实验动物的抓取与固定
实验动物的抓取固定方法
实验动物的抓取固定方法实验动物的抓取固定方法是指将实验动物固定在特定位置以便进行实验操作的方法。
正确的固定方法可以确保实验结果的准确性和可复现性，并且对实验动物的幸福指数也有较小的影响。
以下是一些常见的实验动物抓取固定方法：1.自由定位方法：适用于小型实验动物，如小鼠、大鼠等。
在实验开始前，将动物逐渐适应于实验室环境，让它们感到安全和舒适。
然后，将动物置于接触面积较小的透明塑料容器中，以避免其逃脱。
容器底部可以放置一张纸或软垫以提供舒适的表面。
动物可以自由运动，但不能逃离容器。
2.头部固定方法：适用于需要进行头部操作的实验，如脑电图记录、头部显微镜观察等。
首先，将实验动物固定在一个特定的装置上，如头部固定架或头部夹具。
固定时必须确保动物的头部完全固定，而身体其他部分可以保持自由运动。
可以使用软垫或减震器来提供额外的舒适度和安全性。
3.体位固定方法：适用于需要对实验动物进行全身操作的实验，如手术、注射等。
在体位固定前，需要逐渐让动物适应固定设备，以减少其压力和不适感。
然后，将动物放置在特定的固定装置上，如体位固定架或体位夹具。
固定时需要确保动物的四肢和身体部位被适当固定，同时保持头部和颈部的自由度以保证呼吸和进食。
4.高度限制方法：适用于需要控制动物行动范围的实验，如跑步机实验、挠痒实验等。
在进入实验环境之前，将实验动物逐渐适应于限制固定的空间以减少压力和不适感。
然后，将动物放置在一定高度的围栏或容器中，以限制其行动范围。
围栏或容器的高度应根据实验需要和动物种类来确定。
无论采用何种固定方法，都需要确保实验动物的福利和安全。
在固定过程中，应该定期检查动物的健康状况，并在固定结束后给予适当的休息和恢复时间。
此外，还应避免使用过于紧凑或不适合动物的固定设备，以防止造成动物的身体创伤或长期压力。
最重要的是，实验者应该尽量减少固定时间，并在实验结束后进行适当的养护和社交环境恢复，以保证实验动物的福祉。
小鼠的抓取与固定方法
固定小鼠通常是为了进行实验或研究目的，例如进行生物学研究或临床试验。
抓取和固定小鼠需要谨慎操作，以确保小鼠的安全和舒适性。
以下是常见的小鼠抓取和固定方法：
抓取小鼠：
1.手抓法：
o使用手指轻轻抓住小鼠的尾巴基部，提起小鼠，并将它移动到需要的位置。
这种方法对小鼠影响较小，但需要谨慎以避免伤害小
鼠尾巴。
2.抓耳法：
o将小鼠颈部和背部用手指轻轻固定住，然后用另一只手指抓住小鼠的一只耳朵。
这种方法适用于需要较长时间固定小鼠的情况。
固定小鼠：
1.手持法：
o将小鼠放在手掌上，用手指轻轻固定住小鼠的头部和尾部，确保小鼠不能轻易逃跑。
2.管道法：
o将小鼠放入一个合适大小的管道或透明容器中，使其移动受限。
这种方法可以用于限制小鼠的运动，但需注意容器通风和舒适
性。
3.握持法：
o使用特制的小鼠握持器或固定装置，将小鼠的身体部分固定住，以便进行实验操作。
在操作前确保握持器或装置不会对小鼠造成
损伤或不适。
无论使用何种方法，都需要谨慎、轻柔地操作，以减少对小鼠的压力和不适。
对小鼠的固定时间应尽量减少，避免对其造成过多的压力或不适。
最重要的是，确保操作符合实验室动物使用的伦理规范和法规要求。
实验一 实验动物的抓取与固定及性别鉴定
3 爬行动物 （1）龟类 排泄孔位置及形状可分辨出雌雄：公龟的位 置接近尾端，孔形长形。母龟的位置接近腹甲， 孔形圆形。 尾部的粗细大小，公龟尾较粗大，母龟较细 短。 腹甲是否凹陷，公龟有明显的凹陷， 母龟平 坦。
（2）蜥蜴类 色斑、股孔、半阴茎
急性试验中犬的固定方法：将已麻醉的犬嘴 上的绷带解绷，把犬放在实验台上，先固定头部 后固定四肢。
头部固定：用特制的犬头固定器。犬头固定 器为一圆铁圈，圈的中央横有两根铁条，上面的 一根略弯曲，与棒螺丝相连，下面一根平直。固 定时先将犬舌拉出，将犬嘴伸入铁圈，再将平直 铁条横贯在上、下颌间，然后向下旋转棒螺丝， 使弯形铁条压在犬的鼻梁上，将铁柄固定在试验 台的铁柱上。
家兔的抓取与固定法1抓取方法抓取时轻轻打开兔笼门不要使兔受惊然后用右手伸入笼内从兔头前部把两耳轻轻压于手掌内兔便卧伏不动此时将颈背部被毛和皮肤一起抓住提起并用左手托住兔腹部使其体重主要落在这只手上
实验一 实验动物的抓取与固定及 性别鉴定
一、 实验目的和要求
通过本实验学习和掌握实验动物的抓取固定方法和 性别年龄判定方法。
另一种方法是由助手坐在椅子上用一只手抓住 兔颈背部皮肤，同时捏住两个耳朵，不让其头部 活动，大腿夹住兔的下半身，用另一只手抓住两 前肢将兔固定，此法适用经口给药。
盒式固定：未麻醉的兔可采用盒式固定。这 种固定方法常用作采血、注射、观察兔耳血管变 化、兔脑内接种等实验操作。
台式固定：将家兔麻醉后置于固定台上，四 肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔固 定台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一 根粗棉绳牵引兔门齿系在固定台铁柱上。
1 小鼠的抓取与固定 （1）抓取方法 小鼠性情较温顺，一般不会主动咬人，但抓 取不当也易被其咬伤。 习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠 尾中部或基部抓住（不可抓尾尖），并提起或 放在左手上。
第一节实验动物的抓取固定方法
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
三、蛙类的抓取固定方法蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（见图2-3）。
图2-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。
实验动物的抓取和固定
实验动物的抓取和固定实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。
一、实验动物抓取与固定的原则[精品]
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一、实验动物抓取与固定的原则1．爱护动物的原则，避免抓取时对动物造成疼痛、不适、不安及其他应急反应。
2．选择最适合实验动物的固定方法的原则。
3．危险情况下，操作人员安全优先原则。
4．大胆、尽早固定的原则。
二、小鼠抓取与固定的操作程序1．用手抓取与固定的操作程序(1)用右手拇指和食指抓住尾部中央捏起来；(2)用手固定时把捏起来的小鼠放在笼子盖上，在动物向前挣的一瞬间，用左手的拇指和食指抓住颈背部到背中央的皮肤以固定其头部；(3)翻转抓住颈背部的左手，右手拉住小白鼠尾部再用左手的小指压住尾根部使小鼠整个呈一条直线。
2．固定器固定的操作程序(1)在无麻醉的情况下首先根据上述方法用左手将小鼠固定；(2)用乙醚麻醉时，可用长20～30CM的线绳分别捆住动物的四肢；(3)准备一个15～20cm的方木板，边缘楔入5个钉子；(4)把捆住四肢的线绳固定到固定台的钉子上固定，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳以达到完全固定；(5)尾静脉给药时，可用专用的小鼠固定用容器，把小鼠放在里面只露出尾巴，再进行静脉注射。
3．特殊实验时的固定操作程序(1)进行手术或心脏采血时，应先行麻醉再操作；(2)进行解剖实验时，则必须先行无痛处死后再进行。
三、大鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序1．用手抓取与固定的操作程序(1)左手食指按住动物的颈背部，拇指及其余3指放在胁部，食指和中指挟住左前肢，分开两前肢抓取动物，再用右手按住后肢固定。
(2)对受试动物进行给药时，用左手的拇指和食指抓住颈背部皮肤．其余3指抓住背部皮肤，小指和无名指挟住尾部牢牢固定。
(3)注意：4～5周龄以内的大鼠同小鼠一样抓住尾部提起来。
周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
2．固定器固定：同小鼠固定程序四、小鼠、大鼠和沙鼠性别鉴定的操作程序1．按照大鼠、小鼠和沙鼠的抓取与固定操作程序抓取动物；2．反转以上被抓取的动物，观察其外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离；3．仔鼠性别判定以外生殖器（阴蒂或阴茎）与肛门之间的距离间隔短的是雌性，长的是雄性。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
试验动物的抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右 手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉， 在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠 的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把 后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿 即可。
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（二）大鼠（Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠
常用于神经、循环和呼吸方面的实验。
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猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤 学、免疫学、心血管及糖 尿病、遗传性和营养性疾 病、移植、外科手术等方 面的研究
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二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方 法。 1）染色法：给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦 味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液，其次为 0.5%中性红或碱性品红溶液；编号原则：先左后右， 从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液， 其次为苦味酸溶液。
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2）烙印法：大、中型动物
3）针刺法：兔
4）挂牌法
5）穿耳孔法
6）断趾编号：小鼠 7）被毛剪号：大动物 8）笼子编号
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7
2
5
8
3
9 6
40Leabharlann 107020 50 80
30
60 90
图3-2-8小鼠背部的编号方法
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三、动物（性二别）的动辨物别性及别年的龄辨判别断 （一）大、小鼠的性别鉴定
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
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（二）兔的性别鉴定
Female slit：切开，缝
vulva：外阴
Flanked：两侧
Male Genital：生殖器
第一节实验动物的抓取固定方法
第一节实验动物的抓取固定方法实验动物的抓取和固定方法是实验前的重要步骤，为了保证实验结果的准确性和可靠性，合理的抓取和固定方法非常重要。
以下是一些常用的实验动物的抓取和固定方法，供参考。
一、小鼠的抓取和固定方法小鼠是常用的实验动物之一，其抓取和固定方法可以通过以下步骤完成：1.抓取方法：（1）轻轻拿起小鼠的尾部，将其抓起，使小鼠的前腿和后腿都可以在手指间自由移动。
（2）用食指和中指握住小鼠的脖子，使其头部静止，防止其乱动。
2.固定方法：（1）局部固定：可以使用一只手持住小鼠的尾部，另一只手用拇指和食指轻轻夹住小鼠的后脚，使小鼠无法移动。
（2）整体固定：将小鼠放置在适当大小的实验架上，使用尼龙绳或胶带固定小鼠的四肢，保持其整体静止。
二、大鼠的抓取和固定方法大鼠是较大的实验动物，其抓取和固定方法稍有不同，具体步骤如下：1.抓取方法：（1）用一只手握住大鼠的尾部部分，提起整个大鼠的身体。
（2）用另一只手支撑大鼠的胸部和腹部，使大鼠整体稳定。
2.固定方法：（1）局部固定：可以使用一只手持住大鼠的尾部，以及另一只手用拇指和食指夹住大鼠的后脚，使其无法移动。
（2）整体固定：将大鼠放置在适当大小的实验架上，使用尼龙绳或胶带固定大鼠的四肢和躯干，确保大鼠整体静止。
三、禽类的抓取和固定方法禽类实验动物包括鸡和鸽等，其抓取和固定方法可以通过以下步骤完成：1.抓取方法：（1）握住禽类动物的脚部，向上提起其整个身体。
（2）用另一只手握住禽类动物的颈部，使其头部静止。
2.固定方法：（1）局部固定：将禽类动物的脚部绑在实验台上，使其无法移动。
（2）整体固定：将禽类动物放置在适当大小的实验架上，使用尼龙绳或胶带固定禽类动物的四肢和躯干，确保整体静止。
以上是常见实验动物的抓取和固定方法，需要根据具体情况进行操作。
在进行实验前，一定要确保动物的舒适和安全，注意不要过度固定或受伤动物。
此外，实验过程中还需要定期观察动物的状态，并注意合理的康复和保健措施，以确保实验的准确性和动物的福利。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
动物实验基本操作技术之一“实验动物抓取与固定”
动物实验基本操作技术之一“实验动物抓取与固定”实验动物的抓取与固定是进行动物实验时的基本操作技术之一，确保实验动物在实验过程中能够稳定地保持固定的姿势，以便进行各种操作和测量。
本文将详细介绍实验动物抓取与固定的基本方法和注意事项。
一、实验动物的选取在选择实验动物时，要综合考虑实验的目的、动物的特性以及实验操作难度等因素。
常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪等。
根据研究的需要，可以选择体型适中、繁殖能力强、易于操作和维护的动物品种。
二、实验动物的准备在进行实验前，需要对实验动物进行一系列的准备工作，以确保实验的准确性和动物的安全性。
1.饲养环境：提供适宜的饲养环境，包括恒温、恒湿的饲养箱、适当的饲料和水源等。
2.麻醉或镇痛：根据实验的需要，可以对动物进行麻醉或镇痛处理，以减轻实验操作对动物的伤害和痛苦。
3.消毒处理：在进行操作前，需要对实验器械、操作台面等进行消毒处理，以防止交叉感染。
三、实验动物抓取的方法在进行实验动物抓取时，可以根据实验的需要选择不同的方法。
1.手持抓取法：适用于小鼠等小型动物，操作者可以用手直接抓住动物的尾部或颈部，保持动物的姿势。
这种方法简单方便，但不适用于进行需要长时间固定的实验。
3.麻醉固定法：适用于大鼠、兔子、猪等体型较大的动物，可以在进行一些需要比较复杂的操作时使用。
在进行麻醉固定时，需要注意选择适宜的麻醉方法和药物，以确保动物的安全。
四、实验动物固定的方法固定实验动物的目的是为了保持动物在实验过程中的稳定性，以便进行各种操作和测量。
常见的实验动物固定方法有以下几种：1.割裂固定法：适用于进行小鼠、大鼠等小型动物的实验。
可以将动物的四肢用绳子或胶布固定在特制的操作平台上，确保动物保持特定的姿势不动。
2.弹簧夹固定法：适用于小鼠、大鼠等小型动物的实验。
可以使用特制的弹簧夹将动物的四肢固定在操作台上，并通过调节夹子的松紧度来控制动物的运动范围。
3.麻醉固定法：适用于大鼠、兔子、猪等体型较大的动物。
实验动物的抓取固定方法
二、实验动物的抓取固定方法正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。
抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。
抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。
（一）小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图11-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图11-1之二）。
人经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图11-1小鼠的抓取固定方法图11-2 小鼠尾静脉注射方法（二）大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。
实验动物抓取固定方法
实验动物抓取固定方法1.笼子抓取法：适用于小鼠、大鼠等小型实验动物。
方法是将一个适合大小的笼子放在动物的运动路径上，当动物进入笼子时，迅速抓住并将其顺利转移到目的地。
2.手抓法：适用于小鼠、大鼠等小型实验动物。
这种方法需要熟练的操作技巧。
首先，用非主手将动物颈部皮肤轻轻拉起，用主手迅速抓住动物的尾巴，同时用和抓尾巴相同的手指夹住动物的后躯（肋骨位置），这样可以保持动物的身体直立。
接着再用非主手将动物的头部牵引向上，使动物保持身体直立。
最后将动物缓慢地抬起，握紧，并将它放入适当大小的容器中。
这个过程需要迅速而顺利地完成，以减少动物的压力。
3.用布袋抓取法：适用于小鼠、大鼠、兔子、禽类等。
方法是利用一块布袋或塑料袋，将袋口留出足够大的空间，把袋子的其他部分紧紧包裹住动物的身体。
将袋子封闭，并将动物转移到目标地点。
4.罚式抓取法：适用于猫、狗等大型实验动物。
这种方法需要两个人协作进行。
首先，一个人用一个尺寸大小合适的网袋迅速包裹住动物的头部和前肢。
包裹完成后，另一个人迅速抓住动物的后肢，将其固定住。
然后将动物移动到目标地点进行进一步操作。
5.镊子抓取法：适用于小型爬行动物、鸟类等。
这种方法需要使用特殊的长镊子，在妥善保护动物的情况下，迅速抓住动物的身体或头部，将其转移到目标地点。
在进行实验动物抓取操作时，需要注意以下几点：1.抓取前准备工作：提前准备好需要使用的器具，并确保这些器具是干净且符合卫生标准的。
另外，需要确保实验场地的整洁，以减少动物受到惊吓和压力。
2.动作迅速而准确：抓取动作需要迅速而准确地进行，以减少对动物的影响和压力。
抓取人员应该经过专业培训，具备熟练的抓取技巧。
3.确保动物的安全：在抓取过程中，需要保持对动物的安全和福利的关注。
抓取时需要轻柔而稳定地操作，确保不对动物的身体和器官造成损伤。
4.适当使用镇静剂：对于一些较大、较凶猛的实验动物，可以在抓取前适当使用镇静剂，以降低动物的压力和困扰，并提高抓取的安全性。
实验动物基本操作
2、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同， 只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒） 固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
• 动物实验时，当使用的动物数或实验分组数大于1 时，需要对动物个体间或组间区别开来，就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。
• 标记的方法很多，良好的标记方法应满足：号码 清楚、持久、简便易认和适用，不影响实验结果 ，对动物的刺激小，标记物对动物无毒性。编号 方法无定法，原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
兔子固定板固定
五、实验犬
（一）抓取 对未经驯服和调教的外购犬抓取时，可用特制的 长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳 缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止 脱落 。
（二）固定
实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上， 再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
（二）固定
1、徒手固定：用一只手抓住兔的颈背部皮肤，另 一只手抓住兔的两后肢，固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳， 大腿挟住兔的后半身，用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射，及 经口给药。
2、固定盒固定 ：此固定方法适用于头、耳部位实 验。
3、固定板（台）固定：此固定方法可使兔俯卧、 仰卧或侧卧固定，适宜于兔头、颈、躯干手术 及其它实验操作。
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采血时要注意
采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在 25～28℃，冬季，15～20℃为宜； ② 采血用具有采用部位一般需要进行消毒； ③ 采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥； ④ 若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入 抗凝剂。
①
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１．取少量血 部位 ａ．尾静脉 ｂ．耳静脉 ｃ．眼底静脉丛 d．舌下静脉 动物种类 大鼠、小鼠 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 兔、大鼠、小鼠 兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅
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２．取中量血
部位 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉 ｂ．前肢内侧皮下头静脉 动物种类 狗、猴、猫 狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
ｄ．颈静脉
兔
狗、猫、兔
ｅ．心脏
ｆ．断头 ｇ．翼下静脉
豚鼠、大鼠、小鼠
大鼠、小鼠 鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
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⑵ 大鼠日龄与体重的对应 日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g 初生 10 20 30 40
6～7 17～25 35～50 55～90 100～150 50 60 70 80
150～210 170～240 210～270 240～320
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二、豚鼠 一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽， 眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短 软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身 体。同样，也可根据体重来推断大致年龄。同日龄 豚鼠，雌性体重略高于雄性。与大鼠一样，其体重 受多种因素的制约。实验对年龄要求比较严格时， 必须由卡片记录提供准确年龄。
第九章 动物实验基本操作技术
本章主要内容
实验动物的抓取与固定 性别鉴定 常规采血方法 年龄的大致判断 给药途径与方法 妊娠检查 麻醉方法 分组与编号 处死方法
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第一节 实验动物的抓取与固定
一、大、小鼠的抓取固定
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小 鼠 固 定 盒 固 定
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三、家兔的采血方法 1．心脏采血 2．耳中央动脉采血 3．耳静脉采血
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四、狗、猫的采血方法 1．后肢外侧跗外静脉、内侧隐静脉、前肢内侧 皮下头静脉采血 2．股动脉采血 3. 心脏采血同大、小鼠心脏采血 4．耳缘静脉采血同兔耳缘静脉采血
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（三） 当每个动物一组时： 例：设有A，B，C，D，E，F代表的6只家兔，试 用完全随机法将其每只分为一组。 分组方法：从随机数字表上用铅笔任指一点，若 为第21行第17列的33，则从33向左抄用6个数字，然 后分别以6，5，4，3，2，l除之。凡除不尽的，即 将余数写下。除尽的，写余数时即将其除数写下。 如下：
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年龄 2～4个月 4～6个月 1岁 2岁
犬齿更换和磨损情况 更换门齿 更换犬齿(白，牙尖圆钝) 牙长齐，洁白光亮。门齿有尖突 下门齿尖突部分磨乎
2个月以下 仅有乳齿(白、细、尖)
6～10个月 更换臼齿
3岁 4～5岁 6～8岁 9～10岁 10岁以上
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上、下门齿尖突大部分磨平 上、下门齿开始磨损呈微斜面，并发黄 门齿磨成齿根，犬齿发黄、磨损 唇部、胡须发白 门齿磨损，犬齿不齐全，牙根黄，唇边胡须全白
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五、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、 外形颜色等情况综合判定。仔犬在出生后十几天 即开始生出乳齿，2个月以后开始由门齿→犬齿→ 臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8～l0个月齿换齐。但 犬齿需要1岁半以后才能长坚实。饲养场饲养的品 种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的 杂种犬就无法知道确切年龄。实际中，可根据犬 齿更换和磨损情况，估计犬的年龄。
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第六节 常规采血方法
一、大、小鼠的采血方法 1．颈静脉或颈动脉采血 2．股静脉或股动脉采血 3．心脏采血 4．尾部采血 5．眼眶采血 6．断头取血
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颈静脉或颈动脉采血
尾 部 采 血
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心脏采血
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二、豚鼠的采血方法 1．耳缘剪口采血 2．心脏采血方法同大、小鼠。 3．股动脉采血方法同大、小鼠。 4．后肢背中足静脉采血
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大鼠固定盒固定
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二、豚鼠的抓取固定法
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三、家兔的抓取固定法
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第二节 性别鉴定
一、大、小鼠的性别鉴定
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二、兔的性别鉴定
Female
Male
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第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
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第四节 妊娠检查
雌性动物妊娠后会发生一系列的复杂变化。为 了在配种以后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊 娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临 床和实验室的方法进行检查，称为妊娠检查，又 称妊娠诊断(pregnancy diagnosis)。通过妊娠检查， 可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以 保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡 和流产及减少繁育时间的损失。妊娠检查不但要 求准确，且及早确诊更为重要。
日龄/d 初生 7 20 30 60
体重/g
日龄/d
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90 120 180
体重/g
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330～400 400～470 520～600
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三、家兔 家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴 别的重要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整 齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有 时破损。白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。 1岁家兔红色与白色长度相等；1岁以下，红多于 白；1岁以上，白多于红。还可根据趾爪的长度与 弯曲度来区别。青年兔趾爪较短，直平，隐在脚 毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而 且爪尖钩曲。另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮， 行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行 动迟缓的为老年兔。
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如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别 以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲， 余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后 各组鼠的编号为： 组别 鼠的编号 甲组 3 4 5 7 8 12 乙组 1 2 6 9 10 11
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(二)当分为三组时 例：设有雄性的SD大鼠12只，按体重大小依次 编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为A、B、C三组。 分组方法：假设所定的点是随机数字表第40行17 列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字： 动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10 除 3 余数： 2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1 组 别： B C A B C B C C A A C A 调整组别：B
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二、编号标记方法 实验动物分组后，为了区分、观察并记录每个个 体的反应情况，必须给每只动物进行编号标记。 1．体表颜料着色法 一般对短期试验的白色动物 可用颜料涂搽被毛的方法标记。常用的涂染化学药 品有： 红色：0.5％中性红或品红溶液； 黄色：3％～5％苦味酸溶液或80％～90％苦味酸 酒精饱和液； 咖啡色：2％硝酸银溶液； 黑色：煤焦油酒精溶液。
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妊娠检查方法有
① 外部检查法
② 摸胎法
③ 阴道检查法 ④ 直肠检查法 ⑤ 超声波检查法 ⑥ 孕酮含量测定法
⑦ 青蛙试验
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第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组 和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。 一、随机分组 （一） 当分为二组时 例：设有雄性Wistar大鼠12只，按体重大小依 次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第 21行第31列的78，则从78开始，由上向下抄12个 随机数字，如下：
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采血方法的选择，决定于实验目的所需血量以及 动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、 血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法 等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时 可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自 远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。 而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐 代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳 分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须 采取动脉血液。
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以3除各随机数字，若余数为l，即该鼠归A组；余 数为2，归人B组；余数为3，归入C组。结果A组为4 只，B组为3只，C组为5只。C组多一只应调入B组。 方法同上。仍采用随机方法；从10后面接着抄，为 61。除以5，余数为1，则将第一个C，即第2号鼠调 入B组。调整后各组鼠的编号如下： 组别 鼠的编号 A组 3 9 10 12 B组 l 2 4 6 C组 5 7 8 11 对于将动物随机分为四组或更多组原理基本一致
日龄/d 1 3 4 5 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身
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能爬行