动物实验方法概述
动物行为实验专题大小鼠跳台实验方法
动物行为实验专题大小鼠跳台实验方法动物行为实验是行为学研究的重要手段之一，能够帮助研究人员了解动物的行为习性和认知能力。
其中，大小鼠跳台实验也是常用的一种实验方法，可以用于评估小鼠的学习和记忆能力。
本文将详细介绍大小鼠跳台实验的步骤和注意事项。
1.实验目的大小鼠跳台实验旨在评估小鼠的空间学习和记忆功能，通常用于研究与海马功能相关的学习和记忆障碍的动物模型。
2.实验仪器和材料（1）大小鼠跳台实验仪器：包括跳台、纸箱、光源、摄像机等。
（2）大小鼠：选择雄性或雌性健康的小鼠，年龄在8-12周之间。
（3）实验地点：保持适宜的环境温度和湿度，并确保安静无扰。
3.实验步骤（1）预备工作①准备跳台实验仪器，确保跳台、纸箱等都整洁干净。
②调整实验环境，确保温度和湿度适宜，并消除任何可能干扰实验的因素。
③在实验之前，将小鼠隔离，确保其处于饥饿状态，以增加其对实验中奖励的渴望。
（2）实验前训练①将小鼠置于纸箱中，并让其自由探索和熟悉环境，减少它们对新环境的恐惧感。
②将小鼠放入纸箱的一个角落，引导它们自主跳上跳台。
③如果小鼠成功跳上跳台，给予奖励如食物或水。
④重复上述步骤，直到小鼠能够熟练地跳上跳台。
（3）正式实验①将小鼠放入纸箱的一个角落，观察和记录小鼠的行为，特别是跳上跳台的行为。
②记录小鼠跳上跳台的次数和时间，并根据需要记录其他相关行为，如探索、活动等。
③每只小鼠的实验时间应该相同，通常为5-10分钟。
④实验完成后，可以进行数据处理和统计分析。
4.实验结果和数据分析实验结果应包括小鼠跳上跳台的次数、时间和其他相关行为数据。
可以通过计算平均值、标准差等统计指标来评估小鼠的学习和记忆能力。
此外，还可以使用适当的统计分析方法，如方差分析（ANOVA）等，来比较不同组别之间的差异。
5.注意事项（1）确保实验环境安静，以避免任何干扰实验的因素。
（2）在实验过程中要注意观察小鼠的行为，并及时记录相关数据。
（3）应将每只小鼠的实验时间控制在相同的范围内，以消除实验时间对结果的影响。
动物实验基本方法
动物实验的基本操作技术方法，根据实验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤， 保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必 须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷， 确实达到正确抓取固定动物的目的。
1．复制动物模型法此法是动物实验最基本的方法，是采用人工的方法使动物在一定致 病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及防治方法。
2．切开、分离法此法是以活体动物为对象的整体实验常用方法。习惯上把在麻醉情况 下，制备一些实验条件（如活体解剖、分离暴露器官、组织或进行一些手术制备等措施） 进行研究者称“急性动物实验”。其优点是比较简便，操作后可以即进行观察，实验条件相 对地较易控制，对要研究的器官，有可能直接观察。但存在着麻醉、手术创造及存活时间 较短等因素，也会对实验结果带来一定的影响。因此采用此法应注意麻醉深度更适中，手 术要轻巧，少出血、减少创伤，并要熟悉手术部位的神经、血管等解剖。
常用动物实验方法及检查方法
常用动物实验方法及检查方法动物实验是为了研究人类和动物的疾病、试验新药等目的而进行的实验。
它具有可控性、可再现性、安全性等优点，但也存在着动物伦理问题。
以下是常用的动物实验方法及检查方法。
一、行为实验方法行为实验是通过观察动物在特定条件下的行为反应来研究其认知、学习、记忆、情感和行为等方面的实验方法。
常用的行为实验方法包括：1.水迷宫实验将小鼠放置在特定的水池中，让其寻找出口。
通过观察小鼠在水中的海豚式游泳和潜水以及在水池边的行动判断其学习、记忆等能力。
2.开放田野环境实验观察动物在自然环境下的日常行为，并通过对比不同环境下的行为反应等来研究其行为特征。
3.运动学实验通过摄像提供的数据分析动物运动学表现，可以研究动物的协调能力、平衡能力等。
生理实验是通过测量动物生理生化指标及其变化等研究其生理功能和机制的实验方法。
常用的生理实验方法包括：1.心电图实验将小鼠放置在仪器上，通过在不同时间点测量其心电图数据来了解其心脏跳动、节律、速率等指标。
通过安装电极在动物头皮上进行记录和测量电活动，来研究动物的神经活动和行为的关系。
3.血液分析实验测量小鼠血液中各营养和代谢物的浓度及其变化，如血糖、血脂、酸碱度、肝功能酶等，以研究其生理机能和代谢变化。
1.肿瘤模型实验通过给动物注射癌细胞来建立肿瘤模型，观察肿瘤的生长和转移，评价药物的治疗效果等。
2.心血管疾病模型实验通过手术创建给予动物心脏和血管疾病，如高血压、冠心病、心力衰竭等模型，研究心血管药物的疗效。
3.动脉硬化模型实验通过高脂饮食、药物处理等方式建立动脉硬化模型，在病理变化、药物治疗等方面进行研究。
四、检查方法除了以上实验方法，常用的检查方法也是科学研究的重要手段，包括：1.显微镜检查通过显微镜观察动物医学切片的病理变化、组织结构等，可以从微观上了解动物机体病理生理和药理学变化。
2.核磁共振检查采用核磁共振技术对小鼠、大鼠等动物进行医学检查，如脑、心血管等部位的诊断，更加准确地研究各种动物模型。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
第二讲整体动物试验概述
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例3：按100g体重动物每日摄食量10g计算,如何配制饲料？
剂量组： 4000mg/kg 400mg/kg 40mg/kg
400mg/100g 饲料中 受试物含量：400mg/10g饲料
（4%） 200g大鼠 20g饲料
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第二节 动物实验基本要素
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动物实验基本要素：
受试因素
受试对象
实验效应
（研究因素） （处理因素）
(受试动物 )
（生物学特征改变）
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一、受试因素（受试物） 1. 受试物溶液配制 溶剂和助溶剂要求： 1.不与受试物发生化学反应； 2.不对实验效应产生影响； 3.在使用中不发生降解； 4.不影响受试物稳定性。 常用溶剂与助溶剂： 1.溶剂： 水（生理盐水、蒸馏水等） 植物油（玉米油、橄榄油等） 2.助溶剂： 吐温-80或吐温85 羧甲基纤维素、月桂醇硫酸钠等 受试物配制方法：
A.等体积不等浓度药液配制 例1：按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液？
剂量组：1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
100mg/100g
受试物浓度：100mg/1ml 10mg/1ml 1mg/1ml
200g大鼠
2ml
2ml
2ml
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B.等浓度不等体积药液配制 例2：按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液？
“没有对活体动物的实验研究，人们无法 认识活体人的各种生命现象”
3
（弗朗西斯.佩顿.鲁斯）
1966年诺贝尔生理或医学奖获得者 4
洛克菲勒（美） Francis Peyton Rous（1879-1970）at the Rockefeller Institute for Medical Research in the US had isolated, from chickens, Rous sarcoma（retro）virus (RSV), which caused tumours in animals. Rous went on to pioneer research into the rabbit papilloma virus and its interactions with chemical carcinogens in the 1930s, and received a Nobel Prize for his work in 1966. In the early 1960s Ludwig Gross in New York demonstrated that retroviruses caused tumours in mice and rats.
动物的注射实验报告
一、实验动物的注射给药法概述实验动物的注射给药法是毒理学实验中常用的给药方式，主要包括皮下注射、皮内注射、肌肉注射和腹腔注射等。
不同给药方式适用于不同种类的实验动物，如大鼠、小鼠、豚鼠、家兔、犬和猫等。
二、不同注射给药法的操作步骤1. 皮下注射皮下注射适用于皮下组织疏松的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的颈后肩胛间、腹部或腿内侧；家兔的背部或耳根部；犬及猫的大腿外侧。
注射前需对注射部位进行常规消毒，左手提起皮肤，右手持针，针头水平刺入皮下即可注射。
一般采用5 1/2针头，不宜采用较大的针头。
2. 皮内注射皮内注射需将注射的局部脱毛、消毒，然后用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，先将针头刺入皮下，然后使针头向上挑起直至看到透过真皮为止。
注射后皮肤表面应马上出现白色橘皮样隆起，证明药液在皮内。
3. 肌肉注射肌肉注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿内侧；家兔的颈椎或腰椎旁侧；猫和犬等大动物的臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
4. 腹腔注射腹腔注射适用于大小白鼠，左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右下腹部）刺入皮下，使针头向前推进0.5～1.0cm，再以45°穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
三、注意事项1. 注射前应对实验动物进行外观检查，确保动物健康。
2. 注射过程中应严格遵守无菌操作原则，避免感染。
3. 注射剂量应根据实验目的和动物种类进行调整。
4. 注射后观察动物的反应，如有异常应及时处理。
四、总结实验动物的注射给药法是毒理学实验中常用的给药方式，掌握不同给药方法的操作步骤和注意事项，有助于提高实验结果的准确性和可靠性。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验概述
实例2
用动物（犬）试验研究针刺“人中穴”对血压的 影响的实验组设计：
无针刺（正常）-阴性对照组
针刺（非人中穴）-试验对照 针刺人中穴-处理组
不同处理水平
（针刺频率与强度）
实例评述（实例摘自《毒理学杂志》第20卷第4期，2006）
用动物实验研究“沙棘油对汞诱导大鼠肝肾氧化 损伤的影响”的实验组设计：
阴性对照组（生理盐水）
与对照组比较有氧化损伤：
汞处理组（皮下注射2.5mg/kg） 肝脏GSH↓、
SOD↓、GSH-Px↓、
沙棘油（灌胃5.0mg/kg）+汞处理M组D（A↑皮下注射2.5mg/kg）
实验设计问题：
与汞处理组比较：肝脏GSH-Px↑
①沙棘油对实验效应的单独作用？experimental response)
是指受试因素引起受试动物出现某种质效应的个体 数在群体中所占的比率，即受试动物群体在受试因素的 作用下出现某种质效应个体的频率。或受试因素引起受 试动物出现某种量效应并达到一定程度的个体在群体中 占有的比率。
3.剂量-效应(反应)关系
(1) 剂量-效应关系（指个体或群体中的个体） ( Dose-Effect Relationship ) 指受试物的剂量与实验动物个体发生量效应 强度之间的关系。
剂量组：1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
100mg/100g
受试物浓度：100mg/1ml 10mg/1ml 1mg/1ml
200g大鼠
2ml
2ml
2ml
B.等浓度不等体积药液配制
例2：按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液？
剂量组：1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
动物实验研究方法
动物实验研究方法动物实验是科学研究领域中常用的一种方法，它可以帮助科学家们了解动物行为、生理功能、疾病机制等方面的知识。
然而，动物实验也存在一些争议，因为它涉及到动物的使用和伦理问题。
为了确保动物实验的合理性和可靠性，科学家们必须遵循一系列的研究方法和道德准则。
在进行动物实验之前，科学家需要先制定研究目标和问题。
他们需要明确自己想要研究的内容，例如动物的行为特征、生理功能、药物疗效等等。
然后，科学家需要选择适合的动物模型。
动物模型是指科学家在研究中选择的动物物种，它在一些方面具有与人类相似的特点。
例如，用小鼠作为研究模型可以帮助科学家了解很多与人类相关的生理机制。
接下来，科学家需要设计实验方案。
在设计实验方案时，科学家需要考虑多个因素。
首先，他们需要确定实验所需的动物数量。
科学家应该根据实验的目的和方法来评估所需的动物数量，并且尽量减少动物数量以避免不必要的伤害。
其次，科学家需要确定实验的时间安排。
他们应该考虑到动物的生理特点和实验的时间限制，以确保实验的准确性和可靠性。
在动物实验中，科学家还需要选择合适的实验材料和设备。
例如，他们需要选择适合大鼠或小鼠的笼子和喂食器，并提供适当的饮食和水源。
此外，科学家还需要选择合适的实验仪器和设备，并确保其正常运作。
实验过程中，科学家需要准确记录实验数据。
他们应该使用标准化的方法和工具，如观察记录、测量仪器等，来确保数据的准确性和可比性。
此外，科学家还需要保留样本和数据，以备将来的分析和验证。
在进行动物实验时，科学家还必须遵循伦理准则和法律法规。
例如，他们需要确保动物的福利和权益得到充分保护，防止任何不必要的伤害。
科学家应该尽量减少动物的痛苦和困扰，并尽可能提供适当的麻醉和镇痛药物。
此外，科学家的实验也要符合相关法律法规和伦理审查的要求。
总结起来，动物实验是一种常用的科研方法，它可以帮助科学家们了解动物行为、生理功能和疾病机制等方面的知识。
在进行动物实验之前，科学家需要明确研究目标和问题，并选择合适的动物模型。
动物行为学的实验方法
动物行为学的实验方法动物行为学是研究动物在特定环境下的行为模式、社会结构和适应能力的学科。
为了深入了解动物的行为，从而推测它们的进化历史和生态角色，并为保护和管理野生动物提供科学依据，动物行为学家采用一系列实验方法来研究动物的行为和认知。
本文将介绍几种常见的动物行为学实验方法。
一、观察法观察法是最常用的动物行为学实验方法之一。
通过观察和描述动物的行为，研究者可以收集大量的数据，从而推测动物的行为模式和社会结构。
观察法主要包括野外观察和实验室观察两种形式。
1. 野外观察野外观察是在动物的自然生境中进行观察和记录的方法。
研究者通过望远镜、摄像机等工具，对动物的行为进行连续或间断的观察，并记录相关数据。
例如，研究者可以观察野生猴群的社会结构和地位竞争行为，或者观察鸟类的迁徙和筑巢行为。
2. 实验室观察实验室观察是在受控环境下进行的动物行为观察。
研究者可以通过构建特定的实验环境、提供特定的刺激，并记录动物的反应和行为。
例如，研究者可以观察小鼠在特定迷宫中的导航行为，或者通过暗室实验观察昆虫的光变行为。
二、实验法实验法是一种通过设置实验条件，对动物进行特定操作和测试，以观察和记录其行为反应的方法。
实验法主要分为野外实验和实验室实验两种形式。
1. 野外实验野外实验是在动物的自然生境中进行的实验。
研究者可以设计特定的实验条件和设备，观察动物的行为反应，并收集相关数据。
例如，研究者可以对野生动物设置食物或者水源陷阱，观察其取食行为并记录数据，以研究其捕食策略和觅食行为。
2. 实验室实验实验室实验是在受控环境中进行的动物行为实验。
研究者可以通过构建特定的实验装置、设置特定的实验条件，并记录动物的行为反应。
例如，研究者可以将小鼠放入实验箱中，通过给予奖励或者惩罚，观察其学习和记忆能力。
三、激励法激励法是一种通过给予动物特定的激励，观察其行为反应的方法。
激励法主要分为正向激励和负向激励两种形式。
1. 正向激励正向激励是通过给予动物奖励或者愉悦刺激，以促使其展示特定的行为。
实验动物基本知识基本操作实验方法
实验动物基本知识基本操作实验方法实验动物是用于科学研究和药物安全性评估的动物，其主要作用是代表人类进行实验，以便了解和解决人类的健康问题。
在科学研究中，实验动物的使用是不可或缺的。
下面将介绍实验动物的基本知识、基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物的种类：常见的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等。
根据不同的实验目的和要求，选择适合的实验动物进行研究。
2.实验动物的特点：实验动物一般具有较短的生命周期、较快的繁殖速度、易于获取和饲养，并且在生理和生化方面与人类有较高的相似性。
3.实验动物的饲养条件：实验动物的饲养需要满足特定的环境要求，包括温度、湿度、光照、气流等。
此外，饲养动物还需要提供适宜的饮食、洁净的饮水和舒适的生活空间。
二、实验动物的基本操作1.动物的标识：为了对实验动物进行个体管理，在实验动物身上进行标记是必要的。
标记方式可以是耳标、尾标、皮肤刺纹等。
2.动物的饲养和管理：根据不同的实验需要，合理饲养和管理动物是确保实验结果准确性的重要环节。
饲养和管理包括动物饲料的配制、日常照料、观察动物行为以及健康状况等。
3.动物的采集：在进行实验前或实验过程中，需要采集动物的组织、细胞或体液样本。
采集方式可以是手术切除、穿刺、皮下或腹腔注射等。
三、实验动物的实验方法1.动物的体外实验：将动物的组织或细胞体外培养，通过加入试剂、观察细胞变化、测定生物活性等方式来研究其中一种生物学过程或药效。
2.动物的体内实验：将试验物质注射或服用给动物，观察动物的生理、生化或行为变化。
可以通过动物模型来模拟人类的疾病和药物反应。
3.动物实验设计：根据实验目的和要求，合理设计动物实验方案。
包括选择合适的实验动物、确定实验过程和方式，制定实验流程和时间表等。
总结：实验动物在科学研究和药物试验中起着重要的作用。
了解实验动物的基本知识、基本操作和实验方法，对开展科学研究、提高实验数据的可靠性具有重要意义。
动物检疫中实验室检验的主要方法
动物检疫中实验室检验的主要方法动物检疫中的实验室检验方法主要包括传统的生物学检验方法和现代的分子生物学检验方法。
下面将就这两种方法进行详细介绍。
一、传统生物学检验方法1. 细菌检验：采用培养和观察细菌的形态、生理和生化特性来鉴定细菌类型。
常用方法包括培养（如血平板培养、巧克力平板培养等）、生化试验（如革兰氏染色、卡波阿林酶试验等）和荧光抗体染色法等。
2. 病毒检验：采用细胞培养和动物接种方法来寻找病毒，并通过免疫荧光染色、电子显微镜等方法来鉴定病毒类型。
3. 寄生虫检验：采用显微镜观察虫体形态、解剖特性和卵囊形态等来鉴定寄生虫，也可以通过特定染色（如格拉姆染色、吉姆萨染色等）和抗原抗体反应检测（如ELISA、免疫荧光染色法等）来进行辅助鉴定。
4. 真菌检验：采用菌落形态、产孢方式和新陈代谢产物等鉴定真菌类型。
常用方法包括培养、镜检和分子生物学方法（如PCR、实时荧光PCR等）。
二、分子生物学检验方法1. PCR：聚合酶链反应（PCR）是一种快速扩增特定基因片段的方法。
通过荧光探针或差异性染色剂来实时检测特定基因的扩增情况，进而判断目标生物是否存在。
2. 实时荧光PCR：在PCR反应中加入荧光染料，通过荧光信号的增强来检测扩增产物的数量，可以实时监测PCR反应的进程，并定量测定样品中的目标基因的拷贝数。
3. 序列分析：通过测定DNA或RNA序列的方法来鉴定具体的病原微生物。
常用的鉴定方法有SGS（Second-Generation Sequencing）和NGS（Next-Generation Sequencing）。
4. 免疫学方法：包括ELISA、免疫印迹、免疫荧光等。
这些方法通过检测目标物质与特异性抗体的结合来鉴定目标物质的存在。
5. 基因芯片技术：通过将大量的寄生虫序列片段固定于芯片上，与待测标本中的DNA或RNA杂交，从而检测待测寄生虫的存在。
疫情防控工作中，这些传统的生物学检验方法和现代的分子生物学检验方法常常结合使用，以便快速、准确地确定动物携带的病原体类型，并采取相应的隔离、防控措施，确保动物的健康和公众的安全。
研究动物的方法
研究动物的方法
研究动物的方法主要有观察法和实验法两种，如下：
1、观察法是在自然状态下，研究者按照一定的目的和计划，用自己的感官外加辅助工具，对客观事物进行系统的感知、考察和描述，以发现和验证科学结论。
在科学探究过程中，有些问题单凭观察是难以得出结论的，这时就需要通过实验来探究。
实验当然也离不开观察，但与单纯的观察不同的是，实验是在人为控制研究对象的条件下进行的观察。
2、实验法是利用特定的器具和材料，通过有目的、有步骤的实验操作和观察、记录分析，发现或验证科学结论。
观察法和实验法是人们研究动物行为所采用的主要方法。
因此，研究动物行为的方法主要有观察法和实验法以及这两种方法的结合。
两者的区别：
观察法要求观察者对动物不施加任何影响，真实观察并记录；实验法强调根据研究目标的需要而改变动物的生活条件，在改变的环境下观察动物的行为反应。
联系：实验法是以观察法为基础的。
故研究动物行为的方法除了观察法和实验法，还有这两种方法的结合的办法。
动物实验的原理和方法
动物实验的原理和方法动物实验是科学研究中不可缺少的一项手段，尤其在医学和生命科学领域中，通过动物实验可以探究诸多疾病的病因，验证治疗方法和药物疗效。
然而，动物实验也引发了伦理和道德方面的争议。
本文将介绍动物实验的原理和方法，以期令读者更加全面地了解动物实验并形成较为客观的态度。
一、动物实验的原理科学发展的过程中，动物实验是一种必要的手段。
通过动物实验，科学家们可以获取数据，探究生物学的本质规律，从而为人类社会提供保健、医疗等方面的服务。
另一方面，生命科学的发展需要有实践过程，即通过实验来获得数据支持和验证结果可靠性。
同时，动物实验作为一种有效的方法，曾引领了诸多医学和生命科学领域的重大突破。
比如，血糖检测试剂的开发和甲状腺药物的研制，都是基于动物试验取得的成果。
此外，动物实验也是治疗癌症、内分泌紊乱、神经系统疾病等疾病的重要手段。
二、研究对象动物实验的研究对象共有两类，分别是无脊椎和有脊椎动物。
其中，常被用于实验的有脊椎动物主要包括小鼠、大鼠、兔子、猪、猴子等，而无脊椎动物通常是昆虫和水生动物。
选用何种动物进行实验，一般根据研究需要和伦理原则而定。
三、实验原则在进行动物实验时，必须遵循一系列的实验原则，以避免对动物的伤害和不必要的痛苦。
实验原则包括以下几点：1. 选择合适的动物：根据研究所需，选用相应属于“老鼠替代法”。
2. 动物数量必须尽可能少，并且要符合研究需求的要求。
3. 操作应该尽可能轻柔，尽可能减少伤害，减少动物应激。
4. 减轻疼痛，采取麻醉剂、止痛剂等措施，尽量缩短患病和疼痛的时间。
5. 不能用动物实验全面代替临床研究，必须经过合理的临床前试验和临床试验。
四、实验注意事项若要进行动物实验，必须按照科学规范的标准操作，遵循正确的实验顺序，严格执行操作程序，做到专业、严谨。
特别应当注意以下几点：1. 动物方面要有专门的管理人员，并有物理领域和生物领域的两个主管部门负责审核。
2. 动物必须经过饲养师和专业兽医的培训和检查，保证动物的健康，确保实验的可靠性和适配性。
动物实验的基本技术方法
2、大鼠的抓取与固定 3、豚鼠的抓取与固定
•4 、 家 兔 的
抓 取 与 固 定
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾， 2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓 取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
兔的固定：一般采用台式和马蹄形。四肢用粗 棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周 的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉 绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；
于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)， 每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其 血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按6 ％，全血容量12ml，单次采血1.2ml是安全的，反复采 血每次不宜超过0.12ml。
采血对机体的影响
血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、 生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。
常用的编号标记溶液有： ①3％一5％苦味酸溶液，涂染成黄色； ②2％硝酸银溶液，涂染成咖啡色(涂后需光照10 min)； ③0.5％中性红或品红溶液，涂染成红色； ④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色； ⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。 标记时用标记笔签蘸取上述溶液，在动物体表 不同部位涂上斑点，以示不同号码。
四、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常常因为会影响实验的操作和实验 结果的观察，因此实验中通常 去除或剪短动物 的被毛。去除被毛的方法有四种：剪毛、拔毛、 剃毛和脱毛。 1、剪毛法 一般将动物固定后，用弯头手术剪 紧贴手术者左手绷紧的动物皮肤，依次将所需 实验部位的被毛剪去。可先粗剪，然后再细剪， 不可用手提着动物剪被毛，这样易剪破皮肤。 剪下的毛集中放在一个容器内，不要遗留在手 术台周围，避免注射器等夹毛。
第十章 动物实验基本技术和方法
湖南中医药大学 实验动物中心
第一节 动物实验分组
分组原则：使一切干扰实验的因素分配到 各组时只受纯机遇的抽样误差的影响，而 不受实验者主观因素的影响，严格按照随 机分组的原则进行。 确立实验总组数和总动物数：动物实验应 设立各种对照组，实验组包括不同处理因 素组和实验需要总动物数。确定实验总组 数后，再确定每组样本数量和实验需要总 动物数。
第七节、实验动物尿液粪便采集
一、压迫排尿排便法 二、代谢笼法：此法较常用于大、小鼠，成熟 小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h
B.兔耳缘静脉注射法：一般采用外耳缘静脉。给兔注射前，
先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用 75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手示 指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端， 环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的 远心端刺入血管，将药液注入，注射完毕，用棉球压 住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。 C.犬前肢内侧头静脉注射法：抓取和固定好犬。由助 手将犬前肢根部用手握紧，或用胶皮管绑住，使静脉 充盈。实验者左手托住犬前肢，右手持连有7号针头的 注射器刺入内侧皮下的头静脉，进针1cm后回抽见血， 即可注射。
2.皮内注射：一般用于接种或过敏实验。将药液注射 在真皮和表皮之间。皮内注射时需将注射的局部脱 去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使 之绷紧，在两指之间，用注射器连4(1/2)号细针头， 紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺 入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色 小皮丘。
3.肌肉注射：一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧，不溶于水的油剂药物常采 用肌肉注射。 4.腹腔注射：用大、小白鼠做实验时，以左手抓 住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左 （或右）下腹部刺入皮下，使针头向前 推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针 头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动 物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物 为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm 处。
小鼠颈椎脱臼法处死的方法-概述说明以及解释
小鼠颈椎脱臼法处死的方法-概述说明以及解释1.引言1.1 概述小鼠颈椎脱臼法是一种常用于实验动物处死的方法，通过对小鼠进行颈椎脱臼，使其迅速失去生命体征。
这种方法通常被用于研究某些疾病模型的建立以及药物的评价等实验。
小鼠颈椎脱臼法相对简单易行且成本较低，因此在科研领域得到了广泛的应用。
在小鼠颈椎脱臼法中，实验者首先需要将小鼠固定在手术台上，并进行必要的麻醉操作以减少其痛苦。
接下来，实验者使用显微镜或其它细微的手术工具来准确地定位小鼠的颈椎位置。
然后，实验者将施加适当的力气或工具来实现颈椎的脱臼。
颈椎脱臼后，小鼠的呼吸和心跳将迅速停止，从而达到处死的效果。
小鼠颈椎脱臼法在实验动物处死中具有一定的优势和适用性。
首先，该方法操作简单并且操作时间短暂，对于实验者来说具有一定的易操作性。
其次，小鼠颈椎脱臼法相对于其它处死方法而言，成本较低，不需要昂贵的设备和药品等资源投入。
此外，该方法在研究特定疾病模型时，能够提供清晰、规范的处死结果，有助于实验数据的准确性和可比性。
然而，小鼠颈椎脱臼法在处死过程中也存在一些潜在的问题。
首先，由于手术操作的复杂性和小鼠个体的差异，操作者需要具备一定的技术和经验，以确保手术的准确性和成功率。
其次，这种方法对小鼠造成的痛苦程度和压力较大，需要实验者在操作过程中尽可能减少小鼠的痛苦。
综上所述，小鼠颈椎脱臼法是一种常用的实验动物处死方法，具有操作简单、成本低等优势。
然而，在使用该方法时需要注意减少小鼠的痛苦，并且实验者需要具备一定的技术和经验。
未来的研究还需要进一步探索和改进小鼠颈椎脱臼法，以提高操作的成功率和减少对小鼠的不适。
文章结构是指文章按照一定的逻辑和顺序进行组织和呈现的方式。
本文的结构如下：1. 引言1.1 概述在这一部分，我们将介绍小鼠颈椎脱臼法处死的方法并讨论其意义和重要性。
1.2 文章结构本文将按照以下顺序展开内容：首先介绍小鼠颈椎脱臼法，然后详细讨论该方法的处死过程。
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3．突变系(mutant strain)
突变系(mutant strain)是指由于遗传基因发生
突变而表现出某种遗传缺陷的品系动物。
突变系动物的共同特点是：
实例2
用动物（犬）试验研究针刺“人中穴”对血压的 影响的实验组设计： 无针刺（正常）-阴性对照组 针刺（非人中穴）-试验对照
不同处理水平
针刺人中穴-处理组
（针刺频率与强度）
实例评述（实例摘自《毒理学杂志》第20卷第4期，2006）
用动物实验研究“沙棘油对汞诱导大鼠肝肾氧化 损伤的影响”的实验组设计：
要求： ① ② ③ ④ ⑤ 缺点： ① ② ③
动物需单笼喂养； 每日需计算进食量或饮水量； 受试物应无异味，不挥发； 受试物应不与食物发生化学反应； 受试物在饲料中含量≯5%。 动物笼具需要量多; 工作量很大； 受试物剂量很难控制在所需水平;
例3：按100g体重动物每日摄食量10g计算,如何配制饲料？
常规灌胃量 小鼠 0.1ml-0.2ml/10g体重 大鼠 0.5ml-1.0ml/100g体重 兔 ＜100ml/2kg体重 狗 ＜500ml/10kg体重 最大灌胃量（见表）
灌胃方式：
1. “等体积不等浓度”灌胃 2. “等浓度不等体积”灌胃
A.等体积不等浓度药液配制
例1：按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液？ 剂量组：1000mg/kg 100mg/100g 受试物浓度：100mg/1ml 200g大鼠 2ml 10mg/1ml 2ml 1mg/1ml 2ml 100mg/kg 10mg/kg
① ② ③ ④
间。
必须饲养于半屏障环境中或屏障环境中； 饲料、饮水、垫料、笼具等均须消毒； 工作人员需更换灭菌工作服、鞋帽、口罩等后工作； 饲养环境必须能控制温度、湿度、光照强度和光照时
物种来源于SPF动物或无菌动物。
3.SPF动物(specific pathogen free animals, SPFA)
2.体重
3.性别（根据受试物用途）
4.生理及健康状况
第三节 实验效应
一、基本概念
1.实验效应（experimental effect)
是指受试因素引起受试动物机体出现出现的生物学 特征变化或改变。 分类： 量效应(graded effect) 质效应(quantal effect)
2.实验反应（experimental response)
4.无菌动物(germ free animals，GFA)， 又称四级动物，指采用当前手段无法检出一切其他 生命体的动物。 悉生动物(gnotobiotic animals，GNA)
又称已知菌动物，是将已知菌植入无菌动物体内，因植入菌 类数量不同分为单菌动物、双菌动物和多菌动物。 饲养要求： ①必须饲养于隔离的无菌环境； ②饲料、饮水、笼具必须严格灭菌，确保无菌； ③饲料中的营养成分必须齐全，满足无菌动物的 需要， 特别是维生素类营养物质。
阴性对照组（生理盐水） 汞处理组（皮下注射2.5mg/kg） 沙棘油（灌胃5.0mg/kg）+汞处理组（皮下注射2.5mg/kg）
实验效应指标： 谷胱甘肽（GSH）、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px） 超氧化物歧化酶（SOD）、丙二醛（MDA）
实验设计问题分析：
用动物实验研究“沙棘油对汞诱导大鼠肝肾氧化 损伤的影响”的实验组结果：
(一) 按基因遗传学分类
1．近交系(inbred strain)
是指连续20代以上兄妹交配(BXS，brother-
sister mating)或亲子交配(PXO，Parentoffspring mating)培育而成的动物品系。 常见的近交系动物：
① 普通近交系 ② 重组近交系 ③ 同源突变近交系 ④ 同源导入近交系
饲养要求：
① ② ③ ④ ⑤ ⑥ 饲养于普通环境； 全价饲料饲养； 饮水水质应符合国家规定的生活饮水卫生标准； 饲料与垫料要消毒，室内温度与湿度能人工控制； 能防止蚊蝇等昆虫及野鼠进入; 饲养环境应定期清洁消毒。
物种来源于清洁动物或SPF动物。
2.清洁动物（clean animals，CLA） 又称二级动物，除不带有普通动物应排除的病原 体外，还不应携带对动物危害大和对科学实验干扰大 的病原体。 饲养要求：
特殊性原则
特殊性原则是指利用不同种系实验动物机体存 在的特殊结构或某些特殊反应选择解剖、生理特点 符合实验目的和要求的动物。 例如： 热源试验-家兔 呕吐试验-家犬、猴和猫 过敏性试验-豚鼠 耳毒性试验-豚鼠 观察切除甲状旁腺后的生理现象-犬
标准化原则
标准化实验动物主要是指遗传背景明确，具有 已知菌丛和模型性状显著且生物学特征隐定的动物。 例如： 许多突变品系动物具有与人类相似的疾病或缺 损。
第一节 受试因素（物）
一、剂量（Dose）
剂量含义
1.动物接触受试物的量
大 2.施加给动物的受试物量 3.进入血液中的受试物量 小 4.产生实验效应的受试物量
“外剂量” –
“内剂量” –
表示方法
1.mg/kg ---经消化道、皮肤、注射途径
2.mg/m3 (ppm)---经呼吸道 A(mg/m3)×22.4
又称三级动物，除不带有普通动物、清洁动物应排除 的病原体外，还应排除潜在感染或条件性致病的病原，以 及对科学实验干扰大的病原体。 饲养要求： ① 必须饲养于屏障系统环境中； ② 饲料、饮水、垫料、笼具等必须灭菌； ③ 操作人员必须严格执行操作规程； ④ 保种最好饲养于隔离器中。 物种来源于无菌动物或悉生动物。
近交系动物的特点：
① 基因型相同，表现型一致，近交系数大于99％； ② 对受试物反应一致，实验结果重复性好，可比性强； ③ 遗传学背景明确； ④ 抵抗力差，对营养及饲养管理条件要求高； ⑤ 不同品系具有各自明显的特性。
2．封闭群(closed colony)
它是指一个不从外界引入新的血缘，采用非近
① 突变系动物因其突变多为病态； ② 其生活能力较弱；
③ 饲养管理要求严格，繁殖保种较为困难；
④ 适用于某一疾病机制研究。
4．杂交群(hybrid stock)
杂交群(hybrid stock)又称异系杂交，它是由 两个不同的近交品系杂交而繁殖的第一代动物，又 称为杂交一代（简称F1杂交动物）。 杂交群动物的特点：
① 它不具有育种功能； ② 杂交F1代动物遗传和表现均一性好； ③ 生活适应能力较近交系动物强； ④ 具备亲代双亲的特点，应用范围大。
(二) 按携带微生物分类
1.普通动物（conventional animals，CVA） 又称一级动物。 特点：
① 不带有动物烈性传染病和人兽共患病病原体; ② 对实验的反应性较差，实验结果不可靠，仅可供 教学示范及作为预备试验之用。
是指受试因素引起受试动物出现某种质效应的个体 数在群体中所占的比率，即受试动物群体在受试因素的 作用下出现某种质效应个体的频率。或受试因素引起受 试动物出现某种量效应并达到一定程度的个体在群体中 占有的比率。
3.剂量-效应(反应)关系 (1) 剂量-效应关系（指个体或群体中的个体） ( Dose-Effect Relationship ) 指受试物的剂量与实验动物个体发生量效应 强度之间的关系。 (2) 剂量-反应关系（指群体） ( Dose-Response Relationship ) 指受试物的剂量与实验动物群体中出现某种 质效应发生率之间的关系。
B.等浓度不等体积药液配制
例2：按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液？
剂量组：1000mg/kg 100mg/100g 受试物浓度：100mg/1ml 200g大鼠 2ml
100mg/kg
10mg/kg
100mg/1ml 0.2ml
100mg/1ml 0.02ml
(2) 喂00mg/100g
饲料中 受试物含量：400mg/10g饲料 （4%） 200g大鼠 20g饲料
400mg/kg
40mg/kg
40mg/10g (0.4%) 20g饲料
4mg/10g (0.04%) 20g饲料
三、受试物施加途径
1. 经口(胃肠道)
(1) 灌胃法 (2) 喂饲法 (3) 吞咽胶囊法。
首过效应(First pass effect)：
是指受试动物机体在受试物的接触部位对受 试物的阻隔作用或生物转化作用，从而使受试物 进入血液的量小于接触量。
吸收系数(Absorption coefficient)：
是指受试物被受试动物吸收入血的量与接触 量之比。
二、受试物溶液配制
溶剂和助溶剂要求
第一章 动物实验概述
动物实验基本要素：
处理因素
（研究因素） （受试因素）
受试对象
实验效应
（生物学特征改变）
(受试动物 )
实验组设计 对照组 阴性(正常)对照组 阳性(有效)对照组 溶剂(实验)对照组 ---剂量水平1 ---剂量水平2 ---剂量水平3…
处理组
对照组的意义
对照目的： 消除或减少非处理因素对实验效应的影
1.不与受试物发生化学反应； 2.不对实验效应产生影响； 3.在使用中不发生降解； 4.不影响受试物的稳定性。
常用溶剂与助溶剂：
1.溶剂： 水（生理盐水、蒸馏水等）
植物油（玉米油、橄榄油等） 2.助溶剂： 吐温-80或吐温85 羧甲基纤维素、月桂醇硫酸钠等
受试物配制方法
灌胃给药染毒的药液配制 灌胃量要求：
经济性原则
经济性原则是指尽量选用容易获得、价格便宜 和容易饲养的动物。 动物种属： 啮齿类动物-小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠