80%,学习态度和动手能力评定占10%,科研素质评定占10%。

五、主要仪器设备及台(套)数刺激电极( 6 套)、电子刺激器( 6 台)、蛙手术器械 6 套、血细胞计数板( 30 套)、血色素计吸管( 30 套)、计数器( 30 个)、显微镜( 30 台)、血红蛋白计( 6 套)、离心机( 1 台)、鱼类呼吸测定装置( 6 套)、酸式滴定管( 30 套)、 250ml 锥瓶( 30 个)、测氧仪( 2 台)。

动物生理学实验鱼类渗透压调节实验注意事项

动物生理学实验鱼类渗透压调节实验注意事项

动物生理学实验鱼类渗透压调节实验注意事项大家好,今天我们来聊聊一个非常有趣的话题——动物生理学实验鱼类渗透压调节实验。

这个实验听起来好像很高大上,其实呢,它就是让我们看看鱼儿是如何调节体内的水分平衡的。

那么,在进行这个实验的时候,我们需要注意什么呢?别着急,我马上就给大家一一道来。

我们要准备好实验所需的器材和材料。

比如说,我们需要一条健康的金鱼、一个透明的玻璃容器、一些食盐和一些水。

这些材料都是非常简单的,大家应该都能轻松找到。

接下来,我们就要开始进行实验了。

我们要把金鱼放进透明的玻璃容器里。

这时候,大家可能会觉得有点紧张,因为毕竟是在观察活生生的小生命。

不过没关系,我们要保持冷静,慢慢地进行实验。

接下来,我们要在容器里加入一些食盐。

大家知道吗,食盐其实就是一种很好的渗透压调节剂。

当我们往容器里加盐的时候,会让水的渗透压变高,从而促使鱼儿排出多余的水分。

这样一来,鱼儿就能更好地调节体内的水分平衡了。

然后,我们要观察鱼儿的反应。

在这个过程中,大家可能会发现一些有趣的现象。

比如说,当盐放进去之后,鱼儿可能会变得有些不安分,不停地在水里游来游去。

这是因为它们正在努力地调节体内的水分平衡。

而且,你还会看到一些白色的小泡沫出现在水面上。

这就是因为鱼儿排出来的多余的水分被食盐吸收了,形成了这些小小的泡沫。

我们在进行这个实验的时候,也要注意一些安全事项。

比如说,不要把盐直接撒在鱼儿身上,以免对它们造成伤害。

还有就是,实验结束后,要及时把容器里的水倒掉,清洗干净,以免对下一次实验造成影响。

总的来说,动物生理学实验鱼类渗透压调节实验是一个非常有趣又富有教育意义的实验。

通过这个实验,我们可以更好地了解鱼儿是如何调节体内的水分平衡的,也可以培养我们对待生命的敬畏之心。

所以呢,大家不妨在课余时间尝试一下这个实验,相信一定会收获很多乐趣的哦!好了,今天的分享就到这里啦!希望大家喜欢这次关于动物生理学实验鱼类渗透压调节实验的探讨。

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鱼类生理学实验指导动物科学与营养工程学院2013年10月实验一、坐骨神经-腓肠肌标本制备目的学习生理学实验基本的组织分离技术;学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法;了解刺激的种类。

原理蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似,若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中,其兴奋性在几个小时内可保持不变。

若给神经或肌肉一次适宜刺激,可在神经和肌肉上产生一个动作电位,肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次,表明神经和肌肉产生了一次兴奋。

在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性;刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等,制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。

实验动物与用品蟾蜍或蛙、任氏液、食盐、1% H2SO4滤纸、普通剪刀、手术剪、眼科镊(或尖头无齿镊)、金属探针(解剖针)、玻璃分针、蛙板(或玻璃板)、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓(或电子刺激器)、酒精灯。

实验步骤与项目破坏脑、脊髓取蟾蜍一只,用自来水冲洗干净(勿用手搓)。

左手握住蟾蜍,使其背部向上,用大拇指或食指使头前俯(以头颅后缘稍稍拱起为宜)。

右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管(图)。

然后将探针改向前刺入颅腔内,左右搅动探针2~3次,捣毁脑组织。

如果探针在颅腔内,应有碰及颅底骨的感觉。

再将探针退回至枕骨大孔,使针尖转向尾端,捻动探针使其刺入椎管,捣毁脊髓。

此时应注意将脊柱保持平直。

针进入椎管的感觉是,进针时有一定的阻力,而且随着进针蟾蜍出现下肢僵直或尿失禁现象。

若脑和脊髓破坏完全,蟾蜍下颌呼吸运动消失,四肢完全松软,失去一切反射活动。

此时可将探针反向捻动,退出椎管。

如蟾蜍仍有反射活动,表示脑和脊髓破坏不彻底,应重新破坏。

2.剪除躯干上部、皮肤及内脏用左手捏住蟾蜍的脊柱,右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断,然后左手握住蟾蜍的后肢,紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去(注意避开坐骨神经),并剪去肛门周围的皮肤,留下脊柱和后肢。

3.剥皮一只手捏住脊柱的断端(注意不要捏住脊柱两侧的神经),另一只手捏住其皮肤的边缘,向下剥去全部后肢的皮肤(图5.1-2)。

将标本放在干净的任氏液中。

将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。

4.分离两腿用鑷子取出标本,左手捏住脊柱断端,使标本背面朝上,右手用粗剪刀剪去突出的骶骨(也可不进行此步)。

然后将脊柱腹侧向上,左手的两个手指捏住脊柱断端的横突,另一手指将两后肢担起,形成一个平面。

此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半 (注意,勿伤坐骨神经)。

将一半后肢标本置于盛有任氏液中备用,另一半放在蛙板上进行下列操作。

5. 辩认蛙后肢的主要肌肉,蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成,行走于脊柱的两侧,到尾端(肛门处)绕过坐骨联合,到达后肢背侧,行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内,到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌(图 5.1-3)。

6.游离坐骨神经和腓肠肌用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。

先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经,然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝,但不要伤及神经,其分支待以后用手术剪剪断。

同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。

7.剪去其它不用的组织操作从脊柱向小腿方向进行。

(1)剪去多余的脊柱和肌肉将后肢标本腹面向上,将坐骨神经连同 2~3节脊椎用粗剪刀从脊柱上剪下来。

再将标本背面向上,用镊子轻轻提起脊椎,自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支,直至腘窝(图5.1-4(A)),并搭放在腓肠肌上。

沿膝关节剪去股骨周围的肌肉,并将股骨刮净,用粗剪刀剪去股骨上端的1/3(保留2/3),制成坐骨神经-小腿的标本。

(2)完成坐骨神经腓肠肌标本将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下,提起腓肠肌的结扎线剪断跟腱。

用粗剪剪去膝关节以下部位,便制成了坐骨神经-腓肠肌标本(图5.1-4(B))。

8.检验标本用鑷子夹持坐骨神经中枢端,如腓肠肌发生迅速而明显的收缩,说明标本的兴奋性良好。

标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。

然后再依次用热玻棒、食盐(或1% H2SO4滤纸)刺激坐骨神经中枢端(或肌肉),观察肌肉收缩有何变化? 如果放上食盐肌肉无动静,用任氏液将盐冲洗掉,再观察冲洗过程中肌肉收缩有何变化?注意事项避免蟾蜍体表毒液和血液污染标本,压挤、损伤和用力牵拉标本,不可用金属器械触碰神经干。

在操作过程中,应给神经和肌肉滴加任氏液,防止表面干燥,以免影响标本的兴奋性。

标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟,使标本兴奋性稳定,再开始实验效果会较好。

热玻棒的温度防止过高,以免烫伤标本。

思考题用各种刺激检验标本兴奋性时,为什么要从中枢端开始?刺激有几种形式?如何解释对食盐的不同处理对肌肉收缩的影响?实验二、反射弧的分析目的分析反射弧的组成并证明反射活动的完成有赖于反射弧的完整存在。

原理反射活动是依靠反射弧实现的。

反射弧包括感受器、传入神经、神经中枢、传出神经和效应器五部分。

反射弧的结构和功能的完整是实现反射活动的必要条件。

反射弧的任何一部分受到破坏,反射活动将不能实现。

反射弧示意图实验动物与用品蛙(或蟾蜍),蛙类手术器械,支架,玻棒,烧杯,玻璃皿,纱布,线,滤纸,棉花,0.5%、1%硫酸,1%可卡因。

实验步骤与项目取一只蛙,破坏大脑,但保留脊髓,即做成脊蛙标本。

然后用肌夹夹住蛙的下颌(或用大头针钩住下颌),并将脊蛙悬挂在支架上。

待其安静后进行下列实验项目。

1、用烧杯盛0.5%硫酸,分别刺激蛙两后肢趾端,观察有无反应?为什么?待出现反应后,立即用清水洗净脚趾,并用纱布擦干。

2、在蛙左后肢踝关节上方,将皮肤作一环形切口,剥取切口以下皮肤(注意除净趾尖皮肤),再用0.5%硫酸刺激该肢趾端,有无反应?为什么?3、剪开右侧大腿背侧的皮肤,再股二头肌和半膜肌之间分离出坐骨神经干,在坐骨神经干放一浸过1%可卡因的小棉球,然后每隔数秒钟用0.5%的硫酸刺激该后肢脚趾,直到不引起反应为止,为什么?4、当右后肢不再出现收缩反应时,立即将浸过1%硫酸的滤纸片贴在该后肢躯干部皮肤上,该后肢是否仍然出现反应?为什么?每隔数秒同样刺激一次,直到不能引起右后肢反应为止。

为什么?5、用蛙针破坏脊髓,再刺激蛙身体的任何部位,有无反应?为什么?注意事项•毁脑时不可伤及脊髓,以免破坏脊髓反射中枢。

•分离坐骨神经应尽量向上,并尽量剪断与其相连的分支。

•每次酸刺激后应立即用清水洗净脚趾,并用纱布揩干。

•剥脱脚趾皮肤要完全,若剩留少量皮肤会影响实验结果。

注坐骨神经干中包括传入神经纤维和传出神经纤维。

由于传出神经纤维较粗,故其麻醉所需时间较传出神经纤维为长。

实验三、凝血时间的测定目的学习凝血时间的测定方法。

原理血液流出血管后,受到刺激的血小板就会释放出一系列凝血因子,使血中的纤维蛋白原转化成网状的纤维蛋白,血液发生凝固。

测定凝血时间可反映血液本身出凝血因子是否缺乏或减少。

本实验用鱼作为实验材料比常规的家兔和鼠所用仪器要少,费用低,实验控制更易。

实验动物与用品150 g重的鲤鱼,注射器,玻片,尖针,秒表。

实验步骤与项目将鱼用湿布包住,侧卧于木板上,在鱼尾部(腹鳍和尾鳍之间)侧线下方用手去除少许鳞片,将注射器在侧线下方1~2 mm处垂直插入肌肉,碰到脊椎骨后,稍往下方移动,插入尾静脉内,轻轻抽取注射器,让血在负压作用自然流入注射器内。

2、凝血时间观察:将注射器内的血小心注在事先准血好的玻片上,记下时间,每隔30 s用针尖挑血一次,直至挑起细纤维血丝为止。

从开始出血到挑出细纤维血丝的时间即为凝血时间。

注意事项湿布包鱼时仅将身体部位包住,不要包到鳃,以免影响鱼呼吸;如一时抽不出血可轻轻转动注射器,直至血被抽出为止;针尖挑血应向一个方向直挑,不可多个方向挑动或挑动次数过多,以免造成破坏纤维蛋白网状结构,造成不凝血的假象。

实验结果报告该实验动物的凝血时间。

并对全班的结果加以统计,用平均值±标准差表示。

讨论血液凝固对机体的生理意义。

实验四、影响血液凝固的因素目的以血液凝固时间作为指标,了解对血液凝固影响的因素,加深对生理止血过程的理解。

原理血液凝固是一个酶的有限水解激活过程,在此过程中有多种凝血因子参与。

根据凝血过程起动时激活因子来源不同,可将血液凝固分为内源性激活途径和外源性激活途径。

内源性激活途径是指参与血液凝固的所有凝血因子在血浆中,外源性激活途径是指受损的组织中的组织因子进入血管后,与血管内的凝血因子共同作用而启动的激活过程。

实验动物与用品鸡、2%草酸钾溶液、EDTA-Na,生理盐水,液状石蜡、注射器,试管6支、小烧杯2个、试管架,竹签1束(或细试管刷)实验步骤与项目将鸡保定,侧卧于木板上,打开翅膀,找到翼静脉,酒精棉球消毒,从静脉的下部倾斜进针,插入静脉内,回血后,轻轻抽取注射器,让血在负压作用自然流入注射器内。

2、试管准备好试管1 不加任何处理(对照管)试管2 用液状石蜡润滑整个试管内表面试管3 放少许棉花试管4 置于有冰块的小烧杯中试管5 EDTA 1滴试管6 加草酸钾1~2 ml每管加入血液 2 ml。

将多余的血盛于小烧杯中,并不断用竹签搅动直至纤维蛋白形成。

记录凝血时间每个试管加血2 ml后,即刻开始计时,每隔壁15 s 倾斜一次,观察血液是否凝固,至血液成为凝胶状不再流动为止,记录所经历的时间。

5、6、7号试管加入血液后,用拇指盖住试管口将试管颠倒两次,使血液与药物混合。

5.如果加EDTA和草酸钾的试管不出现血凝,可再向两管内分别加入0.025 mol•L-1的CaCl溶容液2~3滴,观察血液是否发生凝固?2注意事项采血的过程尽量要快,以减少计时的误差。

对比实验的采血时间要紧接着进行。

判断凝血的标准要力求一致。

一般以倾斜试管达45o时,试管内血液不见流动为准。

每支试管口径大小及采血量要相对一致,不可相差太大。

实验结果将实验结果及各种条件下的凝血时间按表填写,并进行比较、分析解释产生差异的原因。

实验五、胃肠运动的直接观察目的观察动物在麻醉情况下的胃肠活动及其影响因素,原理胃肠平滑肌具有自动节律性活动。

胃的运动有蠕动和紧张性收缩;肠的运动有蠕动、分节运动和摆动等。

在正常机体内,胃肠运动受神经的体液因素的调节。

实验动物与用品喂饱的兔,手术台,麻醉药,常用手术器械,电刺激器,台氏液,脸盆。

0.01%乙酰胆碱,0.1%肾上腺素,0.1%阿托品。

实验步骤与项目1、将兔麻醉仰卧固定于手术台上,剪去颈部及腹部背毛。

切开颈部皮肤,分离一侧迷走神经,于其下穿一线备用。

剖开腹腔,在肾上腺附近找出左侧内脏大神经,亦于其下穿一线备用。

将兔体浸入盛有37℃台氏液的脸盆内,用止血钳扯开腹腔,以便观察。

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