实验四 豚鼠的基本操作技术
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
动物实验基本方法
动物实验的基本操作技术方法，根据实验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤， 保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必 须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷， 确实达到正确抓取固定动物的目的。
1．复制动物模型法此法是动物实验最基本的方法，是采用人工的方法使动物在一定致 病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及防治方法。
2．切开、分离法此法是以活体动物为对象的整体实验常用方法。习惯上把在麻醉情况 下，制备一些实验条件（如活体解剖、分离暴露器官、组织或进行一些手术制备等措施） 进行研究者称“急性动物实验”。其优点是比较简便，操作后可以即进行观察，实验条件相 对地较易控制，对要研究的器官，有可能直接观察。但存在着麻醉、手术创造及存活时间 较短等因素，也会对实验结果带来一定的影响。因此采用此法应注意麻醉深度更适中，手 术要轻巧，少出血、减少创伤，并要熟悉手术部位的神经、血管等解剖。
复旦大学实验动物学实验报告
复旦大学实验动物学实验报告实验报告一小鼠的一般技术操作一、实验目的和要求：通过实际操作，掌握小鼠实验的一般操作方法，包括动物的抓取和保定、性别鉴定、编号、给药、麻醉、采血、处死、解剖等方法。
二、实验基本步骤：（一）抓取和保定先用右手将小鼠的尾巴提起，至于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎行进时，再用左手的拇指和示指捏住小鼠两耳后颈部皮肤，翻转小鼠至于掌心，拉直后肢。
以小指拉住小鼠尾巴即可。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用专门的小鼠固定器进行保定。
（二）性别鉴定将小鼠抓取后，观察其肛门及生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性。
另外翻转小鼠观察生殖器附近，性成熟的雄性小鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显的突起；雌性小鼠的肛门至会阴处有一条无毛覆盖的细线。
（三）编号方法常用的有染色法、耳缘打孔法、烙印法、挂牌法。
此外还有断趾法、剪尾法、被毛剪号法、笼子编号法等。
在本次实验中，我们小组使用的是染色法。
（四）去毛方法常用的有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法。
（五）给药方法常用的有经口灌胃法、经呼吸道吸入、经皮肤吸收和注射给药法。
1．经口给药法（1）灌胃法：左手固定小鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从小鼠的一侧犬齿缺失处插入口中，灌胃针竖起靠向口腔后壁，使小鼠消化道成直线，沿咽喉壁缓慢插入食管，使其前段到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。
（2）口服法在本次实验中，我们小组使用的是灌胃法。
2.注射给药法（1）皮下注射（2）肌肉注射（3）腹腔注射（4）静脉注射在本次实验中，我们使用的是皮下注射、腹腔注射、静脉注射。
（六）采血方法1.断头取血2.眼眶后静脉丛穿刺采血3.尾静脉切割采血法4.摘眼球采血法5.心脏采血在本次实验中，我们小组使用的是眼眶后静脉丛穿刺采血、尾静脉切割采血、摘眼球采血法、心脏采血。
（七）麻醉方法1.常用局部麻醉剂：普鲁卡因、利多卡因2.常用全身麻醉剂：乙醚、苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、巴比妥钠、氨基甲酸乙酯。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
11.常用实验动物的给药途径和方法
11.常用实验动物的给药途径和方法第一篇：11.常用实验动物的给药途径和方法常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
药理学实验的基本知识和基本技术
药理学实验的基本知识和基本技术一、实验动物的种类选择药理学实验常用的动物有小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫、犬、蛙、蟾蜍等。
常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
小白鼠：系实验室最常用的一种动物。
易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
大白鼠：与小白鼠相似。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。
此外也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。
大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
豚鼠：是实验室常用动物之一。
对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。
此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
家兔：温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。
亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
猫：与家兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压较稳定，故常用于血压实验。
但价格较贵。
此外，猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
犬：药理实验需大动物时常用犬。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药及抗休克药的研究等。
犬还可以通过训练，用于慢性实验研究，如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
蛙和蟾蜍离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
须注意：由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
免疫实验四
一小鼠抗绵羊红细胞抗体的制备及检测【实验原理】免疫酶技术是将抗原抗体反应的特异性与酶的高效催化作用有机结合的一种方法。
具有灵敏度高、特异性强、快速反应的特点，是免疫学技术中应用最为广泛的方法之一。
酶联免疫技术以酶作为标记物，与相应的抗原或者抗体结合后，通过底物的颜色反应作为抗原抗体的定量定性检测，即酶联免疫吸附实验（ELISA）。
其中间接法适用于抗体的检测。
【实验步骤】1.脱纤维防凝处理的绵羊血，配制20%和40%的SRBC悬液给小鼠免疫，腹股沟皮下注射，每周一次，连续3周，每次0.1ml。
2.第四周时，摘眼球取血，收集小鼠血于EP管，静置半小时。
2000转离心10min，取血清。
3.取出包被好抗原的酶标板（4孔/组），甩干孔内液体。
以洗涤液（200μL/孔）洗涤3次，2min/次。
4.编号各孔1~4，分别加入空白、阴性、阳性、待测液各100μL，置于37℃湿盒内30min。
5.甩干孔内液体，以洗涤液（200μL/孔）洗涤3次，2min/次，孔加入酶标羊抗鼠二抗100μL/孔，置于37℃湿盒内30min。
6.甩干孔内液体，以洗涤液（200μL/孔）洗涤3次，2min/次，加入底物溶液100μL/孔，避光显色，观察。
【实验结果】图片左组为20%组，右组为40%组，所加液体分别为空白、阴性、阳性、待测血清。
其中显色的3、4号为阳性，1、2号为阴性。
【实验分析】实验结果显示，待测小鼠血清结果为阳性，表示小鼠血清中含有抗绵阳红细胞抗原的抗体。
结果显示两组的3号添加阳性液的管内二者颜色深浅不同，可能是由于洗涤过程中由于4号管液体溅出至第一组3号管所致。
二豚鼠过敏实验【实验原理】超敏反应是指已致敏的机体再次接触相同变应原时，所引起的自身组织损伤和生理功能紊乱。
其中I型超敏反应又称为速发型超敏反应或者变态反应，引起超敏反应的抗原称之为变应原。
变应原首次进入机体时，刺激浆细胞产生IgE，IgE的Fc段与肥大细胞或噬碱性粒细胞表面的FcεR结合，使得IgE吸附于细胞的表面。
实验动物学实验报告图文
实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法4、去毛(脱毛剂法5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
试验动物的抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右 手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉， 在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠 的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把 后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿 即可。
1
2
（二）大鼠（Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠
常用于神经、循环和呼吸方面的实验。
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猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤 学、免疫学、心血管及糖 尿病、遗传性和营养性疾 病、移植、外科手术等方 面的研究
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13
二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方 法。 1）染色法：给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦 味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液，其次为 0.5%中性红或碱性品红溶液；编号原则：先左后右， 从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液， 其次为苦味酸溶液。
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2）烙印法：大、中型动物
3）针刺法：兔
4）挂牌法
5）穿耳孔法
6）断趾编号：小鼠 7）被毛剪号：大动物 8）笼子编号
4
1
7
2
5
8
3
9 6
40Leabharlann 107020 50 80
30
60 90
图3-2-8小鼠背部的编号方法
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三、动物（性二别）的动辨物别性及别年的龄辨判别断 （一）大、小鼠的性别鉴定
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
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（二）兔的性别鉴定
Female slit：切开，缝
vulva：外阴
Flanked：两侧
Male Genital：生殖器
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
理学小学期 药理实验动物基本知识及基本操作实验方法
（五）动物被毛的去除法
? 拔毛法 ? 剪毛法 ? 剃毛法 ? 脱毛法
三、实验动物的麻醉
? 常用麻醉药
? 氨基甲酸乙酯（乌拉坦） ? 氯醛糖 ? 巴比妥类 ? 乙醚 ? 局部麻醉药
三、实验动物的麻醉
? 常用麻醉方法
? 全身麻醉
? 吸入麻醉 ? 注射麻醉
? 局部麻醉
三、实验动物的麻醉
? 麻醉操作要求
? 对于存贮在计算机内部的实验数据，生 物机能实验系统软件可以随时将其调出 进行观察和分析，还可以将重要的实验 波形和分析数据进行打印。
手术器械，按实验步骤进行实验。 4.认真观察和记录实验结果，并加上必要的标记、文字说明；实验过程中还
要思考出现了什么样的结果，为什么会有这些结果，有什么意义。若出 现非可预期结果，还应分析其原因，尽可能地及时解决。 5.试验中要有耐心，必须等前一项实验基本恢复正常后，才能进行下一项实 验，注意观察实验的全过程。
（一）实验动物的种类
蟾蜍（ Toad ）
雄蟾
婚垫
雄蟾
雌蟾
蟾蜍属两栖动物，其一些基本生命活动与哺乳动物近似，其 离体组织和器官所需的生理环境比较简单 (无须供氧和恒温)。
蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿 等实验。
（一）实验动物的种类
小鼠（M 药理、毒理、肿瘤、放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教 学。
首先将原始的生物机能信号包括生物电信号呾通过传感器引入的生物非电信号迚行放大有些生物电信号非常微弱比如减压神经放电其信号为微伏级信号如果丌迚行信号的前置放大根本无法观察滤波由于在生物信号中夹杂有众多声光电等干扰信号比如电网的50hz信号这些干扰信号的幅度往往比生物电信号本身的强度还要大如果丌将这些干扰信号滤除掉那么可能会因为过大干扰信号致使有用的生物机能信号本身无法观察等处理然后对处理的信号通过模数转换迚行数字化并将数字化后的生物机能信号传输到计算机内部计算机则通过与用的生物机能实验系统软件接收从生物信号放大采集卡传入的数字信号然后对这些收到的信号迚行实时处理一方面迚行生物机能波形的显示一方面迚行生物机能信号的存贮另外它还要根据使用者的命令对数据迚行指定的处理呾分析比如平滑滤波微积分频谱分析等
实验动物基本操作
2、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同， 只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒） 固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
• 动物实验时，当使用的动物数或实验分组数大于1 时，需要对动物个体间或组间区别开来，就需进 行编号与标记。因此编号与标记的目的就是动物 个体与组别的识别。
• 标记的方法很多，良好的标记方法应满足：号码 清楚、持久、简便易认和适用，不影响实验结果 ，对动物的刺激小，标记物对动物无毒性。编号 方法无定法，原则是使实验者能够识别动物个体 和组别。
兔子固定板固定
五、实验犬
（一）抓取 对未经驯服和调教的外购犬抓取时，可用特制的 长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳 缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止 脱落 。
（二）固定
实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上， 再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
（二）固定
1、徒手固定：用一只手抓住兔的颈背部皮肤，另 一只手抓住兔的两后肢，固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳， 大腿挟住兔的后半身，用另一只手抓住两前肢将 兔固定。此固定方法适用于腹腔、肌肉注射，及 经口给药。
2、固定盒固定 ：此固定方法适用于头、耳部位实 验。
3、固定板（台）固定：此固定方法可使兔俯卧、 仰卧或侧卧固定，适宜于兔头、颈、躯干手术 及其它实验操作。
4实验动物学的基本技术操作
(3) 氨基甲酸乙酯(乌拉坦)：
此药是比较温和的麻醉药，安全度大。多数实 验动物都可使用，更适用于小动物。一般用作基础 麻醉，如实验全部过程都用此药麻醉时，动物保温 尤为重要。使用时常配成20％-25％水溶液。
2） 局部麻醉剂(local Anaesthetics) (1) 普鲁卡因：
为对氨苯甲酸酯，是无刺激性的快速局部麻醉 药。皮下注射后1-3min内产生麻醉，可维持3045min。它可使血管轻度舒张，易被吸收入血而失 去药效。在溶液中加入少量肾上腺素(每100ml加 入0.1％肾上腺素0.2-0.5ml) 能使局麻醉时间延长至 1-2h。常用1％-2％盐酸普鲁卡因溶液阻断神经纤 维传导，剂量应根据手术范围和麻醉深度而定
(1) 戊巴比妥钠： 为中效巴比妥类药物。戊巴比妥钠是最常用的麻醉剂， 有兽用、人兽共用的产品，使用时应注意药品质量。 (2) 硫喷妥钠： 硫喷妥钠为超速效巴比妥类药物，为淡黄色粉末，有硫 臭，易吸水，装在安瓿中保存。其水溶液不稳定，故必须 临时配制，常配浓度为1％～5％，在4℃冰箱中保存，在室 温中则只能保存24h。 该药麻醉诱导和苏醒时间短，一次用药仅可维持数分钟 。因此，一般用作为诱导麻醉或基础麻醉。其副作用：对 呼吸系统有明显的抑制作用，不宜与吗啡合用。
实验动物被毛的去除方法 (depilation )
动物被毛常影响实验操作和结果的观察，因此实验中 常需去除或剪短动物的被毛。方法有四种：
1．剪毛法 动物急性实验中常用此法。
2．拔毛法 兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作 尾静脉注射时常用此法（液体石蜡,凡士林 ）
3．剃毛法 大动物作慢性手术时常用此法。
1.临时性标记(temporary markers) （1）染色法(Staining)
豚鼠实验操作实验报告
一、实验目的通过本次实验，了解豚鼠迷路系统的结构和功能，观察一侧迷路破坏后豚鼠的行为变化，探究迷路破坏对豚鼠行为的影响，为迷路系统的研究提供实验依据。
二、实验材料1.豚鼠：体重约200g，雌雄不限，共10只。
2.实验器材：解剖显微镜、手术器械、氯仿、生理盐水、手术缝合线、实验记录表等。
3.实验试剂：氯仿、生理盐水、盐酸、氯化钠等。
三、实验方法1.实验分组：将10只豚鼠随机分为两组，每组5只，分别标记为实验组与对照组。
2.实验步骤：（1）实验组：将豚鼠置于解剖显微镜下，用手术器械打开颅骨，暴露出迷路系统。
在显微镜下用显微剪刀将一侧迷路系统剪断，剪断长度约1cm。
剪断后，用生理盐水冲洗创面，用缝合线缝合颅骨。
（2）对照组：将豚鼠置于解剖显微镜下，观察迷路系统结构，但不进行剪断操作。
3.实验观察：（1）术后观察：术后观察两组豚鼠的行为变化，包括运动、饮食、睡眠等。
（2）行为学实验：术后第3天，对两组豚鼠进行行为学实验，观察其运动轨迹、逃避反应等。
四、实验结果1.术后观察：（1）实验组：术后豚鼠出现运动障碍，行动迟缓，饮食减少，睡眠增多。
（2）对照组：术后豚鼠行为正常，无异常表现。
2.行为学实验：（1）实验组：运动轨迹不规则，逃避反应迟缓。
（2）对照组：运动轨迹正常，逃避反应迅速。
五、实验分析1.实验组豚鼠出现运动障碍、行动迟缓、饮食减少、睡眠增多等表现，可能是由于一侧迷路破坏导致空间定位能力下降，进而影响行为。
2.行为学实验中，实验组豚鼠运动轨迹不规则，逃避反应迟缓，进一步证实了一侧迷路破坏对豚鼠行为的影响。
3.对照组豚鼠行为正常，说明未进行迷路破坏的豚鼠空间定位能力未受影响。
六、实验结论通过本次实验，我们得出以下结论：1.一侧迷路破坏会导致豚鼠出现运动障碍、行动迟缓、饮食减少、睡眠增多等行为变化。
2.迷路破坏对豚鼠空间定位能力有显著影响，导致其逃避反应迟缓。
3.本实验为迷路系统的研究提供了实验依据，有助于进一步了解迷路系统在动物行为中的作用。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
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（二）实验豚鼠的性别鉴定
四、实验（内容）步骤
（三）实验豚鼠采血（心脏等）
1．耳缘剪口采血 2．心脏采血方法同大、小鼠。 3．股动脉采血方法同大、小鼠。 4．后肢背中足静脉采血
四、实验（内容）步骤
（三）实验豚鼠采血（尾部、心脏等）
四、实验（内容）步骤 （四）实验豚鼠的给药（灌胃、皮下、腹腔等）
三、实验动物
豚鼠1只/人
四、实验（内容）步骤
（一）实验豚鼠的抓取固定 （二）实验豚鼠的性别鉴定 （三）实验豚鼠采血（心脏） （四）实验豚鼠的给药（灌胃、腹腔、皮下等） （五）实验豚鼠的处死 （六）实验豚鼠的解剖学特征
四、实验（内容）步骤
（一）实验豚鼠的抓取固定
四、实验（内容）步骤
实验四 豚鼠的基本操作技术及解剖学特征
细胞与遗传学教研室
一、实验目的
（一）通过学习熟练掌握实验动物豚鼠的
抓取固定、给药、采血、处死等实验基 本技术及方法， （二）熟悉豚鼠的解剖学特点。
二、实验器械
2ml注射器、5-6号针头、单面刀片、 烧杯、粗棉带、手术剪、镊子、解剖 板、脱脂棉、碘酒、75%酒精等。
四、实验（内容）步骤
（五）实验豚鼠的处死
四、实验（内容）步骤
（六）实验豚鼠的解剖学特征 1）呼吸系统
（咽、喉、气管、肺等）
四、实验（内容）步骤
（六）实验豚鼠的解剖学特征 2）消化系统 3）泌尿生殖系统
பைடு நூலகம்
实验小结
一、豚鼠基本操作技术难点小结 二、豚鼠的解剖学特征小结