大鼠腹主动脉采血技巧
实验小鼠腹主动脉采血方法
实验小鼠腹主动脉采血方法
小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了实验小鼠腹主动脉采血方法，仅供参考：
优点：采血法取血量大、不易溶血，血液质量较好，适用于多项目检测，且不损伤器官，有利于病理组织学检查。
缺点：操作比较复杂，应注意掌握适宜的麻醉深度，防止心跳骤停，同时防止大鼠躁动。
本方法造成的出血速度快，易造成出血性的心脏停跳，故要防止采血过程中出血。
且本方法采血过程中如多次采血不宜拔出针头。
将大鼠腹腔注射麻醉剂后，直到身体全身变软，把大鼠仰卧固定在手术台上，背部可以放置—粗试管以充分暴露腹主动脉。
常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔，用小镊子轻轻扒开血管周围脂肪，再用棉球把覆盖在血管的多余脂肪擦干净，直到清晰看清血管为止（用棉球可以尽量减少小血管破裂出血，影响接下来进针时的视线）。
找腹主动脉（粉）在脊柱上面，腹腔静脉血管（比腹主动脉粗，黑）旁，找到后，术者先固定血管，尽可避免血管移位，左手拇指和食指固定住血管两旁的脂肪及其它脏器，无名指按住血管进针点的上端，降低血压，可以避免血液溅出。
右手持穿刺针，针尖斜面朝下，人针角度约（小于）30度左右，朝向心端方向刺人，深度以5m左右为宜，进针后可以用止血夹夹住针头，可以避免麻醉不够挣扎导致血管被针头戳破。
取完血后，用棉球轻压针眼处，快速拔出针头，可以反复采集多管的血样进行不同项目的测试（一般体重200~300g大鼠可采血液8~10mL）。
大鼠取血方法
大鼠取血方法1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml ,大鼠0.3〜0.5ml。
1.4見尖采血才法将大杖囲進好•阳50乜左右SL水根池城部妁2 mm1⅛⅛-充IftG,ffl⅛消Sr擦干⅛⅛（Wifi⅛≠术旳的去尾尖3 ■ 10mm. 从用根那向尼尖檢忙血Fl朋尖M⅛.此法町采L5-2 BlL血液•2. 鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10〜50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml ,可适用于某些生物化学项目的检验。
将Λ∣N∣⅛i⅛庄实验台边SSr左手抓囂大K⅛M½肤Bl定头部,井轻轻向下压迫!RliJ*⅛Λ1□用導先稚备好的W 号舍JM甘头顶蝎（怦尖斛閒朝内人垂i⅛插人内就并向眼底方向转⅛IUffl切开押体丛「血敕便会连缨不Ilft地溝人采血UQ用此法大约可⅛3*5 mLΛι⅛β取血宪毕•立刻用压迫Ih环境材料氏时闫揉屮∙⅛⅛BM宽½≠]⅛J÷ ft J步驟同时操作]0.9rπm X 10Onflm J背牛人习櫃便用T⅛⅛骨—断.3⅛nmm,弁去屮阀段=EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U∕myJ OJ rrL.均匀涧湿・50V⅛下I輻适帀ImL伞Iil的抗甌¾μi⅛V<取血则感须熒InJ衿住骨的质昂・h⅛⅛≠ll. 逓当劣备.：D ⅛⅛T.⅛:'1ΓB⅛⅛⅛'";* ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■I ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴LC≡E^JiAjaw f⅛⅛i1 Ml ■. ■■ IV ■■■. >■ -κ∙■动物处理功物作亟耍求权不% J 25Og给西前禁的2∙24h・给药前探前0.5-1 ∙0h fe0.5-1.0% IV/W）给水实验粥问•补充休液∙H前苛煜为:取Ifc质常胃给予等统计4•理社加衙帝樹涪液・实验之后,外用泊炎药涂布眼部2 <：；#• H A ・∣∙・「. ∙Mhl片火. .1：：ITfteOiU ImΛ<. Bjihl <>∣<rw<. fw« U4K( ∣dΛUIKMHKIA• T S12LF保定2压迢颈曽3J½HΛ入4固定采血5去背止Jft6∏A⅛fi⅛J4.叵定身怎.圧住石⅛∙放桧手祈，緞轿毛Mh沆畅出血.6血样曾轻轻罷匀,防止窠血・濤血・SteP 1A建议；L于内MtJI •涌陆止摟見：B -Λ⅛*÷⅛;C开址必倾卑牢ea定隹头邙头那乱动.4LftX^⅛f!⅛¾.且鬲牧咬伤;D可衣此叶将丸只取如的的乍羽剪掉.彷止按E栽£・1 •料大⅛⅛∙i⅛βfct±.捋钟*3 •右手持“曾从纹内*部，与EL土脱45的.AiU^A5・取血丸成，之氐瞼去歿部压力•再采去界拔出，按圧Ii 上.1左手保定SICPLft大鼠按压在亂笼上. iJ&UJfff：IWt2・紧携頤都，R追頌两侧.使卑突出•匝后铮脉丛充血r*ge 7Stcp2A 可« f∙ A^⅛fe⅛eu^Λ ⅛ f5s 突出.w B Λ⅛λ扎JIU ♦窑・保送爪緊钓司时.不∙t λii.便其t.t Λ亡•Step3A 针⅛<tΛ⅛∣S)lR*・*1入后再转 一定角度便斜面廿着ERllJ &界；B 制入凍度.小RZZ 大区 约45∙n ・考禺型有Hl 力时即护止∙⅛⅛∙ 同时.管逼出约0. 1-0. 5ιWr ・边¾⅛< 转； C 不要使用管的尖位伶利期描入• 场穷璇購碎片右叹内，迪成持纹伤芳. 使埒下次反抗增“； D 拿昔的子要保持工净，常血潢的 子損不妥4*狀管的的⅛⅛,另龟反疑血・ 可刃鮮水搏洗・Stcp2. ⅜. Λ⅛ 茂两侧・使IR交出.屯一I 后静脉丛Jt血 Stcpl WL 內如,45 ΓΛΛ.戎转倒 入，夂转谴出.A -般血减速戊快•证明∙tt膩了IKIf劝脉■⅛⅝AΛrX<ft.证明要调怒皂侦胥的位JL 占液祁克釘爼保中了，没版毛师打漉出来；B岀血过租Q知週到出£不杨不用着宦械毛如管可以调兰一下毛细管的扎入付Jf或深戎浅的找止一下&会t¼Λ出；C加肴“浹已经冬毛hr⅛中｛固必须込迫拔除毛细管，再搽工净眼哺・f*∣Mf4L4t;D筝到出血点将力it 删到大Il的身体上大鼠出现英动的惜况檢大的一邯分力是他旳M 吹仗出来约保迄抱的后咬尢法乱蹬就瓮很好的供定大鼠•集后传中指和*第处・、•U可以保IT血淹的雁畅Slop5.4tiι½A.・±ff ⅛1Λ*Λ力.⅛<⅛SICP SA自曙自繪宣的血量G∙即冷±3千璘部的圧力.同时.并覆土茎抜出.以防土术6£併扎出直.B 尿乞把IjlltflaiΛ⅛>it∣∣干冷，遊丸储块附徇下次2・6>UΛM 匀Stcp6.Λ4⅛ UteΛ<J.---- 障止心・潺血StCP 44同龙采血Sιcp4•阖丸身体.坊滋，披松手4⅛, M 毛⅛e管・Λ¼⅛⅛.2｛锻出•扶/1止血∖ -* IlIlJf≠∣⅛⅛ιfl絮丹事第拭耳*⅞∕->l01 : w√>前五点（4 丁4昭一厉^<6O⅛∣⅛w O4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。
常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。
-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。
-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。
2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。
3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。
-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。
常用的有离心管、毛细管等。
-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。
4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。
然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。
-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。
手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。
-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。
再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。
5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。
-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。
将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。
以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。
在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。
另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。
实验动物给药和采血方法
实验动物给药和采血方法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
药物代谢动物实验基本操作注意事项
动物实验的基本操作
订实验动物 一般计划要做药理实验后，先订动物，饲养中心送动物 过来需要时间，如果动物供应紧张的时候，很可能等的
粪便温孵法 肠菌酶法
单一菌种温孵法
肝微粒体的制备
差速离心法
通过高速离心 使微粒体与其他成 分分离，操作简单， 无需其他试剂辅助， 但需要的时间长， 对设备的整体要求 高。
CaCl2沉淀法 制备肝微粒体， 即在离心前额外加入 CaCl2 ， 促 进 微 粒 体 的聚集和沉降。这种 方法对设备要求降低， 而且缩短了实验所需 的时间，是研究药物 体外代谢，制备微粒 体的常用方法。
药物代谢-生物转化
一相代谢
氧化，还原，水解反应； CYP450酶
二相代谢
内源性物质结合反应； UGTs，SULTs, NAT, GST, MT
药物代谢研究方法
体内代谢法 综合地考虑各种体内 因素对药物的影响,能 够真实全面地反映药 物代谢的体内整体特 征 药物在生物体内的分 布比较广，加上代谢 转化的器官和酶系的 多样性，使药物及其 代谢产物在体内的浓 度低，代谢产物的检 测具有一定的难度
要从尾部下四分之一处进针,血管表浅,好扎,而且如果 万一没打进,还可以向上找位置再打
进针后, 有没有回血很重要,回血肯定扎进了,如果没 有自动回血的话,轻轻回抽下,有回血的话就注射,扎进 血管,注射通畅,没有阻力。如果很难推进，一般是没 扎进，就不要再推了，打到组织里面会水肿，然后整 个血管就看不清了，无法注射。自己觉得没回血最好 别注射，换位置，一般是没进。 注射完毕一定要止血，不然药物可能随血流出来，给 药量不准了。
采血方法
查看文章实验动物的取血方法2007-11-10 11:01采血方法（1）小鼠和大鼠①尾尖取血将动物装在固定筒内，露出尾巴。
将尾共剪掉1～2mm(小鼠)或5cm(大鼠)，然后自尾根向尖端按摩，血自尾尖流出。
亦可先将鼠尾泡于500C热水中，揩干后剪去尾尖，取血后用棉球压迫止血。
此法可反复多次取血，小每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
②眶动脉和眶静脉取血将动物头部按住并压迫眼球使突出充血后，以止血钳迅速钳取眼球后。
眼眶内很快流出血液，将血滴入玻璃器皿内，达到所需采用量后用棉球压迫眼眶止血。
此法所取血量较多，小鼠每次可采血0.2～0.3ml，大鼠每次可采血0.5～lml，动物可存活。
间隔数日后可自另一侧眼眶取血。
③眼眶后静脉丛取血用一长约7～lOcm的玻璃毛细管(内径约1mm)，另端渐扩大呈喇叭形，将其尖端折断。
折断端锋利，预先将玻璃管浸入l％肝素溶液，取出干燥。
取血时左手抓住鼠两耳间头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。
右手持毛细管，将其尖端插入眼睑与眼球之间并向眼底方向移动，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。
取血完毕拔出毛细管，左手放松出血即停止。
毛细管就叫“玻璃毛细管”，是硬质中性玻璃，内径：0.9--1.1mm, 壁厚0.1--0.15mm 管长120mm。
④股静脉(或股动脉)取血麻醉动物背位固定，切开左或右腹股沟的皮肤，作股静脉或股动脉分离手术。
注射针穿刺股动脉或股静脉抽血，也可在颈静脉或颈动脉处穿刺取血。
此法小鼠可采血0.2～0.8ml，大鼠约0.4～0.6ml。
⑤断头取血用剪刀剪掉鼠头，立即将鼠头向下，提起动物，将血滴入容器内。
小鼠可采用0．8～1.2ml，大鼠5～lOml。
（2）豚鼠①心脏取血豚鼠背位固定，左手触摸心脏搏动最明显处。
一般在胸骨左缘第4～6肋间隙，用注射针刺入心脏。
血液即进入注射器内，取血宜迅速，以防血液凝固。
本法取血量多，可达15～20ml。
大鼠腹主动脉采血技巧
动脉采血有一定的难度，采血失败常导致或影响动脉血气分析化验结果的准确性。
临床对患者常选择：股动脉、桡动脉、足背动脉进行动脉采血。
大鼠一般采用腹主动脉采血法，腹主动脉采血法适用于取血量大，不易溶血，不损伤器官，不会出现因操作不当造成的气栓与淤血。
一、其具体操作步骤是：
1. 将大鼠腹腔注射10%水合氯醛以0.03 mL /kg 麻醉；
2. 仰卧固定在大鼠手术台上,背部放置一粗试管以充分暴露腹主动脉,常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔；
3. 准备采血时，先用棉花把肠管推开，将腹主动脉暴露完全（参见下图）；
4. 在腹主动脉分叉处向心端1～3 mm处最佳穿刺点。
术者右手持穿刺针，针尖斜面朝下，入针角度约25°～30°，朝向心端方向刺入，深度以5 mm左右为宜；
5. 针进血管后尽量不要抖动，缓慢抽血。
一般体重200～300 g大鼠可采血液5 mL以上，当然要技术熟练以后~一般测血气，可能需要0.2-0.5ml的血液，具体问问你们单位的检验部门。
动物实验取血
血液1.动物方面如果是动态取血，那么就只能静脉取血。
如果是一次性取血，大鼠采用腹主动脉取血，小鼠可以采用心脏取血或者腹主动脉取血。
血清做代谢组学效果会更好，因为血浆中的抗凝剂引起的基质效应会对结果造成影响。
但是由于在凝血过程中，（尤其是因为时间地点不同造成的）因操作以及凝血时间的不一致，引起的外源性多肽与黄嘌呤类物质在各样本中出现较大变化，从而导致代谢数据受到影响。
所以对于临床样本，是建议用血浆2.动脉血是在体循环（大循环）的动脉中流动的血液以及在肺循环（小循环）中从肺回到左心房的肺静脉中的血液。
动脉血含氧较多，含二氧化碳较少，呈鲜红色。
由于是刚从心脏发出的，因而动脉血管壁承受血压较高。
动脉血是肺泡中的氧气到身体其它组织的运输载体（准确来说应该是动脉血中红细胞的血红蛋白是载体）。
当经过其它组织将氧气吸收并将二氧化碳释放时，动脉血就会转变为静脉血；静脉血液通常指的是在体循环的静脉中流动的血液。
即大循环中静脉中流动的血液以及在肺循环（小循环）中右心房到的肺动脉中的血液。
动脉血和静脉血在含氧量、氧饱和度和外观颜色上有明显区别，也就是说除了血气分析外的其他生化检测一般结果大致相同。
（即血常规区别几乎没有,生化指标如PH,CO2,PO2少数指标有较大差别）3.全血、血清、血浆的区别1）血液经抗凝处理后的全部血液为全血；离心除去血细胞后所得到的淡黄色液体为血浆。
如血液不经抗凝处理，让其自行凝固，则在抽血后的一段时间内，血液会自动在一系列凝血因子的作用下发生凝集，血液首先凝固成一个整体，再经过一段时间或用离心机离心，血液中凝固的部分会与一些清澈淡黄色的液体分离开，这些液体称为血清。
血清与血浆从表面上看似乎没有什么不同，但其内在的主要区别是血清中不含纤维蛋白原，是未经抗凝处理过的血液凝固后得到的。
抽血做化验中常遇到某些化验要求用血清测定、用全血测定、用血浆测定，即是指血液标本的三种主要处理方式和要求。
2）用途不同：血清多用于血液生化、免疫等方面的测定；血浆多用于凝血等方面的测定；全血则多用在血细胞、血常规、血沉等方面的测定。
大鼠股动脉采血
大鼠的麻醉
深度麻醉：10%水合氯醛腹腔注射，剂量0.3ml/100g。
于麻醉前称重。
2.2大鼠股动脉取血
将大鼠麻醉后，仰卧位固定，根据股动脉搏动情况确定股动脉的位置和走行方向，以8%硫化钠脱毛，碘酒酒精消毒皮肤，沿股动脉方向纵向切开皮肤，以血管钳钝性分离肌肉，暴露股动脉鞘。
股动脉鞘中由内到外依次是：股静脉、股动脉、股神经，直径由粗到细，其中粉红色且触之有搏动的即为股动脉，以玻璃分针沿血管走行方向钝性分离股动脉鞘，完全游离股动脉约5-8mm，注意保护股神经，并避免损伤股动脉的细小穿支。
以2%的利多卡因浸泡股动脉30s，以缓解血管痉挛，扩张动脉管径。
以无菌棉球蘸净利多卡因，以玻璃分针挑起股动脉将硬膜剥离子垫于股动脉下使其固定，将1ml注射器以1%肝素钠润管后，左手固定硬膜剥离子，右手持针斜面向上，针尖与股动脉成角约10度，沿股动脉走行方向向近心端穿刺、取血，结束后棉球按压穿刺部位3-5分钟止血。
以10%双氧水、庆大盐水（400u/ml）冲洗创面数次，小圆针细线连续缝合皮肤切口，再次酒精消毒。
6摘眼球采血
一、1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
大鼠腹动脉取血操作流程
大鼠腹动脉取血操作流程
大鼠腹动脉取血操作流程：
①麻醉准备：腹腔注射适量水合氯醛或戊巴比妥钠麻醉大鼠；
②体位固定：待大鼠全身软瘫后，仰卧固定于手术台上，背部垫试管；
③消毒切口：沿腹中线消毒，用手术剪开腹腔；
④显露血管：轻轻分离脂肪，用棉球擦拭腹主动脉，使其清晰可见；
⑤定位穿刺：找准腹主动脉分叉上方1-3mm处，左手固定血管，右手持针以约30°角向心端刺入，深度约5mm；
⑥止血夹辅助：进针后立即用止血夹夹住针头，防止挣扎导致血管损伤；
⑦采血收集：缓慢抽取所需血量，避免血压骤降；
⑧止血缝合：取血后拔针，压迫止血，必要时缝合腹腔；
⑨复苏观察：术后观察大鼠复苏情况，确保其生命体征稳定。
以上操作遵循无菌原则，确保实验动物福利。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
实验动物采血指南讲述
实验动物采血指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
大鼠取血方法
资料范本本资料为word版本，可以直接编辑和打印，感谢您的下载大鼠取血方法地点：__________________时间：__________________说明：本资料适用于约定双方经过谈判，协商而共同承认，共同遵守的责任与义务，仅供参考，文档可直接下载或修改，不需要的部分可直接删除，使用时请详细阅读内容大鼠取血方法1.割(剪)尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血 0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血：鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。
若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。
小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。
1.浅麻醉大鼠2.四肢展开固定在平板上3.按常规碘酒、酒精消毒后4.用食指感觉心博最动处5.大约在胸骨下缘1/3处、稍偏左0.2-0.5左右的地方垂直进针（1/4号）6.针头抵心脏有明显的搏动感，再稍进针，有空虚感，血液跳跃而上针腔7.从血液的颜色很容易判断在心室还是心房，一般都在心室8.多次同一大鼠的心脏采血，切记初次进针的位置及深度，不要随意更换固定姿势！9.我每次取1ml血液，大约可操作4-5次（200g大鼠）6.颈动静脉采血：先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。
大鼠腹主动脉取血方法
大鼠腹主动脉取血方法
大鼠腹主动脉取血方法:
1. 将大鼠麻醉后仰卧于平板，四肢稍加固定，腹部以5%碘酊涂擦后，打开腹
腔。
2. 用镊子将腹腔脏器向左或者向右翻转一侧，轻轻拨开脊柱前的脂肪，即可见
腹主动脉和下腔静脉,其中下腔静脉为暗红色,腹主动脉颜色浅。
3. 用小镊子剥离开腹主动脉旁边的筋膜组织，用2个血管夹分开夹住一段长约端用小镊子轻轻提起动脉壁，然后用采血管做腹1.5cm的腹主动脉，在远心主动脉穿刺见回血后,另一端插入真空管之中, 打开近心端血管夹，就会有血喷出,直到压力变小后再换一根真空管。
4. 实验结束，结扎血管，缝合腹腔，并涂擦5%碘酊，动物送入单笼饲养，密
切观察食欲及体重增长情况。
动物的采血方法
动物的采血方法动物的采血方法一、小鼠、大鼠的采血1.眼眶后静脉丛采血左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外凸。
右手持玻璃采血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入2~3mm，大鼠刺入4~5mm，当感觉有阻力时即停止刺入，放置取血管以切开静脉丛，血流即流入取血管。
采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。
本方法在短期内可重复采血。
小鼠一次可采血0.2~0.3ml，大鼠一次可采血0.5~1.01ml。
为防止血液在取血管中凝固，可将取血管进入1%肝素溶液，干燥后使用。
2.摘眼球采血此方法用于鼠类大量采血。
采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球凸出，右手用弯头镊子摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
二、兔的采血1.耳中央动脉、耳沿静脉采血左手固定兔，并用酒精棉球消毒采血部位，右手持注射器，在兔耳血管的末端，沿着与血管平行的向心方向刺入血管，即可见血液流入针管，注意固定好针头。
采血结束后，拔出注射器，用棉球压迫止血2~3min。
2.颈静脉采血将兔麻醉后，仰卧在固定台上固定，剪去一侧颈部被毛，用碘酒、酒精棉球消毒皮肤，手术刀轻轻划破皮肤，钝性分离静脉，颈静脉暴露后，用注射器针头沿血管平行的远心方向刺入，采血结束后，拔出注射器，缝合切口。
三、狗的采血1.前、后肢皮下静脉血此方法一次可取较多的血，操作可参照相应的静脉注射。
如需采少量血。
则可用5.5号针头直接刺入静脉。
如需采一定量的血，最好用静脉滴注针头与注射器连接，以防狗挣扎时针头刺破血管。
2.股动脉采血将狗仰卧后固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在腹股沟三角区动脉搏动的部位剪去被毛，用碘酒、酒精消毒。
左手中指、食指探摸股动脉搏动部位并固定好血管，右手区静脉滴注针，针头由动脉搏动处慢慢刺入，当血液流入针头后的朔料管时，固定好针头，连接好注射器可抽到大量血液。
3.心脏采血将狗仰卧固定，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，剪去左侧第3~5肋间的被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。
大鼠和小鼠的采血方法(最全)
大鼠和小鼠的采血方法（最全）这里主要介绍几种大小鼠的采血方法，以帮助试验中需要用到相关技术的人员。
1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。
如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
（2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。
当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后，拨出毛细管。
若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。
（3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。
左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。
小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。
（4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。
先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。
此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。
大小鼠血清采集
大小鼠血清采集一、仪器耗材（一）共用低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。
（二）小鼠1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。
（三）大鼠麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。
二、操作方法（一）小鼠血清的采集1、摘除眼球采血（1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2、分离血清（1）将EP管中的血室温静置2小时；（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。
3、注意事项（1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；（2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；（3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量；（4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；（5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液；（6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血；（7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；（8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
动脉采血有一定的难度，采血失败常导致或影响动脉血气分析化验结果的准确性。
临床对患者常选择：股动脉、桡动脉、足背动脉进行动脉采血。
大鼠一般采用腹主动脉采血法，腹主动脉采血法适用于取血量大，不易溶血，不损伤器官，不会出现因操作不当造成的气栓与淤血。
一、其具体操作步骤是：
1. 将大鼠腹腔注射10%水合氯醛以0.03 mL /kg 麻醉；
2. 仰卧固定在大鼠手术台上,背部放置一粗试管以充分暴露腹主动脉,常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔；
3. 准备采血时，先用棉花把肠管推开，将腹主动脉暴露完全（参见下图）；
4. 在腹主动脉分叉处向心端1～3 mm处最佳穿刺点。
术者右手持穿刺针，针尖斜面朝下，入针角度约25°～30°，朝向心端方向刺入，深度以5 mm左右为宜；
5. 针进血管后尽量不要抖动，缓慢抽血。
一般体重200～300 g大鼠可采血液5 mL以上，当然要技术熟练以后~一般测血气，可能需要0.2-0.5ml的血液，具体问问你们单位的检验部门。