动物实验常用操作技术

静脉走向刺入血管抽取血液。20 g小鼠可抽血0.6
ml，300 g大鼠可抽血8 ml。也可把颈静脉或颈动
脉用镊子挑起剪断，用试管取血或注射器抽血，
股静脉连续多次取血时，穿刺部位应尽量靠近股
静脉远心端。
四、实验动物的麻醉
常用的麻醉剂
1．挥发性麻醉剂--乙醚、氯仿 优点：麻醉量和致死量差距大，安 全度亦大，麻后苏醒较快。缺点：麻醉过程需人照看、易出现窒息、 麻醉过深致死 2．非挥发性麻醉剂--苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠，氨基甲 酸乙脂、水合氯醛 优点：使用方便，维持较长的麻醉时间，麻醉
取到一定量的血液。取血后，用棉球压迫止血。
也可采用交替切割尾静脉方法取血。用一锋利刀 片在尾尖部切破一段尾静脉，静脉血即可流出， 每次可取0.3～0.5 ml，供一般血常规实验。
眼球后静脉丛取血法：
左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按 压头部向下，阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充 血，眼球外突。右手持抗凝剂处理过的毛细采血
双色涂染法：
动物数量超过29，需要编10～99号时采用此 法，用两种不同颜色的染料涂染标识，即A化学染 料标识个位数，B化学染料以标识十位数
其他动物的标识法
• 豚鼠和兔：
采用油性笔耳廓内侧标记法，即在豚鼠、兔耳部用油性 笔写阿拉伯数字进行标识 化学染色法，与大小鼠染色法相同
• 猴、犬：
采取笼编号或组编号+动物号（或耳号、项圈号）相结合
％～5％的血液量，是一种较好的取血方法，但只
适用一次性取血。
心脏取血法：
将动物麻醉，仰卧固定于鼠板上，用剪刀将
心前区毛剪去，用碘酒、酒精消毒此处皮肤，在
左侧第3～4肋间用左手食指摸到心搏，右手持连 有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺， 当针头正确刺入心脏时，鼠血由于心脏跳动的力 量，血自然进入注射器。
用固定器保定兔子
用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈；用消毒酒精消毒注射部位。
左手固定兔耳，右手持针（连注射器）尽量从静脉的远端刺入
操作完毕，用消毒棉球（棉签）压迫针眼片刻止血
兔耳部血管分布清晰，耳中央 为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉 深不易固定，故不用；外缘静脉表 浅易固定，常用。
实验动物的一般采血方法
7.二氧化碳吸入处死法:
将动物放入密闭容器，把固体二氧化碳放入容器或向容器内通入过量 二氧化碳将动物处死。
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用手术刀切开或用剪刀剪开颈部皮肤，钝性分离出颈总动脉行插管
术），致动物失血直至死亡。
5. 空气栓塞处死法:
根据动物大小及所要进行注射的静脉粗细选取注射器及注射针头,往 动物静脉注射一定体积的空气，使动物死亡。
6.大剂量麻醉处死法:
对动物注射或给予麻醉气体约相当于常规麻醉剂量的3倍以上，使动 物过度麻醉致死。
指再轻轻按住尾部；
• 右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30度角），从尾下四分之一处 （约距尾尖2-3厘米）进针；
• 见有血液回流到针头，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静
脉，可继续注入； • 注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血或以消毒棉签(棉球)止血。
大小鼠固定器
用一只手的食指和中指从下面托起尾巴， 以无名指和小指夹住尾巴的末梢，大拇指再轻轻按住尾部。
大小鼠 灌胃针
一只手持注射器，
将灌胃针插入动物 口中，沿口腔顶壁 和咽后壁徐徐插入 食道。
大鼠、豚鼠和小鼠一样的操作手法
大、小鼠尾静脉注射
• 先将动物固定在固定器中，使尾巴露出；
• 用45～50℃的温水浸润尾部半分钟或用酒精擦拭使血管扩张和使表皮角
质软化； • 用食指和中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，大拇
• 接着将注射器针头于左（或右）小腹部刺入皮下；
定住针头，缓缓注入药液；
• 若大鼠体积过大，可由两人协同进行腹腔注射。
一只手抓取和固定动物，使腹部向上，并使 鼠头稍朝下大约15度角（头低位）。
另一只手将注射器针头于左（或右）小腹部刺入皮下 。
大鼠和小鼠一样的操作手法
兔子耳缘静脉注射
• • • • • • • • • • 将兔子保定于固定盒内，露出头部和双耳； 先拔去注射部位的被毛； 用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈； 用消毒酒精消毒注射部位； 一只手食指和中指托住注射部位的耳缘，大拇指顺势按在耳上面固定住兔耳； 另一只手持6号针头（连注射器）尽量从静脉的远端刺入； 当针头有回流血时，移动拇指于针头上以固定针头； 将药液以均匀的速度注入； 注射完毕，拔出针头； 用消毒棉球（棉签）压迫针眼片刻。
采血方法的选择，主要决定于实验的目的所需血 量以及动物种类 1. 剪尾取血法 2. 眼球后静脉丛取血法 3. 眼眶取血法 4. 心脏取血法 5. 断头取血法 6. 颈动静脉、股动静脉取血法
剪尾取血法：
将动物装入固定器中，露出尾巴，用酒精涂擦或
用温水浸泡使血管扩张，剪断尾尖后，尾静脉血
即可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏，可
过程较平衡，缺点：苏醒较慢。 3．中药麻醉剂--洋金花、氢溴酸东莨菪碱 缺点：作用不够稳定， 常需加佐剂，故不能得到普及
理想的麻醉药应具备下列三个条件：
①麻醉完善，实验过程中动物无挣扎或鸣叫现象，麻醉时间 能满足实验要求； ②对动物的毒性及所观察的指标影响最小；
③使用方便。
麻醉药需根据动物的种类和不同实验手术的要求选择，麻
另一只手持注射器，使针头与静脉平行（小于30度角），从 尾下四分之一（约距尾尖2-3厘米）处进针。
大鼠和小鼠一样的操作手法
针头进入血管后，可见回血
大、小鼠腹腔注射
• 以一只手抓取和固定动物，使腹部向上，以及使鼠头稍朝下大 约15度角（头低位）； • 另一只手拿消毒酒精棉球（签）进行进针部位消毒；
三、实验动物常规给药途径
• 大、小鼠和豚鼠的灌胃
• 大、小鼠尾静脉注射 • 大、小鼠腹腔注射
• 兔子耳缘静脉注射
大、小鼠和豚鼠的灌胃
• 将专用的动物灌胃针接在注射器上，吸入相应的待灌药液； • 一只手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物抓取提起，保持体位为头高尾低
（头高位）；
• 另一只手持注射器，将灌胃针从动物嘴部侧面插入口中； • 然后轻轻摆正灌胃针并沿口腔顶壁和咽后壁徐徐插入食道；针插入时应 无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免 损伤或穿破食道以及误入气管。 • 一般将灌胃针插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm • 常用灌胃量：小鼠0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml。 • 常用灌胃针：大鼠16号或18号，小鼠9号或12号
• 豚鼠的抓取和保定：
先用一只手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指
环握颈部，中指和无名指轻轻扣住胸廓或像抓取大鼠一样抓住
双耳和颈背部皮肤；另一只手托住臀部。
注意：豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须 稳、准和迅速；也不能单纯抓取背腹部。
• 兔的抓取和保定：
一手抓取兔颈背部的皮肤，轻轻提起兔子，迅速用另一手掌托
3. 静脉注药时应坚持先快后慢的原则，避免动物因麻醉过深而死亡。麻醉过深
时，最易观察到的是呼吸减慢甚至停止，但仍有心跳。此时可用手有节奏 地压迫和放松胸廓或按压心前区进行人工急救。
常用的苏醒剂有咖啡因(1 mg/kg)、尼可刹米(2～5 mg/kg)和洛贝林(0.3～1
mg/kg)等、强心剂有肾上腺素。 4. 实验过程中如麻醉过浅，可临时补充麻醉药，但一次补充剂量不宜超过总量
笼具中的夹层将猴固定。
大小鼠常用标识方法
• 短期标记法：
采用油性笔在动物尾部划线或写阿拉伯数字标号法 适用于动物的临时标记
• 化学染色法：
常用染料：3-5%苦味酸、0.5%中性品红、2%的硝酸银溶液
根据实验动物数量采用单色或双色染料涂染动物体表不同
部位的皮毛，以作标记。
单色涂染法：
动物数量在29以内，用一种化学染料（苦味酸） 涂染动物不同部位的皮毛
注射器将动物血液大部分采尽致动物死亡。
常用于小鼠、大鼠的处死
3 . 股动脉放血处死法：
将动物麻醉，除去大腿内侧至腹股沟的毛， 沿股动脉垂直方向切断
或剪断股动脉（或沿动脉方向剪开皮肤，钝性分离并暴露股动脉行插
管术），使动物快速大量失血而死亡。 常用于大鼠、兔的处死。
4. 颈总动脉放血处死法：
将动物麻醉，用手术刀直接切开或剪刀剪开颈部皮肤肌肉和动脉（或
醉必须适度，过浅或过深都会影响手术或实验的进程和结
果。
麻醉动物注意事项：
1. 动物对麻醉药的耐受性是有个体差异的。因此在麻醉过程中，除参照一般药
物用量标准外，还必须密切注意动物的状态，以决定麻醉药的用量。
2. 麻醉的深浅可根据呼吸的深度和快慢、角膜反射的灵敏度、有无四肢和腹壁 肌肉的紧张性以及皮肤夹捏反应等进行判断。
的1/5。
5. 麻醉状态下注意保持动物呼吸道通畅，可适当牵拉舌头，并注意保温。
实验动物常用处死方法
1.颈椎脱臼处死法：
一只手先将动物头部固定，然后另一只手将动物尾部固定，将动
物尾部提起快速向头部反方向拖拉至动物颈椎与头部分离。 常用于小鼠、大鼠的处死
2.腹主动脉抽血处死法：
将动物麻醉，用剪刀或手术刀切开腹部皮肤，暴露腹手套，用左手抓紧鼠颈部 位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头迅速 将鼠颈端向下，用装血器皿收集从颈部流 出的血液，小鼠可取血0.8～1.2 ml，大鼠
可取血5～10 ml
颈动静脉、股动静脉取血：
将动物麻醉仰卧固定，一侧颈部或腹股沟部去
毛，切开皮肤，分离出静脉或动脉，注射针沿动
背部的皮肤，将其提起翻转，用尾指或无
名指固定尾巴。
先用一只手抓取鼠尾提起，置于笼盖或实验台向后牵拉
将鼠体置于手心中，把后肢拉直。
可用无名指固定按住鼠尾