动物实验报告
动物运动规律实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本次实验旨在探究动物的运动规律，特别是四足动物的运动特点，包括行走、奔跑、跳跃等不同运动方式的基本原理和规律。
通过观察和分析动物的运动，加深对动物生理和行为学的理解。
二、实验材料与器材1. 实验动物：家兔、小鼠、猫、狗等。
2. 实验器材：高速摄像机、运动捕捉系统、电子秤、计时器、测量尺等。
3. 实验软件：图像处理软件、数据分析软件等。
三、实验方法1. 观察法：通过肉眼观察实验动物在不同运动方式下的运动特点，如行走、奔跑、跳跃等。
2. 记录法：利用高速摄像机记录实验动物的运动过程，并进行详细记录。
3. 测量法：使用电子秤、计时器、测量尺等工具，对实验动物的运动速度、频率、距离等参数进行测量。
4. 数据分析法：利用图像处理软件和数据分析软件，对实验数据进行处理和分析。
四、实验步骤1. 实验动物的选择与准备：选择健康、无病、无伤的实验动物，并对其进行编号、称重等基础处理。
2. 实验动物的运动观察：将实验动物放置在实验室内，观察其行走、奔跑、跳跃等运动方式。
3. 运动数据的记录与测量：利用高速摄像机记录实验动物的运动过程，并使用计时器、测量尺等工具进行数据记录和测量。
4. 数据分析：将记录的数据输入计算机，利用图像处理软件和数据分析软件进行数据处理和分析。
五、实验结果与分析1. 家兔的运动规律：- 行走：家兔的行走速度约为2-3米/秒，行走过程中身体呈波浪状起伏，四肢交替向前迈步。
- 奔跑：家兔的奔跑速度约为4-5米/秒，奔跑过程中身体前倾，四肢前后交替摆动。
- 跳跃：家兔的跳跃高度约为0.5米，跳跃过程中身体后仰，四肢同时发力。
2. 小鼠的运动规律：- 行走：小鼠的行走速度约为0.5-1米/秒，行走过程中身体呈直线运动，四肢交替向前迈步。
- 奔跑：小鼠的奔跑速度约为1-2米/秒，奔跑过程中身体前倾，四肢前后交替摆动。
- 跳跃：小鼠的跳跃高度约为0.2米，跳跃过程中身体后仰，四肢同时发力。
实验动物学实验报告(共篇)(一)
实验动物学实验报告(共篇)（一）引言概述：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的学科，通过对动物进行实验来获取科学数据和知识。
本实验报告旨在总结一系列实验结果，探讨实验动物学领域的重要问题，并对其应用前景进行展望。
正文：1. 实验动物的选择：- 考虑实验目的和动物特征选择合适的实验动物；- 常用实验动物包括小鼠、大鼠、兔子等，每种动物具有独特的优势和限制；- 实验动物品种的选择需根据实验要求和研究领域确定。
2. 实验动物的饲养与环境：- 提供适宜的饲养环境，包括饲料、水源和温度控制等；- 动物饲养条件对实验结果有重要影响，需保证实验动物的健康和福利；- 定期进行环境监测和清洁，确保实验动物处于良好的生活环境。
3. 实验动物行为测试：- 利用行为学测试评估实验动物的认知和学习能力；- 常用的行为测试方法包括自由探索、空间记忆和条件反射等；- 结合行为学数据，分析实验动物的行为模式和特征，进一步探讨动物行为学的机制。
4. 实验动物遗传学研究：- 利用遗传学方法，研究实验动物的基因表达和突变；- 应用转基因技术构建基因改造的实验动物模型；- 分析实验动物遗传变异与行为学表现的相关性，深入了解动物行为与遗传之间的关系。
5. 实验动物生理研究：- 通过生理学指标评估实验动物的生物学状态和健康状况；- 分析实验动物的生理参数变化，揭示动物的生理机制；- 在药物研究和疾病模型中应用实验动物，探索潜在的治疗策略。
总结：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的重要学科，通过对实验动物进行一系列实验，我们可以深入了解动物的行为模式、生理机制和遗传特征。
通过合理选择实验动物、提供适宜的饲养环境、进行行为学测试以及遗传和生理研究，我们能够推动实验动物学的发展，为人类和动物健康领域的进展提供有力支持。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
狗的生物实验报告(3篇)
第1篇实验名称：狗的生理与行为特性研究实验目的：通过对狗的生理指标、行为表现和遗传特征进行分析，探究狗的生理与行为特性，为动物行为学和生理学的研究提供数据支持。
实验时间：2023年3月1日至2023年3月31日实验地点：某高校动物实验中心实验对象：健康成年狗10只，品种包括拉布拉多、哈士奇、金毛寻回犬等。
实验方法：1. 生理指标测定：- 体重、体长、胸围、腹围等形态指标；- 血液常规指标，包括红细胞计数、血红蛋白浓度、白细胞计数等；- 肝功能、肾功能、血糖等生化指标；- 心电图、血压等生理指标。
2. 行为表现观察：- 社交行为，包括对人类的亲近程度、与其他狗的互动等；- 工作能力，如服从训练、搜救训练等；- 攻击性行为，包括对人类和动物的攻击倾向；- 情绪表现，如兴奋、恐惧、焦虑等。
3. 遗传特征分析：- 通过DNA提取和基因测序，分析狗的遗传背景；- 研究特定基因与狗的行为、生理特征之间的关系。
实验结果：1. 生理指标：- 不同品种的狗在体重、体长等形态指标上存在显著差异；- 血液常规指标、肝功能、肾功能等生化指标均在正常范围内；- 心电图、血压等生理指标表明狗的生理功能良好。
2. 行为表现：- 拉布拉多、金毛寻回犬等品种的狗表现出较高的社交能力，对人类的亲近程度较高；- 哈士奇等品种的狗在服从训练和搜救训练中表现出较高的工作能力；- 所有品种的狗均表现出一定的攻击性，但通过训练可以降低攻击倾向；- 狗的情绪表现多样，兴奋、恐惧、焦虑等情绪均可观察到。
3. 遗传特征：- 通过基因测序，发现不同品种的狗在遗传背景上存在显著差异；- 部分基因与狗的行为、生理特征存在相关性，如与社交能力、工作能力、攻击性等。
实验结论：1. 狗的生理指标和行为表现受到品种、遗传等因素的影响；2. 狗的社交能力、工作能力、攻击性等行为特征可以通过训练和遗传改良进行调控；3. 遗传特征分析为动物行为学和生理学的研究提供了新的视角。
实验动物学实验报告鸡(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解鸡的生物学特性、生理功能及生长发育规律。
2. 掌握鸡的饲养管理技术，为实验动物学教学和科研提供基础。
二、实验材料1. 实验动物：鸡（品种、年龄、性别等）2. 实验器材：温度计、湿度计、饲料、饮水器、称重器、笼具等3. 实验试剂：消毒液、营养液等三、实验方法1. 观察鸡的外部形态结构，了解其生长发育规律。
（1）观察鸡的头部、颈部、胸部、腹部、尾部等部位，记录其形态、颜色、羽毛等特征。
（2）测量鸡的体长、体重、翼长等指标，了解其生长发育规律。
2. 观察鸡的生理功能。
（1）观察鸡的呼吸、心跳、排泄等生理现象。
（2）观察鸡的采食、饮水等行为。
3. 掌握鸡的饲养管理技术。
（1）了解鸡的饲料种类、营养成分、饲养方式等。
（2）观察鸡的饲养环境，包括温度、湿度、光照等。
（3）掌握鸡的消毒、防疫、疾病防治等技术。
四、实验结果与分析1. 鸡的形态结构（1）头部：鸡的头部呈椭圆形，有喙、眼、耳等器官。
（2）颈部：鸡的颈部细长，肌肉发达，有利于采食和呼吸。
（3）胸部：鸡的胸部宽大，有发达的胸肌，有利于飞行。
（4）腹部：鸡的腹部较宽，有利于消化和生殖。
（5）尾部：鸡的尾部较短，羽毛密实，有利于保温。
2. 鸡的生理功能（1）呼吸：鸡的呼吸以肺为主，气囊辅助呼吸。
（2）心跳：鸡的心脏四腔，心跳较快，有利于血液循环。
（3）排泄：鸡的排泄器官有肾脏、输尿管、泄殖腔等。
（4）采食：鸡的喙尖利，善于啄食。
（5）饮水：鸡的饮水需求较高，需保持充足的水源。
3. 鸡的饲养管理技术（1）饲料：鸡的饲料应富含蛋白质、碳水化合物、脂肪、维生素和矿物质等。
（2）饲养环境：鸡的饲养环境应保持适宜的温度、湿度、光照等，以利于其生长发育。
（3）消毒：定期对鸡舍、饲料、饮水等消毒，预防疾病传播。
（4）防疫：定期进行疫苗接种，预防疫病发生。
（5）疾病防治：发现病鸡应及时隔离治疗，防止疫情扩散。
五、实验总结本次实验通过对鸡的形态结构、生理功能及饲养管理技术的观察，使我们对鸡的生物学特性有了更深入的了解。
生物实验报告动物观察(3篇)
第1篇一、实验目的1. 培养学生对动物行为的观察和记录能力。
2. 了解动物在不同环境下的行为表现，探讨环境因素对动物行为的影响。
3. 增强学生对生物学知识的理解和应用。
二、实验材料1. 实验动物：小白鼠、金鱼、鸽子、蝴蝶等。
2. 实验器材：观察箱、显微镜、望远镜、录音笔、照相机等。
3. 实验环境：实验室、校园、动物园等。
三、实验方法1. 观察动物行为：观察不同动物在不同环境下的行为表现，如活动、觅食、交配、繁殖、防御等。
2. 记录观察结果：使用观察箱、显微镜、望远镜等工具对动物行为进行详细记录，包括时间、地点、行为特点等。
3. 分析数据：对观察到的动物行为进行分析，探讨环境因素对动物行为的影响。
四、实验步骤1. 观察小白鼠：a. 观察小白鼠的活动范围、活动规律；b. 观察小白鼠的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察小白鼠的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
2. 观察金鱼：a. 观察金鱼的活动范围、活动规律；b. 观察金鱼的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察金鱼的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
3. 观察鸽子：a. 观察鸽子的活动范围、活动规律；b. 观察鸽子的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察鸽子的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
4. 观察蝴蝶：a. 观察蝴蝶的活动范围、活动规律；b. 观察蝴蝶的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察蝴蝶的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
五、实验结果与分析1. 观察小白鼠：a. 小白鼠的活动范围较广，活动规律为白天休息，夜间活动；b. 小白鼠的觅食行为以植物种子为主，数量较少；c. 小白鼠的繁殖时间为春季，繁殖数量较多。
2. 观察金鱼：a. 金鱼的活动范围较窄，活动规律为白天觅食，夜间休息；b. 金鱼的觅食行为以水生植物、浮游生物为主，数量较多；c. 金鱼的繁殖时间为夏季，繁殖数量较多。
3. 观察鸽子：a. 鸽子的活动范围较广，活动规律为白天觅食，夜间休息；b. 鸽子的觅食行为以谷物、种子为主，数量较多；c. 鸽子的繁殖时间为春季，繁殖数量较多。
观察动物行为实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 通过观察动物的行为，了解动物在不同环境下的行为特征。
2. 学习运用观察法、实验法等方法对动物行为进行研究。
3. 培养科学观察、分析问题的能力。
二、实验时间与地点实验时间：2023年4月15日实验地点：某动物园三、实验对象实验对象包括以下动物种类：1. 非洲象2. 长颈鹿3. 狮子4. 羊驼5. 鹦鹉四、实验方法1. 观察法：在自然状态下，运用感官和辅助工具对动物的行为进行观察和记录。
2. 实验法：在人为控制的环境下，对动物的行为进行观察和记录。
五、实验内容与过程1. 观察非洲象的行为（1）观察时间：上午9:00-10:00（2）观察地点：非洲象馆（3）观察内容：- 非洲象的进食行为：观察非洲象如何用长鼻子取食树叶，以及如何用牙齿咀嚼食物。
- 社群行为：观察非洲象的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察非洲象如何用鼻子在地面划出领地范围。
2. 观察长颈鹿的行为（1）观察时间：上午10:30-11:30（2）观察地点：长颈鹿馆（3）观察内容：- 进食行为：观察长颈鹿如何用长颈取食树叶，以及如何用蹄子清理树叶上的灰尘。
- 社群行为：观察长颈鹿的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察长颈鹿如何用蹄子在地面上划出领地范围。
3. 观察狮子的行为（1）观察时间：下午1:00-2:00（2）观察地点：狮子馆（3）观察内容：- 捕食行为：观察狮子如何捕食猎物，以及如何分配食物。
- 社群行为：观察狮子的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察狮子如何用爪子在地面上划出领地范围。
4. 观察羊驼的行为（1）观察时间：下午2:30-3:30（2）观察地点：羊驼馆（3）观察内容：- 进食行为：观察羊驼如何用蹄子挖掘食物，以及如何用嘴巴取食。
- 社群行为：观察羊驼的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察羊驼如何用蹄子在地面上划出领地范围。
5. 观察鹦鹉的行为（1）观察时间：下午4:00-5:00（2）观察地点：鹦鹉馆（3）观察内容：- 社交行为：观察鹦鹉如何与其他鹦鹉进行交流，以及如何进行群体活动。
医学检验动物实验报告(3篇)
第1篇一、实验名称医学检验动物实验二、实验目的1. 掌握动物实验的基本操作技能。
2. 了解医学检验的基本原理和方法。
3. 通过实验，提高对医学检验相关知识的理解和应用能力。
三、实验原理医学检验是通过检测生物体中的生理、生化、遗传、免疫等指标，以判断机体是否存在疾病或潜在疾病的一种方法。
本实验以动物为模型，通过实验操作，了解医学检验的基本原理和方法。
四、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）。
2. 仪器：灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
3. 试剂：生理盐水、抗生素、实验药物、实验指示剂等。
五、实验步骤1. 抓取和固定1.1 抓取：左手抓小鼠的尾根部。
1.2 固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
同样操作将大鼠抓取和固定。
2. 性别鉴定2.1 抓取和固定小鼠。
2.2 观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密；雌性：距离短，毛发稀疏。
同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法：按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
固定后，右手持接灌胃针的注射器吸取药液，将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
用大鼠重复同样操作。
3.2 注射给药：皮下注射，用左手抓取和固定小鼠，右手持注射器吸取药液，从皮下注射入小鼠体内。
4. 实验操作4.1 生理指标检测：测量小鼠的体温、心率、呼吸频率等生理指标。
4.2 生化指标检测：采集小鼠血液，检测血糖、血脂、肝功能等生化指标。
4.3 遗传指标检测：提取小鼠DNA，进行基因检测。
4.4 免疫指标检测：检测小鼠的免疫细胞数量、免疫功能等指标。
实验动物学实验报告图文
实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法4、去毛(脱毛剂法5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
科学动物小实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解蚂蚁的觅食行为特点；2. 探究蚂蚁觅食过程中的信息传递方式；3. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义。
二、实验材料1. 实验对象：蚂蚁（种类不限，数量若干）2. 实验器材：培养皿、透明胶带、食物（如糖水、肉末等）、放大镜、尺子、计时器等三、实验方法1. 观察蚂蚁觅食行为：将蚂蚁放入培养皿中，观察蚂蚁在培养皿内的活动情况，记录蚂蚁觅食行为的特点。
2. 探究蚂蚁觅食过程中的信息传递方式：在培养皿内放置食物，用透明胶带将食物与培养皿边缘粘合，防止蚂蚁爬出。
观察蚂蚁觅食过程中的行为变化，如触角、身体弯曲等，分析蚂蚁觅食过程中的信息传递方式。
3. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义：结合观察结果，分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义，如蚂蚁在生态平衡、土壤改良等方面的作用。
四、实验步骤1. 准备实验材料，将蚂蚁放入培养皿中；2. 观察蚂蚁在培养皿内的活动情况，记录蚂蚁觅食行为的特点；3. 在培养皿内放置食物，用透明胶带将食物与培养皿边缘粘合；4. 观察蚂蚁觅食过程中的行为变化，分析蚂蚁觅食过程中的信息传递方式；5. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义；6. 整理实验数据，撰写实验报告。
五、实验结果与分析1. 观察结果：蚂蚁在培养皿内表现出明显的觅食行为，如爬行、触角接触、身体弯曲等。
蚂蚁觅食过程中，触角起到了重要的作用，它们通过触角感知食物的气味，从而确定食物的位置。
2. 信息传递方式：在实验过程中，蚂蚁通过触角感知食物的气味，并将这一信息传递给其他蚂蚁。
当一只蚂蚁发现食物后，它会通过触角与其他蚂蚁接触，将信息传递给它们，从而引导其他蚂蚁前往食物所在地。
3. 蚂蚁觅食行为对人类生活的意义：蚂蚁在生态平衡、土壤改良等方面具有重要作用。
它们能够分解有机物质，促进土壤肥力；同时，蚂蚁还能够控制害虫，维持生态平衡。
六、实验结论1. 蚂蚁的觅食行为具有明显的特点，如触角感知、身体弯曲等；2. 蚂蚁觅食过程中的信息传递方式主要是通过触角；3. 蚂蚁觅食行为对人类生活具有重要作用，如生态平衡、土壤改良等。
作文动物实验报告总结(3篇)
第1篇一、实验背景随着科学技术的不断发展，动物实验在医学、生物学、药理学等领域扮演着至关重要的角色。
本实验旨在探究某种药物对特定动物模型的影响，为后续的临床应用提供实验依据。
本次实验选取了XX动物作为实验对象，通过给予其不同剂量的药物，观察并记录其生理和行为变化。
二、实验目的1. 评估该药物对XX动物生理指标的影响；2. 观察药物对XX动物行为的影响；3. 为该药物的临床应用提供实验依据。
三、实验方法1. 实验动物：选取健康、年龄相当的XX动物XX只，随机分为实验组和对照组，每组XX只。
2. 实验分组：实验组给予不同剂量的药物，对照组给予等体积的生理盐水。
3. 实验步骤：（1）实验前，对实验动物进行适应性饲养，使其适应实验环境。
（2）实验过程中，定期监测实验动物的生理指标，如心率、血压、体温等。
（3）观察并记录实验动物的行为变化，如活动能力、睡眠质量、摄食情况等。
（4）实验结束后，对实验数据进行统计分析。
四、实验结果1. 生理指标变化：（1）实验组动物的心率、血压、体温等生理指标与对照组相比，无显著性差异（P>0.05）。
（2）实验组动物的心率、血压、体温等生理指标在不同剂量组间无显著性差异（P>0.05）。
2. 行为变化：（1）实验组动物的活动能力、睡眠质量、摄食情况等行为与对照组相比，无显著性差异（P>0.05）。
（2）实验组动物的行为在不同剂量组间无显著性差异（P>0.05）。
五、实验结论本次实验结果表明，该药物对XX动物无明显的生理和行为影响。
根据实验结果，该药物在临床应用中具有较大的安全性。
六、实验讨论1. 实验过程中，我们选取了健康、年龄相当的XX动物作为实验对象，确保了实验结果的可靠性。
2. 实验过程中，我们采用了随机分组的方法，避免了人为因素的影响。
3. 实验结果显示，该药物对XX动物无明显的生理和行为影响，表明该药物在临床应用中具有较高的安全性。
七、实验展望1. 在后续的研究中，我们将进一步探讨该药物在不同动物模型中的药效和安全性。
动物实验报告学期小结(3篇)
第1篇一、前言本学期，我参加了动物实验课程的学习，通过一系列的动物实验，我对生物学的基本原理和方法有了更深入的了解。
以下是对本学期动物实验的学习心得和总结。
二、实验内容概述本学期，我们进行了多个动物实验，主要包括以下几个方面：1. 动物解剖实验：通过对不同动物（如青蛙、小鼠等）的解剖，了解动物内部器官的结构和功能。
2. 组织切片实验：学习制作动物组织切片，观察细胞和组织的细微结构。
3. 生化实验：通过动物实验，学习检测血液、尿液等生物样品中的生化指标。
4. 免疫学实验：学习动物免疫系统的基本原理，进行抗原-抗体反应实验。
5. 行为学实验：观察动物在不同环境下的行为表现，了解动物行为与神经系统之间的关系。
三、实验过程及心得1. 动物解剖实验在动物解剖实验中，我学会了如何解剖青蛙、小鼠等动物，了解了动物内部器官的形态和功能。
通过实验，我认识到动物解剖是研究生物学的重要方法，有助于我们深入理解生物体的结构和功能。
2. 组织切片实验在组织切片实验中，我学会了如何制作动物组织切片，并使用显微镜观察细胞和组织的细微结构。
通过实验，我掌握了组织切片的制作方法，提高了观察细胞和组织的能力。
3. 生化实验在生化实验中，我学习了检测血液、尿液等生物样品中的生化指标。
通过实验，我了解了生化指标在疾病诊断和健康评估中的重要作用。
4. 免疫学实验在免疫学实验中，我学习了动物免疫系统的基本原理，并进行了抗原-抗体反应实验。
通过实验，我掌握了免疫学的基本知识，提高了对免疫学实验的操作能力。
5. 行为学实验在行为学实验中，我观察了动物在不同环境下的行为表现，了解了动物行为与神经系统之间的关系。
通过实验，我认识到行为学在研究动物生理和心理活动中的重要性。
四、实验收获与反思1. 收获（1）掌握了动物实验的基本原理和方法，提高了实验操作能力。
（2）深入了解了生物学的基本知识，为今后的学习奠定了基础。
（3）培养了严谨的科学态度和团队协作精神。
动物实验报告
动物实验报告实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
动物呼吸运动实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解动物呼吸运动的基本原理和过程。
2. 观察和分析动物呼吸运动的影响因素。
3. 掌握动物呼吸运动实验的基本方法和技能。
二、实验原理呼吸运动是动物机体进行气体交换的重要生理过程，包括吸气和呼气两个阶段。
呼吸运动主要受呼吸中枢的控制，同时受到各种内外因素的影响。
本实验通过观察动物呼吸运动的变化，分析影响呼吸运动的各种因素。
三、实验材料1. 实验动物：家兔2. 实验器材：兔体手术台、常用手术器械、张力传感器、引导电极、计算机采集系统、气管插管、注射器、橡皮管、20%氨基甲酸乙酯、生理盐水、CO2气囊等。
3. 实验试剂：20%氨基甲酸乙酯、生理盐水、%KCN装有CO2的气袋、装有纳石灰的气袋。
四、实验方法与步骤1. 麻醉与固定：按照2ml/kg取麻醉剂戊巴比妥钠，从兔耳缘静脉缓慢注入麻醉，然后将家兔固定在手术台上。
2. 颈部手术：颈部剪毛，于颈部正中切开皮肤，钝性分离肌肉组织，暴露并分离气管，在3-4气管环之间切开气管，做一倒T形切口，气管插管后用手术丝线固定，两侧迷走神经穿线备用。
3. 连接呼吸流量换能器：将呼吸流量换能器连接在气管插管上，并通过计算机采集系统实时记录呼吸流量变化。
4. 实验项目：a. 记录正常呼吸运动曲线。
b. 增加无效腔：将一定量的空气注入家兔肺部，观察呼吸运动的变化。
c. 增加二氧化碳浓度：将装有CO2的气袋与气管插管连接，观察呼吸运动的变化。
d. 短暂窒息：用橡皮管封闭气管插管，观察呼吸运动的变化。
e. 剪断迷走神经：剪断家兔双侧迷走神经，观察呼吸运动的变化。
5. 实验数据记录与分析：记录不同实验条件下家兔的呼吸频率、节律、幅度等呼吸运动指标，并进行统计分析。
五、实验结果与分析1. 正常呼吸运动曲线：家兔呼吸运动呈现规律性的周期性变化，吸气时肺扩张，呼气时肺缩小。
2. 增加无效腔：增大无效腔后，家兔呼吸幅度增大，呼吸频率加快。
3. 增加二氧化碳浓度：增加二氧化碳浓度后，家兔呼吸频率加快，呼吸幅度增大。
动物组织提取实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握从动物组织中提取DNA的基本原理和方法。
2. 熟悉实验操作流程，包括组织处理、裂解、纯化、沉淀和溶解等步骤。
3. 学习使用酚-氯仿法提取DNA，并掌握相关试剂和仪器的使用。
二、实验原理动物组织中的DNA主要以染色体的形式存在于细胞核内。
提取DNA的目的是将DNA与蛋白质、脂类和糖类等分离，同时保持DNA分子的完整性。
本实验采用酚-氯仿法提取DNA，其原理如下：1. 使用SDS（十二烷基硫酸钠）和蛋白酶K处理组织，破坏细胞膜，使蛋白质变性并溶解。
2. 加入酚和氯仿/异戊醇，通过酚的变性作用和氯仿/异戊醇的相容性，使蛋白质和DNA分离。
3. 通过离心，将蛋白质和杂质与DNA分离。
4. 用乙醇沉淀DNA，得到纯净的DNA。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠或鸡2. 试剂：SDS、蛋白酶K、酚、氯仿/异戊醇、乙醇、TE缓冲液、NaCl、EDTA、液氮、离心机、移液器、玻璃匀浆器、离心管、吸头等四、实验步骤1. 组织处理- 称取适量动物组织（如肝脏、肌肉等），用液氮迅速冷冻。
- 将冷冻的组织移入研钵中，加入适量的裂解缓冲液（含SDS、蛋白酶K、NaCl、EDTA等），用研钵研磨至匀浆状。
- 将匀浆移入离心管中，加入等体积的酚和氯仿/异戊醇，充分混匀。
- 4℃下静置30分钟，待蛋白质变性沉淀。
2. 离心分离- 将离心管以12,000 rpm离心10分钟，弃去上清液。
- 将沉淀中加入适量的TE缓冲液，充分混匀。
- 再次以12,000 rpm离心10分钟，弃去上清液。
3. DNA沉淀- 向沉淀中加入适量的乙醇，混匀后静置2-3分钟。
- 将沉淀移入新的离心管中，以12,000 rpm离心5分钟。
- 弃去上清液，用75%乙醇洗涤沉淀1次。
- 将沉淀干燥，加入适量的TE缓冲液溶解。
4. DNA纯化- 将溶解的DNA溶液通过0.22 μm滤膜过滤，去除杂质。
- 使用紫外分光光度计测定DNA浓度。
动物应用原理实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解动物在实验中的应用原理；2. 掌握动物实验的基本操作技能；3. 培养实验者的观察、分析、总结能力。
二、实验原理动物实验是医学、生物学等领域研究的重要手段。
实验者通过对动物进行观察、检测、处理等操作，研究动物生理、生化、病理等方面的变化，从而揭示生物现象和疾病机理。
本实验主要介绍动物实验的基本原理和应用。
三、实验材料1. 实验动物：小白鼠、豚鼠、家兔等；2. 实验器材：解剖显微镜、手术器械、生理记录仪、生物显微镜、离心机等；3. 实验试剂：生理盐水、消毒液、抗生素等。
四、实验方法1. 实验动物的选择与处理：根据实验目的，选择合适的实验动物。
实验动物需进行编号、称重、消毒等处理，以保证实验的准确性和安全性。
2. 实验动物的麻醉与固定：实验动物需进行麻醉，以减轻疼痛和应激反应。
麻醉方法有吸入麻醉、静脉麻醉等。
麻醉后，将动物固定在手术台上，以便进行实验操作。
3. 实验操作：根据实验目的，进行相应的实验操作。
如解剖、生理实验、病理实验等。
4. 实验数据的采集与处理：实验过程中，需准确记录实验数据。
实验数据包括生理指标、生化指标、病理指标等。
实验数据需进行统计分析，以得出结论。
5. 实验动物的复苏与护理：实验结束后，需对实验动物进行复苏和护理。
复苏方法有人工呼吸、心脏按摩等。
护理内容包括观察动物的生命体征、饮食、饮水等。
五、实验结果与分析1. 实验结果：实验过程中，观察并记录实验动物的生理、生化、病理等方面的变化。
2. 实验分析：根据实验结果，分析实验动物的生理、生化、病理等方面的变化，探讨实验原理在动物实验中的应用。
六、实验结论1. 动物实验是医学、生物学等领域研究的重要手段，具有不可替代的作用。
2. 实验者需掌握动物实验的基本原理和应用，以保证实验的准确性和安全性。
3. 实验过程中，需注意实验动物的护理，确保实验动物的生命安全。
七、实验注意事项1. 实验前，需对实验动物进行编号、称重、消毒等处理。
动物能力实验报告
一、实验目的通过本实验，了解动物在不同能力方面的表现，掌握实验操作技能，提高对动物行为学的认识。
二、实验材料与器材1. 实验动物：成年大鼠10只（5雄5雌）2. 实验器材：实验箱、食物、水、迷宫、天平、秒表、录像设备、数据记录表等。
三、实验方法1. 迷宫实验（1）将大鼠分为两组，每组5只，分别进行迷宫实验。
（2）实验前，让大鼠适应实验环境，熟悉迷宫。
（3）实验开始时，将大鼠放入迷宫起点，记录大鼠完成迷宫的时间。
（4）实验结束后，记录大鼠的通过次数、错误次数等数据。
2. 跳跃实验（1）将大鼠分为两组，每组5只，分别进行跳跃实验。
（2）实验前，让大鼠适应实验环境。
（3）实验开始时，将大鼠放入跳跃装置，记录大鼠完成跳跃的时间。
（4）实验结束后，记录大鼠的跳跃次数、错误次数等数据。
3. 水迷宫实验（1）将大鼠分为两组，每组5只，分别进行水迷宫实验。
（2）实验前，让大鼠适应实验环境。
（3）实验开始时，将大鼠放入水迷宫，记录大鼠找到出口的时间。
（4）实验结束后，记录大鼠的通过次数、错误次数等数据。
4. 耐力实验（1）将大鼠分为两组，每组5只，分别进行耐力实验。
（2）实验前，让大鼠适应实验环境。
（3）实验开始时，将大鼠放入耐力装置，记录大鼠坚持的时间。
（4）实验结束后，记录大鼠的坚持时间、错误次数等数据。
四、实验结果与分析1. 迷宫实验结果通过迷宫实验，发现雄性大鼠在迷宫中的表现优于雌性大鼠，完成迷宫的时间更短，通过次数更多。
2. 跳跃实验结果跳跃实验中，雄性大鼠表现更佳，完成跳跃的时间更短，跳跃次数更多。
3. 水迷宫实验结果水迷宫实验中，雄性大鼠找到出口的时间明显短于雌性大鼠，通过次数更多。
4. 耐力实验结果耐力实验中，雄性大鼠坚持的时间更长，错误次数更少。
五、结论本实验通过对大鼠进行迷宫、跳跃、水迷宫和耐力实验，发现雄性大鼠在能力方面表现优于雌性大鼠。
这可能与雄性大鼠的生理特点有关，如雄性大鼠的神经递质分泌、激素水平等。
动物学实验报告(范文)(一)2024
动物学实验报告(范文)（一）引言概述：动物学实验报告是对特定动物或一组动物进行观察、记录和分析的科学性文档，通过实验分析动物的行为、特征和生态习性，从而更好地了解动物的生态环境和行为模式。
本报告将对一组实验中的动物进行观察和记录，并从以下五个方面进行详细阐述：动物的外部特征、生态环境、行为模式、饮食习性和繁殖方式。
一、动物的外部特征：1. 观察动物的体型、体长、体重等基本特征；2. 记录动物的体色、毛发和羽毛等外部特征；3. 探究动物的头部结构、四肢形态等特征；4. 观察动物的感觉器官如眼睛、耳朵等的形态和构造；5. 记录动物的运动能力和适应环境的特征。
二、动物的生态环境：1. 调查动物栖息地的地理位置和气候条件；2. 分析动物所处环境的地形和植被状况；3. 记录动物栖息地的海拔高度和水域特征；4. 探究动物栖息地的食物来源和天敌情况；5. 分析动物栖息地对其生活和繁殖的影响。
三、动物的行为模式：1. 观察动物的觅食行为和觅食策略；2. 记录动物的睡眠习性和活动规律；3. 探究动物的社交行为和群体组织结构；4. 观察动物的逃避和防御行为；5. 分析动物的繁殖行为和繁殖季节。
四、动物的饮食习性：1. 调查动物食性类型和摄食方式；2. 记录动物的主要食物来源和摄入量；3. 探究动物的消化系统结构和功能；4. 观察动物对不同食物的偏好和适应能力；5. 分析动物的饮食选择和食物摄入与能量需求的关系。
五、动物的繁殖方式：1. 调查动物的性别比例和交配方式；2. 记录动物的交配行为和繁殖季节；3. 探究动物的受精方式和卵胎生或胎生特征；4. 观察动物的孵化或生育过程和育儿行为；5. 分析动物的繁殖成功率和繁殖对后代生存的影响。
总结：综上所述，通过对动物的外部特征、生态环境、行为模式、饮食习性和繁殖方式进行观察和分析，我们对该组动物的生活习性和繁殖生态有了更加深入的了解。
这些信息对于保护和管理特定动物群体以及生态环境的保护具有重要的参考价值。
基础科研动物实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本研究旨在探究XX动物模型在XX疾病发生发展中的作用，为XX疾病的预防和治疗提供新的理论依据。
二、实验材料1. 实验动物：XX种，XX月龄，体重XX克，共XX只。
2. 实验试剂：XX试剂、XX试剂、XX试剂等。
3. 实验仪器：XX仪器、XX仪器、XX仪器等。
三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为XX组，包括对照组和实验组。
2. 实验动物处理：对照组给予正常饲养，实验组给予XX处理。
3. 实验指标检测：- XX指标：采用XX方法检测。
- XX指标：采用XX方法检测。
- XX指标：采用XX方法检测。
4. 数据分析：采用XX统计软件进行数据分析。
四、实验结果1. XX指标检测结果：- 对照组XX指标：XX（单位）。
- 实验组XX指标：XX（单位）。
2. XX指标检测结果：- 对照组XX指标：XX（单位）。
- 实验组XX指标：XX（单位）。
3. XX指标检测结果：- 对照组XX指标：XX（单位）。
- 实验组XX指标：XX（单位）。
五、讨论本研究通过XX动物模型，成功模拟了XX疾病的发生发展过程。
实验结果显示，实验组动物的XX指标显著高于对照组，提示XX处理可能对XX疾病的发生发展具有促进作用。
进一步分析表明，XX处理可能通过XX途径影响XX指标，从而导致XX 疾病的发生。
本研究结果为XX疾病的预防和治疗提供了新的思路。
然而，本研究也存在一定的局限性，如实验动物数量有限、实验指标单一等。
未来研究将进一步扩大实验动物数量，增加实验指标，以期为XX疾病的预防和治疗提供更全面的理论依据。
六、结论本研究通过XX动物模型，成功模拟了XX疾病的发生发展过程，并初步揭示了XX 处理对XX疾病的影响。
这为XX疾病的预防和治疗提供了新的思路，但还需进一步研究以证实其临床应用价值。
七、参考文献[1] XX，XX. XX研究进展[J]. XX杂志，XX（XX）：XX-XX.[2] XX，XX，XX，等. XX疾病的研究[J]. XX杂志，XX（XX）：XX-XX.[3] XX，XX，XX，等. XX动物模型建立及研究进展[J]. XX杂志，XX（XX）：XX-XX.八、附录1. 实验动物饲养记录表。
实验动物学实验报告(共篇)
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
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实验动物学实验报告学院:学号:姓名时间:实验一:小鼠实验一、实验目得1、掌握小鼠抓取、固定得基本方法;２、掌握小鼠得雌雄鉴别方法;3、掌握小鼠得标记方法;４、掌握小鼠得基本采血技术;５、掌握小鼠得常用给药方法;６、掌握小鼠得解剖方法,熟悉内部脏器得自然位置;二、实验材料1、实验动物:每组两只雌鼠,两只雄鼠;2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器与小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml 注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛;三、实验内容及方法1、小鼠得抓取与固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指与食指抓住小鼠得两耳与颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可、这种在手中固定方式,能进行实验动物得灌胃、皮下、肌肉与腹腔注射以及其她实验操作。
2、小鼠得雌雄鉴别雄鼠得阴囊明显,雄鼠可见阴道开口与五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门得距离判定,近者为雌,远者为雄、另外,雌鼠肛门与生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门与生殖器之间长毛。
3、小鼠得标记方法１)耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位。
２)剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠;3)染色法用毛笔将苦味酸涂在动物得不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。
４、小鼠得基本采血１)剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在４5℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张。
将鼠尾擦干,再用刀片剪去1—2ｍm,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取,同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后,先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口、也可采用切割尾静脉得方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0、2~0、3ｍl血,切割后用棉球压迫止血、这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长得间隔时间连续取血,进行血常规检查。
2)眼眶后静脉丛取血当需中等量得血液,而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血),右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～３mｍ、当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压得关系,血液即流人玻璃管中。
得到所需得血量后,拨出毛细管。
若手法恰当,小鼠约可采血0。
2~0。
3ml、3)心脏取血动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位得被毛,用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第３~4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4～5号针头得注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动得力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点:要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺;要缓慢而稳定得抽吸,否则,太多得真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠得常用给药方法1)经口给药:小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3～4cｍ,常用得灌胃量小鼠为0、２~1ml;2)皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下、拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。
3)肌肉注射给药小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中得药物时,采用肌肉注射、操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠得1条后肢,右手拿注射器、将注射器与半腱肌呈９0°角迅速插入1/４,注入药液、用药量不超过０.1ml/10g体重。
4)腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线得两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nｍ左右,接着使注射针头与皮肤呈４5°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液与尿液后即可注射药液。
５)尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根、操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用4５~5０℃得温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指与小指夹住尾巴得末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于３0℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2－３厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠得解剖将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部得皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠得腹部与胸部得皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔与胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔与胸腔得各内脏器官。
内部脏器观察1)肺:分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。
2)心脏:呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间。
３)肝:附于隔上,呈暗褐色,分５叶。
4)胃:分贲门、幽门、胃底及胃体、5)肠:分小肠与大肠。
小肠包括回肠、空肠与十二指肠。
６)脾:脾斜卧在胃得左侧,呈暗红色,长条扁平状。
7)胰:在十二指肠附近,呈粉红色。
８)肾:右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。
9)卵巢与子宫:卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫,为Ｙ字形、10)睾丸:小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。
实验二:大鼠实验一、实验目得1、掌握大鼠抓取、固定得基本方法;2、掌握大鼠得雌雄鉴别方法;3、掌握大鼠得标记方法;４、掌握大鼠得基本采血技术(尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血);5、掌握大鼠得常用给药方法(灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉);６、掌握大鼠得解剖方法,熟悉内部脏器得自然位置;二、实验材料1、实验动物:每组ＳD大鼠2只(1雌1雄);２、实验器械及试剂:鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、１ml注射器、5mｌ注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、1０%水合氯醛、生理盐水;三、实验内容及步骤1.抓取与固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部、轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指与食指抓住两耳后与劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部与尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡、2.性别鉴定成年雄鼠得睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口与乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门得距离判定,雄性:距离长,毛发密(与其她部位一样),雌性:距离短,毛发稀疏。
3.给药1)灌胃: 将注射器装入药物溶液,装上灌胃针。
抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管、一般当灌胃针插入大鼠４～5ｃm,常用得灌胃量大鼠为０、5~1ml;(若药物灌入肺中,大鼠死亡)。
2)腹腔注射:左手固定大鼠后,右手持针,4５度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感、针头刺入皮肤后进针３nｍ左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间得倾斜角度,继续进针、固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液与尿液后即可注射药液。
3)尾静脉注射:鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根、操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃得温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指与小指夹住尾巴得末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于３０℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血、如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
(切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象)。
4)皮下注射:将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指与食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入得药物可被吸收。
5)皮内注射:小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指与食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住得皮肤,注射药液。
若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白得皮丘即为注射成功。
为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔。
4.麻醉:抓取固定大鼠后,通过腹腔注射得方式(按10%水合氯醛2mｌ/ｋg得用量)将适量得麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡、5.釆血1)尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用4５～５0℃得温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指与小指夹住尾巴得末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于３0℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0、1ｍｌ。
2)心脏釆血:将麻醉后得小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏得位置(为搏动为剧烈处)。
右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以３0度角向前刺入2。
5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动得力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏得位置,继续采血、采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头得位置。
(每次采血量可达２～３mｌ)。
３)腹主动脉采血:将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后(腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱),右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25～30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血。