动物实验基本操作
实验动物基本操作
剂量：小鼠约／10g体重。最大致积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大致积为1.0ml/只
注意：在灌胃过程中，防止误插入气管。
动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。
麻醉措施与麻醉药
麻醉措施：全身麻醉和局部麻醉，经过吸入、 注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌 胃等措施使动物麻醉。
常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、 硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多 卡因（局麻），
1、用右手抓住兔颈部旳被毛和皮肤，轻轻 把兔提起。
2、用左手托住兔旳臀部。
(二) 措施2：
器材：兔保定架1个。 环节： 1、打开保定架旳上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架旳上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架旳卡 栓，将兔旳脖子保定。 3、假如兔挣扎，可用手 在它旳背上轻轻抚摩， 使其平静。
三、豚鼠旳抓取保定
器材：大鼠喂养盒+带面罩 l套。 措施环节：
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。
2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 不然易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔旳抓取保定：
(一) 措施1： 环节：
二、大鼠旳抓取保定：
大鼠旳抓取保定： 器材：大鼠喂养盒 + 面罩 1套。 措施环节：
4-5周内旳大鼠，措施同小鼠。周龄较大旳，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠喂养盒旳面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部旳头颈皮肤，其他三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完毕抓取保定。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
机能实验学实验动物基本操作
方法3：肌内给药法
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部位：腹部正中线两侧。 要点： 45度角，落空感，无回血。
适合刺激性小的水溶性药物的用药，啮齿类动物常用给药途径之一。
注射量：小鼠0.2ml-1ml/次； 大鼠1ml-3ml/次。
鼠常用给药方法
2
方法4：腹腔给药法
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要点：麻醉，注射器与血管成10度角； 有回血注入药物。
方法、要点： 同小鼠
鼠常用给药方法
2
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大鼠灌胃法
原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
方法2：皮下给药法
鼠常用给药方法
2
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部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下。
小鼠皮下给药法
小鼠背部皮下给药法
小鼠颈部皮下给药法
方法：如图。 要点：消毒，锐角；易摆动，无回血。
注射量：次。
机能学实验总论
Diagram
生理学实验动物基本操作
青蛙、蟾蜍的基本操作
常用实验动物（一）
青蛙(frog) 蟾蜍 (toad) 耳后腺 下一页
方法：如图所示。 注意：两侧耳部突起之毒腺，勿挤压。
此固定法适合可破坏其脑和脊髓和淋巴囊注射。
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蟾蜍捉拿和固定方法
破坏脑和脊髓
脑脊髓完全破坏的标志： 下颌呼吸运动消失；反射消失；四肢松软。
方法1：灌胃法
鼠常用给药方法
+
2
规格：
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灌胃器： 注射器 + 灌胃针
方法：双手捉拿。 要点： 1.左手抓取和固定,腹部朝上，颈拉直。 2.针头口角入口，口腔与食管成直线; 落空感，负压感觉。
鼠常用给药方法
2
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动物实验技术动物实验的基本操作
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
实验三实验动物基本操作技术
实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术，包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义，可以提高研究者的实验效率和准确性，同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性，需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时，对饲料和饮水的供给也需要精细控制，以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中，需要对实验动物进行标记，以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小，并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定，以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中，需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样，如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量，并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外，还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时，需要佩戴适当的个人防护装备，如手套、口罩等，以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时，也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规，确保实验动物的福利和权益。
总之，掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础，能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中，需要注重动物福利和健康，遵循伦理规范和法律法规，以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践，才能熟练掌握这些技术，使其发挥最佳效果。
动物实验基本操作技术
动物实验中的化学安全防护
化学试剂的储存：分类存放远离火源和热源
化学试剂的使用：严格按照操作规程使用避免直接接触皮肤和眼睛
化学废液的处理：分类收集妥善处理避免污染环境 化学防护设备的使用：佩戴防护眼镜、手套、口罩等避免吸入或接触有害 物质
动物实验中的放射性安全防护
放射性物质的分 类和特性
放射性防护的基 本原则和方法
提供适当的活动空间：确保动物有足够的活动空间避免过 度限制活动
记录动物状态：记录动物的行为、食欲、排便等情况以便 及时发现问题并采取措施
实验动物的组织取材与处理
组织取材：选择合适的组织进行取材如心脏、肝脏、肾脏等 固定：使用固定液对组织进行固定如福尔马林、乙醇等 切片：将固定后的组织切成薄片便于显微镜观察 染色：使用染色液对切片进行染色如苏木精、伊红等 观察：使用显微镜对染色后的切片进行观察记录组织形态和结构 保存：将组织切片保存在适当的环境中如冰箱、干燥器等
科学性：实验设计必须科学 合理符合伦理要求
尊重动物生命：尊重动物的 生命权避免不必要的伤害和 痛苦
知情同意：实验人员必须了 解实验的目的、方法和可能
的风险并同意参与实验
监管与监督：实验必须遵守 相关法律法规接受监管和监
督
教育与培训：实验人员必须 接受相关伦理教育和培训提
高伦理意识
动物实验的法律法规与标准
采血与注射的常 用工具：注射器、 采血针、止血带 等
采血与注射的常 见问题及解决方 法：出血、感染、 动物应激反应等
实验动物的观察指标与数据记录
数据记录：记录观察指标的 变化包括时间、地点、观察 人员等信息
数据分析：对观察数据进行 统计分析得出结论
观察指标：体重、体温、呼 吸、心跳、行为、饮食、排 泄等
实验动物基本操作
实验动物基本操作实验动物的基本操作是指研究人员在实验过程中对实验动物进行的一系列的处理和操作，包括动物的饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作旨在确保实验动物的福利和健康，并获得可靠的实验结果。
下面将详细介绍实验动物的基本操作。
一、饲养管理实验动物在实验室内饲养，需要提供一个适宜的环境，包括合适的温度、湿度以及光照等。
同时，饲养箱需要保持干净，并定期清洁和消毒，以防止疾病传播。
此外，实验动物的饲养还需要提供合适的饲料和饮水，以确保其获得足够的营养和水分。
二、实验操作实验操作是指在实验过程中对实验动物进行的各种处理和操作。
例如，研究人员可以进行注射、给药、采集样本以及进行手术等操作。
在进行这些操作之前，研究人员需要进行充分的准备工作，包括准备好所需的设备和试剂、制定操作计划、选择合适的实验动物等。
在操作过程中，需要注意操作的准确性和规范性，以确保实验的可靠性和结果的准确性。
三、观察记录观察记录是指在实验过程中对实验动物的行为、生理指标以及实验结果进行详细的观察和记录。
观察内容可以包括实验动物的活动行为、食欲、体重变化、皮肤状况、尿液和粪便等生理指标，以及实验结果的出现和变化等。
观察记录对于监测实验动物的福利和健康状况，以及评估实验结果的可靠性和有效性非常重要。
四、实验结束后的处理实验结束后，研究人员需要对实验动物进行相应的处理。
首先，需要对动物的健康状况进行评估，以确定动物是否需要进行进一步的治疗或处置。
对于实验结束后还存活的动物，可以选择继续饲养或进行其他研究。
对于实验结束后不再需要的动物，可以选择安乐死或进行人道性处置，以确保动物的福利。
总之，实验动物的基本操作是实验过程中的重要环节，包括饲养管理、实验操作、观察记录以及实验结束后的处理等。
这些操作的规范和准确性对于保障实验动物的福利和健康，以及获得可靠的实验结果非常重要。
研究人员应该在进行任何实验操作之前，进行充分的准备工作，并遵循相关的伦理原则和操作流程，以确保实验的安全性和可信度。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
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三、常用手术器械
1、手术刀
执弓式
握持式
用于切割各种软 组织，也可用于 切割软骨
执笔式
反挑式
执刀方法
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弯手术剪用于给动物剪毛
2、手术剪
直手术用于剪皮肤、脂肪、肌 肉以及血管、神经等组织
执镊方式类似于执毛笔，以拇指对 食指和中指
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5、动脉夹
用于夹闭动脉阻断血流，以便插动 脉导管
6、玻璃分针
玻璃分针用于钝性分离的周围组织， 暴露血管和神经干
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四、动物实验的基本操作技术
1、实验动物的捉拿与固定 家兔
小白鼠
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2、实验动物的编号
染色法
挂牌法ห้องสมุดไป่ตู้
烙印法
3、实验动物的给药方法 摄入法、注射法、涂布法和吸入 法
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4、实验动物的麻醉
（1）麻醉的概念
用药物使整个实验动物或其手术部位处于无 知觉状态，并使其基本生命活动不受影响
（2）麻醉方法
全身麻醉
局部麻醉
静脉注射
吸入麻醉 注射麻醉
腹腔注射
肌肉注射
实验 善待实验动物，不做野蛮手术，实验结束后将兔急性放血处死 神经应避免牵拉，防止放电 颈总动脉插管时一定要弄清楚步骤，动脉夹一定要夹闭近心端
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【复习思考题】
1、麻醉效果如何观察？
2、简述颈总动脉插管术的基本操作流程
3、简述蛙心插管的基本操作流程
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直、弯止血钳
有齿止血钳不宜夹持血管、神 经和脆弱组织，以免造成组织 损伤
止血钳的执钳方式与手术剪
相同
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无齿镊用于夹捏皮下组织、脂肪组 织、粘膜组织和血管
4、镊子 有齿镊适用于夹捏皮肤、筋膜、肌
腱等坚韧的组织，不宜夹捏血管、 神经干和内脏等软组织
执镊法
小巧的眼科镊适于分离血管、神经 干或夹镊细小软组织
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2、两栖动物：蟾蜍
蟾蜍 Bufo bufo gargerizans
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动物保护
动物因为有感觉和有趣地生活着而应当有 正常的地位，人类应该尊重所有的生命
“3R”基本思想是尽可能采用其他手段代替 实验动物，减少实验动物使用量，设法改进动 物实验方法以减轻动物疼痛和不安
生理学、病理生理学和药理学三学科的理论 教学内容紧密相关且三学科实验教学使用的方法 和仪器有许多相同之处，因此将生理学、病理生 理学和药理学实验合并为机能学实验，实行实验 教学资源的共享及合理配置
按人体系统机能设置综合性实验(在一项实 验中观察实验动物的生理学变化，病理生理学变 化和药物的作用)，使部分基础医学与临床医学 之间的内容交叉融合
5、家兔的基本手术操作 （1） 颈部手术
气管及颈部血管神经分离术 （视频）
气管插管术 （视频）
颈总动脉插管术（视频）
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（2） 腹部手术
下腹部切口（视频） 输尿管插管术 （视频） 膀胱插管术（视频）
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6、蟾蜍的基本手术操作
蟾蜍双毁髓术（视频） 坐骨神经干标本的制备 （视频） 蛙心插管（视频）
眼科剪常用于血管、输尿管剪 口以便插管或剪神经、脏器包 膜，不能用于剪皮肤、肌肉和 骨骼
执剪法
执剪的方法是以拇指和无名指 分别插入剪柄环，中指紧靠无 名指前的柄环外，食指轻压在 剪柄和剪刀交界处
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3、止血钳
直止血钳和无齿止血钳主要用 浅表手术部位止血或组织分离
弯止血钳主要用于较深的手 术部位或内脏止血
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机能学实验教学的三个阶段
第一阶段：机能实验基本理论知识与基本技能训练 第二阶段：综合实验阶段 第三阶段：扩展性实验和探索性实验阶段
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二、实验动物
1、哺乳动物 ：家兔、小白鼠
家兔 Oryctolagus cuniculus 小白鼠 Mus musculus
【目的与要求 】
1、了解常用的实验动物的种类和特点，实验动物 的选择及动物实验涉及的动物保护问题
2、掌握常用手术器械的使用方法 3、掌握常用实验动物的编号、捉拿及固定方法 4、掌握家兔的麻醉、固定及基本的手术操作 5、掌握蟾蜍的基本手术操作
南华大学医学院机能学实验中心
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一、机能学实验概述
淋巴囊注射
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（3）家兔的麻醉
药物： 20％氨基甲酸乙酯 药物剂量： 5ml/kg体重 给药方法： 耳缘静脉注射（视频） 麻醉效果的观察：呼吸 角膜反射 肌张力 皮
肤夹捏反应 麻醉的注意事项：注药速度 补药 麻醉意外的处理：肌颤与抽搐 心跳呼吸骤停
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【注意事项】
麻醉药推注应匀速缓慢，且给药部位要从耳尖部打起，并密切 观察麻醉指标
颈部手术分离组织肌肉时，尽量采用钝性分离，以防止剪破血 管，如有出血，必须及时止血
分离神经应细致，只能使用玻璃分针，避免使用金属器械 手术过程中，要注意保持自然解剖位置，防止将结构关系弄乱 急性动物实验必须在药物麻醉下进行，严禁未麻醉动物而进行