皮下注射法和腹腔注射法
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中,为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化,常需要将药物注入动物体内;给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定;一注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射;①小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出;2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应; 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化,作为皮肤血管通透性观察指标之一;方法是：将动物注射部位的毛剪去,消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液;注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘;3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射;肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位,多选臀部;注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射;给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射;4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0.5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液;此法大小鼠用的较多;5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身,迅速奏效;但排泄较快,作用时间较短;①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射;鼠尾静脉共有3根, 左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用;操作时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替,用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针;开始注射时宜少量缓注,如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来,解除对尾根部的压迫后,便可进行注射;如有白色皮丘出现,说明未穿刺入血管,应重新向尾部方向移动针头再次穿刺;注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血;如需反复注射,尽量从尾的末端开始;一次的注射量为每10g体重～;②豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉;鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意;③兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定;注射部位除毛,用75％的酒精消毒,手指轻弹兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近心端,拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器,尽量从静脉的远端刺入血管,移动拇指于针头上以固定,放开食、中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻以止血;④狗的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉;注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈,从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入;6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收;腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径;一般多选用腹部淋巴囊给药;注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液;二经口给药法1. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取;一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,制造某些与食物有关的人类疾病动物模型;此法优点是简单方便,缺点是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大;大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,迅速关闭口腔,将头部稍稍抬高,使其自然吞咽;2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法;此法剂量准确;灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内;灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成;小鼠的灌胃针长约4～5cm,直径为1mm,大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.2mm;灌胃针的尖端焊有一小圆金属球,金属球为中空的;焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道;针头金属球端弯曲成20°左右的角度,以适应口腔、食道的生理弯曲度走向;①鼠类的灌胃法：用左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的口腔插入,压迫鼠的头部,使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道,可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势将药液注入;一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm,大鼠或豚鼠为4～6c m;常用灌胃量小鼠为～1ml,大鼠1～4ml,豚鼠1～5ml;②狗、兔的灌胃法：先将动物固定,再将开口器的小孔插入动物口中,再慢慢沿上鄂壁插入食道,将灌胃管的外端浸入水中,如有气泡逸出,则说明灌胃管误入气管,需拔出重插;插好后,将注射器连于灌胃管将药液推入;灌胃结束后,先拔出灌胃管,再拿出开口器;一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml,狗为 200 ～250ml;三其它途径给药方法1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药;如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等,特别在毒理学实验中应用更为广泛;2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法;如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收;3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液;4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化;5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉;兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替;6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制;大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一;灌胃所用的针头可以从市场上购买,操作方法和小鼠灌胃大同小异,只是由于大鼠体积较大,抓大鼠的手法和小鼠有所不同;大鼠灌胃是在清醒状态下进行的,不需要麻醉;大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.2mm;大鼠灌胃时,右手持灌胃注射器,左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤,使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线,不需要固定大鼠的尾巴,就可以实施灌胃操作了,其余的操作均和小鼠一样;大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重,因此一般大鼠灌入2ml是可以的;大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg;但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为;二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时;常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射;大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同;1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器,配合～7号针头;2.腹腔注射时右手持注射器,左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴,另外三个手指抓住大鼠的颈部,使大鼠的头部向下;这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部,防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官;进针的动作要轻柔,防止刺伤腹部器官;3.尤其是对于体重较小的大鼠,腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最好是从腹部一侧进针,穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头,防止漏液;4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg;三、大鼠尾静脉注射这也是常见的操作,稍微有点难度,没有指导的话,一开始可能会感觉有点手足无措;但是可以肯定的说,只要掌握了方法,大鼠的尾静脉注射还是很容易的;总的来说,大小鼠的尾静脉注射难度相当,熟练后,大鼠应该比小鼠注射更容易,因为大鼠的尾巴较粗,而且血管也较粗,进针的手感比较好找;但是大鼠年龄增大后,尾部鳞片也较厚,此时尾静脉注射难度会加大,进针点宜选择两个鳞片的间隙,以利于针尖顺利刺入;操作步骤：1. 首先要固定大鼠,最简单的固定方法就是把大鼠麻醉,然后大鼠躺在那里不动,就可以顺利操作了;但是我们往往需要多次给药,就是单次给药的话,每只都麻醉的话,也很麻烦,而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响,因此,有必要找另外的方法固定了;再有的固定方法就和小鼠类似,做一个圆筒,最好是金属做的,可以在当地的铁匠铺,或者买白铁铺里面定做首先是金属比较结实,而且可以用来固定在铁架台上,方便操作;圆筒的一段有个盖子可以拿下来,盖子中间有个小孔,可以让大鼠的尾巴伸出来中间的小孔可以用胶布缠一下,防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴;另外一段可以用金属网的结构,网的形状可以做成子弹头的头端形状;网状结构可以让光线透近来,方便大鼠钻进圆筒里面;圆筒的长度约15～20cm,直径约5～8cm,可以做个系列长度和直径的圆筒,适合不同大小的大鼠;操作的时候,可以把圆筒固定在铁架台上面,有铁丝网的一面稍微向上,拔下另外一头的盖子,抓住大鼠的尾巴,悬空大鼠,让大鼠的头部靠近圆筒,稍微引导一下,大鼠就会钻进圆筒,将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔,盖上盖子,向外拉直大鼠尾巴,就可以进行下一步操作了;也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠,向上面小鼠固定的方法固定大鼠,那是高手所为,总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用,不推荐使用;2.固定好大鼠后就是注射了,一般用一次性的5ml的注射器,去除针头,接上号的头皮针,用头皮针穿刺,个人感觉比较方便,而且便于固定针头;3.注射前首先要让大鼠的血管充盈;可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法,一般水浴温度45度左右,大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张,用电吹风的热风吹大鼠尾部,这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便,但要控制好吹的方式,不要弄伤动物;若大鼠的血管很不清楚,推荐采用温水浸泡的方法,水温以不烫手为宜;温水浸泡2～3分钟后,取出大鼠尾巴,用干棉球擦拭;等一会儿,待血管充盈后,酒精棉球擦拭后就可以进针了;若血管还不充盈,可以反复用温水浸泡,切不可冒险注射,除非你手法很熟练,另当别论;4.大鼠尾部共有四条血管,一般认为左右的两条静脉比较容易注射,多采用这两条静脉进针;一般要求进针部位靠近大鼠的尾端,这样若注射失败的话,还可以再向上选择进针点;但是进针部位也不可以太靠下,因为越往下,静脉越细,操作越难,一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好;5.最关键的就是进针了;进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴,让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲,进针点靠近拇指指甲;针头和血管呈约30°角,针尖斜面朝上,轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行,一般情况下一次就可以进入血管,可以将针头刺入血管一大半,轻轻回抽针栓,看见有明显的回血,就可以推注药液了,正常情况下,推注的过程应该没有明显阻力,血管也不会鼓起;推液时动作宜轻柔,若发现血管鼓起,那是针头没有刺入血管,需立即拔出针头,重新注射;正常情况下,均可以看见回血,若没有回血,9成是没有进入血管,不要推药,拔出针头,重新穿刺,以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿,加大穿刺的难度,若是带有颜色的液体,如伊文斯兰,就更要注意6.注射结束后,轻轻拔出针头,可以用干燥的棉球压一下进针点,防止液体回漏;四、大鼠舌静脉注射大鼠的舌静脉给药比较少见,因为他需要在麻醉状态下方可以操作;不麻醉的情况下也不是不可以,但是若不麻醉的话,既不符合动物福利,也很容易失败,而且操作人员也容易受伤;一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中,垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射;1.舌静脉注射一般采用1ml注射器,配4号针头;2.大鼠麻醉后,仰卧位固定在鼠板上,牙齿也固定好;右手持眼科镊,轻轻拉出大鼠舌头,左手拇指和食指轻轻捏住舌尖,可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚的静脉,一般右侧的比较顺手我是右撇子,左手稍微绷紧大鼠舌头,不要绷的太紧,这样静脉会看的不清楚,以能拉直大鼠舌头,且能清楚看见血管为宜;3.右手持注射器,针尖斜面朝上,和舌头血管呈15°角,挑刺入血管;舌静脉非常浅,针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了,轻轻推注药液,若发现舌头有鼓起,则是注射失败;这样注射点很容易出很多学,形成血肿,这侧静脉想再次注射就很困难了,那么最好就选用另外一侧静脉了;4.舌静脉血流很丰富,拔针时一定要用干棉球压迫注射点,帮助止血;5.正常的舌静脉注射不影响大鼠的进食;五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制8%的硫化钠溶液,也可以自配脱毛剂,配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为3：1：7,加水混合成糊状软膏;用棉签将脱毛剂涂在要脱毛的部位,观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净的水将脱毛部位清洗干净,大鼠一般用腹部皮肤,小鼠可用背部皮肤;六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药,二是长期慢性给药;慢性给药,具体的说应该是在暴露出寰枕膜后将PE10管插入蛛网膜下隙,至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确,然后将PE10管插入7.5cm达腰膨大水平,固定并缝合即可;注射反意寡核苷酸,所以直接在L4～5椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药,选做好插入深度标记的PE-10导管,根据动物大小和所需埋置的脊髓节段,决定好插入深度,一般270～320g的大白鼠腰骶部约7.5cm,胸段约5～5.5cm;给药：将4号注射针头锯断,并磨尖,插在PE-10导管上,导管另一端接在另一接又注射器的4号针头上,给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好的PE-10导管相接即可;七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠,而且大鼠的生殖道比小鼠要长一些,会比小鼠操作相对容易一些;小鼠阴道内感染,是往小鼠阴道内注射感染菌液,开始感染时采用的是用小儿科的头皮针改做的软管向小鼠生殖道内注射,但因为小鼠生殖道很浅,而且软管本身占有小鼠生殖道的一部分体积,导致主入的菌液易漏,后来尝试用50ul的加样器每次取20ul,采取多次注射的办法;做此类实验主要是注意感染的药物或液体不要漏出来,可以采取多次注射的办法;八、大鼠鼻腔给药1.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入;滴鼻给药没有办法达到雾化吸入的效果;雾化吸入需要有雾化设备,一般医院的都有,但是医院的如果借不出来,自己家里的加湿器也可以凑合;雾化给药的时候,要把大鼠放在一个相对比较密闭的的容器中当然要有透气孔,让大鼠尽可能多地接触药物,但是好象没有专门的这种容器,一般都是自制的,材料最好是有机玻璃;如果需要一只一只给药的话,那么大鼠固定器也可以着用;雾化的时间如果没有特殊要求,一般来说是半个小时;从药物进入体内分布的部位来看,滴鼻应该作用于局部为主,而喷雾/雾化吸入等给药方式可使药物进入气管,肺等部位,吸收情况应该有比较大的不同;2.鼻内接种动物先进行麻醉后,以左手食指和拇指抓住动物双耳部,翻转动物身体置于左手掌内,使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器,将接种药物,逐滴滴入动物鼻内;接种量不宜过多：大鼠为～小鼠为～；豚鼠与兔可为2ml;。
宠物疾病诊疗-皮下注射
皮下注射流程图
注意事项
1.刺激性强的药物不能进行皮下注射。如钙制剂、砷制剂、 水合氯醛及高渗溶液（如葡萄糖）等，易诱发炎症，甚至 皮肤坏死。
2.大量皮下补液，需要将药液加温后分点注射。注射后应轻 轻按摩或进行温敷。
注射部位
多在皮肤较薄、富有皮下组织、活动性较大的部位： ➢ 背胸部 ➢ 股内侧 ➢ 颈部 ➢ 肩胛后部
注射前准备工作
➢ 检查药物。 ➢ 洗手。 ➢ 选择合适大小的注射器。 ➢ 抽取药物。 ➢ 排出空气。 ➢ 带上针头套。
药物的抽取
皮下注射方法
➢ 保定。 ➢ 用手指捏住动物颈部或背部皮肤，形成皱褶。 ➢ 消毒。 ➢ 针头扎入皮肤皱褶进入皮下注射部位。 ➢ 回抽注射器活塞，是否有血。 ➢ 若无血进入注射器，将药物以中等速度注入皮下。 ➢ 拔出针头，按摩注射部位。
皮下注射Biblioteka 皮下注射将药液注入皮下结缔组织内，经毛细血管、淋巴管吸 收进入血液，发挥药效而达到防治疾病的目的。
推荐的注射方式
处方药物 生物制剂（如疫苗） 药物（如抗生素）
液体 透析液
给药方式 皮下、肌肉注射
静脉、肌肉、 皮下、腹腔注射
静脉、皮下、腹腔注射
腹腔内注射
钙制剂、高渗溶液等只能静脉注射； 悬浮液不能静脉或腹腔
狗狗的注射方法
第一篇狗狗的注射方法1•皮下注射法皮下注射的部位通常选择皮肤较薄、皮下组织疏松而血管较少的部位，如颈部或股内侧皮下为较佳的部位。
凡是易溶解，无刺激性的药物以及菌苗、疫苗，都可皮下注射。
注射时，助手将犬保定好，局部剪毛（对供玩赏用的长毛狮子狗等，为了避免因剪毛影响外观，可在注射局部用消毒棉球将被毛向四周分开)，用70%酒精棉球消毒后，以左手的拇指、食指和中指将皮肤轻轻捏起，形成一个皱褶，右手将注射器针头刺入皱褶处皮下，深约1.5~2厘米，药液注完后，用酒精棉球按住进针部皮肤，拨出针头，轻轻按压进针部皮肤即成。
2•肌肉注射法一般刺激性较轻的药液和较难吸收的药液，均可作肌肉注射，但刺激性较强的药物，如氯化钙、高渗盐水等不能作肌肉注射。
肌肉注射时，应选择肌肉丰满无大血管的部位，如臀部、背部肌肉。
助手将犬保定好并消毒后，术者用左手的拇指和食指将注射部皮肤绷紧，右手持注射器，使针头与皮肤成60度角迅速刺入，深约2~2.5厘米，回抽针管内芯，无血液回流，即可将药液推入肌肉内。
注射完毕后，局部应再次消毒。
3•静脉注射法静脉注射所产生的药效作用最快，剂量较大且有刺激性的药液（如氯化钙、高渗葡萄糖液、高渗盐水等）应静脉注射。
静脉注射的部位，可选择颈部静脉（颈沟内，颈部上1/3与中1/3交界处，此处静脉浅在，易于寻找），腕关节以上的内侧或腕关节以下掌中部内则的静脉，或股内侧的静脉等。
注射时，用胶管结扎注射部位静脉的向心端，使静脉血管怒张，局部剪毛消毒后，将针头沿静脉纵轴平行刺入静脉内，若刺入正确到位，自上可见到血液回流。
此时松开扎紧的胶管，将针头顺血管腔再刺入一些，然后固定针头，使药液缓缓滴入(每分钟20~25滴)。
注射完毕后，须用酒精棉球按压注射处，然后拨出针头，局部消毒，以免血液顺针孔流入皮下形成血肿。
静脉注射时必须注意以下几点：第一，注射器必须配套，各部件衔接严密，注射器及针头必须畅通无堵，严格消毒。
第二，要认真核对注射药物的名称、用途、剂量和是否过期。
实验动物的给药方法
实验动物地给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起地变化，常需要将药物注入动物体内.给药地途径和方法多种多样，可根据实验目地、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一）注射给药法. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少地部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出.. 皮内注射此法用于观察皮肤血管地通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量地放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一.方法是：将动物注射部位地毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中地药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过地部位，多选臀部.注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约厘米，再使针头与皮肤呈度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用地较多.. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效.但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠地静脉注射：常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有根，左右两侧和背侧各根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用.操作时，先将动物固定在暴露尾部地固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行地角度进针.开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部地压迫后，便可进行注射.如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺.注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血.如需反复注射，尽量从尾地末端开始.一次地注射量为每体重～.②豚鼠地静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉.鼠地静脉管壁较脆，注射时应特别注意.③兔地静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定.注射部位除毛，用％地酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉地近心端，拇指绷紧静脉地远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉地远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血.④狗地静脉注射：狗地静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧地小隐静脉.注射部位除毛后，在静脉血管地近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉地远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入.. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收.腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径.一般多选用腹部淋巴囊给药.注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液.（二）经口给药法. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.一般适用于对动物疾病地防治或某些药物地毒性实验，制造某些与食物有关地人类疾病动物模型.此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大.大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽.. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法.此法剂量准确.灌胃法是用灌胃器将所应投给动物地药灌到动物胃内.灌胃器由注射器和特殊地灌胃针构成.小鼠地灌胃针长约～，直径为，大鼠地灌胃针长约～，直径约.灌胃针地尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空地.焊金属球地目地是防止针头刺入气管或损伤消化道.针头金属球端弯曲成°左右地角度，以适应口腔、食道地生理弯曲度走向.①鼠类地灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠地口腔插入，压迫鼠地头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微地阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入.一般灌胃针插入小鼠深度为～，大鼠或豚鼠为～.常用灌胃量小鼠为～，大鼠～，豚鼠～.②狗、兔地灌胃法：先将动物固定，再将开口器地小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管地外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插.插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入.灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器.一次灌胃能耐受地最大容积兔为～，狗为～.（三）其它途径给药方法. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态地药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药.如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛.. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤地吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法.如兔和豚鼠常采用背部一定面积地皮肤脱毛后，将一定地药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收.. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后地各种变化.. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉.兔直肠内给药时，常采用灌肠地胶皮管或用号导尿管代替.. 关节腔内给药：此法常用于关节炎地动物模型复制.大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见地给药方法之一.灌胃所用地针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠地手法和小鼠有所不同.大鼠灌胃是在清醒状态下进行地，不需要麻醉.大鼠地灌胃针长约～，直径约.大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠地头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠地尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余地操作均和小鼠一样.大鼠一般灌胃量为体重，因此一般大鼠灌入是可以地.大鼠地灌胃给药体积一般为～.但是药物地浓度是需要自己按照动物实验方法学地方法进行换算：大鼠对应人地折算系数为.二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见地给药方式，尤其是在麻醉时.常见地麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射.大鼠腹腔注射地方法和小鼠基本相同..大鼠腹腔注射可以用地注射器，配合～号针头..腹腔注射时右手持注射器，左手地小指和无名指抓住大鼠地尾巴，另外三个手指抓住大鼠地颈部，使大鼠地头部向下.这样腹腔中地器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官.进针地动作要轻柔，防止刺伤腹部器官..尤其是对于体重较小地大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部地另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液..大鼠腹腔注射地给药容积一般为～.三、大鼠尾静脉注射这也是常见地操作，稍微有点难度，没有指导地话，一开始可能会感觉有点手足无措.但是可以肯定地说，只要掌握了方法，大鼠地尾静脉注射还是很容易地.总地来说，大小鼠地尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠地尾巴较粗，而且血管也较粗，进针地手感比较好找.但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片地间隙，以利于针尖顺利刺入.操作步骤：. 首先要固定大鼠，最简单地固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了.但是我们往往需要多次给药，就是单次给药地话，每只都麻醉地话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物地影响，因此，有必要找另外地方法固定了.再有地固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做地，（可以在当地地铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作.圆筒地一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠地尾巴伸出来（中间地小孔可以用胶布缠一下，防止锐利地边缘割伤大鼠尾巴）.另外一段可以用金属网地结构，网地形状可以做成子弹头地头端形状.网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面.圆筒地长度约～，直径约～，可以做个系列长度和直径地圆筒，适合不同大小地大鼠.操作地时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网地一面稍微向上，拔下另外一头地盖子，抓住大鼠地尾巴，悬空大鼠，让大鼠地头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠地尾巴穿过盖子中间地小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了.也有直接利用大鼠笼盖地铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定地方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次地静脉注射时可以试用，不推荐使用..固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性地地注射器，去除针头，接上号地头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头..注射前首先要让大鼠地血管充盈.可以采用地酒精棉球擦拭地方法或者采用温水浸泡地方法，（一般水浴温度度左右），大概分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风地热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张地方法不但快而且操作方便，但要控制好吹地方式，不要弄伤动物.若大鼠地血管很不清楚，推荐采用温水浸泡地方法，水温以不烫手为宜.温水浸泡～分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭.等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了.若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论..大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右地两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针.一般要求进针部位靠近大鼠地尾端，这样若注射失败地话，还可以再向上选择进针点.但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一地位置比较好..最关键地就是进针了.进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠地尾巴，让大鼠地尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲.针头和血管呈约°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显地回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注地过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起.推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射.（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺地难度，若是带有颜色地液体，如伊文斯兰，就更要注意）.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥地棉球压一下进针点，防止液体回漏.四、大鼠舌静脉注射大鼠地舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作.不麻醉地情况下也不是不可以，但是若不麻醉地话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤.一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血地实验中，垂体后叶素地静脉注射采用舌静脉注射..舌静脉注射一般采用注射器，配号针头..大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好.右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚地静脉，一般右侧地比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷地太紧，这样静脉会看地不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜..右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈°角，挑刺入血管.（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败.这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了..舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血..正常地舌静脉注射不影响大鼠地进食.五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制地硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为：：，加水混合成糊状软膏.用棉签将脱毛剂涂在要脱毛地部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净地水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤.六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药.慢性给药，具体地说应该是在暴露出寰枕膜后将管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将管插入达腰膨大水平，固定并缝合即可.注射反意寡核苷酸，所以直接在～椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记地导管，根据动物大小和所需埋置地脊髓节段，决定好插入深度，一般～地大白鼠腰骶部约，胸段约～.给药：将号注射针头锯断，并磨尖，插在导管上，导管另一端接在另一接又注射器地号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好地导管相接即可.七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠地生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些.小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用地是用小儿科地头皮针改做地软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道地一部分体积，导致主入地菌液易漏，后来尝试用地加样器每次取，采取多次注射地办法.做此类实验主要是注意感染地药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射地办法.八、大鼠鼻腔给药.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入.滴鼻给药没有办法达到雾化吸入地效果.雾化吸入需要有雾化设备，一般医院地都有，但是医院地如果借不出来，自己家里地加湿器也可以凑合.雾化给药地时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭地地容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门地这种容器，一般都是自制地，材料最好是有机玻璃.如果需要一只一只给药地话，那么大鼠固定器也可以着用.雾化地时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时.从药物进入体内分布地部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大地不同..鼻内接种动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内.接种量不宜过多：大鼠为～（小鼠为～；豚鼠与兔可为）.。
项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法
项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法(一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。
一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。
注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。
注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。
小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。
家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml．(二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。
若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。
皮内注射量一般为0.1～0.2ml。
(三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。
一般多选臀部、大腿内侧或外侧。
针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。
家兔等大动物注射量不超过2ml。
(四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。
家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。
小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。
(五) 静脉注射1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。
用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。
若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。
注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。
注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。
2．小鼠于尾部两侧静脉注射。
动物的注射实验报告
一、实验动物的注射给药法概述实验动物的注射给药法是毒理学实验中常用的给药方式，主要包括皮下注射、皮内注射、肌肉注射和腹腔注射等。
不同给药方式适用于不同种类的实验动物，如大鼠、小鼠、豚鼠、家兔、犬和猫等。
二、不同注射给药法的操作步骤1. 皮下注射皮下注射适用于皮下组织疏松的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的颈后肩胛间、腹部或腿内侧；家兔的背部或耳根部；犬及猫的大腿外侧。
注射前需对注射部位进行常规消毒，左手提起皮肤，右手持针，针头水平刺入皮下即可注射。
一般采用5 1/2针头，不宜采用较大的针头。
2. 皮内注射皮内注射需将注射的局部脱毛、消毒，然后用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，先将针头刺入皮下，然后使针头向上挑起直至看到透过真皮为止。
注射后皮肤表面应马上出现白色橘皮样隆起，证明药液在皮内。
3. 肌肉注射肌肉注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿内侧；家兔的颈椎或腰椎旁侧；猫和犬等大动物的臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
4. 腹腔注射腹腔注射适用于大小白鼠，左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右下腹部）刺入皮下，使针头向前推进0.5～1.0cm，再以45°穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
三、注意事项1. 注射前应对实验动物进行外观检查，确保动物健康。
2. 注射过程中应严格遵守无菌操作原则，避免感染。
3. 注射剂量应根据实验目的和动物种类进行调整。
4. 注射后观察动物的反应，如有异常应及时处理。
四、总结实验动物的注射给药法是毒理学实验中常用的给药方式，掌握不同给药方法的操作步骤和注意事项，有助于提高实验结果的准确性和可靠性。
注射方式有几种方法
注射方式有几种方法注射是一种常见的药物给药方式，可以快速、准确地将药物输送到人体内部。
根据不同的注射部位和注射目的，注射方式也有多种方法。
下面将介绍几种常见的注射方式及其特点。
皮下注射是将药物注射到皮下组织的一种注射方式。
这种注射方式常用于给予小剂量的药物，例如胰岛素和疫苗。
皮下注射的部位通常在上臂、腹部和大腿外侧，注射器宜选择细长的针头，注射角度应为45度或90度。
皮下注射的特点是吸收较慢，药效较稳定，适合要求持续作用的药物。
肌肉注射是将药物注射到肌肉组织的一种注射方式。
这种注射方式常用于给予中等剂量的药物，例如抗生素和镇痛药。
肌肉注射的部位通常在臀部、上臂外侧和大腿前侧，注射器宜选择较粗的针头，注射角度应为90度。
肌肉注射的特点是吸收较快，药效较强，适合要求快速起效的药物。
静脉注射是将药物注射到静脉内的一种注射方式。
这种注射方式常用于给予大剂量的药物，例如抢救药物和营养药物。
静脉注射需要在医疗条件下进行，通常由专业医护人员操作。
静脉注射的特点是药物迅速进入循环系统，起效快，适合急救和重症患者。
皮内注射是将药物注射到表皮下的一种注射方式。
这种注射方式常用于给予极小剂量的药物，例如过敏原和皮试药物。
皮内注射的部位通常在前臂的内侧，注射器宜选择极细的针头，注射角度应为15度。
皮内注射的特点是吸收迅速，药效迅速，适合对药物吸收速度要求较高的情况。
总的来说，不同的注射方式有不同的特点和适用范围，医护人员在进行注射时应根据药物的性质和患者的情况选择合适的注射方式，严格按照操作规程进行，确保药物的安全有效给药。
狗的冶疗方法注射法
1．皮下注射法皮下注射的部位通常选择皮肤较薄、皮下组织疏松而血管较少的部位，如颈部或股内侧皮下为较佳的部位。
凡是易溶解、无刺激性的药物以及菌苗、疫苗，都可皮下注射。
注射时，助手将犬保定好，局部剪毛(对供玩赏用的长毛狮子狗等，为了避免因剪毛影响外观，可在注射局部用消毒棉球将被毛向四周分开)，用70％酒精棉球消毒后，以左手的拇指、食指和中指将皮肤轻轻捏起，形成一个皱褶，右手将注射器针头刺入皱褶处皮下，深约1.5～2厘米，药液注完后，用酒精棉球按住进针部皮肤，拔出针头，轻轻按压进针部皮肤即成。
2．肌肉注射法一般刺激性较轻的药液和较难吸收的药液，均可作肌肉注射，但刺激性较强的药物，如氯化钙，高渗盐水等不能作肌肉注射。
肌肉注射时，应选择肌肉丰满无大血管的部位，如臀部、背部肌肉。
助手将犬保定好并消毒后，术者用左手的拇指和食指将注射部皮肤绷紧，右手持注射器，使针头与皮肤成60‘角迅速刺入，深约2—2．5厘米，回抽针管内芯，无血液回流，即可将药液推入肌肉内。
注射完毕后，局部应再次消毒。
3．静脉注射法静脉注射所产生的药效作用最快，剂量较大且有刺激性的药液(如氯化钙、高渗葡萄糖液、高渗盐水等)应静脉注射。
静脉注射的部位，可选择颈部静脉(颈沟内，颈部上1／3 与中1／3交界处，此处静脉浅在，易于寻找)，腕关节以上的内侧或腕关节以下掌中部内侧的静脉，或跗关节外侧、跗关节上方的静脉、股内侧的静脉等。
注射时，用胶管结扎注射部位静脉的向心端，使静脉血管怒张，局部剪毛消毒后，将针头沿静脉纵轴平行刺入静脉内，若刺入正确到位，马上可见到血液回流。
此时松开扎紧的胶管，将针头顺血管腔再刺入一些，然后固定针头，使药液缓缓滴入(每分钟20～25滴)。
注射完毕后，须用酒精棉球按压注射处，然后拔出针头，局部消毒，以免血液顺针孔流入皮下形成血肿。
静脉注射时必须注意以下几点：第一，注射器必须配套，各部件衔接严密，注射器及针头必须畅通无堵，严格消毒。
实验动物的给药方法【范本模板】
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一）注射给药法1。
皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射;④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻，防药液逸出。
2。
皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0。
5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感，回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多.5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
皮下针注射方法和位置
皮下针注射方法和位置皮下注射是一种常见的药物给药方式，它可以使药物迅速被吸收，同时减少疼痛和不适感。
正确的皮下注射方法和位置对于药物的吸收和疗效起着至关重要的作用。
下面就让我们来详细了解一下皮下注射的方法和位置。
首先，选择合适的注射部位非常重要。
常见的皮下注射部位包括上臂外侧、腹部、大腿前外侧和臀部。
在选择注射部位时，需要注意避开静脉和神经，避免出现出血或疼痛。
一般来说，腹部是最常用的皮下注射部位之一，因为这个部位的皮下脂肪较多，更容易吸收药物。
同时，注射部位的选择也应根据药物的特性和患者的个体差异来确定。
其次，正确的注射方法也是至关重要的。
在进行皮下注射时，首先需要准备好注射器和药物，然后用消毒棉球擦拭注射部位，保持清洁。
接着，用拇指和食指捏起皮肤，使之成一个皱皮，然后将注射器垂直插入皮下脂肪组织中。
在注射时，需要保持注射器的角度不变，缓慢地将药物注入皮下组织中。
注射完成后，用棉球轻轻按压注射部位，帮助药物更好地被吸收。
最后，需要注意的是注射后的护理。
在注射完成后，需要注意观察注射部位是否有出血或肿胀，必要时进行冷敷。
同时，避免按摩注射部位，以免影响药物的吸收。
注射后，及时处理注射器和药物残余，注意个人卫生，避免交叉感染。
总的来说，皮下注射是一种安全、有效的给药方式，正确的注射方法和位置对于药物的吸收和疗效至关重要。
在进行皮下注射时，选择合适的注射部位，正确的注射方法以及注射后的护理都是非常重要的。
只有做到这些，才能确保药物的有效吸收，达到预期的治疗效果。
希望通过本文的介绍，能够帮助大家更好地掌握皮下注射的方法和技巧，提高药物的使用效果，为患者的康复做出更大的贡献。
各种注射方法及注射量的说明
一、注射给药法①皮下注射：皮下注射较为简单，一般都取背部及后腿皮下。
小鼠通常在背部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。
拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。
熟练者可把小鼠放在金属网上，一只手拉住鼠尾，小鼠以其习惯向前方爬动，在此状态下，易将注射针刺人背部皮下，注射药物。
此法可用于大批注射时。
注射药量为0.1～0.3ml/kg体重。
家兔皮下注射时，用左手拇指及中指将免的背部皮肤提起使成一皱折，并用食指按压皱折的一端，使成三角队增大皮下空隙，以利针刺。
右手持注射器，自皱折下刺入。
证实在皮下时，松开皱折，将药液注入。
豚鼠、大鼠、狗、猫等背部皮肤较厚，注射器针头不易进人，硬进容易折断针头，故给这些动物作皮下注射时不应选用背部皮肤。
一般狗、猫多在大腿外例；豚鼠在后大腿内恻；大鼠可在左侧下腹部。
②皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
将动物注射部位的毛剪去，酒精消毒。
用卡介苗注射器带4号细针头沿皮肤表浅层插入，随之慢慢注入一定量的药液。
当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起桔皮样小泡，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。
此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内；如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。
③肌肉注射：此法比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其它溶剂中的药物时，常来用肌肉注射。
选择动物肌肉发达部位注射，如猴、狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。
注射时固定动物勿使其活动，将臀部注射部位被毛剪去，右手持注射器，使注射器与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中，为防止药物进人血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药，注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。
大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较小，不常作肌肉注射，如需肌注，可注射入大腿外侧肌肉。
用5～6号针头注射，小鼠每腿不超过0.1ml。
皮下注射法和腹腔注射法
实验操作
• 取小白鼠2只，称重、编号，观察正常活动。 • 10％硫酸镁溶液 0.2／10g • 甲鼠 灌胃 • 乙鼠 肌注 • 观察两鼠的反应有何不同。
结果记录
鼠号 体重 用药后反应
甲 乙
给药前情况 给药途径
讨论题
• 给药途径不同，在哪些情况下可使药物 的作用产生质的差异？
•
小鼠灌胃(一)
小鼠灌胃(二)
不同给药途径对药物作用的影响— 尼可刹米
实验目的
观察不同给药途径对药物作用的影响。 练习小白鼠的捉拿法、灌胃法、皮下注
射法和腹腔注射法。
实验原理
给药途径→药物首先到达的器官和组织→药物的 吸收和分布速度→药物效应
给药途径的吸收速度： 静脉给药＞呼吸道吸入＞腹腔注射＞肌内注射
＞皮下注射＞皮内注射＞口服＞贴皮吸收 药物作用的差异包括：量差异、质差异
实验原理
尼可刹米是中枢兴奋药 直接或反射性兴奋延髓呼吸中枢 过量→血压↑、心动过速、肌震颤、强直性抽搐→
死亡
实验动物及药品
小鼠（3只），体重22~26g，雌雄兼用 药品：2%尼可刹米溶液
实验器材
注射器(1) 小鼠灌胃针头 鼠笼 大烧杯 天平
实验操作
取小鼠3只，称重、编号，观察正常活动 2%尼可刹米溶液 0.2／10g 甲鼠 灌胃 乙鼠 皮下注射 丙鼠 腹腔注射 给药后，放入倒置大烧杯内 观察三鼠的反应（跳跃、兴奋、惊厥、死亡）
小 鼠 皮 下 注 射
小鼠腹腔注射
小鼠肌注
小鼠颈椎脱臼处死法
尼可刹米实验
注意事项
灌胃给药时，一定要掌握要领，注意不要刺破 食管和胃壁
注射尼可刹米后，作用发生快，应密切观察小 鼠反应，立即记录时间
牛常用注射给药方法的操作要领
2. 静脉吊瓶滴注。静脉吊瓶滴 注 即 奶 牛 输 液， 即 通 过 静 脉 注 射 或 滴注的方法将药液直接输入静脉管 内。 临 床 上 可 以 使 用 人 用 的 一 次 性 输 液 器 代 替 过 去 的 输 液 工 具， 免 去 了 过 去 的 吊 瓶 消 毒、 胶 管 老 化 等 诸 多麻烦。新的方法是 ：采用一次性 输液器，兽用 16 号、20 号粗长针头
向， 使 针 尖 在 血 管 内 朝 上， 再 将 针 头顺血管推入 2 ～ 3 cm。松开左手， 固定针头座，与右手配合连接针管。 左 手 固 定 针 管， 手 背 紧 靠 病 牛 颈 部 作 支 撑， 右 手 抽 动 针 管 活 塞， 见 到 回血后，将药液徐徐注入静脉。
注射完药液后，左手用酒精棉 球 压 紧 针 眼， 右 手 将 针 拔 出， 为 防 止 针 眼 溢 血 或 形 成 局 部 血 肿， 在 拔 出针头后，继续紧压针眼 1 ～ 2 min， 然后松手。
二、皮下注射法
皮下注射是将药液经皮肤注入 皮 下 疏 松 组 织 内 的 一 种 给 药 方 法。 适 用 于 药 量 少、 刺 激 性 小 的 药 液， 如阿托品、毛果芸香碱、肾上腺素、 比赛可灵以及防疫苗 ( 菌 ) 等。刺 激 性 大 的 药 液、 混 悬 液、 油 剂 等 由 于 皮 下 吸 收 不 良， 不 能 采 用 皮 下 注 射， 注 射 部 位 以 皮 肤 较 薄、 皮 下 组 织疏松处为宜，牛一般在颈部两侧。 如 药 液 量 较 多 时， 可 分 数 处 多 部 位 注 射。 注 射 部 位 也 可 选 在 肘 后 或 肩 后 皮 肤 较 薄 处。 皮 下 注 射 一 般 选 用 16 号针头，注射时对注射部位剪毛 消 毒 ( 用 70% 酒 精 或 2% 碘 酊 涂 搽 消毒 )，一般用左手拇指和食指捏起 注 射 部 位 皮 肤， 使 皮 肤 与 针 刺 角 度 呈 45 度角，右手持注射器，或用右 手拇指、食指和中指单独捏住针头， 将针头迅速刺入捏起的皮肤皱褶内， 使针尖刺入皮肤皱褶内 1.5 ～ 2.0 cm 深，然后松开左手，连接针头和针管， 将药液徐徐注入皮下。
常用的注射方法
常用的注射方法注射给药技术有很多，其中皮下注射、肌肉注射、静脉注射，是临床上最常用的方法；个别情况下还可以做皮内注射、腹腔注射、胸腔注射、气管注射、瘤胃注射、瓣胃注射及眼球结膜眼睑结膜注射、眼球后注射、心脏内注射、关节内注射等。
选择用什么方法进展注射，主要应根据药物的性质、数量及牲畜和疾病的具体情况而定。
1、皮下注射〔1〕就是将药液注射于皮下结缔组织内，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液，发挥药效作用，而到达防治疾病的目的。
但凡易溶解、无强刺激性的药品及疫苗、菌苗、血清、抗蠕虫药( 如伊维菌素)等，某些局部麻醉，不能口服或不宜口服的药物要求在一定时间内发生药效时，均可做皮下注射。
(2) 注射部位多项选择在皮肤较薄、富有皮下组织、活动性较大的部位。
大动物多在颈部两侧；猪在耳根后或股内侧；羊在颈侧、背胸侧、肘后或股内侧；犬、猫在背胸部、股内侧、颈部和肩胛后部；禽类在翼下。
(3) 注射方法术者抽取药液，排出气泡，注射针安装结实。
动物实行必要的XX，局部剪毛、消毒。
注射时，术者左手中指和拇指捏起注射部位的皮肤，同时用食指尖下压使其呈皱褶陷窝，右手持连接针头的注射器，针头斜面向上，从皱褶基部陷窝处与皮肤呈30°～40°角，刺入针头的2／3(根据动物体型的大小，适当调整进针深度)，此时如感觉针头无阻抗，且能自由活动针头时，左手把持针头连接部，右手抽吸无回血即可推压针筒活塞注射药液。
如需注射大量药液时，应分点注射。
注完后，左手持干棉球按住刺入点，右手拔出针头，局部消毒。
必要时可对局部进展轻轻按摩，促进吸收。
当要注射大量药液时，应利用深部皮下组织注射，这样可以延缓吸收并能辅助静脉注射。
〔5〕考前须知刺激性强的药品不能做皮下注射，特别是对局部刺激较强的钙制剂、砷制剂、水合氯醛及高渗溶液等，易诱发炎症，甚至组织坏死。
大量注射补液时，需将药液加温后分点注射。
注射后应轻轻按摩或进展温敷，以促进吸收。
长期注射者应经常更换注射部位，建立轮流交替注射方案，到达在有限的注射部位吸收最大药量的效果。
猪臀部注射正确位置,猪注射的部位有哪些
猪臀部注射正确位置，猪注射的部位有哪些
猪臀部注射没有特别准确的位置，只要是臀部肌肉丰满的位置都可以注射，也可以择臀部靠近髋骨（十字骨）的上方注射。
猪的注射部位，除了臀部，还有颈部肌肉注射，大腿内侧、耳根后方皮下注射，耳背部、耳大静脉的静脉注射，以及腹腔注射。
其中最适合下针的部位在颈后，具体位置位于耳后在与耳根相距3根手指、与背中线相距5根手指距离的位置。
一、猪臀部注射正确位置
1、猪臀部注射应选择肌肉丰满的位置，没有特别准确的位置，基本上都可以注射，也可以选择臀部靠近髋骨（十字骨）的上方注射。
注意注射点不要向后下方移冬，以免刺伤坐骨神经。
一旦刺伤坐骨神经，同侧后肢立即拖地而行，不能负重而残废。
2、肌肉注射是最常用的注射方法，注射部位一般选择在肌肉丰满的臀部或颈部。
臀部由于肌肉比较坚硬，容易引起猪的应激，导致肌肉紧绷，给注射带来困难，因而多选择颈部肌肉注射。
二、猪注射的部位有哪些
1、肌肉注射
肌肉注射的部位一般为肌肉丰满的颈部和臀部。
其中，最适合下针的部位在颈后，具体位置在耳后在与耳根相距3根手指、与背中线相距5根手指距离的位置。
2、皮下注射
皮下注射部位一般选择皮薄且皮下较疏松处，如大腿内侧、耳根后方，将药液注入皮下结缔组织内。
3、静脉注射
静脉注射部位一般选在耳背部、耳大静脉，主要用于抢救危重病猪。
4、腹腔注射
腹腔注射是将药液注射到腹腔内，注意不宜过深或偏于前方，以免损伤内脏器官，也不可过于偏于后方，以免损伤臌满尿液的膀胱。
常见小鼠给药和采血方法
常见小鼠给药和采血方法小鼠是广泛应用于生物医学研究的模式动物之一，其独特的生物学特性使其成为了研究各种疾病和药物疗效的重要工具。
在小鼠实验中，给药和采血是常见的操作步骤。
本文将介绍常见的小鼠给药和采血方法。
一、小鼠给药方法1.口服给药法：口服给药是最常见的小鼠给药方法之一，对于口服可吸收的药物非常有效。
给药时，首先选用合适的管子或针筒，将药物溶解在适量的溶剂中。
然后将小鼠固定住，用管子或针筒将药液缓慢地注入小鼠的口腔中，同时用手指轻轻按压小鼠的喉部，以保证药物进入食道而不是气管。
2.注射给药法：注射给药是给药的常见方法之一，适用于药物需要快速达到血液循环的情况。
常见的注射方法有以下几种：-皮下注射法：将药物注射到小鼠的皮下组织中。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的腹部、背部或颈部的皮下组织中。
注射时需要注意，将针尖插入皮下组织中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
-静脉注射法：将药物注射到小鼠的静脉系统中。
此方法可以快速达到血液循环，适用于药物需要迅速发挥作用的情况。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的尾静脉中。
注射时需要注意，将针尖插入尾静脉中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
-腹腔注射法：将药物注射到小鼠的腹腔中。
此方法适用于需要药物进入腹腔内脏器官的情况。
操作时，首先选用合适的注射针和注射器，然后将药物注射到小鼠的腹腔中。
注射时需要注意，将针尖插入腹腔中，然后缓慢注射药液，最后拔出针头。
除了以上的常见给药方法外，还有其他一些特殊的给药方法，如经鼻给药法、肌肉注射法等。
在给药前，需要根据药物的性质和实验要求选择合适的给药方法，并遵循良好的实验守则和伦理规定。
二、小鼠采血方法采血是小鼠实验中常见的操作步骤之一，用于获得小鼠的血液样本，以进行分析和检测。
常见的小鼠采血方法有以下几种：1.经尾静脉采血法：经尾静脉采血是最常见的小鼠采血方法之一，适用于需要少量血液样本的情况。
注射方法缩写
注射方法缩写注射是一种常见的药物给药方式，通过将药物直接注入体内，达到快速、准确、有效地治疗疾病的目的。
在医学术语中，针对不同注射方法，有着不同的缩写表示方式，下面将对常见的注射方法缩写进行介绍。
1.皮下注射（Subcutaneous Injection，SC）。
皮下注射是将药物注入皮下组织的注射方法。
通常使用细长的注射针头，将药物注射到皮下脂肪组织中。
这种注射方式常用于胰岛素、肝素等药物的给药。
皮下注射的吸收速度较慢，适合需要持续作用的药物。
2.肌肉注射（Intramuscular Injection，IM）。
肌肉注射是将药物注入肌肉组织的注射方法。
通常使用较长的注射针头，将药物注射到肌肉组织中。
这种注射方式常用于抗生素、疫苗等药物的给药。
肌肉注射的吸收速度较快，适合需要迅速起效的药物。
3.静脉注射（Intravenous Injection，IV）。
静脉注射是将药物注入静脉血管的注射方法。
通常使用较长的注射针头，将药物注射到静脉中。
这种注射方式常用于紧急情况下需要迅速起效的药物，如心脏骤停时的抢救药物。
4.皮内注射（Intradermal Injection，ID）。
皮内注射是将药物注入真皮层的注射方法。
通常使用极细的注射针头，将药物注射到皮肤内。
这种注射方式常用于过敏原皮试、结核菌素试验等。
5.腹腔注射（Intraperitoneal Injection，IP）。
腹腔注射是将药物注入腹腔的注射方法。
通常使用较长的注射针头，将药物注射到腹腔内。
这种注射方式常用于动物实验中，进行药物给药或细胞移植。
6.关节腔注射（Intra-articular Injection，IA）。
关节腔注射是将药物注入关节腔的注射方法。
通常使用较长的注射针头，将药物注射到关节腔内。
这种注射方式常用于治疗关节疾病，如关节炎等。
以上是常见的注射方法及其缩写形式，医务人员在进行药物给药时，需要根据患者的病情和药物特性选择合适的注射方法，并严格按照医嘱和操作规范进行注射操作，以确保药物的安全有效使用。
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药物作用的差异包括：量差异、质差异
实验原理
尼可刹米是中枢兴奋药
直接或反射性兴奋延髓呼吸中枢
过量→血压↑、心动过速、肌震颤、强直性抽搐→
死亡
实验动物及药品
小鼠（3只），体重22~26g，雌雄兼用 药品：2%尼可刹米溶液
实验器材
注射器(1ml)
小鼠灌胃针头
鼠笼 大烧杯 天平
不同给药途径对药物作用的影响— 尼可刹米
实验目的
观察不同给药途径对药物作用的影响。 练习小白鼠的捉拿法、灌胃法、皮下注 射法和腹腔注射法。
实验原理
给药途径→药物首先到达的器官和组织→药物的
吸收和分布速度→药物效应 给药途径的吸收速度： 静脉给药＞呼吸道吸入＞腹腔注射＞肌内注射＞ 皮下注射＞皮内注射＞口服＞贴皮吸收
口服难吸收，并使肠内容物渗透压升高，水分吸
收减少，肠容积增大，刺激肠蠕动而泻下；
注射给药可使血中 Mg2+ 增加， Mg2+ 阻止运动
神经末梢释放递质乙酰胆碱，使骨骼肌松弛。
给药途径不同，有时可影响药物作用性质。
动物及药品
• 动物：2只小白鼠
• 药品：10％硫酸镁溶液
实验操作
• 取小白鼠2只，称重、编号，观察正常活动。
• 10％硫酸镁溶液 0.2ml／10g
甲鼠 灌胃 乙鼠 肌注 • 观察两鼠的反应有何不同。
结果记录
鼠号
甲
体重
给药前情况
给药途径 用药后反应乙 Nhomakorabea讨论题
• 给药途径不同，在哪些情况下可使药物 的作用产生质的差异？
小鼠灌胃(一)
小鼠灌胃(二)
小 鼠 皮 下 注 射
小鼠腹腔注射
小鼠肌注
小鼠颈椎脱臼处死法
实验操作
取小鼠3只，称重、编号，观察正常活动 2%尼可刹米溶液 0.2ml／10g 甲鼠 灌胃
乙鼠
丙鼠
皮下注射
腹腔注射
给药后，放入倒置大烧杯内
观察三鼠的反应（跳跃、兴奋、惊厥、死亡）
尼可刹米实验
注意事项
灌胃给药时，一定要掌握要领，注意不要刺破 食管和胃壁
注射尼可刹米后，作用发生快，应密切观察小
鼠反应，立即记录时间
小鼠兴奋表现：鼠尾上翘、活动增强、跳跃等
小鼠惊厥表现：骨骼肌阵挛性或强直性抽搐
（全身性、对称性）
不同给药途径对药物作用的影响硫酸镁
目 的
1、观察药物不同的给药途径对药物作用 的影响。 2、练习小白鼠的捉拿法和灌胃、肌注法。
原 理
硫酸镁为导泻、利胆、降压和抗惊厥药。