实验 实验动物的给药与采血
药理动物采血实验报告
一、实验目的1. 掌握药理实验中动物采血的方法和技巧。
2. 学习不同动物采血点的选择及其适用性。
3. 了解采血过程中的注意事项，确保实验数据的准确性。
二、实验原理药理实验中，动物采血是获取实验数据的重要环节。
通过采血，可以检测动物体内的血液指标，如血糖、血脂、血常规等，从而评估药物对动物的影响。
本实验采用小鼠作为实验动物，分别通过尾静脉采血和眼眶静脉采血两种方法获取血液样本。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠（体重18-22g）。
2. 采血器材：采血针、注射器、试管、酒精棉球、止血带等。
3. 实验试剂：生理盐水、抗凝剂等。
四、实验方法1. 尾静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定尾部。
- 将尾部毛剪去，用酒精棉球消毒。
- 观察尾静脉，选择较粗的静脉进行采血。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
2. 眼眶静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定头部。
- 用酒精棉球消毒眼眶周围。
- 用拇指和食指轻轻按压眼球，使眼眶静脉暴露。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
五、实验结果1. 尾静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.1ml，可重复采血3-5次。
2. 眼眶静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.05ml，可重复采血2-3次。
六、实验讨论1. 尾静脉采血操作简便，采血量充足，适用于一般药理实验。
但反复采血可能导致小鼠尾部损伤，影响实验动物的存活率。
2. 眼眶静脉采血操作相对复杂，采血量较少，但损伤较小，适用于需要多次采血或对动物存活率要求较高的实验。
3. 采血过程中应注意以下几点：- 操作者应熟悉动物解剖结构，避免损伤血管。
- 采血针插入血管后，应缓慢抽拉，避免血液凝固。
- 采血完毕后，应及时对伤口进行消毒和压迫止血。
药理学动物实验基本方法
右手拿注射器， 针尖的斜面朝 上，将针 头从远心端插 入血管
回抽有血即可
注射，拔针后 用棉球止血
豚鼠可用足 背静脉注射
实验动物的 给药.MPG
二、实验动物的采血
1 尾尖采血
眼眶静脉丛采血
2
断头采血 腹主动腹脉主动采脉血采血 心脏采血 静脉采血
3 4 5 6
1
尾尖采血
方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中 浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩 张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血 液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。 对象：大、小鼠 特点：小量采血，可以多次采血。
药理学动物实验基本方法
药学院药理学科组
Contents
1 实验动物的捉持与给药 2 实验动物的采血 3 实验动物的编号和分组 4 实验动物的麻醉
一、捉持与给 药
小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 犬
•小鼠的捉持
1、用右手拇指 和食指捏住小鼠 尾巴中部将小鼠 提起，放在饲养 合的面罩上。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
笼或大小鼠固定 器的孔拉出鼠尾 巴
用左手捏住鼠 尾巴中下部， 用75％
酒精棉球反 复擦拭尾部
大鼠亦可用 舌下静脉注
射
注射时，以左 手拇指和中指 捏住鼠尾两侧， 用食指从下面 托起尾，
右手持4号针 头的注射器， 使针头与
静脉平行 （小于30度角）
•静脉注射给药——犬
前肢皮下头静脉 或后肢小隐静脉 注射 。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架
内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法
小鼠采血方法:
1. 选择小鼠的尾部静脉为采血点。
2.事先将小鼠置于温暖的环境中，保持鼠体温度较高，有助于
血流畅通。
3.用70%乙醇消毒小鼠尾部，待干后将尾部静脉突出。
4.使用一段带有注射器的采血针，将针尖插入静脉内，逐渐将
血吸入注射器中。
5.采取适当的采血量，通常不超过小鼠总体重的1%。
6.采血完毕后，将小鼠放回舒适的环境，并检查是否有出血或
感染。
小鼠给药方法:
1. 可以考虑口服给药：将给药物质制成溶液或混悬液，使用小鼠专用的给药针或胃管轻轻将药物注入小鼠口中。
2. 可以考虑皮下注射给药：使用一次性注射器和细针，轻轻将药物注射到小鼠的颈部、背部或腹部皮下。
3. 可以考虑静脉注射给药：将小鼠固定在注射台上，通过尾静脉或静脉突出的其他部位进行注射，使用适当大小的注射器和针头。
4. 可以考虑腹腔注射给药：将小鼠固定在注射台上，轻轻将药物注射到小鼠的腹腔内，使用适当大小的注射器和针头。
5. 必要时，可以使用气管插管或静脉插管等专业仪器辅助给药。
值得注意的是，在进行任何操作之前，应该对小鼠的器官位置、给药剂量和频率等进行仔细研究和规划，并严格遵守动物实验
伦理的相关规定。
在操作过程中要注意对小鼠的痛苦程度进行评估，并在必要时使用麻醉药物减轻疼痛。
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
实验动物与动物实验方法教案--动物实验的常用实验技术动物血液的采集方法精选全文
精选全文完整版可编辑修改第三篇动物实验的常用实验技术第一章动物实验的基本操作第一节实验动物的编号大鼠和小鼠的编号一般都用不同颜料涂染皮毛的方法来标记，常用的涂染化学品如下①涂染黄色用3～5%苦味酸溶液;②涂红色用0.5%品红溶液等。
前者最常用。
在动物固定的不同部位涂上苦味酸斑点表示不同号码。
一般习惯在左前腿上为1，腰部为2，在左后腿上为3，在头部为4，在正中为5，在尾基部位6，在右前腿为7，在右侧要不为8，在右后退上为9，不涂染鼠为10。
如果试验时动物编号超过10，可在动物同一部位上再涂染另一种涂染剂。
标记方法如图。
第二节动物的捉持和固定一、小白鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。
二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿时，可戴上手套。
实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
三、家兔的捉持：用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势。
第三节常用动物的给药方法一、小鼠、大鼠常用的给药方法1、灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
一般的给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠为1～2.0ml／100g。
2、皮下注射（sc）: 常在背部皮下注射。
一手固定动物，另一只手注射给药。
一般给药量小鼠为0.1～0.20ml ／10g，大鼠为1ml／100g。
3、腹腔注射（ip）: 左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠1～2.0ml／100g。
4、肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉。
实验动物给药和采血方法
实验动物给药和采血方法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
动物实验操作基本方法
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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•犬的捉持 犬的捉持
实验者先抚摩， 实验者先抚摩， 逐步接近， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌， 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。 勿太紧）。
如犬不合作， 如犬不合作， 则先用一根特 制长柄狗头夹， 制长柄狗头夹， 从后面夹住犬 颈，限制犬头 部活动，再按 部活动， 上述方法捆住 犬嘴。 犬嘴。
腹主动脉采血
1 2 3 4 5 6
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1
尾尖采血
方法： 方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中 浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩 张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血 液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。 对象： 对象：大、小鼠 特点： 特点：小量采血，可以多次采血。
首先戴好防护 手套
用右手拇指和 食指抓住大鼠 尾巴中部将大 鼠提起， 鼠提起，放在 大鼠饲养盒的 面罩上。 面罩上。
左手顺势按、 左手顺势按、 卡在大鼠躯干 背部， 背部，稍加压 力向头颈部滑 行。
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•豚鼠的捉持 豚鼠的捉持
先用左手轻轻 扣、按住豚鼠 背部。 背部。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。 动物的胃中。
左手捉持动物， 左手捉持动物， 使头部向上。 使头部向上。 1、将灌胃针连 接在注射器上， 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。 药液。
右手持针，把 右手持针， 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔， 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。 往下推。
鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，得到所需要的血量 后，拔出。 对象： 对象：大、小鼠等。 特点： 特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白 鼠），避免动物死亡。 。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。
ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。
悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。
iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。
iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。
b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。
ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。
iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。
iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。
2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。
ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。
悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。
vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。
b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。
ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
医学实验动物学实验一大、小鼠给药、采血、麻醉和解剖
实验一 大鼠和小鼠给药、 采血、麻醉和解剖
实验目的
1.掌握大小鼠常用给药方法和采血技术 2.掌握大小鼠的麻醉方法和解剖步骤 3.熟悉大小鼠的解剖 结构
小鼠的抓取和固定(1)
小鼠的抓取和固定(2)
注意点
抓取小鼠时动作要迅速，要轻 防止被小鼠转过头咬，抓其颈后皮肤要
多 万一被咬，应立即挤出血液，清水冲洗
大鼠的抓取与固定(1)
大鼠的抓取与固定(2)
大鼠的抓取与固定(3)
一、小鼠灌胃（给药方法之一）
将实验小鼠徒手固定 灌胃针从嘴角处插入口腔内，紧贴咽
后壁插入食道（1ml注射器，深度大 约为3cm） 推动针管给药（生理盐水） 注意不要插入气管，不要抓的太紧以 致小鼠窒息死亡
安全采血量：小鼠0.3ml;大鼠：2ml!
大鼠心脏采血
五、大鼠大体解剖观察及绘图
1.按0.1ml/10g体重，将SD大鼠用3.5% 水合氯醛腹腔注射麻醉。 2.腹部朝上固定于解剖板。 3. 用10cm剪刀从下腹部向上剪开皮肤， 打开腹腔，观察腹腔内脏器，观察大鼠肝 脏时特别注意大鼠无胆囊。 4. 用14cm剪刀打开胸腔，观察胸腔脏器。 5. 根据大体解剖所见，绘图。
麻醉剂：麻醉药为3.5%水合氯醛，剂量 按大鼠体重0.1ml/10g，200g的大鼠 为2ml。
四、大鼠心脏采血
右下腹腔麻醉（麻醉药为3.5%水合氯醛，剂 量按0.1ml/10g)
待其麻醉后，仰卧位固定在解剖板上 胸骨左侧，腋窝平行线下2-3肋骨间，大鼠心
搏动最强处斜行刺入（1ml注射器） 缓慢抽动针管采血 取血量多时采用（同样适用于小鼠）
最大灌胃量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
尾静脉
二、小鼠尾静脉注射（给药方法之二）
项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法
项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法(一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。
一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。
注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。
注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。
小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。
家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml．(二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。
若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。
皮内注射量一般为0.1～0.2ml。
(三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。
一般多选臀部、大腿内侧或外侧。
针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。
家兔等大动物注射量不超过2ml。
(四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。
家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。
小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。
(五) 静脉注射1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。
用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。
若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。
注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。
注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。
2．小鼠于尾部两侧静脉注射。
实验动物采血实验报告
一、实验目的1. 掌握实验动物采血的方法和技巧。
2. 熟悉实验动物采血设备的操作流程。
3. 了解采血过程中的注意事项及紧急处理方法。
二、实验原理实验动物采血是生物医学研究中常用的实验技术，通过采集动物的血液样本，可以检测血液中的各项指标，为疾病诊断、治疗和预防提供依据。
实验动物采血主要包括心脏采血、股动脉采血和尾静脉采血等方法。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：大鼠、小鼠等。
2. 采血设备：采血针、注射器、酒精棉球、止血带等。
3. 实验试剂：抗凝剂、生理盐水等。
四、实验方法1. 实验动物准备：将实验动物放入安静、舒适的环境中，使其适应实验环境。
2. 采血部位选择：根据实验需要，选择合适的采血部位。
本实验以尾静脉采血为例。
3. 采血操作：（1）用酒精棉球消毒实验动物尾根部，待酒精挥发后，用止血带扎紧实验动物尾巴。
（2）左手捏住实验动物尾巴，右手持采血针，垂直刺入尾静脉。
（3）拔出采血针，将血液吸入注射器中，注意防止气泡进入。
（4）采集完成后，迅速拔出采血针，用酒精棉球按压伤口，防止出血。
4. 血液处理：（1）将采集到的血液加入抗凝剂，混匀。
（2）将血液样本置于离心机中，以3000r/min离心10分钟。
（3）取上清液，放入冰浴中保存。
五、实验结果与分析1. 实验结果：成功采集到实验动物血液样本。
2. 结果分析：通过本次实验，掌握了实验动物采血的方法和技巧，熟悉了采血设备的操作流程。
在实验过程中，注意了采血过程中的注意事项，如消毒、止血等，确保了实验的顺利进行。
六、实验讨论1. 采血部位的选择：不同实验动物和实验目的选择不同的采血部位。
本实验采用尾静脉采血，操作简便，创伤小，适用于一般实验。
2. 采血技巧：采血时，动作要轻柔，避免对实验动物造成不必要的伤害。
同时，注意观察实验动物的反应，以便及时调整采血方法和力度。
3. 采血过程中的注意事项：（1）严格遵守无菌操作规程，防止感染。
（2）采血过程中，注意观察实验动物的反应，避免过度采血。
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 实验动物参数分级给药体积大全
0.25 (0.5)
2
c
10 (15)
2 (5)
C (20)
0.25 (0.5)
2.5
(10)
10 (15)
1 (2)
1 (20)
0.25 (0.5)
2.5
(5)
a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能
超过 2 次。皮下注射每天限制在 2~3 个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。
0.1 ml。
动物种属
小鼠 大鼠 兔 犬 猴 狨猴 小型猪 说明:
表 1 各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积 a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except bml/site)d
Oral
10 (50) 10 (40)
sc
10 (40) 5 据。 d．每一栏内有两组数字，左边的数字代表的是指导原则中适用于单次或多次给药时的给药 体积。右边括号内的数字代表的是可能的最大给药体积。如果超过这个给药体积那么将会导 致动物权益与实验的科学性之间产生矛盾。在某些情况下，给药体积要与药典的要求相适应。
二、静脉内给药 1.静脉推注：这种给药方式可使受试药在很短的时间内进入体内（大约在 一分钟内）。如此的快速注射要求试样与血液之间要能配伍且粘性不能太大。当 大体积的注射物质进入体内时，注射液应预热到动物体温水平。对于啮齿类动 物，给药速度不能超过 3ml/min。观察到把生理盐水以 6 ml/kg 给狗快速静脉内 注射时（<1 min），犬的血细胞容量计、心率方面没有发现可观察到的改变，但 是以 20ml/kg 给药时，血液被稀释 15%，且会出现短暂的心动过速。 2.静脉内缓慢注射：静脉缓慢注射是指注射过程超过 5~10min，此时应使用 蝶状针，或在浅静脉中留置静脉管套（短期），以便长时间内多次给药。 当给小鼠每日以 1ml/min 的速度，80ml/kg 的给药量，连续静脉内注射等渗 盐 4 天，经观察没有发现不良应激的显著体征以及肺损害。但以 0.25、0.5、 1.0ml/min 的速度给药且治疗时间延长至 30 天时，肺损害的严重程度和发生率 增加。 在早期可能也会产生不良影响，但因时间较短，不足以观察到病理学改 变。 3.连续输注：为了与临床用药一致,有时需连续静脉内输注。在 2 小时内， 单次给药的给药体积应小于循环血量的 10%。 对动物有效固定但不激惹之，对于维持长时间输液来说是个关键的因素。 一次输注时总的持续时间也是一个因素。表 2 提供了推荐使用的关于非连续 输注给药（每天 4 小时）及连续输注给药（24 小时）的给药体积、给药速度。
常用实验动物的采血方法简介
常用实验动物的采血方法一小鼠和大鼠的采血方法1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。
先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。
采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。
此法每只鼠一般可采血 10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。
2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。
若技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。
如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。
3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。
4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性分离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。
5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。
6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
7、股动脉采血:大量取血时常用此法。
需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达 0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。
二豚鼠、家兔的采血方法1、家兔耳缘静脉采血穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。
具体方法同耳缘静脉注射给药。
此法一次可采血5～lOml，可多次重复使用。
小鼠采血方法实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握小鼠采血的方法和技巧。
2. 了解不同采血方法的特点和适用范围。
3. 提高动物实验操作的规范性和安全性。
二、实验材料1. 实验动物：健康小鼠若干只。
2. 实验器材：解剖显微镜、手术刀、剪刀、镊子、无菌手术器械、无菌棉球、液体火棉胶、注射器、无菌生理盐水、消毒液等。
三、实验方法1. 采血方法：本次实验主要采用剪尾采血和眼眶后静脉丛采血两种方法。
（1）剪尾采血：a. 将小鼠置于实验台上，用左手拇指和食指抓住小鼠颈部皮肤，将其头朝下。
b. 将小鼠尾巴浸泡于50℃热水中数分钟，使尾部血管充盈。
c. 擦干尾部，用剪刀或手术刀剪去尾尖1-2mm。
d. 用注射器吸取无菌生理盐水，注入伤口处，使血液流出。
e. 用无菌棉球压迫伤口处止血，并涂上液体火棉胶。
（2）眼眶后静脉丛采血：a. 将小鼠置于实验台上，用左手拇指和食指抓住小鼠颈部皮肤，将其头朝下。
b. 将麻醉药物滴入采血侧眼球，对小鼠眼部进行局部麻醉。
c. 用左手拇指和食指压迫小鼠颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。
d. 右手持硬质毛细玻璃管，沿眼角刺入眼眶底部，轻轻捻动毛细管，使其刺入眼眶静脉丛，可见血液流出。
e. 采集到所需血量后，用无菌棉球压迫伤口处止血。
2. 血液样本处理：a. 将采集到的血液样本注入无菌试管中。
b. 混匀血液样本，按照实验要求进行分离、检测等后续处理。
四、实验结果与分析1. 剪尾采血：a. 采血量：约0.1-0.2mL。
b. 采血时间：约5-10分钟。
c. 采血成功率：95%。
2. 眼眶后静脉丛采血：a. 采血量：约0.2-0.3mL。
b. 采血时间：约10-15分钟。
c. 采血成功率：90%。
五、实验讨论1. 剪尾采血方法操作简便，适用于少量多次采血，但可能导致小鼠尾部疼痛，影响动物福利。
2. 眼眶后静脉丛采血方法适用于中等量采血，成功率较高，但需要局部麻醉，可能对小鼠造成一定程度的刺激。
大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告
大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告一、实验目地：通过实际操作，掌握小鼠地一般操作方法，包括小鼠地抓拿、标记、给药（灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物：大鼠、小鼠（雌雄）三、实验步骤：1、抓取和固定，标记编号分组2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、采血血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法麻醉：氯胺酮腹腔麻醉5、处死：脊椎脱臼法6、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性：双角子宫、卵巢、肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠地尾根部固定：抓住小鼠地尾根部，让小鼠在粗糙面上爬行，后拉尾跟部，右手地拇指和食指抓住小鼠两耳及其间地颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面．并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针后灌生理盐3、注射给药:腹腔注射:从下腹部地两侧进针,进针时针与腹复部成45度，进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左左手中指和拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射生理盐水.注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重，按地药量给药，分钟麻醉成功6、处死：脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促地力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢肾上腺：米粒大胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状，胆囊：芝麻大小，浅绿色，半透明，甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
五、实验讨论1、小鼠抓取地感受：小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定．通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定．如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
实验动物的采血实验报告
一、实验目的1. 掌握实验动物采血的方法和技巧。
2. 熟悉实验动物采血设备的操作。
3. 了解采血过程中的注意事项。
二、实验原理实验动物采血是医学研究、生物科学等领域的重要实验技术。
通过采集实验动物血液，可以检测其生理指标、病原体、药物浓度等，为疾病诊断、药物研发、生物学研究等提供重要数据。
本实验采用心脏采血法，通过切开动物心脏，收集血液样本。
三、实验材料1. 实验动物：小白鼠1只。
2. 采血设备：采血针、注射器、酒精棉球、无菌手套、生理盐水。
3. 实验用品：试管、试管架、离心机、记号笔。
四、实验步骤1. 实验动物准备（1）将小白鼠放入代谢笼中，适应实验环境。
（2）在小白鼠头部涂抹少量酒精，使其麻醉。
（3）用记号笔在小白鼠胸部标记心脏位置。
2. 采血操作（1）戴无菌手套，将小白鼠放在实验台上。
（2）用酒精棉球消毒小白鼠胸部皮肤。
（3）用采血针在小白鼠胸部心脏位置切开皮肤，找到心脏。
（4）用注射器抽取血液，注入试管中。
（5）在采血过程中，注意观察小白鼠反应，如有异常，立即停止采血。
3. 血液处理（1）将采集到的血液样本进行离心处理，分离血清和红细胞。
（2）将血清和红细胞分别装入试管，标记清楚。
4. 实验数据记录（1）记录小白鼠的体重、性别、年龄等基本信息。
（2）记录采血时间、采血量、血液颜色等。
五、实验结果与分析1. 实验结果本次实验成功采集到小白鼠血液样本，血液颜色正常，无溶血现象。
2. 实验分析（1）采血过程中，操作者需熟悉实验动物解剖结构，避免损伤心脏。
（2）采血过程中，注意无菌操作，防止感染。
（3）采血量不宜过多，以免影响实验动物健康。
六、实验结论本次实验成功掌握了实验动物采血的方法和技巧，为后续实验提供了可靠的血液样本。
七、实验讨论1. 实验动物采血过程中，如何避免感染？答：实验过程中需严格遵守无菌操作原则，如戴无菌手套、消毒皮肤等。
2. 采血过程中，如何避免损伤心脏？答：熟悉实验动物解剖结构，准确找到心脏位置，操作轻柔。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法实验小鼠给药和采血是实验动物学中重要的实验操作，本文将详细介绍其中的方法和技巧。
实验小鼠给药是实验动物学研究中的重要环节。
正确的给药方法能够保证实验药物的正确投放和吸收，减少不必要的损失，提高实验的准确度和可靠性。
常见的小鼠给药方法包括：1. 饮水给药法饮水给药法是将药物溶解在小鼠饮用水中，让小鼠在饮水时进行自由摄取。
该方法操作简便，不需造口，适用于长期口服药物，长效治疗和组液注射等。
但该方法存在饮水量的波动和不稳定，因此需加入糖或盐以调控水的口感和促进饮水量，同时需对药物的稳定性和光敏性进行考虑。
2. 胃灌注法胃灌注法是将药物以液态形式通过硅胶管或灌胃管灌进小鼠口中，使其通过食管进入胃内。
该方法操作简单，可以精确控制药物的剂量和给药时间。
但该方法会造成不适和伤害，并可能引起呕吐反应，需对灌注量，灌入角度和灌注速度进行控制。
3. 腹膜注射法腹膜注射法是将药物注射到小鼠的腹膜腔内，并通过腹膜吸收进入血液循环系统。
该方法需对注射点，注射技术和药物剂量进行控制，可以减少药物的代谢和排泄，提高药物的利用率。
但该方法会造成一定的创伤和细胞损伤，需对注射量，注射时机和药物的准确性进行控制。
鼻腔给药法是将药物溶液通过鼻孔喷洒到小鼠的鼻腔内，再通过气道吸收进入血液循环系统。
该方法操作简便，可以克服口服和注射的局限性，适用于强效药物的给药和吸入药物研究。
但该方法存在对鼻腔的刺激和创伤，需对药物剂量和吸入速度进行控制和调节。
实验小鼠采血是实验动物学研究中的必要环节，得到血液样本能够反映小鼠体内药物的吸收，代谢和排泄程度，为实验结果的分析提供有力依据。
常见的小鼠采血方法包括：1. 轻微采血法轻微采血法是通过尾部切割，使血滴自然流出的方法，操作简单快捷，适用于采集小量血液的情况。
但该方法不能重复采集，在次数和时间上有很大的限制。
2. 悬胶胶体采血法悬胶胶体采血法是将小鼠的胶体中的血管挑选出来，以胶体替代原有的血管，实现血流畅通，并通过尾部切割获取血液样本的方法。
实验动物的接种与采血技术（论文资料）
三、实验材料
1. 家兔： 1只/组；
2. 鸡：
1只/组；
3. 小白鼠： 1只/人；
4. 豚鼠1只；
5. 常规接种工具：
1mL注射器（1支/人），
50mL注射器（1支/组），
小镊子、剪毛剪
6. 灭菌生理盐水，抗凝剂；
7. 酒精棉球、碘酊棉球。
四、实验内容
练习以下内容：
1. 家兔
① 皮内注射 ② 皮下注射 ③ 肌肉注射 ④ 耳静脉注射 ⑤ 心脏采血 ⑥ 颈静脉放血
实验四 实验动物的接种与采血技术
扬州大学兽医学院 成大荣
2009年5月4日星期一
一、目的要求
1. 学习并掌握实验动物的接种方法； 2. 学习并掌握实验动物的采血方法。
二、背景知识介绍
1. 什么是实验动物？
指经人工饲育，对其携带的微生物实行控制，遗传背景 明确或来源清楚，用于科学研究、教学、生产、检定以及 其他科学实验的动物。
紧贴皮肤表层刺入皮内;
• 注射后, 可见皮肤表面鼓起小皮丘。
③ 肌肉注射
• 选择肌肉发达、无大血管的部位(如臀部) ，垂直迅速 刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
④ 腹腔注射
• 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，为避免伤及 内脏，可使动物腹部向上并处于头低位，内脏移向上腹;
• 右手将注射针头于下腹部刺入皮下，再穿过腹肌，固定 针头，缓缓注入药液。
① 腹腔注射
2. 小白鼠 ② 摘取眼球采血
③ 脊椎脱臼
3. 鸡
① 颈部皮下注射 ② 胸部肌肉注射 ③ 翅静脉采血
五、注意
1. 几种动物不同给药途径的常用注射量（mL）
注射途径 小鼠 大鼠 豚鼠
兔
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四、实验内容和步骤
• 1、灌胃给药 • 将小鼠固定让身体保持直，将灌 胃针伸进小鼠的嘴里，针头向着人 的方向，插入约3cm左右即可，然后 推针将生理盐水注入小鼠的胃里。 • 2、尾静脉注射 • 抓取小鼠用鼠笼的盖子倒过来将 小鼠固定，抓住它的尾巴，寻找一 条合适静脉，用酒精棉球涂抹使静 脉扩张然后以15度进针，向前平推 药，出针后用干燥的棉花止血。
6
七、思考题
• 1、实验小鼠采血的方法和种类有哪些？ • 2、灌胃给药的注意事项有哪些?
7
3
• 3、剪尾采血 • 抓取小鼠用鼠笼的盖子倒过来将小鼠固定，抓住它的尾巴， 固定好用酒精棉球消毒尾部，用剪刀剪去尾尖约2-3nm，迅速理 尾挤压取血，采血用棉球按住2分钟止血。 • 4、眼球采血 • 抓取小鼠用麻醉缸麻醉后迅速取出，用酒精棉球消毒小鼠的 眼球和弯头镊子，将小鼠固定好，用弯头镊子将小鼠的眼球挤出 并摘除，采血后用棉球迅速按住5分钟止血。
1
三、实验设备及材料
• • • • • • • 1、昆明种小鼠，SPF级老鼠（带菌少、且菌种明确）。 2、小鼠饲料：普通的实验动物饲料。 3、小鼠垫料：来自木材的木屑，再灭菌、干燥。 4、小鼠水：蒸馏水。 5、小鼠饮水瓶。 6、小鼠笼子。 7、灌胃针、一次性注射器、酒精棉球、剪刀、麻醉缸、口罩、 手套、弯头镊子、生理盐水、酒精、乙醚。
4
五、实验结果
• 1、记录灌胃给药所用的剂量及观察现象。 • 2、记录剪尾采血的现象。 • 3、记录眼球采血的麻醉时间、苏醒时间以及小鼠采血后是否死 亡。
5
六、注意事项和要求
• 1、灌胃给药时针头要向着鼠肚方向，插入深度要足够3-4cm，抓 鼠时要稳身子要直。 • 2、剪尾采血时要注意止血和老鼠的活动。 • 3、眼球采血时： • 1）麻醉时间得控制好，不能过长，以防闷死小鼠，不能过短， 否则进行摘除眼球时不方便； • 2）准备工作得先做好，以保证用最快的速度完成； • 3）切除眼球前要消毒，止血时不能用力过猛，不要压住小鼠 的鼻子，以防它呼吸受阻。
实验 血
ห้องสมุดไป่ตู้
实验动物的给药与采
• 一、实验目的和任务 • 1、巩固和掌握灌胃给药的方法与技术。 • 2、学习和了解尾静脉注射给药的方法与技术。 • 3、掌握剪尾采血的方法与技术。 • 4、掌握眼球采血的方法与技术。 • 二、实验原理介绍 • 在动物福利和伦理理论的指导下，根据实验动物的生理特征， 结合各种实验的具要求，完成各种采血的操作。