大鼠和小鼠腹主动脉穿刺采血法
大鼠取血方法及注意事项
大鼠取血方法及注意事项以大鼠取血方法及注意事项为标题，我们将详细介绍大鼠取血的步骤和需要注意的事项。
大鼠取血是实验室常用的操作步骤之一，正确的取血方法能够确保实验结果的准确性和可靠性。
一、大鼠取血的方法1. 麻醉大鼠：在进行大鼠取血前，首先需要麻醉大鼠。
常见的麻醉方式包括：静脉注射麻醉剂、吸入麻醉剂或麻醉气体等。
选择合适的麻醉方式应根据实验的需要和大鼠的品系、年龄等因素来确定。
2. 选择合适的取血部位：大鼠取血可选择的部位有尾静脉、颈静脉、股静脉等。
一般情况下，常用的取血部位是尾静脉，因为该部位较容易操作且出血量较大。
3. 准备取血器材：取血器材包括注射器、针头、血管夹等。
注射器的容量应根据实验需要来选择，一般常用的是1ml或3ml的注射器。
针头的选择应根据大鼠的大小来确定，一般较小的大鼠可选择22G 或23G的针头。
4. 清洁取血部位：在进行大鼠取血前，需要先用70%酒精或碘酒等消毒液清洁取血部位，以避免感染。
5. 插入针头：将针头插入静脉血管中，一般插入角度为30度左右，插入后要确保针尖进入血管腔内。
6. 固定针头：当针头插入到合适的位置后，需要用血管夹固定住针头，以防止针头脱出或移位。
7. 采集血液：打开注射器的活塞，缓慢地抽取所需血液量。
在抽取血液时，要注意避免对大鼠造成过度的伤害或疼痛。
8. 停止出血：当取得足够的血液样本后，可以用消毒棉球轻压在取血部位，帮助止血。
9. 处理取血部位：取血结束后，要及时用消毒液清洗取血部位，以防止感染。
二、大鼠取血的注意事项1. 需要遵守实验伦理规范：在进行大鼠取血前，需要确保已经获得了相关的伦理批准，并遵守实验动物的使用和保护规定。
2. 需要专业技术人员操作：大鼠取血需要经过专业培训和指导后才能进行，确保操作的准确性和安全性。
3. 需要注意大鼠的健康状况：在进行大鼠取血前，需要确保大鼠的健康状况良好，没有明显的疾病或受伤。
4. 需要合理控制取血量：取血量应根据实验的需要来确定，避免过度取血造成大鼠的伤害。
大小鼠各种采血方法与最大采血量
大小鼠各种采血方法与最大采血量1剪尾采血小鼠每次采血量0.1ml ，大鼠每次采血量0.3-0.5ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置于50C热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
2摘除眼球采血小鼠采血量0.6-1ml左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
大鼠少用。
3心脏采血小鼠采血量0.5-0.6ml ，大鼠采血量1-1.5ml鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4 肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5 号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
4断头采血小鼠采血0.8-1.2ml ，大鼠采血量5-10ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠颈部约1/2-4/5 ，让血液流入试管。
5眼眶静脉丛采血小鼠采血量为0.2-0.3ml ，大鼠采血量为0.4-0.6ml 取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1〜1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。
取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。
采血后纱布轻压眼部止血。
小鼠、大鼠、豚鼠及家兔均可采取此法取血。
刺入深度小鼠为2-3mm，可采血0.2-0.3ml ;大鼠为4-5mm 可采血0.4-0.6ml 。
实验动物给药和采血方法
实验动物给药和采血方法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
常见实验小鼠采血方法
常见实验小鼠采血方法小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了常见的小鼠采血方法，仅供参考：一只成年小鼠的循环血量大约是1.5~2.5ml，大约体重的6~8%。
在对营养状况良好的小鼠进行采血时，单次采血量最多可以到达循环血量的10%，（例：若20克小鼠，它的总血量约占1.2-1.4毫升，即每次取120ul-140ul血液不会对小鼠有太大的影响）。
采血之后应该给予温热的等渗溶液补充，可以在2~3个星期内恢复原有的水平。
两周采血量小于血液循环的10%，单周小于7.5%，小鼠血液循环72ml/kg实验室常用抗凝剂：乙二胺四乙酸（EDTA）盐、枸橼酸盐、草酸盐、肝素实验室常用采血管：（采血后立即颠倒混匀8次）1.黑色：枸橼酸钠；血沉2.浅蓝色：枸橼酸钠；血凝试验（如PT、APTT）3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素4.紫色：EDTA-K2；血常规（血液细胞分析）5.绿色：肝素锂；大部分生化、血氨6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2；血糖7.棕色：肝素钠或EDTA-K2；血铅8.浅黄色ACD管：葡萄糖、抗凝剂；血库试验9.浅黄色SPS管：SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养尾尖采血麻醉小鼠后，用温水（但水温不要过高）擦拭尾巴，引起轻微的血管扩张。
用无菌手术刀、刀片或锋利的剪刀，快速截断小鼠尾尖0.5-1cm。
如果需要多次采血，之后每次仅需截除2-3mm。
可以从尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，这会降低血样的质量，增加溶血的风险）。
可以用毛细采血管收集血液，或直接滴入收集管中。
采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银，6%液体火棉胶）来止血。
每次采血量大约可达0.1ml。
眼眶静脉丛采血优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。
血流较快，采血量多，能在较短时间内采约0.5mL血。
伤口较小，愈合较快。
成功率高，死亡率低。
实验动物采血指南讲述
实验动物采血指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
实验动物采血方法
(一)小鼠、大鼠采血法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
6摘眼球采血
一、1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
实验动物采血指南讲述
实验动物采血指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
摘眼球采血
一、1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
大鼠小鼠采血标准操作规程
目的规范实验人员进行大、小鼠采血的操作程序。
适用范围适用于需要对大、小鼠的采血操作。
职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的采血方法，并严格遵守本规程。
规程.1 大小鼠常用的采血方法有：眼眶静脉丛采血、剪尾采血、摘眼采血、心脏采血。
.2 眼眶静脉丛采血操作规程（如图）.2.1 采血前可按《大鼠小鼠麻醉标准操作规程》(CCAL-SY-SOP-24)将实验动物浅麻醉，但一般情况下不用。
.2.2 按抓取方法抓取实验动物，左手拇指、食指从背部较紧地握住实验动物的颈部（应防止动物窒息）。
.2.3 取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
右手持长颈(3-4cm)硬质毛细玻璃管（内径 0.5-1.0mm），将采血管与面部成 45°的夹角，在泪腺区域内，用采血管由眼内角在眼睑和眼球之间向喉头方向刺入。
.2.4 刺入深度小鼠约为 2-3mm，大鼠约为 4-5mm，当达到蝶骨感到有阻力时，再稍后退 0.1-0.5mm，边退边抽。
.2.5 将采血管保持水平位，稍加旋转并后退吸引，由于血压的关系，血液回自动流入玻璃管中。
.2.6 得到所需的血量后，立即除去加于颈部的压力，同时拔出采血管。
为防止术后穿刺孔出血，用消毒纱布压迫眼球 30 秒。
.2.7 20-30g小鼠每次可采血0.2-0.3ml，200-300g大鼠每次可采血0.4-0.6ml 采血部位大约 3-7d 修复）。
.3 小鼠眼眶采血简易方法：用注射器针头代替毛细玻管，插入后挑起或压迫眼球，血液自动流出滴下。
.2 剪尾采血操作规程需血量较少时常用此法。
先将实验动物固定，将鼠尾浸在 45-50℃温水中浸泡数分钟或使用酒精棉球反复擦拭擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1-2mm(小鼠)或 5-10mm(大鼠)，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接使用吸管吸取。
常用实验动物的采血方法简介
常用实验动物的采血方法一小鼠和大鼠的采血方法1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。
先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。
采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。
此法每只鼠一般可采血 10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。
2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。
若技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。
如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。
3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。
4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性分离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。
5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。
6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
7、股动脉采血:大量取血时常用此法。
需手术分离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达 0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。
二豚鼠、家兔的采血方法1、家兔耳缘静脉采血穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。
具体方法同耳缘静脉注射给药。
此法一次可采血5～lOml，可多次重复使用。
大小鼠血清采集
大小鼠血清采集一、仪器耗材（一）共用低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。
（二）小鼠1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。
（三）大鼠麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。
二、操作方法（一）小鼠血清的采集1、摘除眼球采血（1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2、分离血清（1）将EP管中的血室温静置2小时；（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。
3、注意事项（1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；（2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；（3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量；（4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；（5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液；（6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血；（7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；（8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。
实验室小鼠腹主动脉血液采集的优缺点
206实验室小鼠腹主动脉血液采集的优缺点王晓娜（沈阳沈化院测试技术有限公司，辽宁沈阳 110000）摘 要：大鼠和小鼠是医学科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量[1]。
并且在农药、医药、化学品等试验中，小鼠试验是有着显著性意义的，所以小鼠血液的正确采集被视为一项重要且有难度的工作，血液指标的检测更是有着极大的意义，在试验中摸索不同的采血方法并提炼其精华是工作人员的职责所在。
本文通过工作人员在试验中的经验摸索详细的描述了小鼠腹主动脉采血法的优缺点，为国内相关工作人员采集小鼠血液提供了很好的借鉴，对血液学的检测有深远意义。
关键词：小鼠；腹主动脉；血液采集1 材料与方法1.1 实验动物5周龄SPF等级小鼠80只，雌雄各40只。
1.2 实验器材采血针、酒精棉球、采血管、CO2麻醉罐、解剖板、手术剪、镊子等。
1.3 麻醉方法采用CO2麻醉法麻醉，将小鼠放入麻醉罐中，麻醉到适当深度（身体松弛，呼吸深而缓）后取出，取出后将其罩在麻醉面罩下。
1.4 消毒方法将麻醉后的小鼠腹部朝上固定于解剖板上，用固定针固定其四肢，用0.9 %生理盐水将动物腹部皮毛喷湿。
1.5 采血过程采血时间选择在上午空腹进行，拿取采血管，从生殖器上部至剑状软骨，用手术剪呈“V”字型开腹，右手取一张洁净滤纸轻轻将肠管推向动物身体左侧，充分暴露出中间粉红色腹主动脉，将采血针针尖斜面朝下向心脏方向刺入腹主动脉，进针速度要迅速，进针手不可乱动，保持针尖水平防止滚针，见采血针內有回血左手立即将采血管插入采血针尾部，采血量达到检测需求方可拔出采血针。
依据检测要求选择相应的抗凝剂，含有抗凝剂的采血管在采血后应该立即上下颠倒混匀，若采集时间稍长则需要边采血边摇管，使血液与抗凝剂充分混合，防止血液凝固，注意动作要轻缓。
采血过程中不断观察小鼠，麻醉面罩要根据小鼠状态取下或罩上，采血后，用手术剪剪断动物腹腔大血管，充分放血，将洁净滤纸盖在其上面防止血液乱溅。
常见医学实验动物采血方法
2017年12月常见医学实验动物采血方法刘宁（沈阳化工研究院有限公司安全评价中心，辽宁沈阳110141）摘要：本文介绍了常用的实验动物的采血方法，希望能给我国其他同类实验室提供一些操作经验。
关键词：实验动物;采血动物采血是动物实验中经常应用的样本采集方法。
根据实验要求和动物种类的不同，而确定不同的采血部位。
根据本实验室常用的实验动物，下面介绍一下各实验动物的采血方法。
1大、小鼠的血液采集方法有很多种，本实验室最常用的为腹主动脉采血法、眼窝静脉丛采血法、尾静脉采血法、颈静脉采血法、心脏采血法1.1腹主动脉采血法：将麻醉后的动物腹部朝上固定于解剖板上，用固定针固定其四肢，用0.9%生理盐水将动物腹部皮毛喷湿，拿取采血管，从生殖器上部至剑状软骨，用手术剪呈“V ”字型开腹，将肠管推向动物身体左侧，充分暴露出中间粉红色腹主动脉，将采血针针尖斜面朝下向心脏方向刺入腹主动脉，根据检查项目分别采血，采血后，用手术剪剪断动物腹腔大血管，充分放血。
1.2眼窝静脉丛采血法：将麻醉后动物的下眼睑插入特制玻璃毛细管，用指尖在下眼睑内左右移动玻璃毛细管，将眼窝静脉丛泵入玻璃毛细管的血样滴入的采血管中，拔出玻璃毛细管，用灭菌纱布或干棉球压迫止血，在采血部位涂抹红霉素软膏。
1.3尾静脉采血法：将动物放在固定器内固定，露出尾部，用75%酒精棉擦拭消毒尾部，使血管充分扩张，用灭菌纱布或干棉球擦干酒精，用带有医用头皮针的注射器刺入动物尾静脉，缓慢抽血，采血后，用灭菌纱布或干棉球压迫止血。
1.4颈静脉采血法：将麻醉后的动物腹部朝上固定，熟练采血人员也可以不用麻醉，必要时将采血部位剃毛，采血部位用75%乙醇消毒，用注射器或真空采血针抽血，在颈部左侧或右侧锁骨上进针，轻轻抽动注射器栓并同时轻轻进针，采血后，用灭菌纱布或干棉球压迫止血。
1.5心脏采血法：麻醉后，将动物仰卧固定，从胸剑状软骨部到颈部切开皮肤，用镊子揭开剑状软骨，用圆头剪剪开左右肋骨分开胸腔，不要剪切到胸骨两侧的静脉，剪断的胸骨用止血钳固定于动物左上方，用注射针刺入心脏抽取血液。
大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告
大鼠和小鼠的编号分组、给药和采血实验实验报告一、实验目地：通过实际操作，掌握小鼠地一般操作方法，包括小鼠地抓拿、标记、给药（灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射）、取血（眶后静脉丛，摘眼球）、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物：大鼠、小鼠（雌雄）三、实验步骤：1、抓取和固定，标记编号分组2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、采血血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法麻醉：氯胺酮腹腔麻醉5、处死：脊椎脱臼法6、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性：双角子宫、卵巢、肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠地尾根部固定：抓住小鼠地尾根部，让小鼠在粗糙面上爬行，后拉尾跟部，右手地拇指和食指抓住小鼠两耳及其间地颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面．并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针后灌生理盐3、注射给药:腹腔注射:从下腹部地两侧进针,进针时针与腹复部成45度，进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左左手中指和拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射生理盐水.注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重，按地药量给药，分钟麻醉成功6、处死：脊椎脱臼法：按住头部，将尾根部向后上方以短促地力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢肾上腺：米粒大胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状，胆囊：芝麻大小，浅绿色，半透明，甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
五、实验讨论1、小鼠抓取地感受：小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定．通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定．如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
动物的采血方法
动物的采血方法动物的采血方法一、小鼠、大鼠的采血1.眼眶后静脉丛采血左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外凸。
右手持玻璃采血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入2~3mm，大鼠刺入4~5mm，当感觉有阻力时即停止刺入，放置取血管以切开静脉丛，血流即流入取血管。
采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。
本方法在短期内可重复采血。
小鼠一次可采血0.2~0.3ml，大鼠一次可采血0.5~1.01ml。
为防止血液在取血管中凝固，可将取血管进入1%肝素溶液，干燥后使用。
2.摘眼球采血此方法用于鼠类大量采血。
采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球凸出，右手用弯头镊子摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
二、兔的采血1.耳中央动脉、耳沿静脉采血左手固定兔，并用酒精棉球消毒采血部位，右手持注射器，在兔耳血管的末端，沿着与血管平行的向心方向刺入血管，即可见血液流入针管，注意固定好针头。
采血结束后，拔出注射器，用棉球压迫止血2~3min。
2.颈静脉采血将兔麻醉后，仰卧在固定台上固定，剪去一侧颈部被毛，用碘酒、酒精棉球消毒皮肤，手术刀轻轻划破皮肤，钝性分离静脉，颈静脉暴露后，用注射器针头沿血管平行的远心方向刺入，采血结束后，拔出注射器，缝合切口。
三、狗的采血1.前、后肢皮下静脉血此方法一次可取较多的血，操作可参照相应的静脉注射。
如需采少量血。
则可用5.5号针头直接刺入静脉。
如需采一定量的血，最好用静脉滴注针头与注射器连接，以防狗挣扎时针头刺破血管。
2.股动脉采血将狗仰卧后固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在腹股沟三角区动脉搏动的部位剪去被毛，用碘酒、酒精消毒。
左手中指、食指探摸股动脉搏动部位并固定好血管，右手区静脉滴注针，针头由动脉搏动处慢慢刺入，当血液流入针头后的朔料管时，固定好针头，连接好注射器可抽到大量血液。
3.心脏采血将狗仰卧固定，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，剪去左侧第3~5肋间的被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。
小鼠取血方法
1。
割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0。
3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束,伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上.每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0。
1ml，大鼠0。
3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血.用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3。
眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血.右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm)硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1。
0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入,针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进,同时，将针退出约0。
1—0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20—25g的小鼠每次可采血0。
2—0。
3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5—1。
0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。
4。
断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
实验动物采血方法
(一)小鼠、大鼠采血法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。