第三章 动物实验基本操作技能
动物实验课程设计
动物实验课程设计一、课程目标知识目标：1. 学生能够理解动物实验的基本概念，掌握实验动物的选择、实验设计原则及伦理要求。
2. 学生能够掌握动物实验的基本操作技能，了解实验结果的记录与分析方法。
3. 学生能够了解动物实验在科学研究中的应用，认识到生物科学的发展离不开实验动物。
技能目标：1. 学生能够运用所学知识设计简单的动物实验方案，并进行实验操作。
2. 学生能够正确记录、分析实验数据，具备基本的实验报告撰写能力。
3. 学生能够独立或合作完成动物实验，具备一定的实验操作能力和团队协作精神。
情感态度价值观目标：1. 学生能够尊重实验动物，树立正确的生命观和伦理观，关注动物福利。
2. 学生对生物科学产生兴趣，培养探索精神，认识到动物实验在科学研究中的重要性。
3. 学生能够关注生物科学的发展，了解动物实验在医学、生物学等领域的作用，提高社会责任感。
本课程旨在培养学生的实验操作能力、科学思维和伦理观念，使他们在掌握动物实验基本知识和技能的同时，能够关注动物福利，树立正确的价值观。
课程性质为实践性、探究性，针对学生的年龄特点和知识水平，注重启发式教学，鼓励学生积极参与、主动探究，将目标分解为具体的学习成果，以便后续的教学设计和评估。
二、教学内容1. 实验动物基本知识：介绍实验动物的定义、种类及特点，强调动物福利和伦理观念。
教材章节：第一章 生物科学研究中实验动物的应用。
2. 实验设计原则与伦理要求：讲解实验设计的科学性和合理性，阐述伦理要求在动物实验中的重要性。
教材章节：第二章 动物实验设计与伦理。
3. 动物实验基本操作技能：教授实验动物的抓取、保定、给药、采血等基本操作方法。
教材章节：第三章 动物实验基本操作。
4. 实验数据的记录与分析：介绍实验数据记录的方法，教授如何进行数据分析。
教材章节：第四章 实验数据的收集与处理。
5. 动物实验实例分析：通过具体案例，分析实验设计、操作和结果分析的过程。
教材章节：第五章 动物实验实例。
动物实验操作基本方法
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随机区组分组
实验动物的捉 拿.MPG
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•灌胃给药——大小鼠
剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只
1、将灌胃针连 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。
左手捉持动物， 使头部向上。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
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（二）分组的方法
完全随机分组 完全随机分组时将试验对象完全按随机原则分组。它的设计、
分组、和统计处理都比较简单，但试验效率较低。 例：将30只SD 大鼠随机分配到甲、乙、丙3组。 使用excel对试验对象完全随机分组的操作步骤如下:
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1.在单元格A1、B1、C1中分别键入编号、随机号、分组号， 随后在A2、A3中分别键入1、2，然后拖动鼠标利用excel 的自动填充功能完成1～30的编号。
•兔的捉持
用右手抓住兔 颈部的被毛和 皮肤，轻轻把 兔提起。
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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•犬的捉持
实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术生理学实验主要以动物为实验对象，为了能获得满意的实验结果，应对动物品系特性有所了解。
实验动物系指供生物医学实验而科学育种、繁殖和饲养的动物。
高质量的实验动物是指通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体；其具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类及其特点（一）青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。
其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能方面的实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验。
（二）小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
其繁殖周期短、产仔多、生长快，饲料消耗少，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，是药学实验中用途最广泛和最常用的动物。
（三）大白鼠亦属鼠科。
性情不像小白鼠温顺。
受惊时表现凶恶，易咬人。
雄性大白鼠间常发生殴斗和咬伤。
具有小白鼠的其他优点，故在药学实验中的用量仅次于小白鼠。
（四）豚鼠豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
原产于欧洲中部。
属于哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺，胆小。
不咬人也不抓人。
豚鼠可分为短毛、长毛和刚毛3种。
短毛种豚鼠的毛色光亮而紧贴身，生长迅速，抵抗力强，可用于实验。
其余两种对疾病非常敏感，不宜用于实验。
（五）家兔家兔属于哺乳纲，啮齿目，兔科，为草食哺乳动物。
家兔性情温顺、怯懦、惊疑、胆小，是常用的实验动物。
家兔品种很多，在实验室中常用的有：（1）青紫蓝兔：体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
（2）中国本兔（白家兔）：抵抗力不如青紫蓝兔强。
（3）新西兰白兔：是近年来引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
（4）大耳白兔：耳朵长大，血管清晰，皮肤白色，但抵抗力较差。
（六）狗狗属于哺乳纲，食肉目，犬科。
狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强；血液、循环、消化和神经系统等均很发达，与人类很相近。
狗喜欢接近人，易于驯养。
动物实验的基本操作
动物实验的基本操作（动物的捉拿与给药方法）小鼠捉拿法有二种：一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
大鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部，将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。
捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
家兔捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。
轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。
猫捉拿时先轻声呼唤，再慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一手抓其背部。
如遇凶暴的猫，不让接触或捉拿时，可用套网捉拿，必要时可用固定袋将猫固定。
实验动物的给药方法1．灌胃法小鼠灌胃法将小鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。
右手持灌胃针管从小鼠口角插入口腔内，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2~3cm 后，如此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。
如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
兔灌胃法用兔固定箱，可一人操作。
右手将开口器固定于兔口中，舌压在开口器下面，左手将导管经开口器中央小孔插入。
如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。
另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。
插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。
如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。
如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
第三章动物实验基本操作技术3.1 常用手术器械及使用方法生理学实验常用手术器械与医学外科手术器械大致相同，但也有一些专用器械，下面所列的是几种常规的手术器械（图3.1-1）。
图3.1-1 常用的生理实验手术器械（1）手术刀：用于切开皮肤和脏器。
由刀片和刀柄组成，刀片有圆刃、尖刃和弯刃3种，可根据需要自由拆装和更换（图3.1-2）。
常用的执刀方法有4种（见图3.1-3），其中执弓式是一种常用的执刀方法，动作范围大而灵活，用于腹部、颈部、股部的皮肤切口。
图3.1-2 安装、取下刀片法图3.1-3 执刀方法1．执弓式；2．握持式；3．执笔式；4．反挑式（2）手术剪：手术剪分钝头剪和尖头剪，其尖端有直、弯两型。
用于剪切皮肤、肌肉、血管等软组织。
钝头手术剪的钝头端可插入组织间隙，分离、剪切无大血管的肌肉和结缔组织。
还有一种小型的眼科剪刀，常用于剪神经、血管、包膜等。
正确的执剪姿势是用拇指和环指持剪，示指置于手术剪的上方（图3.1-4）图3.1-4 手术剪的握持方法禁用手术剪刀剪骨头等坚硬组织。
在蛙类实验中，常用粗剪刀（即普通剪刀）剪切蛙的脊柱、骨和皮肤等粗硬组织。
（3）镊子：分有齿和无齿两类，大小长短不一，主要用于夹捏或提起组织。
圆头镊子用于较大或较厚的组织及牵拉皮肤切口，眼科镊子或钟表镊子用于夹捏细软组织。
执镊方法为用拇指对食指和中指（图3.1-5）。
图3.1-5 镊子的握持方法（4）止血钳：有大、小、有齿、无齿、直形、弯形之分。
根据不同操作部位选用不同类型的止血钳。
小号止血钳也叫“蚊式钳”。
持止血钳的方法与手术剪相同。
主要用于夹血管或止血点，以达止血目的，也用于分离组织、牵引缝线等。
正确持钳和持剪方法相同（图3.1-6）。
开放血管钳的方法是利用右手已套入止血钳的拇指与环指相对挤压，继而两指向相反的放向旋开，放开止血钳（图3.1-6）。
图3.1-6 持钳法和松钳法（5）骨钳：先用颅骨钻钻孔，然后用骨钳咬切骨质，扩大骨孔。
动物实验基本操作技术20838PPT课件
（二） 局部麻醉法
1% 盐酸普鲁卡因
局部浸润麻醉
0.02～2％盐酸可卡因 表面麻醉
针对不同的动物，选择不同的麻醉药物、 实施不同的麻醉方法。
麻醉药物应用原则：
依据动物体重计算麻醉药物的剂量； 依据动物生命体征变化控制给药速度； 掌握宁少勿多、分阶段给药的方式。
家兔全身麻醉
麻醉剂：1.5%戊巴比妥钠，2ml/kg
• 固定后，右手持持接灌胃针的注射 器吸取药液（或事先将药液吸好）， 将针头从口角插入口腔内，然后用 灌胃针头压其头部，使口腔与食管 成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁 轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽， 然后沿咽后壁慢慢插入食道。若动 物挣扎厉害，应退出后灌胃针，待 动物安静后重新插入。切不可强行 插入，以免损伤食道或误入气管导 致动物死亡。
约1cm。
• 注射完毕抽出针头，用棉 球压迫注射部位数分钟， 以免出血。
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三、实验动物的麻醉方法
全身麻醉法：吸入法，注射法 局部麻醉法：浸润麻醉，表面 麻醉
（一）全身麻醉法
1、吸入法 麻醉药： 乙醚 氯仿 三氟乙烷
（一）全身麻醉法
2、注射法
麻醉药：
巴比妥类药物 氯胺酮 乌拉坦 水合氯醛
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眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织，眼科剪也有直头与弯头之 分，正确的执剪姿势与手术剪相 同，即用拇指与无名指持剪，食 指置于手术剪上方。
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兔灌胃法
器械： • 灌胃管（特制胃管或导尿管） • 开口器（木质纺锤状）
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兔灌胃法
操作方法：
1.固定：动物取直立或平卧体位，固定动物头 部。
直立位需2人合作，一人取坐位，将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳固 定头部，右手抓住前肢，将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中，让 动物咬住开口器，即可开始插入灌胃管。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术1. 什么是动物实验？动物实验，顾名思义，就是用动物来做实验。
这可是个很有争议的话题，有人觉得这是科学进步的必要步骤，有人则认为这样对小动物太不公平。
其实，动物实验在医学、心理学、毒理学等领域都扮演着重要角色，就像是科学界的小伙伴，帮助我们找到很多问题的答案。
它让我们在研发新药、测试产品之前，先看看这些东西对生命的影响。
嘿，谁会愿意拿自己去试验呢，对吧？2. 动物实验的基本操作2.1 准备工作开始实验前，咱们得做好充分的准备工作。
想象一下，你准备去野外露营，得先把帐篷、食物、睡袋全都备齐，动物实验也是一样。
首先，你得了解实验的目的，确保你知道自己要干嘛。
接着，选好实验动物，常见的有小鼠、大鼠、兔子等。
它们可是咱们的实验小明星哦！要确保动物的健康状况良好，毕竟，咱们可不能让小动物们在实验中受苦。
2.2 操作过程好了，准备工作都做好了，咱们就可以开始操作了。
在实验过程中，保持冷静和专注是关键。
比如说，给小动物打针的时候，手一定要稳，不然就像大厨切菜时不小心切到手一样，得不偿失。
此外，注意观察动物的反应，如果它们表现得很不舒服，那可得立即停止实验。
记住，咱们不是要折磨它们，而是要让它们帮助我们获取知识。
3. 实验后的处理3.1 数据记录实验结束后，别急着松一口气，咱们还有一项重要工作——记录数据。
好比你考试后要整理笔记，数据记录能帮助咱们分析实验结果。
确保每一个细节都被记录下来，包括动物的状态、实验条件等等，这些都是今后研究的重要参考。
没有记录，实验就像是没吃过的榴莲，香味全无，完全没办法享受。
3.2 动物的安置最后，咱们得考虑动物的安置问题。
根据实验的性质，有些动物可能需要被安乐死，而有些则可以继续观察一段时间。
无论怎样，处理动物的时候一定要尊重它们。
动物也有生命，它们的价值不仅仅在于实验数据，更在于它们是这个地球上的一部分。
我们得对它们负责，尽量给它们一个体面的归宿。
4. 总结动物实验虽然重要，但这并不意味着我们可以随意对待小动物。
动物实验技术动物实验的基本操作
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
实验三实验动物基本操作技术
实验三实验动物基本操作技术实验动物基本操作技术是指针对实验动物进行各项操作的技术，包括动物的饲养、标记、采血、给药等各种操作。
掌握这些基本操作技术对于进行科学实验具有重要的意义，可以提高研究者的实验效率和准确性，同时也对动物的福利和健康起到保护作用。
首先是实验动物的饲养技术。
为了确保实验的可靠性和准确性，需要提供良好的饲养环境。
饲养环境应包括适当的温度、湿度、光照条件以及合理的动物密度等。
同时，对饲料和饮水的供给也需要精细控制，以确保实验动物的健康状态。
其次是实验动物的标记技术。
在一些研究中，需要对实验动物进行标记，以便对不同个体进行追踪和区分。
常见的标记方法有耳标、尾标、颈圈等。
标记时需要注意对动物的身体造成的影响要尽量减小，并确保标记牢固不易脱落。
第三是实验动物的采血技术。
从实验动物体内获取血液样本是许多实验研究的重要环节。
常见的采血方法有尾静脉采血、静脉窦采血等。
在采血前需要对动物进行适当的镇静和固定，以减少动物的痛苦和不适。
最后是实验动物的给药技术。
在一些研究中，需要给实验动物注射药物或其他物质。
给药的方法有多种多样，如皮下注射、静脉注射、腹腔注射等。
在给药之前需要准确计量药物剂量，并根据动物的体重和个体差异进行相应的调整。
除了上述基本操作技术外，还需要掌握一些相关的安全操作技巧。
在进行实验动物操作时，需要佩戴适当的个人防护装备，如手套、口罩等，以防止对自身造成伤害或感染风险。
同时，也需要遵守相关的实验动物伦理规范和法律法规，确保实验动物的福利和权益。
总之，掌握实验动物基本操作技术是进行科学实验的基础，能够提高实验研究的效果和准确性。
在实验动物操作过程中，需要注重动物福利和健康，遵循伦理规范和法律法规，以保护动物的权益和福利。
只有持续学习和不断实践，才能熟练掌握这些技术，使其发挥最佳效果。
动物实验基本操作技术
动物实验中的化学安全防护
化学试剂的储存：分类存放远离火源和热源
化学试剂的使用：严格按照操作规程使用避免直接接触皮肤和眼睛
化学废液的处理：分类收集妥善处理避免污染环境 化学防护设备的使用：佩戴防护眼镜、手套、口罩等避免吸入或接触有害 物质
动物实验中的放射性安全防护
放射性物质的分 类和特性
放射性防护的基 本原则和方法
提供适当的活动空间：确保动物有足够的活动空间避免过 度限制活动
记录动物状态：记录动物的行为、食欲、排便等情况以便 及时发现问题并采取措施
实验动物的组织取材与处理
组织取材：选择合适的组织进行取材如心脏、肝脏、肾脏等 固定：使用固定液对组织进行固定如福尔马林、乙醇等 切片：将固定后的组织切成薄片便于显微镜观察 染色：使用染色液对切片进行染色如苏木精、伊红等 观察：使用显微镜对染色后的切片进行观察记录组织形态和结构 保存：将组织切片保存在适当的环境中如冰箱、干燥器等
科学性：实验设计必须科学 合理符合伦理要求
尊重动物生命：尊重动物的 生命权避免不必要的伤害和 痛苦
知情同意：实验人员必须了 解实验的目的、方法和可能
的风险并同意参与实验
监管与监督：实验必须遵守 相关法律法规接受监管和监
督
教育与培训：实验人员必须 接受相关伦理教育和培训提
高伦理意识
动物实验的法律法规与标准
采血与注射的常 用工具：注射器、 采血针、止血带 等
采血与注射的常 见问题及解决方 法：出血、感染、 动物应激反应等
实验动物的观察指标与数据记录
数据记录：记录观察指标的 变化包括时间、地点、观察 人员等信息
数据分析：对观察数据进行 统计分析得出结论
观察指标：体重、体温、呼 吸、心跳、行为、饮食、排 泄等
动物实验的基本操作
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。
掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。
图5-1 图5-22. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。
用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
图5-4图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。
抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
动物实验基本操作方法课件
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(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
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三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
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五、犬、猫等的抓取与固定
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六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
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第三章动物实验基本操作技能第一节实验动物的种类实验动物（experimental animal）指通过科学方法培育、繁殖和饲养而成并供医学、生物学实验使用的动物。
通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体具有较好的遗传均一性以及对外来刺激的敏感性和实验重复性，这些动物属于高质量的实验动物。
常用实验动物的种类及其特点如下：一、青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
是教学实验中常用的小动物。
青蛙和蟾蜍的心脏具有明显的自律性，即使在离体情况下仍能保持较长时间的、有节奏地搏动，可用于机能学的实验；其坐骨神经-腓肠肌标本常用于观察各种刺激或药物对外周神经、横纹肌或神经-肌接头的作用；蛙舌与肠系膜能作为观察炎症反应和微循环变化的标本；蛙的腹直肌可用于鉴定胆碱能神经药物的作用。
此外，还能用于水肿和肾功能不全实验。
二、小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
是医学、生物学实验中用途最广泛和最常用的动物。
因其生长快，饲养消耗少，繁殖周期短，产仔多，温顺易捉，能复制出多种人类疾病的模型，适用于需大量动物的实验。
如半数致死量或半数有效量的测定、药物的筛选、药物效价比较等。
也适用于避孕药、抗肿瘤药、中枢神经系统、缺氧等方面的研究。
三、大白鼠同属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
牙齿锋利，性情较凶，当受惊、被挑逗或较强的刺激时容易发怒咬人。
雄性大白鼠之间常发生殴斗和咬伤。
大白鼠也具有小白鼠的其他优点。
因为可复制出多种的病理过程和疾病模型，对创伤的耐受性较强以及个体较小白鼠大，所以用途广泛。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠进行研究，如水肿、炎症、休克、胃酸分泌、胃排空、高血压、心功能不全、脏器的缺血-再灌注损伤、黄疸、肾功能不全等。
大白鼠的踝关节还用于观察药物抗炎作用等实验。
四、豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺。
对组胺敏感并易于致敏，故常选用于复制变态反应性疾病的动物模型和研究抗过敏药如平喘药和抗组胺药的实验。
豚鼠对结核菌敏感，故也常用于抗结核病药的治疗研究。
此外，还用于钾代谢障碍、酸碱平衡紊乱的实验研究，豚鼠的心房和乳头肌可用于心肌电生理等实验。
五、家兔属哺乳纲，啮齿目，兔科。
品种多，常用的有青紫蓝兔、中国本地兔(白家兔)、新西兰白兔和大耳白兔。
青紫蓝兔体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
中国本地兔(白家兔)抵抗力较青紫蓝兔差。
新西兰白兔是引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
大耳白兔耳朵较长较大、血管清晰、皮肤白色，但抵抗力较差。
家兔性情温顺，个体较大，便于静脉注射、灌胃和取血。
是机能学教学实验中最常用的动物。
可用于影响呼吸、血压、尿生成和中枢神经系统功能的因素以及药物的实验研究；还可用于水肿、炎症、钾代谢障碍、酸碱平衡紊乱、缺氧、DIC、休克、心力衰竭等研究。
由于兔体温变化较敏感，也常用于体温实验及致热原检测、发热的实验研究。
六、猫与家兔相比，猫的血压比较稳定，对手术创伤的耐受性较好，故常用于观察血压的实验。
此外，猫也用于心血管药、镇咳药和中枢神经系统的药物的实验研究。
七、狗哺乳纲，食肉目，犬科。
对外环境适应力强。
嗅觉灵敏，血液、循环、消化和神经系统均很发达，与人类较接近。
狗易于驯养，经过训练能很好地配合实验；适用于多种急、慢性实验，是最常用的大动物。
狗作为实验动物常用于胃肠蠕动及消化液的分泌、条件反射、高血压模型的制作及治疗、慢性毒理等慢性实验。
此外，还可用于血压和呼吸的测量、酸碱平衡紊乱、DIC、休克以及实验动物外科等实验。
由于狗的价格较昂贵，在教学实验中不如一些中小动物常用。
第二节实验动物的品系关于实验动物品系的分类，尚待统一明确；目前的分类命名有以下几种。
一、按遗传学特征分类1．近交系指通过连续20代或以上全兄弟姊妹或亲子(子女与年青的父母)进行交配后进行培育而成的品系。
近交系能消除动物种群的杂合性，因为经过20代或以上近交培育后，动物个体之间有98%的遗传位点是纯合的，个体间遗传差异很少。
据此，近交系动物也称为“纯种”。
近交系动物的生育能力和生活能力都降低甚至衰退，对外界环境因素的变化也比较敏感，从而增加饲养和繁殖的难度。
由于近交系动物遗传纯合性高、个体间遗传性状差异小、特征稳定等优点，在医学和生物学研究的用途广泛，如组织的移植以及肿瘤的研究等。
某些近交系动物能自发或容易诱发某些疾病或肿瘤，成为相关方面研究的动物模型。
2. 突变品系突变品系是在近交系动物的繁殖、培育过程中，由于下列原因而建立的动物品系：单个基因的突变、人为地将某个基因导入、采用特定的交配方式使个别位点的基因处于杂合状态。
其中，某个位点上发生突变而培育出来的近交系亚系称为突变同源近交系；通过基因导入方法把一个特定基因植入近交系的基因组内培育出来的品系称为同源近交系；采用特定交配方式保持个别位点的基因处于杂合状态，这种方法培育出来的品系称为分离近交系。
同一突变品系的个体间遗传特性极相似，表现出相同的遗传缺陷或病态，如侏儒、无毛等。
目前已培育出多种的自然具有某些疾病的突变品系，例如肿瘤鼠、白血病鼠、贫血鼠、糖尿病鼠、高血压鼠和裸鼠(无胸腺、无毛)等。
这些品系的动物大量应用于相应疾病的发病机制和防治研究，具有重大的价值。
3. 杂交一代杂交一代又称为系统杂交性动物，指由两个近交系动物杂交生育的第一代后代。
其遗传性状均等地决定于亲本品系，每个位点上的等位基因分别来自父系和母系。
假如亲本品系间基因相同，杂交一代这个位点成为纯合基因，否则便是杂合基因。
杂交一代会携带许多杂合基因，但是其个体间在遗传上是一致的。
杂交一代能保持近交系动物的特点和杂交优势。
近交系动物的适用范围同样适用于杂交一代，且有同样的实验效果。
由于杂交一代具有杂合的遗传组成，同时能接受2个亲本品系的细胞、组织、器官以及肿瘤的移植，适用于免疫学等方面的研究。
4．封闭群又称远交群。
是一个长时期与外界隔离，雌雄个体之间能够随机交配的动物群。
1973年日本实验动物研究会规定：5年以上不从外部引种,只在一定的群体中进行繁殖，为经常提供实验动物而进行生产的群体叫做封闭群。
封闭群动物具有杂合特性并避免了近交，避免了出现近交衰退现象，可以大量繁殖生产。
目前已培育出的封闭群动物有：昆明种小鼠、LACA小鼠、Wistar 大鼠、NIH小鼠、青紫兰兔、新西兰兔等。
中国昆明种小鼠，是目前使用最多的实验动物。
封闭群个体间存在杂合性，故反应性具有差异；个体间的重复性和一致性不如近交系动物好。
根据这些特点，封闭群动物一般适用于药物筛选、毒理实验和教学实验使用。
5. 非纯系即一般任意交配繁殖的杂种动物。
杂种动物具有旺盛的生命力，适应性强，繁殖率高，生长快，易于饲养管理。
个体差异大，反应性不一致，实验结果的重复性差；包含有最敏感的与最不敏感的两种极端的个体，适用于筛选性实验。
杂种动物较经济，在教学实验中最常用。
6．转基因动物（transgenic animal）是指以实验方法导入外源DNA（包括同一物种DNA），在基因组内稳定整合并能遗传给后代的一类动物。
1981年，人类第一次成功地将外源基因导入动物胚胎，创立了转基因动物技术。
次年获得转基因小鼠。
此后相继成功地培育了转基因兔、绵羊、猪、鱼、昆虫、牛、鸡、山羊、大鼠等转基因动物。
根据不同的目的，转基因动物可以简单地划分为四种类型：①疾病型转基因动物；②利用转基因动物制药；③动物改良型；④基础生物学研究。
二、按微生物学特征分类根据对于微生物的控制狀況，一般分為四个等級：第一級是无菌动物、第二級为特定病原体动物、第三級即为无特定病原体动物、第四級为一般动物。
1.无菌动物无菌动物是指体表、体内各系统任何部位都检不出微生物、寄生虫的实验动物。
这种动物是在无菌条件下剖腹产出，在无菌的、恒温、恒湿的条件下饲养，食品饮料等全部无菌，成本极为昂贵。
2.特定病原体动物是指附有特定而明确的微生物和寄生虫的动物，由前述无菌动物与原有的此种特定病原动物同居，或將特定菌种人为地给予无菌动物身上，生產成本亦甚昂貴。
3. 无特定病原体动物(Specific pathogen free animal, SPF动物)是指实验动物沒有附存特定微生物或寄生虫的动物。
SPF动物饲养於隔离系統中，允許常态微生物自然定着，动物带有已知的非病原微生物。
以上三种动物统称为悉生动物。
因其繁殖饲养条件复杂，价格昂贵，故不适用于教学。
但对某些医学和生物研究具有重要意义。
4. 带菌动物这类动物可能带有多种微生物和寄生虫，甚至是致病的病原体。
这类动物直接饲养于开放的环境中，其培育和饲养的成本低，常用于教学实验。
第三节实验动物的选择在医学研究中实验动物常作为人的替身，接受各种实验。
选择实验动物的原则如下。
一、3R原则3R是指Reduction（减少）、Replacement（替代）和Refine-ment（优化）。
它们分别指减少试验用的动物和实验的次数；尽可能用替代物代替实验动物，如用细胞组织培养方法等；对待实验动物和动物实验工作应做到尽善尽美。
二、从病原体的标准去选择实验动物科研实验要选用三级或以上的实验动物。
这些动物已经排除了人兽共患疾病，排除了实验动物本身的传染病以及影响实验研究的相应病原体；这样能使实验研究在没有或很少有外源性干扰的情况下进行，保障实验的顺利进行和获得可靠的数据。
三、从遗传学选择实验动物科研实验应参照实验的要求分别选择使用近交系、突变系、封闭群、杂交系及转基因动物。
如选择近交系动物，应参照其遗传基因表达的表型。
要求能在它们的行为、生理生化、寿命、疾病、解剖、药物反应、免疫、对病原体的感受性和生殖等方面表现出来。
如A系与BALB/c两个品系的小鼠在存活期、自发肿瘤、药物反应和生殖上都有明显的差异。
转基因动物可根据其具体用途而选择。
例如，用转基因技术等方法去掉猪的合成G抗原的半乳糖苷转移酶基因可能克服器官移植排斥反应。
以上3项原则对于医学科研实验尤为重要。
四、从效果上来选择实验动物实验效果与选用的动物种属、品系有密切关系。
因此，应先决定使用哪种类型动物；其次，选择动物的品系类型，如是用近交系还是封闭群；最后，具体选择实验动物的品系。
1．种属的选择动物的种系不同，实验效果也不相同。
兔、鸡、鸽、猪、狗、猴等动物饲以高胆固醇饮食，都可以诱发动物的高脂血症或动脉粥样硬化，但发病情况各不相同。
家兔主要表现为主动脉粥样硬化；而猴、猪除有主动脉粥样硬化外，心冠状动脉前降支也形成明显的斑块，可引起大片的心肌梗塞，情况与人较相似。
尽管灵长类动物取得的实验结果最有说服力；然而医学实验往往先考虑容易获得且便宜的小型动物，如小鼠、大鼠、豚鼠、家兔等。
必要时再过渡至狗、猴等大型动物。
不同的动物可用于目的不同的实验。
例如，豚鼠易于致敏而成为过敏或变态反应研究的首选动物；家兔体温变化灵敏而常用于发热及其相关实验研究；大白鼠、家兔、狗常用于高血压的研究；小白鼠和大白鼠常作为肿瘤研究的首选动物；家兔主动脉弓压力感受器的传入神经在颈部自成一束的减压神经，成为研究减压反射的首选动物；雄蛙常用作妊娠试验观察激素对排精的影响。