动物实验的基本操作技术
动物实验基本操作技术
1.44
4.40
7.70
9.70
13.30 17.20 20.00
1.44
4.40
7.70
9.70
12.10 15.20 17.80
7周
39.90
8周
40.05
34.07 34.80
18.65 20.25
16.10 18.16
21.60 22.40
19.00 20.25
27.96 28.83
23.12 24.16
可采0.2-0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次
取血，可采用摘眼球法。
34
小鼠眼眶后静脉丛取血方法
35
6-血样的采集
（3）股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分 离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达 2.0ml。 （4）断头采血 （5）心脏采血
36
犬股动脉取血方法
37
1.40
3.35
5.50
7.32
11.60 14.75 15.60
1.44
3.50
5.60
6.90
12.57 18.10 20.50
1.40
3.42
5.55
6.40
12.20 16.90 18.40
1.58
4.64
7.96
9.83
19.00 22.58 25.96
1.58
4.64
7.96
9.83
15.75 20.75 21.88
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
17
1 眼皮张开 2 能跳跃 3 能抓东西
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
18
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
动物实验技术 动物实验的基本操作
5 4
6
2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
实验动物基本操作技术
实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。
同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。
2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。
3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。
4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。
标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。
通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。
常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。
2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。
3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。
取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。
在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。
2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。
在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。
检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。
通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。
常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。
2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。
总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验基本操作技术
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2. 根据体重鉴定日龄 ⑴ 小鼠日龄与体重的对应
日龄/d 体重/g 初生 1.8 5 4.0 10 6.0 15 11.0 20 15.0 25 21.0 30 21.0
2018/12/8
日龄/d 1 3 4 5 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身
8
能爬行
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10
日龄/d 10 9～11
外观形态特征 能听到声音 全身被白毛，门齿长出
13～15
18以后
眼皮张开，能跳跃，能抓取东西
能自行采食，独立生活
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11
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12
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22
年龄 2～4个月 4～6个月 1岁 2岁
犬齿更换和磨损情况 更换门齿 更换犬齿(白，牙尖圆钝) 牙长齐，洁白光亮。门齿有尖突 下门齿尖突部分磨乎
2个月以下 仅有乳齿(白、细、尖)
6～10个月 更换臼齿
3岁 4～5岁 6～8岁 9～10岁 10岁以上
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上、下门齿尖突大部分磨平 上、下门齿开始磨损呈微斜面，并发黄 门齿磨成齿根，犬齿发黄、磨损 唇部、胡须发白 门齿磨损，犬齿不齐全，牙根黄，唇边胡须全白
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二、豚鼠的抓取固定法
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三、家兔的抓取固定法
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第二节 性别鉴定
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿4-5周内的大鼠，方法同小鼠。
周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。
2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定（1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。
（2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
四、动物的标记小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验技术动物实验的基本操作
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
实验三实验动物基本操作技术
实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术，包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义，可以提高研究者的实验效率和准确性，同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性，需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时，对饲料和饮水的供给也需要精细控制，以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中，需要对实验动物进行标记，以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小，并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定，以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中，需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样，如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量，并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外，还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时，需要佩戴适当的个人防护装备，如手套、口罩等，以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时，也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规，确保实验动物的福利和权益。
总之，掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础，能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中，需要注重动物福利和健康，遵循伦理规范和法律法规，以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践，才能熟练掌握这些技术，使其发挥最佳效果。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
动物实验基本操作
-动物实验基本操作————————————————————————————————作者: ————————————————————————————————日期：ﻩ动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识)【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物,要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠,雌雄各半,体重180-２50g。
【实验器材和药品】器材:鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80％~9０%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定:用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时,小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心,并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤,无名指压住小鼠尾根部,将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴,该类容器能够压住尾部,避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时,先准备一个１5－20cm的方木板,边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用２0-30cｍ的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳,也固定在钉子上,达到完全固定。
二、大鼠的捉拿ﻫ４－5周内的大鼠,方法同小鼠。
周龄较大的，则:１、首先戴好防护手套。
２、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起,放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部,稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤,完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定(1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀,外生殖器与肛门间隔长的是♂。
实验动物基本操作
2、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同， 只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒） 固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
• 动物实验时，当使用的动物数或实验分组数大于1 时，需要对动物个体间或组间区别开来，就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。
• 标记的方法很多，良好的标记方法应满足：号码 清楚、持久、简便易认和适用，不影响实验结果 ，对动物的刺激小，标记物对动物无毒性。编号 方法无定法，原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
兔子固定板固定
五、实验犬
（一）抓取 对未经驯服和调教的外购犬抓取时，可用特制的 长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳 缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止 脱落 。
（二）固定
实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上， 再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
（二）固定
1、徒手固定：用一只手抓住兔的颈背部皮肤，另 一只手抓住兔的两后肢，固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳， 大腿挟住兔的后半身，用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射，及 经口给药。
2、固定盒固定 ：此固定方法适用于头、耳部位实 验。
3、固定板（台）固定：此固定方法可使兔俯卧、 仰卧或侧卧固定，适宜于兔头、颈、躯干手术 及其它实验操作。
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动物实验的基本操作技术
实验动物
实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。
这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类和特点
（一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。
其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。
消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。
适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。
（二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。
品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。
具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。
可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。
（三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。
其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。
用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。
大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。
（四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。
具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。
广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。
（五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。
又名天丝鼠、荷兰猪。
其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。
对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。
适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。
细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。
也常用于离体心脏实验研究。
（六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。
常用于教学实验。
其心脏在离体后仍可有节律地跳动。
常用于心脏生理、药理和病生实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。
二、常用实验动物的品系
（一）按遗传学控制分类
1．近交系既纯系动物(I line animals)
经连续20代（或以上）的全同胞兄妹交配，（或者亲代与子代交配）而培养出来的遗传基因纯化的品系。
品系内所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。
由于此种交配较为方便而多被采用。
Mouse、rat等一些实验动物的近交系的育成极大地促进了生物医学实验研究的发展，尤其对于肿瘤研究的进展起到了更为重要的作用。
人们曾习惯用“纯种”称呼近交系。
2．封闭群动物(blocking nest animals)
以非近亲交配方式进行繁殖生产的实验动物种群，在不从外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上，称为一个封闭群，或叫远交群。
常见的blocking nest animals有：NIH mouse、Wistar rat、Hartley cavy和新西兰白兔等。
Blocking nest animals具有较强的繁殖力和生命力，对疾病抵抗力强，寿命长，生产成本低等优点。
因而广泛应用于教学与科研实验中。
3．杂交一代动物(cross uni-generation animals)
两个不同近交系杂交所产生的第一代动物称为cross uni-generation animals或F1代。
它既有近交系动物（inbred line Animals）的特点，又具有杂交的优势。
Cross uni-generation animals 生命力旺盛，繁殖率高，生长快、体质健壮，抗病力强。
它与inbred line animals有同样的实验效果。
又称为系统杂交性动物（system crossability animals）。
4．突变品系动物(mutational strain animals)
育种过程中，出于单个基因的突变，或将某个基因导入，或通过多次回交“留种”，而建立一个同类突变品系（mutational strain）。
此类个体具有同样遗传缺陷或病态。
如肥胖症、侏儒症、肌萎缩、白内障、视网膜退化、无毛等等，现己培养成的自然具有某些病的mutational strain有：白血病鼠、糖尿病鼠、肿瘤鼠、贫血鼠、高血压鼠和裸鼠(无胸腺无毛)等等，这些品系的动物对于研究相应疾病的防治具有很重要的价值。
5．非纯系动物(no-sheer series)
一般是指任意交配繁殖的杂种动物。
此类动物具有生命力旺盛、适应性强、繁殖率高、生长快、易于饲养管理等优点。
其缺点是个体差异大、反应性不规则、实验结果的重复性差。
由于其中包含有最敏感的与最不敏感的两种极端的个体，因此适用于筛选性实验。
杂种动物比较经济、教学实验中最常用。
（二）按微生物控制分类
根据实验动物所携带其它生命体的情况，目前我国将实验动物分为四个等级，即一级：普通动物；二级：清洁动物；三级：无特定病原体动物(SPF动物)；四级：无菌动物(GF动物)和悉生动物（GN动物）。
1．普通动物（common animals）：饲养在开放环境中，未经积极的微生物控制，不携带人兽共患病和动物烈性传染病病原体的动物。
2．清洁动物（clearing animals）：是除一级动物应排除的病原外，不携带对动物危害大和对科学研究干扰大的病原体的动物。
3．无特定病原体动物(SPF动物)
无特定病原体动物简称SPF动物：是指除一、二级动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原体实验动物。
4．无菌动物（GF）
是指体表、体内任何部位均检不出微生物、寄生虫的实验动物。
此种动物系在无菌条件下剖腹取出。
在无菌、恒温、恒湿的条件下饲养。
食物与饮料全部无菌。
5．悉生动物（GN）
是指在无菌动物体内，移入一种或几种已知微生物后的动物。
悉生动物繁殖饲养条件复杂、价格昂贵，故不适用于教学，但对某些生物医学研究具有重要的意义。
普通动物和清洁动物因价格较低，常常用于教学实验。
实验动物的选择
一、种属的选择( genus excerpt)
根据不同的实验目的，选择相应的种属。
不同种属的动物对于同一疾病的刺激是有不同的反应程度的。
例如在进行过敏反应或变态反应实验时，应首选豚鼠，而做发热、热原检定、解热药的实验时应选择家兔、犬。
家免、大白鼠常用于高血压研究、小白鼠则宜进行各类肿瘤的实验研究。
总之，在选用实验动物时，应尽可能选择其结构、功能和代谢特点接近于人类的动物。
二、品系的选择(strain excerpt)
同一种动物的不同品系，对同一致病刺激物的反应也不同。
如津白II号小鼠容易致癌，而津白I号小鼠就不易致癌。
三、个体的选择(individual excerpt)
同一品系的动物，对同一致病刺激物的反应也存在着个体差异，而这种个体差异往往与动物的年龄(age)、性别(sex)、生理状态(physiological condition)和健康情况(health condition)有关。
l. Age 根据实验要求选择适龄的动物。
一般幼年动物较成年动物敏感，急性实验选用成年动物，慢性实验最好选用年轻一些的动物，减少同一批动物的年龄差别，可以增加实验结果的正确性。
2. Sex 不同性别的实验动物对同一致病因素的反应也不同。
在实验研究中，应根据不同的实验来选择动物的性别。
如对动物性别无特殊要求，也应在各组中选用雌雄各半。
3. Physiological condition 在选择个体时，应考虑动物的特殊生理状态。
一般妊娠、哺乳期的动物不应选择。
4. Health condition 实验动物的健康状态，是实验能否成功的基本保障。
实验证明，动物处于衰弱、饥饿、寒冷、炎热、疾病等情况下，实验结果很不稳定。
所以，健康状况不好的动物，不能用来作实验。
判断动物是否健康，应掌握以下原则：
1.一般状态发育良好，反应灵活，食欲好，眼睛有神，不打喷嚏，鼻粘膜无分泌物等。
2．皮毛颜色动物皮毛要光洁柔软，无脱毛、蓬乱和真菌感染的现象。
3．腹部呼吸动物腹部呼吸均匀，无膨大隆起的现象，肛门无稀便无分泌物。
4．爪趾特征动物无咬伤、溃疡、结痂等情况。