动物实验基本操作1
实验动物一般操作技术(1)
实验动物的一般操作技术一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对实验动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量——反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。
通过本次实习学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、染毒方法和生物材料的采集等技术。
二、内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体型丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
选择时重点检查以下项目：1.眼睛明亮、瞳孔双侧等圆，无分泌物。
2.耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。
3.鼻无喷嚏，无浆性粘液分泌物。
4.皮肤无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。
5.颈部要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。
6.消化道无呕吐、腹泻、粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7.神经系统无震颤、麻痹。
若动物（大鼠、小鼠）出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。
8.四肢及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）实验动物的性别鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。
因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，宜选用雌性动物各半。
1.大鼠、小鼠主要依肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性。
雌性生殖器与肛门之间有一无毛小沟，距离较近。
雄性可见明显的阴囊，生殖器突起较雌鼠大，肛门和生殖器之间长毛。
另外成年雄性卧位可见到睾丸，雌性在腹部可见乳头。
（三）实验动物的抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行。
1.小鼠的抓取方法首先用右手从笼盒内抓取鼠尾提起，注意不可抓尾尖（见图A），放在鼠笼盖或实验台上向后拉（见图B），在其向前爬行时，迅速用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图C），将鼠体置于左手中心，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（见图D）。
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
药理学实验一常用实验动物的实验基本操作
实验一常用实验动物的实验基本操作实验目的：掌握动物实验的基本操作一、实验动物的选择及捉拿固定（一）实验动物的选择1．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。
它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。
在机能学实验中常选用该动物。
故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。
2．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
3．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。
它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。
家兔广泛应用于医学研究中。
由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。
兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束，常用于研究减压神经与心血管活动的关系。
家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。
家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
（二）实验动物的捉拿固定正确的捉拿固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。
1、如何正确捉拿及固定小白鼠？小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。
抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤，将小鼠尾巴夹在无名指、小指和手掌之间。
实验一 实验动物基本操作
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• 家兔
图7
家兔捉拿方法
动物医学系动物药学教研室（/
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图8 家兔灌胃法
图9
家兔耳缘静脉注射法
动物医学系动物药学教研室（/
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实验一 试验动物的基本操作技术
魏 述 永
动物医学系动物药学教研室（/
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蟾蜍
图1 蛙的皮下淋巴囊 1、颌下囊 2、胸囊 3、腹囊 4、股囊 5、胫囊 6、侧囊 7、头背囊
图2
蛙腹壁静脉注射
动物医学系动物药学教研室（/
• 实告的写作：
理分明、用词规范、详略得宜、措辞注意科学性 和逻辑性。一般包括下列内容： （1）实验题目 （2 实验目的 （3）实验方法： （4）实验结果： （5）讨论： （6）结论：
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• • • • • •
动物医学系动物药学教研室（/
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• 实验动物的性别的鉴定、编号及处死方法 实验动物的性别的鉴定、
• 性别鉴定：小鼠和大鼠两性的区别要点有三：生殖器；距 性别鉴定：小鼠和大鼠两性的区别要点有三：生殖器； 肛门和生殖器间有沟的为雌鼠，无沟的为雄鼠。 离；肛门和生殖器间有沟的为雌鼠，无沟的为雄鼠。 • 编号： 编号： • 处死方法： 处死方法：
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• 小鼠、大鼠
图3 小鼠捉拿方法
图4
小鼠灌胃法
动物医学系动物药学教研室（/
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图5 小鼠腹腔注射
图6 小鼠尾静脉注射
动物医学系动物药学教研室（/
表1－1
注射途徑 腹 肌 靜 皮 腔 肉 脉 下
常用实验动物不同给药途径的给药剂量（mL）
小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5 大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0 豚鼠 2-5 0.2-0.5 1-5 0.5-2 兔 5-10 0.5-1.0 3-10 1.0-3.0 狗 5-15 2-5 5-15 3-10
动物的基本操作方法
（二）豚鼠采血法
1、耳缘剪口采血 2、心脏采血 3、肌动脉采血 4、背中足静脉取血 （三）兔采血法 1、耳静脉采血 2、耳中央动脉采血 3、心脏取血 4、后肢胫部皮下静脉取血 5、股静脉、颈静脉取血
（四）狗、猫采血法 1、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 2、股动脉采血 3、心脏采血 4、耳缘静脉采血 5、颈静脉
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的麻醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
➢ 这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。 ➢ 编号的原则：先左后右，从上到下。
（二）烙印法
➢ 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒 精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位 预先用酒精消毒。
（三）号牌法
➢ 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于 颈上。
➢ 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它 们的外表和毛色即可。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
动物实验的基本操作方法
一、动物实验的常用方法
1、复制动物模型法；
2、切开、分离法；
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分， 头、大、小之分，根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪， 和剪断组织者称组织剪， 一般为弯形，尖端较钝圆； 一般为弯形，尖端较钝圆； 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪， 或敷料等用品者称剪线剪， 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是：3cm • 小鼠灌胃量： • 0.1～0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是： 5cm • 大鼠灌胃量： 1～2ml/100g体重
兔灌胃法 器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
兔灌胃法
操作方法： 1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。 直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
安装： 先用持针器（ 安装 ： 先用持针器 （ 或直型 止血钳） 夹住刀片， 止血钳 ） 夹住刀片 ， 左手握 住刀柄， 住刀柄 ， 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙， 准刀柄上的槽隙 ， 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式：右手中指、 持弓式：右手中指、无名指
执笔式： 执笔式 ： 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成，可分为大、 由刀片和刀柄组成 ， 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤； 切开皮肤； 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织； 切割脏器组织； 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验基本操作技术之一“实验动物抓取与固定”
动物实验基本操作技术之一“实验动物抓取与固定”实验动物的抓取与固定是进行动物实验时的基本操作技术之一，确保实验动物在实验过程中能够稳定地保持固定的姿势，以便进行各种操作和测量。
本文将详细介绍实验动物抓取与固定的基本方法和注意事项。
一、实验动物的选取在选择实验动物时，要综合考虑实验的目的、动物的特性以及实验操作难度等因素。
常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪等。
根据研究的需要，可以选择体型适中、繁殖能力强、易于操作和维护的动物品种。
二、实验动物的准备在进行实验前，需要对实验动物进行一系列的准备工作，以确保实验的准确性和动物的安全性。
1.饲养环境：提供适宜的饲养环境，包括恒温、恒湿的饲养箱、适当的饲料和水源等。
2.麻醉或镇痛：根据实验的需要，可以对动物进行麻醉或镇痛处理，以减轻实验操作对动物的伤害和痛苦。
3.消毒处理：在进行操作前，需要对实验器械、操作台面等进行消毒处理，以防止交叉感染。
三、实验动物抓取的方法在进行实验动物抓取时，可以根据实验的需要选择不同的方法。
1.手持抓取法：适用于小鼠等小型动物，操作者可以用手直接抓住动物的尾部或颈部，保持动物的姿势。
这种方法简单方便，但不适用于进行需要长时间固定的实验。
3.麻醉固定法：适用于大鼠、兔子、猪等体型较大的动物，可以在进行一些需要比较复杂的操作时使用。
在进行麻醉固定时，需要注意选择适宜的麻醉方法和药物，以确保动物的安全。
四、实验动物固定的方法固定实验动物的目的是为了保持动物在实验过程中的稳定性，以便进行各种操作和测量。
常见的实验动物固定方法有以下几种：1.割裂固定法：适用于进行小鼠、大鼠等小型动物的实验。
可以将动物的四肢用绳子或胶布固定在特制的操作平台上，确保动物保持特定的姿势不动。
2.弹簧夹固定法：适用于小鼠、大鼠等小型动物的实验。
可以使用特制的弹簧夹将动物的四肢固定在操作台上，并通过调节夹子的松紧度来控制动物的运动范围。
3.麻醉固定法：适用于大鼠、兔子、猪等体型较大的动物。
动物实验基本操作 图文
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
01.02.2020
实验动物中心 23
2．固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗棉绳活结绑住， 拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹 固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
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实验动物中心 15
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观 察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固 定动物的方法依实验内容和动物种类而定。抓取固定动物 前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既 要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓 取固定动物的目的。
编号的原则是：先左后右， 从上到下。一般把涂在左前 腿上的计为1号，左侧腹部计 为2号，左后腿为3号，头顶 部计为4号，腰背部为5号， 尾基部为6号，右前腿为7号， 右侧腰部为8号，右后腿计 为9号。
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实验动物中心 31
若动物编号超过10或更大数字时， 可使用上述两种不同颜色的溶液， 即把一种颜色作为个倍数，另一 种颜色作为十位数，这种交互使 用可编到99号，假使把红的记为 十位数，黄色记为个位数，那么 右后腿黄斑，头顶红斑，则表示 是49号鼠，其余类推。
01.02.2020
实验动物中心
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动物实验的方法很多，如有生理学的动物实验方法；病 理生理学的动物实验方法；药理学的动物实验方法；病 理解剖学、组织学的动物实验方法；微生物学和免疫学 的动物实验方法等等。下面举一些动物实验的常用方法：
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实验动物中心
动物实验基本操作技术
动物实验中的化学安全防护
化学试剂的储存：分类存放远离火源和热源
化学试剂的使用：严格按照操作规程使用避免直接接触皮肤和眼睛
化学废液的处理：分类收集妥善处理避免污染环境 化学防护设备的使用：佩戴防护眼镜、手套、口罩等避免吸入或接触有害 物质
动物实验中的放射性安全防护
放射性物质的分 类和特性
放射性防护的基 本原则和方法
提供适当的活动空间：确保动物有足够的活动空间避免过 度限制活动
记录动物状态：记录动物的行为、食欲、排便等情况以便 及时发现问题并采取措施
实验动物的组织取材与处理
组织取材：选择合适的组织进行取材如心脏、肝脏、肾脏等 固定：使用固定液对组织进行固定如福尔马林、乙醇等 切片：将固定后的组织切成薄片便于显微镜观察 染色：使用染色液对切片进行染色如苏木精、伊红等 观察：使用显微镜对染色后的切片进行观察记录组织形态和结构 保存：将组织切片保存在适当的环境中如冰箱、干燥器等
科学性：实验设计必须科学 合理符合伦理要求
尊重动物生命：尊重动物的 生命权避免不必要的伤害和 痛苦
知情同意：实验人员必须了 解实验的目的、方法和可能
的风险并同意参与实验
监管与监督：实验必须遵守 相关法律法规接受监管和监
督
教育与培训：实验人员必须 接受相关伦理教育和培训提
高伦理意识
动物实验的法律法规与标准
采血与注射的常 用工具：注射器、 采血针、止血带 等
采血与注射的常 见问题及解决方 法：出血、感染、 动物应激反应等
实验动物的观察指标与数据记录
数据记录：记录观察指标的 变化包括时间、地点、观察 人员等信息
数据分析：对观察数据进行 统计分析得出结论
观察指标：体重、体温、呼 吸、心跳、行为、饮食、排 泄等
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家兔也是实验生理科学教学实验中最 常用的动物。
发热实验及热原实验、免疫学实验、 心血管实验、生殖实验、眼科实验、 皮肤实验等。
犬(Dog )
在以犬为实验 动物的研究成 果中，只有应 用Beagle 才能被 国际公认。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力 学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药 及抗休克药的研究等。犬还可以通过训练， 用于慢性实验研究，如条件反射、高血压 的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性 毒性实验。
适用需要大量动物的实验，被广泛用于生物学、医 学、兽医学、生理学、遗传学、药理、毒理、肿瘤、 放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教学。 如药物筛选、半数致死量测定、抗感染、抗肿瘤药 物及避孕药物的研究等，以及镇种。 习性：喜欢啃咬，攻击性强、群居，昼伏夜
无 特 殊 病 原 体 动 物 （ Specific pathogens free animal，SPF动物） SPF动物又称三级动物，除不带 有普通动物、清洁动物应排除的病原体外，还应排除 有潜在感染或条件性致病的病原体，以及对实验干扰 大的病原。
无 菌 动 物 （ Germfree animals，GF） 和 悉 生 动 物 （Gnotobiotic animals，GN） 四级动物。无菌动物 是指采用当前的技术手段无法在动物体表、体内检出 一切其他生物体。
猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤学、免疫学、心血管及糖尿病、遗 传性和营养性疾病、移植、外科手术等方面的研究
第二节 实验动物的分类
1.按遗传学特征分类
近交系 近交系一般是指采用20代以上全同胞 兄弟妹妹或亲子（子女与年青的父母）进行交配， 而培养出来的遗传基因纯化的品系。（F＝98.6% ）
杂交一代 由两个近交系杂交产生的子一代称为 杂交一代。它既有近交系动物的特点，又获得了杂交 优势。
围神经、神经肌肉或横纹肌的作用； 肠系膜血管微循环实验等。
鸟类
鸡：如离体心脏实验、肺炎实验、心 血管动脉粥样硬化实验等。
鸭：乙型肝炎实验。 鸽：心血管动脉粥样硬化实验、呕吐
实验。 鹌鹑（quail）：
小白鼠（Mouse )
是医学实验中用 途最广泛和最常用 动物。有多种品种。
习性？
易大量繁殖，广泛用于医学科学实验。
封闭群 在同一血缘品系内，不以近交方式，而 进行随机交配繁衍，经五年以上育成的相对维持同一 血缘关系的种群。
突变品系 在育种过程中，由于单个基因的突变， 或将某个基因导入，或通过多次回交“留种”，而建 立一个同类突变品系，此类个体中有具同样遗传缺陷 或病态。
非纯系 即一般任意交配繁殖的杂种动物。杂种 动物具有旺盛的生命力，适应性强，繁殖率高，生长 快，易于饲养管理。个体差异大，反应性不规则，实 验结果的重复性差。但其中包含有最敏感的与最不敏 感的两种极端的个体。
动物实验的基本操作 和操作技术
刘承武
第一节 常用的实验动物
实验动物？
是指经人工饲育，对其携带的微生物、寄 生虫实行控制，遗传背景明确或来源清楚 的，用于科学研究、教学、鉴定及其他科 学实验的动物。
实验动物必须具备4个条件：？ 敏感性 均一性 易获得性 稳定性
动物实验：？ 是以实验动物为实验对象的科学实验，包括
以实验动物整体水平或实验动物局部器官及 系统（离体）的实验。 影响动物实验结果准确性的因素？ 与实验动物的选择、实验条件、实验技术及 方法有直接的关系----熟练的技术是实验成 功的基础
实验动物的种类
常用的有青蛙（ frog）和蟾蜍（toad） 鸟类（birds） 小白鼠（mouse） 大白鼠（rat） 豚鼠（guinea pig） 家兔（rabbit） 猫（cat）和犬（dog），等。
非人灵长类动物，如猴(Monkey)
主要用于药理学和毒理学、生殖生理、口 腔医学）营养、代谢、行为学和高级神经 活动研究及老年病、器官移植、眼科、内 分泌病和畸胎学、肿瘤学。
也用于传染病研究，猴可感染人类特有的 传染病。如制造和鉴定脊髓灰质炎疫苗恒 河猴是唯一的实验动物。
猫（Cat）
猫的神经系统和循环系统较发达，与人很相似。常用于神 经、循环和呼吸方面的实验。
（二）实验动物的分类
2.按微生物学分类
普通动物（Conventional animals ,CV） 又称一 级动物，是微生物控制要求中最低的一个级别的动 物，要求不带有动物烈性传染病和人畜共患病原体 。
清洁动物（Clean animals ,CL） 又称二级动物， 除不带有普通动物应排除的病原体外，还不应携带对 动物危害大和对科学实验干扰大的病原体。
动。 对新环境适宜性强，行为表现多样，易接受
通过强化进行的多种感觉指令的训练。 体积较小鼠大，易于复制多种病理学模型。
大鼠应用于生理学、药理学、免疫学，内分 泌学、神经生理、营养学、传染病、肿瘤和 肝外科等的研究。
也是医学及药学实验中常用的动物，如血压 实验（抗高血压药物实验）、胆管插管，或 用大白鼠观察药物的长期毒性、 行为学、消 化系统等方面的实验。一些在小白鼠身上不 便进行的实验可选用大白鼠，如抗炎实验中 关节炎模型的制备。
豚鼠（Guinea pig )
习性：温顺胆小，喜欢群居和干燥清洁，好 动但不善跳跃，草食性，听觉敏感喜叫。
主要特点和应用：对组胺敏感，常用于平喘 药、抗组胺药的实验和皮肤毒理学的实验,亦 常用语急性高钾血症模型的实验。
免疫学中血液可提供补体。
家兔(Rabbit )
习性：温顺胆小，喜欢独居和干燥清洁， 草食性
青蛙与蟾蜍（Frog and Toad）
青蛙与蟾蜍属两栖动物， 其一些基本生命活动与 哺乳动物近似，其离体 组织和器官所需的生理 环境比较简单 (无须供氧 和恒温)。
青蛙与蟾蜍常用于神 经生理、肌肉生理、心 脏生理，微循环等实验。
特点和应用： 离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于
观察药物对心脏的作用； 坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周