PCR和定量PCR的引物和探针设计
实时荧光定量PCR技术的原理及其应用
实时荧光定量PCR技术的原理及其应用引言实时荧光定量PCR（Polymerase Chain Reaction）技术是一种细胞遗传学和分子生物学研究中常用的分子检测技术。
它能够迅速、准确地进行DNA或RNA的定量测量，并在许多领域中广泛应用，例如基因表达分析、病原微生物检测和病毒定量等。
本文将重点介绍实时荧光定量PCR技术的原理和一些典型应用。
实时荧光定量PCR技术原理实时荧光定量PCR技术是在传统PCR反应的基础上发展而来的一种PCR变体。
其原理可以简单概括为光信号的实时检测和荧光强度的定量分析。
实时荧光定量PCR技术的具体步骤如下：1.引物与探针设计在实时荧光定量PCR反应中，合适的引物和探针设计是至关重要的。
引物用于在反应中特异性地扩增目标DNA或RNA序列，而探针则用于荧光信号的检测。
引物和探针的设计需要确保其与目标序列的亲和力和特异性，以避免非特异性扩增和假阳性结果。
2.标定曲线制备为了进行定量分析，需要事先制备一条标定曲线。
标定曲线通常是通过浓度已知的目标序列的一系列稀释样品制备的。
这些稀释样品经过PCR扩增后，荧光信号的强度与初始浓度呈线性关系。
通过测量待测样品的荧光信号强度，并利用标定曲线进行外推，可以获得目标DNA或RNA的定量结果。
3.PCR反应体系组装PCR反应体系的组装需要考虑到引物和探针的最优浓度，以及反应缓冲液、酶和模板DNA或RNA的最佳配比。
此外，反应体系中还需要加入辅助成分，如酶抑制剂和荧光染料，以提高PCR反应的特异性和灵敏度。
4.实时荧光检测及数据分析在PCR反应进行过程中，荧光信号会随着目标DNA或RNA的扩增而增强。
实时荧光定量PCR仪会实时监测和记录荧光信号的变化情况，并生成扩增曲线。
通过分析荧光信号的增长速度和荧光信号的峰值，可以确定目标DNA或RNA的起始浓度。
实时荧光定量PCR技术应用1. 基因表达分析实时荧光定量PCR技术在基因表达分析中被广泛应用。
taqman荧光定量pcr步骤
taqman荧光定量pcr步骤
TaqMan 荧光定量PCR（Real-time Quantitative PCR）是一种常用的分子生物学技术，用于定量检测特定核酸序列的表达水平。
以下是一般的TaqMan 荧光定量PCR 实验步骤：
1. 设计引物和探针：根据目标基因序列，设计合适的引物和TaqMan 探针。
2. 准备模板：提取待测样本的DNA 或RNA，并将其作为模板用于PCR 反应。
3. 反应体系准备：根据试剂盒说明书，准备反应体系，包括反应缓冲液、引物、探针、dNTPs、Taq 聚合酶等。
4. 设定反应条件：根据引物和探针的特性，设置合适的PCR 反应条件，如温度、时间等。
5. 加样和运行PCR：将准备好的反应体系和模板加入PCR 仪中，开始运行PCR 反应。
6. 数据采集和分析：在PCR 反应进行过程中，仪器会实时监测荧光信号，并记录每个循环的荧光强度。
根据荧光强度与循环数的关系，绘制荧光定量曲线，并进行数据分析。
7. 结果解读：根据荧光定量曲线和标准曲线，计算出目标基因的初始拷贝数或相对表达量。
定量pcr引物、探针设计原则
定量P C R引物、探针设计原则(总4页)-CAL-FENGHAI.-(YICAI)-Company One1-CAL-本页仅作为文档封面，使用请直接删除定量PCR 引物、探针设计原则自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR要求。
当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。
一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→配置反应体系→反应参数→重复实验，优化条件→获得曲线数据，比对标准曲线→再重复验证。
第一步：在第一步目的基因查找比对过程中可以利用NCBI genbank序列以及DNAstar等软件完成目的DNA或者RNA的查找与比对——这在分析测序报告的时候相信很多人操作过，这一步需要注意的就是要保证所分析的序列在一个contig（重叠群，即染色体的一些区域中毗邻DNA片段重叠的情况）内。
第二步：如果其它条件一致，那么这个第二步——引物探针的设计就可以说是定量PCR成败的关键了，通过各方面经验的总结有以下几个基本的原则：总体原则先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。
所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。
建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。
扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。
定量PCR引物探针设计原则
定量PCR引物探针设计原则定量PCR（Quantitative Polymerase Chain Reaction）是一种用于测量DNA分子数量的技术。
在进行定量PCR实验时，合理设计引物和探针非常重要，下面将探讨一些定量PCR引物和探针设计的原则。
1.引物设计原则：1.1引物长度：引物的长度一般在18-30个碱基对之间，过短的引物可能导致非特异性扩增，而过长的引物可能导致扩增效率降低。
1.2引物的GC含量：引物的GC含量应在40-60%之间，过高或过低的GC含量都可能导致非特异性扩增。
1.3引物的熔解温度（Tm）：引物的熔解温度应在50-60摄氏度之间，可以通过计算引物序列的碱基组成和长度来预测引物的Tm值。
1.4引物的特异性：引物的特异性是设计引物时最关键的考虑因素之一、引物的特异性可以通过检查与该引物匹配的靶标序列在基因组或转录组中的唯一性来评估。
可以使用生物信息学工具，如BLAST（基本局部序列比对）来分析引物的特异性。
此外，还可以使用引物的3'末端碱基序列的特异性来提高引物的特异性。
2.探针设计原则：2.1探针的长度：探针的长度一般在20-30个碱基对之间。
2.2探针的熔解温度（Tm）：与引物类似，探针的Tm值也应在50-60摄氏度之间。
2.3探针的特异性：与引物一样，探针的特异性也是设计探针时需要考虑的重要因素。
探针的特异性可以通过生物信息学工具来分析，如BLAST。
此外，还可以设计探针的3'末端碱基序列来提高其特异性。
2.4探针的化学修饰：在实验中，通常使用荧光标记的探针来实现定量PCR。
探针可以通过荧光基团，如FAM、VIC、HEX等进行标记。
此外，还可以在探针的两端引入磷酸酯键或磷酸二酯键等化学修饰，以提高探针的稳定性和特异性。
总结起来，定量PCR引物和探针的设计需要考虑引物长度、GC含量、熔解温度和特异性等因素。
在设计引物和探针时，可以使用生物信息学工具来分析其特异性，并通过化学修饰来提高其稳定性和特异性。
多重荧光定量pcr引物和探针设计方法
多重荧光定量pcr引物和探针设计方法多重荧光定量PCR（Multiplex qPCR）是一种利用多组引物和探针同时扩增和检测多个靶标序列的技术。
它具有高通量、高灵敏度、高特异性和高精确性的优点，广泛应用于基因表达定量、基因突变检测、病毒感染检测等领域。
为了设计适用于多重荧光定量PCR的引物和探针，需要考虑以下几个方面。
1. 靶标选择与设计首先，需要选择适合于多重荧光定量PCR的靶标序列。
靶标序列应具有明显的差异性，能够有效区分不同的样本。
此外，还应该考虑靶标序列的长度，推荐长度在100-200bp之间。
最好通过生物信息学工具进行靶标序列的选择和设计。
2. 引物设计在多重荧光定量PCR中，每个靶标序列需要设计一对引物。
引物的设计应遵循以下原则：（1）引物长度：引物长度一般在18-24个碱基之间，尽量保持相似的长度。
（2）引物Tm值：引物的熔解温度（Tm）应相似，通常应在55-65℃之间。
（3）引物特异性：引物应具有较高的特异性，避免与非靶标序列发生非特异性扩增。
（4）引物相互作用：不同引物之间应避免相互作用，特别是避免引物间的二聚体形成。
（5）GC含量：引物的GC含量应在40-60%之间，以保证扩增效果和特异性。
3. 探针设计多重荧光定量PCR中可以选择使用探针进行定量分析。
探针的设计应遵循以下原则：（1）探针长度：探针长度通常在16-30个碱基之间，最好控制在20个碱基左右。
（2）探针Tm值：探针的Tm值应相似，通常要比引物的Tm 值高2-5℃。
（3）探针结构：选择合适的探针结构，常用的有TaqMan探针、MGB探针、Scorpion探针等。
根据实验需求选择合适的探针结构，以提高灵敏度和特异性。
4. 引物和探针的检测验证在设计引物和探针后，需要进行实验验证。
可以通过单引物和单探针PCR进行验证，检测目标序列的特异性和效果。
如果存在非特异性扩增或效果不理想，需要对引物和探针进行修改和优化。
总的来说，多重荧光定量PCR引物和探针的设计需要考虑靶标选择与设计、引物设计、探针设计以及引物和探针的检测验证等方面。
多重荧光定量pcr步骤
多重荧光定量pcr步骤
多重荧光定量PCR（Multiplex real-time PCR）是一种同时检
测多个靶标序列的PCR技术。
它利用荧光标记的探针来定量
检测多个靶标序列的扩增产物。
以下是多重荧光定量PCR的
一般步骤：
1. 设计引物和探针：根据需要检测的靶标序列设计引物和探针，确保引物和探针的特异性和互补性。
2. 制备PCR反应体系：根据引物和探针的浓度，配制PCR反
应液。
通常包括模板DNA、引物、探针、Taq酶、缓冲液和
核酸酶水。
3. 负控和阳性对照：制备负控和阳性对照，用于检测PCR反
应系统的特异性和敏感性。
4. PCR反应：将PCR反应体系加入PCR管或板中，进行PCR 反应。
PCR反应包括一系列的循环，通常包括初始变性步骤、扩增步骤和终止步骤。
5. 数据采集和分析：通过实时荧光检测仪器实时监测PCR反
应过程中荧光信号的变化，得到荧光强度 vs. PCR周期数的曲线。
通过设置阈值，用于计算Ct值（循环阈值），并根据标
准曲线计算出待测样本中靶标序列的初始浓度。
6. 结果解读：根据Ct值和标准曲线，计算出待测样本中各个
靶标序列的相对数量和浓度。
需要注意的是，进行多重荧光定量PCR时，需要确保引物和探针的特异性和互补性，避免扩增产物的交叉反应。
另外，对于多重荧光定量PCR的反应体系和参数的优化，需要根据具体的实验要求和样本特点进行调整。
以上是一般步骤，具体操作可以根据实验条件进行调整。
PCR引物及杂交探针设计
5. 碱基要随机分布，避免5个以上的嘌呤或嘧啶 核苷酸的成串排列。 6. 引物自身不能有连续4个碱基以上的互补。 7. 引物之间不能有连续4个碱基以上的互补。 8. 引物5′端可以修饰。 9. 引物3′端不可修饰。
重复循环变性--退火--延伸三过程，就可获得 更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可 成为下次循环的模板。每完成一个循环需2～4 分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大 几百万倍。（230=1073741824）
PCR反应五要素：
引物 酶 dNTP 模板 缓冲液（其中需要Mg2+)
PCR引物的设计原则
PCR
引 物 区 域 选 择
实时定量RT-PCR
实时定量PCR原理
所谓实时荧光定量PCR技术，是指在PCR反应体系 中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个 PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量 分析的方法。
1. TaqMan荧光探针: PCR扩增时在加入一对引物的同时加入一个特异性的 荧光探针，该探针为一寡核苷酸，两端分别标记一个报告荧光基团和一个淬 灭荧光基团。探针完整时，报告基团发射的荧光信号被淬灭基团吸收; PCR 扩增时，Taq酶的5'-3'外切酶活性将探针酶切降解，使报告荧光基团和淬灭 荧光基团分离，从而荧光监测系统可接收到荧光信号，即每扩增一条DNA 链，就有一个荧光分子形成，实现了荧光信号的累积与PCR产物形成完全 同步。而新型TaqMan-MGB探针使该技术既可进行基因定量分析，又可分 析基因突变(SNP)，有望成为基因诊断和个体化用药分析的首选技术平台。
定量PCR引物探针设计原则完整版
定量P C R引物探针设计原则Document serial number【NL89WT-NY98YT-NC8CB-NNUUT-NUT108】定量PCR引物、探针设计原则自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR 要求。
当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。
一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→配置反应体系→反应参数→重复实验，优化条件→获得曲线数据，比对标准曲线→再重复验证。
第一步：在第一步目的基因查找比对过程中可以利用NCBIgenbank序列以及DNAstar等软件完成目的DNA或者RNA的查找与比对——这在分析测序报告的时候相信很多人操作过，这一步需要注意的就是要保证所分析的序列在一个contig（重叠群，即染色体的一些区域中毗邻DNA片段重叠的情况）内。
第二步：如果其它条件一致，那么这个第二步——引物探针的设计就可以说是定量PCR成败的关键了，通过各方面经验的总结有以下几个基本的原则：总体原则先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。
所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。
建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。
扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。
PCR和定量PCR的引物和探针设计
PCR和定量PCR的引物和探针设计PCR（聚合酶链反应）是一种用于扩增特定DNA序列的技术。
引物和探针是PCR中的关键组成部分，它们的设计对PCR的灵敏度和特异性至关重要。
引物是专门设计用于扩增目标DNA序列的两个短链DNA片段。
对于PCR反应的成功与否，引物的设计是至关重要的。
在引物设计中，以下几个因素需要考虑：1.引物长度：引物通常由18-24个碱基组成。
引物过短可能导致非特异扩增，而引物过长可能导致特异扩增低下。
2.引物序列：引物的序列应与目标DNA序列互补，以确保引物与目标序列之间的碱基配对。
避免引物序列中存在重复和寡聚核苷酸，以防止非特异扩增。
3.引物Tm值：引物的熔解温度（Tm）是引物与模板DNA断裂的温度。
引物的Tm值应相似，通常在50-65℃之间。
4.引物之间的互补性：引物之间应避免自身互补或与对方互补，以防止引物形成二聚体或无特异性扩增。
探针是一种带有荧光标记的SSO（特异性杂交寡核苷酸）或DSA（二链特异性杂交寡核苷酸），它能够检测到靶序列的扩增。
探针分为两类：探针（Hydrolysis Probes）和探针（Molecular Beacon Probes）。
1. 探针（Hydrolysis Probes）：这种探针包含一个与靶序列互补的引物和一个结合到引物上的荧光染料和一个淬灭器。
当DNA扩增反应进行时，引物与靶序列结合，使荧光染料与淬灭器距离远离，并发出荧光信号。
这种探针的设计需要考虑引物和探针之间的互补性，以确保特异性扩增和信号产生。
2. 探针（Molecular Beacon Probes）：这种探针是一段独特的DNA 或RNA序列，两端固定一个荧光染料和一个淬灭器。
当探针与靶序列结合时，形成一个折叠的结构，将荧光染料和淬灭器分开。
这种探针的设计需要考虑探针序列的互补性和结构的稳定性。
在引物和探针设计中1.特异性：引物和探针应与目标DNA序列具有高度特异性的互补性，避免与非目标DNA序列发生杂交。
定量PCR引物探针设计原则
定量P C R引物探针设计原则TTA standardization office【TTA 5AB- TTAK 08- TTA 2C】定量P C R引物、探针设计原则自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR要求。
当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。
一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→配置反应体系→反应参数→重复实验，优化条件→获得曲线数据，比对标准曲线→再重复验证。
第一步：在第一步目的基因查找比对过程中可以利用NCBI genbank序列以及DNAstar 等软件完成目的DNA或者RNA的查找与比对——这在分析测序报告的时候相信很多人操作过，这一步需要注意的就是要保证所分析的序列在一个contig（重叠群，即染色体的一些区域中毗邻DNA片段重叠的情况）内。
第二步：如果其它条件一致，那么这个第二步——引物探针的设计就可以说是定量PCR成败的关键了，通过各方面经验的总结有以下几个基本的原则：总体原则先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。
所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。
建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。
扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。
PCR引物和探针
引物设计原则：1．上下游引物要保守为了能够扩增出所需要的保守片段，必须对保守的100-200片段进行PCR 扩增。
所以引物的选取也要非常的保守。
2．上下游引物的长度一般为18-30bp之间，且Tm值在58-62℃之间，上下游引物的Tm值相差最好不超过2℃。
3．确保引物中GC含量在30-80%。
应避免引物中多个重复的碱基出现，尤其是要避免4个或超过4个的G碱基出现。
引物的3’端最好不为G或/和C。
引物3’端的5个碱基不应出现2个G或/和C。
4．避免引物内出现反向重复序列形成发夹二级结构，同时也应避免引物间配对形成引物二聚体。
5．跨外显子设计引物，用于区别或消除基因组DNA的扩增。
探针设计的基本原则：1.保守：探针要绝对的保守，有时分型就仅仅依靠探针来决定。
理论上有一个碱基不配对，就可能检测不出来。
2.Taqman探针的长度最好在25-32bp之间，且Tm值在68-72℃之间，确保探针的Tm值要比引物的Tm值高出5-10℃，这样可保证探针在退火时先于引物与目的片段结合。
3.确保探针中GC含量在30-80%。
4.避免探针中多个重复的碱基出现，尤其是要避免4个或超过4个的G碱基5.探针的5’端不能为G，因为即使单个G碱基与FAM荧光报告基团相连时，也可以淬灭FAM基团所发出的荧光信号，从而导致假阴性的出现。
6.Taqman探针应靠近上游引物，即Taqman探针应靠近与其在同一条链上的上游引物。
两者的距离最好是探针的5’端离上游引物的3’有一个碱基。
7.避免探针与引物之间形成二级结构。
8.对于多重定量PCR，例如SNP分型检测时，SNP位点应设计在探针的中间位置，并且两种探针的Tm值应相近。
定量PCR引物、探针设计原则
精心整理定量PCR引物、探针设计原则自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR要求。
当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。
一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→配置反应体系→反应参数→重复实验，优化条件→获得曲线数据，比对标准曲线→再重复验证。
第一步：在第一步目的基因查找比对过程中可以利用NCBIgenbank序列以及DNAstar等软件完成目的DNA或者RNA的查找与比对——这在分析测序报告的时候相信很多人操作过，这一步需要注意的就是要保证所分析的序列在一个contig（重叠群，即染色体的一些区域中毗邻DNA片段重叠的情况）内。
第二步：如果其它条件一致，那么这个第二步——引物探针的设计就可以说是定量PCR成败的关键了，通过各方面经验的总结有以下几个基本的原则：总体原则先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。
所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。
建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。
扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。
较短的扩增片段也容易保证分析的一致性。
保持GC含量在20％和80％之间，GC富含区容易产生非特异反应，从而会导致扩增效率的降低，以及出现在荧光染料分析中非特异信号。
定量pcr的原理和应用
定量PCR的原理和应用一、定量PCR的概述定量PCR（Quantitative PCR，简称qPCR）是一种用于精确测定DNA或RNA 在样本中的相对或绝对数量的技术。
相比传统的定性PCR，定量PCR能提供更加准确和可靠的分子生物学定量分析结果。
本文将介绍定量PCR的原理、方法和应用。
二、定量PCR的原理定量PCR基于传统PCR技术，通过测量PCR产物的实时累积情况来确定起始模板的数量。
其主要原理包括：1.设计引物和探针：定量PCR需要使用特异性引物和荧光探针来扩增和检测目标序列，引物的设计应考虑碱基配对的特异性和温度互补性。
2.实时检测：在PCR反应过程中，荧光探针与目标序列发生特异性结合，形成荧光信号。
通过实时监测PCR产物的荧光信号强度，可以确定目标序列的起始数量。
3.标准曲线法：定量PCR通常需要构建标准曲线来确定目标序列的起始数量。
标准曲线是由一系列已知起始数量的标准品制备而成，根据标准曲线上的荧光信号强度和已知起始数量的关系，可以推断出未知样本中目标序列的起始数量。
三、定量PCR的步骤定量PCR通常包括以下步骤：1.样本处理：将待测样本中的DNA或RNA提取和纯化，以获得高质量的核酸模板。
2.引物和探针设计：根据目标序列的特异性和相关基因信息，设计引物和荧光探针。
3.PCR反应体系的配置：根据实验需求和PCR仪器要求，配置PCR反应混合液，包括引物、荧光探针、DNA模板和PCR反应缓冲液等。
4.PCR反应条件的设置：确定PCR反应的温度和时间参数，包括退火温度、延伸时间和扩增周期数等。
5.实时荧光监测：将PCR反应体系加载到实时荧光PCR仪中，监测PCR反应过程中荧光信号的强度变化。
6.数据分析：利用实时荧光PCR仪软件对荧光信号数据进行分析，绘制标准曲线和计算目标序列的起始数量。
四、定量PCR的应用定量PCR在生物学研究和临床诊断中具有广泛的应用。
以下是定量PCR的主要应用领域：1.基因表达分析：通过定量PCR可以测定不同组织或细胞中特定基因的表达水平，揭示基因在生物学过程中的功能和调控机制。
实时荧光定量pcr的原理和方法
实时荧光定量pcr的原理和方法实时荧光定量PCR（qPCR）是一种分子生物学技术，用于检测和定量特定DNA或RNA序列的存在和相对丰度。
它可以在短时间内快速、准确地测量目标序列的数量，并在许多领域中被广泛应用，包括基因表达分析、病原体检测和基因突变分析等。
实时荧光定量PCR的主要原理是通过放大DNA模板，并使用荧光探针或染料进行实时监测。
这些荧光探针通常是DNA寡核苷酸序列，带有一个共振能量转移对（RET pair），由一个荧光引物（donor）和另一个荧光引物（acceptor）组成。
在初始的PCR循环中，通过在高温下使DNA变性，使两个引物和DNA分离。
在下一个低温的退火步骤中，这两个引物会与DNA互补结合。
当两个引物结合到DNA模板上时，它们的荧光引物也会接近彼此，从而使共振能量转移发生，导致荧光信号减弱或消失。
这种现象被称为荧光淬灭。
当PCR循环继续进行时，每个复制周期会以指数级增加DNA模板的数量。
由于引物的结合会导致荧光淬灭，因此在每个PCR循环的末尾，荧光信号将与DNA模板的数量成正比。
实时荧光定量PCR中常用的荧光探针有探针PCR和SYBR Green。
探针PCR使用两个引物和一个荧光探针，该探针带有一个荧光团和一个辅助荧光团。
在荧光探针与DNA模板结合时，两个荧光团之间的共振能量转移会发生，导致荧光信号的减弱。
SYBR Green则是一种将DNA结合的染料，在PCR循环中，SYBR Green会与所有DNA结合，并发出荧光信号。
使用探针PCR时，可以通过测量荧光信号的减弱来确定目标DNA的存在量。
而使用SYBR Green时，可以通过测量荧光信号的增加来判断目标DNA的数量。
实时荧光定量PCR的操作过程如下：1. DNA提取和纯化：从样品中提取所需的DNA或RNA，并经过纯化处理，以去除可能干扰PCR反应的杂质。
2. 引物设计：设计适合的引物和荧光探针，以在PCR反应中特异性地扩增目标序列。
定量PCR 引物、探针设计原则
定量PCR 引物、探针设计原则自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR要求。
当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。
一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→目的DNA第二步：保持GC）?典型的引物18到24个核苷长。
引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。
但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。
较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。
Tm值在55－65℃（因为60℃核酸外切酶活性最高），GC含量在40%－60%引物之间的TM相差避免超过2℃引物的3’端避免使用碱基A，引物的3’端避免出现3个或3个以上连续相同的碱基为避免基因组的扩增，引物设计最好能跨两个外显子。
Taqman探针技术要求片段长度在50bp－150bp?引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。
?探针设计原则探针位置尽可能地靠近上游引物探针长度应在15-45bp（最好是20-30bp)，以保证结合特异性检测探针的DNA折叠和二级结构Tm值在65-70℃，通常比引物TM值高5-10℃（至少要5℃），GC含量在40%－70%探针的5’端应避免使用G鸟嘌呤——因为5'G会有淬灭作用，而且即使是被切割下来还会存在淬灭作用。
整条探针中，碱基C的含量要明显高于G的含量——G含量高会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。
定量PCR引物探针设计原则
定量PCR引物探针设计原则1.引物长度：最好控制在18-25个碱基对之间。
过短的引物会导致特异性降低，而过长的引物则会增加杂交的机会，影响PCR的特异性。
2.引物序列：引物应与目标基因序列高度匹配，避免引物与非特异性DNA结合。
引物的GC含量应在40-60%之间，以确保适当的结合力。
3.引物互补性：引物设计时，互补性不应超过3个碱基对。
互补性太高可能会导致杂交产物增多，影响PCR的特异性。
4.引物Tm值：引物的熔解温度（Tm）应在55-65°C之间。
Tm值过高可能导致引物与非特异性DNA杂交，而Tm值过低可能导致引物无法精确结合目标DNA。
5.引物的位置：引物应设计在目标基因的保守区域，避免设计在多态性位点或重复序列区域。
1.引物-探针互补性：引物和探针应该具有很高的互补性，以确保探针与引物结合后能够产生一个稳定的引物-探针结合物。
2.探针设计：探针通常由一个荧光染料和一个QSY抑制剂构成。
荧光染料的选择应是稳定的、不受PCR反应条件的影响的。
QSY抑制剂充当了探针的标记基团，它通过修饰荧光染料对荧光信号进行猝灭。
3.探针-引物适配性：探针和引物之间应该是完全互补的，以确保引物和探针都能够准确结合目标DNA，并且防止任何非特异性杂交的发生。
4.简并位点：在设计探针时应避免引物和探针设计在简并位点上，这样可以确保在PCR过程中特异性扩增。
5.荧光信号强度：探针设计时还应考虑荧光信号的强度。
一般而言，较强的荧光信号会导致更高的检测灵敏度，但较低的信号可能会增加误差。
总而言之，定量PCR引物和探针的设计需要遵循一系列原则，以确保可靠性和准确性。
这些原则包括引物长度、序列、互补性和Tm值的控制，引物的位置选择以及荧光染料和QSY抑制剂的合理选择和设计。
通过遵循这些原则，可以提高定量PCR的特异性和灵敏度，并准确测量样本中的目标基因表达水平。
定量pcr的方法
定量pcr的方法
定量PCR（qPCR）是一种基于聚合酶链式反应（PCR）的方法，用于准确测量目标DNA序列的数量。
定量PCR是通过测量PCR反应过程中产生的荧光信号的数量来实现的。
下面是定量PCR的步骤：
1. DNA模板准备：从样品中提取目标DNA，并通过DNA纯化方法去除任何污染物。
2. 引物设计：设计一对特异引物，其序列和目标DNA序列互补，并位于目标DNA的两侧。
3. 反应体系准备：准备PCR反应混合物，包括目标DNA模板、核苷酸混合物、引物、聚合酶和缓冲液。
4. PCR反应：使用热循环仪进行PCR反应，其中包括一系列温度变化的步骤。
这些步骤包括：变性（95C），引物结合（60C），延伸（72C），这些步骤的循环重复30-40次。
5. 荧光信号检测：在PCR反应过程中，添加一个荧光标记的探针，该探针与目标DNA序列互补。
在每个PCR循环后，使用荧光检测系统测量荧光信号的强
度。
信号的强度与目标DNA的数量成正比。
6. 数据分析：根据荧光信号的强度，利用标准曲线法或比较阈值法确定目标DNA的浓度。
标准曲线法使用已知浓度的标准样品，通过荧光信号强度与目标DNA浓度的关系曲线来确定未知样品中目标DNA的浓度。
比较阈值法根据PCR 产物的周期阈值来判断目标DNA的存在和浓度。
定量PCR是一种灵敏和准确的方法，可用于检测和测量低浓度的目标DNA。
它广泛应用于基因表达分析、疾病诊断、食品安全和环境监测等领域。
PCR和定量PCR的引物和探针设计
PCR和定量PCR的引物和探针设计PCR（聚合酶链反应）和定量PCR（实时荧光定量聚合酶链反应）是现代分子生物学中常用的实验技术，用于扩增和检测DNA序列。
在 PCR和定量 PCR 中，引物（primers）和探针（probes）的设计是非常重要的，因为它们直接影响到实验的灵敏度和特异性。
引物是一对短的DNA分子，通常由15-30个核苷酸组成，它们会被限制性酶切割出位于目标序列两端的DNA片段。
引物的设计需遵循以下几个原则：1.引物的碱基组成：引物应具有合适的碱基组成。
GC含量较高的引物有更强的互补性和比特性，但也更容易形成二聚体，影响PCR反应的特异性和效率。
通常引物的GC含量应在40%-60%之间。
2.引物的长度：引物的长度应在18-28个碱基对之间。
引物过短会导致扩增产物的非特异性，引物过长会降低扩增效率。
3. 引物的 Tm 值： Tm 值（熔解温度）是指引物与模板 DNA 结合时解链的温度。
引物的 Tm 值应保持一致，一般在55°C - 65°C 之间。
在设计扩增子（amplifier）时，引物的 Tm 值差异应在1°C 以内，以确保扩增的特异性。
探针是一种特殊的分子，它包含一个与目标序列完全互补的引物序列和一个荧光染料分子。
探针的设计需遵循以下几个原则：1. 荧光染料的选择：选择一个与实验设备所能感测的波长相适应的荧光染料。
常见的荧光染料有荧光素（Fluorescein）、荧光素异硫氰酯（FITC）以及羧基甲基罗damine（ROX）等。
2. Quencher 的选择：设定探针的Quencher。
一般使用的Quencher是BHQ1，或者参考其他文献上的Quencher的讯息。
3.引物和探针的序列：引物和探针的序列应与目标序列完全互补。
引物和探针的设计应尽量避免任意位置出现连续的鸟嘌呤（G）或者鸟嘧啶（C），以避免互结和三聚体的形成。
4.引物和探针的位置：引物和探针的位置非常重要。
定量PCR 引物、探针设计原则
精心整理定量PCR引物、探针设计原则自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR要求。
当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。
一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对→探针与引物设计→探针与引物合成→的DNA保持GC典型的引物18到24个核苷长。
引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。
但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。
较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。
Tm值在55－65℃（因为60℃核酸外切酶活性最高），GC含量在40%－60%引物之间的TM相差避免超过2℃引物的3’端避免使用碱基A，引物的3’端避免出现3个或3个以上连续相同的碱基为避免基因组的扩增，引物设计最好能跨两个外显子。
Taqman探针技术要求片段长度在50bp－150bp引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。
探针设计原则探针位置尽可能地靠近上游引物探针长度应在15-45bp（最好是20-30bp)，以保证结合特异性检测探针的DNA折叠和二级结构Tm值在65-70℃，通常比引物TM值高5-10℃（至少要5℃），GC含量在40%－70%探针的5’端应避免使用G鸟嘌呤——因为5'G会有淬灭作用，而且即使是被切割下来还会存在淬灭作用。
整条探针中，碱基C的含量要明显高于G的含量——G含量高会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。
pcr荧光探针法原理
pcr荧光探针法原理PCR荧光探针法是一种检测基因的方法，它利用聚合酶链式反应（PCR）技术和荧光标记探针的特性来检测目标序列的存在和数量。
其原理如下：1. 设计引物：首先根据目标序列的DNA序列设计两个引物，一个位于目标序列起始位置的5'端，另一个位于目标序列末端的3'端。
这两个引物将在PCR反应中作为DNA合成的起始点。
2. 设计荧光探针：接下来设计荧光标记的探针，通常是由一段与目标序列互补的DNA序列和一种荧光染料以及一个与染料不相互作用的猝灭剂组成。
当探针与目标序列结合时，猝灭剂与荧光染料相互作用，使荧光信号无法被探测到。
3. PCR反应：将样本DNA与引物和荧光探针一起加入PCR反应体系中，通过多次的温度循环，使目标序列的数量指数级增加。
在每个循环的延伸阶段，DNA聚合酶将开始合成新的DNA链，其中也包括目标序列。
4. 检测信号：在PCR反应过程中，荧光探针与目标序列结合后会被DNA聚合酶附近的核酸酶消化，猝灭剂失去与荧光染料的相互作用，导致荧光信号被释放出来。
这个信号可以通过荧光定量PCR仪器来检测和记录。
5. 数据分析：通过比较荧光信号的强度，可以判断目标序列的存在与否。
若目标序列在样本中存在，荧光信号将逐渐增加；若目标序列不存在，荧光信号将保持较低的水平。
根据荧光信号的量化结果，可以计算出目标序列在样本中的数量。
总之，PCR荧光探针法通过PCR反应扩增目标序列，并通过荧光信号来判断目标序列的存在和数量。
该方法具有高灵敏度、高特异性和实时监测的特点，被广泛应用于基因检测、病原体鉴定和遗传疾病诊断等领域。
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引物和探针设计 –PCR 和定量PCR基本原理引物设计的重要因素针对特殊应用的其他提示引物的质量和纯度目录1247基本原理引物是短的寡核苷酸，充当DNA复制的起始点。
因为几乎所有DNA聚合酶都不能从头合成，所以它们需要一个3'-羟基作为DNA合成的起始点。
这个3'-羟基由相配的引物提供。
引物在体内由RNA聚合酶（称为引物酶）生成。
这些引物（在此为小RNA）由DNA聚合酶用作延长的起始点。
在延长过程中，RNA引物降解并由DNA取代。
体外扩增反应，如聚合酶链反应（PCR）或逆转录（RT），需要引物。
通过选择特异的引物序列，DNA 片段的所需区域可得到扩增。
对于大多数PCR反应，决定整个反应成功与否的最重要因素是引物的序列和质量。
在开始引物设计之前，必须弄清以下几点：PCR的目的（例如定量检测、克隆、基因分型）PCR类型（定量PCR、RT-PCR、长片段PCR)样品材料（基因组DNA、RNA、微小RNA）可能的问题（例如假基因、SNP)1引物设计的重要因素2有一些不同的软件工具可用于引物设计和序列分析。
它们能简化相配引物对的搜索，一般考虑以下标准。
最流行的软件为Primer 3()，它是大多数基于网络引物设计应用的基础。
典型的引物长度为18-30个碱基。
短的引物（15个核苷酸以下）能非常高效地结合---但是它们的专一性不够。
非常长的引物能提高专一性，但是退火效率低，从而导致PCR 产物量低下。
应避免编码单一序列和重复序列的引物。
引物长度和专一性引物的GC 含量应介于40%和60%之间。
应避免聚-（dC ）-或聚（dG ）-区域，因为它们会降低退火反应的专一性。
聚-（dA ）-和聚（dT ）-也应避免，因为这会生成不稳定的引物-模板复合物，从而降低扩增效率。
平衡GC含量，避免GC-和AT-富集区域退火温度是基于引物的解链温度（Tm ）计算。
最常用的解链温度计算公式显示如下。
“2+4”法则，亦称华莱士法则，对于极短的寡核苷酸（最多14个碱基）有效，该法则提出每个AT 对能将双链DNA 的解链温度提高2°C ，每个GC 对则能提高4°C 。
GC 法则（适用于长于13个碱基的序列）也是一种简单但同时相当不准确的方法。
两种法则都假设退火发生于以下标准条件下：50 nM 引物、50 mM Na + 和pH 7.0。
“盐调整”法稍微准确一些，考虑到了反应缓冲液中的Na+离子浓度。
最复杂的方法称为“碱基堆积”法。
这里的计算中包括了杂交期间的焓（H ）和熵（S ）。
计算出的解链温度可用于估算最佳退火温度。
但是，经常需要经验性地估算最佳温度。
55°C 和65°C或极相近的解链温度。
退火温度Tm = 2 °C • (A + T) + 4 °C • (G + C)Tm = 64.9 °C + 41 °C • (G + C -16.4)(A + T + G + C)Tm = 100.5 °C + 41 °C • • 16.6 • log 10([Na +])C + G A + C + G + T 820A + C + G + T 提示3引物设计应避免一条引物内的互补性超过3个碱基。
如果不遵循这个法则，那么可能出现使引物不能与其目标序列结合的二级结构。
引物之间的同源性也应避免，尤其在作为扩增起始点和关键区域的3'端。
同源性将导致强引物二聚体形成，后者将与所需要的PCR 反应竞争资源，导致PCR 效率降低，在极端情况下，甚至导致完全无特异性PCR 产物生成（图1）。
避免互补的引物序列应小心避免在退火步骤期间将PCR 引物的3'端错配。
3'端为G-或C-核苷酸较好，因为能增加结合强度。
同时它将提高PCR 效率，因为引物-模板符合物的开放将达到最小。
但是，超过3个G/C 碱基将会具有负面效果，因为会降低反应的专一性。
3’-序列A B5’ ACGGATACCA TGCC T A T G 3’5’ ACTTGCATGTCTA GTCAC 3’3’ CAGTG AGTTACATGACTG 5’5’ ACGGATAC CA TGCCTA TG 3’图 1 A B4在两步法RT-PCR 应用中，mRNA 必须转录为cDNA 。
在这种情况下，采用不依赖序列的引物，例如寡（dT ）引物或随机六聚体。
在采用寡（dT ）引物时，推荐选择3'端引物用于以后的PCR 反应。
原因是许多逆转录酶不能高效地将全长mRNA 序列转录到5'端。
图 2 RNA 特异分析是可靠的基因表达定量分析的基础。
PCR product no PCR productupstream primer downstream primerGenomic DNA mRNA RT-PCR ProductB提示锚定的寡（dT）n引物与聚（A）尾部的起点杂交，这样能确保mRNA编码部分的靶向转录。
这是生成全长cDNA的大多数两步RT-PCR应用中较受欢迎的引物延伸法。
提示如果目标序列位于基因的5'dT）n引物的混合物用于逆转录步骤。
一般采用60µM随机六聚体和2.5µM寡（dT）n。
实时PCR为了达到高效反应，应将实时PCR应用的引物设计为能生成短的扩增子。
用结合DNA双链的荧光染料（如SYBR Green I）分析时的扩增子长度应短于300 bp，探针分析时的扩增子长度应短于150 bp。
提示PCR条件下运行。
为了达到这一目费的ProbeFinder软件设计，那么最佳退火温度都是60°C。
对于TaqMan®分析的设计，应遵循以下推荐：扩增子长度应小于150 bp。
荧光标记染料不应结合到G-残基，这样可以避免探针的5'端上出现G-残基。
选择能为探针提供C'多于G'的链。
最大TaqMan 探针长度为30个碱基，以获得最佳退火效果。
探针的Tm应介于68-70°C之间。
探针应经HPLC纯化，母液（通常为2-4µM）应在-20°C下等分和保存。
应避免反复冻融（写成冷冻、融化）循环。
（又参见“引物的质量和纯度”）设计引物应在设计完探针后进行。
引物设计应尽可能接近探针而又不与探针重叠。
良好的距离应为距探针3个核苷酸。
引物的Tm应比探针低8-10°C，通常应为至少60°C。
TIP围绕探针设计多个引物。
562-6个碱基，并选择正好在DNA 片EcoR I, BamH I, Kpn I, Xba I ）。
对于ProbeFinder 软件，最佳退火温度都是60°C 。
对于相关生物序列的扩增，例如研究微生物生态学时的普通情况，使用简并引物可能会有帮助。
简并引物是相似寡核苷酸的混合物，具有相同序列—除了所选的（简并）位置以外—并使得相似的序列被共同扩增。
简并引物也能用于引物设计必须基于蛋白质序列时。
简并引物锁核酸（LNA ）是核苷酸类似物，其中核糖环由亚甲基桥封闭。
LNA-核苷酸与其互补碱基配对。
其优势在于LNA-核苷酸增加寡核苷酸的解链温度，每个LNA 单体可增加2-8°C ，从而比标准寡核苷酸提高了专一性。
这个优势可用于一系列不同的应用，尤其是在微小RNA 的定量分析中或在Universal ProbeLibrary 通用型探针的使用中。
LNA 引物如果必须引入限制性位点，那么应在引物的5'端进行。
克隆O O O O O O P B LNA 8-mer5’-TGC T GGTC-3’3’-ACG A CCAC-5’3’-ACG G CCAC-5’T mPerfect Match SingleMismatchO O O OO P BDNA 8-mer5’-TGC T GGTC-3’71 °C 35 °C 45 °C 25 °C 26 °C10 °C提示引物的质量和纯度引物的质量和纯度茎环引物茎环引物主要用于逆转录期间，以便后面进行微小RNA的量化分析。
茎环引物结合到微小RNA的3'端，这样它可由逆转录酶进行转录。
然后借助于微小RNA特异性正向引物、逆向引物和水解探针（TaqMan 探针），可以对RT产物进行定量分析（Chen等人,2005）。
引物的质量和纯度如果可能的话，应只采用高度纯化的引物（例如HPLC纯化）。
在非纯化引物样品中，总会存在较短的片段，这是引物合成期间生成的副产物。
这些副产物将促进引物二聚体的形成，并将降低PCR反应的敏感性和产量。
提示PCR产物，PCR反应中应始终采用HPLC纯化引物，以及具有热启动功能的聚合酶。
FastStart Taq聚合酶，dNTPack和FastStart高保真PCR系统，dNTPack以及所有FastStartUniversal SYBR Green、LightCycle 480/2.0系列的SYBR Green Master Mix或Probes MasterMix都含有经过化学修饰的酶，这些酶在75°C以下将失活。
在PCR开始时，95°C下短时Transcriptor一步式RT-PCR PCR期间的引物二聚体，从而提高专一性。
引物通常以冻干制剂提供。
它们可以保存在2-8°C的冰箱中。
引物母液应在-20°C下等分和保存。
应避免反复的冷冻、融化循环。
提示为了生成浓缩母液（例如100µM），应采用以不含核酸酶的水配制的、适合于PCR的低浓度无菌Tris缓冲液（5-10µM，pH 7-8）。
纯水的缺点是没有缓冲能力。
这样， pH值将经常处于4-5的范围内。
引物在这个pH值下不稳定。
应避免TE缓冲液，因为它含有会结合Mg2+离子的EDTA，而Mg2+离子是PCR反应中的主要成分。
7PCR Applications Manual, 3rd edition (2006), Roche Applied b FAQS: Find a quick solution, 3rd edition (2007), Roche Applied Science.Technical Tip: Real-Time PCR – The Essentials, Roche Applied Science.Technical Tip: Relative Quantification in Perfection, Roche Applied Science.Chen C, et al. (2005) Nucleic Acids Res. 2005; 33(20): e179.SantaLucia, J. (1998) Proc. Nat. Acad. Sci. USA 95, 1460.Allawi, H.T. and SantaLucia, J. Jr. (1997) Biochemistry 36, 10581.Published by© 2010 Roche Diagnostics LimitedAll rights reserved.更多阅读材料网页文献罗氏诊断产品(上海)有限公司罗氏应用科学部上海市淮海中路1045号淮海国际广场12楼 邮编: 200031Tel: +86 21 2412 1000 Fax: +86 21 2412 1188订货热线：800-820-3361 400-820-3361技术服务：800 820 0577邮箱：china.as@北京分公司北京市东城区东长安街1号东方广场东方经贸城中二办公楼六层09室 邮编: 100738Tel: +86 10 8515 4100 Fax: +86 10 8515 4188广州分公司广州市环市东路403号 广州国际电子大厦25楼邮编: 510095Tel: +86 20 8713 2600 Fax: +86 20 8713 2700TRADEMARK DISCLAIMER The information contained in this document is intended to assist researchers in their activities. Roche does not guarantee experimental results basedon the information contained /sis/campaigns/qpcr/index.jsp /specialsPROBELIBRARY and LNA are registered trademarks of Exiqon A/S, Vedbaek, Denmark.SYBR is a registered trademark of Molecular Probes, Inc.FASTSTART, LIGHTCYCLE and TAQMAN are trademarks of Roche.Other brands or product names are trademarks of their respective holders.。