良好的实验动物给药和采血规范指南

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常用动物实验操作指南

常用动物实验操作指南

常用动物实验操作指南一、实验动物的抓取与固定。

(一)小鼠。

1. 抓取。

- 用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部,将小鼠提起,放在鼠笼盖上或其他粗糙表面。

- 当小鼠试图抓住粗糙表面时,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住小鼠背部皮肤及尾部,将小鼠固定成头部向上的直立位。

- 原因:抓住尾巴提起小鼠是为了能够将其从饲养环境中移出,而后续的固定方式可以限制小鼠的活动,避免被咬伤,同时方便进行各种操作,如注射等。

这种固定方式能够稳定地控制小鼠的身体,保证操作的准确性。

2. 固定。

- 如需进行尾静脉注射等操作,可将小鼠放入专门的小鼠固定器中,固定器可调节大小以适应不同体型的小鼠,固定器上有开口以便露出尾巴等部位进行操作。

- 对于一些简单操作如灌胃,也可以由一人用上述抓取方法固定小鼠,另一人进行操作。

(二)大鼠。

1. 抓取。

- 先用右手抓住大鼠尾巴中部,将大鼠提起,放在较粗糙的平面上。

- 然后用左手戴防护手套(大鼠体型较大且可能会用力挣扎和咬伤实验者),从大鼠背部抓住其肩部和颈部皮肤,将大鼠固定。

- 原因:大鼠力量较大,戴手套是为了保护实验者。

先抓尾巴提起是为了便于后续的抓取固定操作,从背部抓住肩部和颈部皮肤可以有效限制大鼠的活动,使其头部和身体得到控制,便于进行实验操作。

2. 固定。

- 对于需要长时间操作的情况,可将大鼠放入大鼠固定架中,固定架可以固定大鼠的四肢,使大鼠呈仰卧或俯卧位,根据实验需求调整。

- 在进行一些短期操作如皮下注射时,可由实验者用上述抓取方法固定大鼠,助手协助进行操作。

二、实验动物的给药操作。

(一)口服给药。

1. 小鼠灌胃。

- 准备合适的灌胃针(一般为1 - 2ml注射器连接特制的灌胃针头)。

- 将小鼠固定如前所述,使小鼠头部向上。

- 灌胃针从小鼠嘴角插入口腔,沿上腭后壁轻轻推进食管,插入深度约为3 - 4cm(根据小鼠大小调整)。

- 缓慢推动注射器活塞,将药物注入食管,然后缓慢拔出灌胃针。

良好的实验动物给药和采血包括途径和体积规范指南

良好的实验动物给药和采血包括途径和体积规范指南

良好的实验动物给药和采血包括途径和体积规范指南The Standardization Office was revised on the afternoon of December 13, 2020A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,IncludingRoutes and Volumes良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de Vorstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France法国Amboise Cedex Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce´dex, France法国Romainville Ce´dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement.关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals.该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECVAM)之间的初步结果。

实验动物与动物实验方法教案--动物实验的常用实验技术动物血液的采集方法精选全文

实验动物与动物实验方法教案--动物实验的常用实验技术动物血液的采集方法精选全文

精选全文完整版可编辑修改第三篇动物实验的常用实验技术第一章动物实验的基本操作第一节实验动物的编号大鼠和小鼠的编号一般都用不同颜料涂染皮毛的方法来标记,常用的涂染化学品如下①涂染黄色用3~5%苦味酸溶液;②涂红色用0.5%品红溶液等。

前者最常用。

在动物固定的不同部位涂上苦味酸斑点表示不同号码。

一般习惯在左前腿上为1,腰部为2,在左后腿上为3,在头部为4,在正中为5,在尾基部位6,在右前腿为7,在右侧要不为8,在右后退上为9,不涂染鼠为10。

如果试验时动物编号超过10,可在动物同一部位上再涂染另一种涂染剂。

标记方法如图。

第二节动物的捉持和固定一、小白鼠的捉持:捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾,置于实验台或鼠笼上,并稍向后拉;用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤,将鼠置于左手心中,拉直后肢,以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。

二、大白鼠的持:大白鼠的捉拿时,可戴上手套。

实验者可用右手捉住鼠尾,放在实验台或鼠笼上,并稍向后拉;左手掌面向鼠背,食指和中指压住鼠的头顶,拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入,将鼠的两前肢卡住;或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。

三、家兔的捉持:用一手抓住家兔颈背部皮肤,将兔提起,另一手托其臀部,使兔呈坐位姿势。

第三节常用动物的给药方法一、小鼠、大鼠常用的给药方法1、灌胃(ig):左手将动物固定后,右手持装有灌胃针头的注射器,自口角进针,沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。

一般的给药量小鼠为0.1~0.3ml/10g,大鼠为1~2.0ml/100g。

2、皮下注射(sc): 常在背部皮下注射。

一手固定动物,另一只手注射给药。

一般给药量小鼠为0.1~0.20ml /10g,大鼠为1ml/100g。

3、腹腔注射(ip): 左手固定动物,右手持注射器,从下腹部外侧,呈45度角刺入腹腔,进针约3~5mm,一般给药量小鼠为0.1~0.3ml/10g,大鼠1~2.0ml/100g。

4、肌内注射(im):多注射后肢股部肌肉。

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ,EFPIA)和欧洲替代方法验证中心(European Centre for the Validation of Alternative Methods,ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。

动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠,给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等,采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。

是一部实用、全面而又难得的指导原则,相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。

下面的节选由wyj摘要翻译,原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分:动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积,取决实验动物种属和制剂性质。

一般推荐给药最大容积为见附表((欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000)。

特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会,1995):每眼0.01 ml;⑥直肠0.5 ml/kg;⑦阴道:大鼠0.2 ml,兔1 ml;⑧吸入2 mg/L;⑨鼻:猴或犬每鼻孔0.1 ml。

表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a(欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000)给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后,确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。

项目二十七 常用实验动物的接种和采血方法

项目二十七  常用实验动物的接种和采血方法

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法(一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。

一般小鼠在腹部两侧,豚鼠在腹部或大腿内侧,家兔取背部,大腿内侧或耳根部皮下注射。

注射部位消毒后,左手提起皮肤,右手持注射器将针头水平刺入皮下,针头摆动无阻力,说明已进入皮下,慢慢注入,注射部位随即隆起。

注射完毕,用棉球压住针刺处,再拔出针头。

小鼠注入量一般为0.2~0.5ml。

家兔或豚鼠注入量为0.5~1.0ml.(二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去,消毒,然后左手绷紧皮肢,针头斜面向上,紧贴皮肤表层刺入,然后向上挑起再稍刺入,缓慢注射。

若注入皮内,注射部位马上有小泡隆起。

皮内注射量一般为0.1~0.2ml。

(三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。

一般多选臀部、大腿内侧或外侧。

针头直接刺入肌肉,回抽针栓如无回血即可注射。

家兔等大动物注射量不超过2ml。

(四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时,用右手拉鼠尾,左手食指和拇指捏住脑背部皮肤,翻转鼠体,把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间,使动物处于头低位,使内脏移向上腹,右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下,沿皮下朝头部方向进针0.5~1.0cm,再以45°角刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液,尿液或血液即可缓缓注入。

家兔等较大动物注射,应先固定,于腹部腹中线旁侧1cm处进针。

小鼠注射量一般为0.5~1.0ml,家兔或豚鼠为5ml。

(五) 静脉注射1.家兔将家兔固定,用酒精棉球轻轻按摩耳翼,压迫耳根部静脉,使耳缘静脉扩张。

用左手拇指与中、食指抓住耳尖部,从耳尖部边缘静脉平行进针,试推进少量注射液,如果觉得没有阻力,局部也没有隆起,表示已进入静脉,将注射液缓缓注入。

若失败,再逐步向耳根部移位重新注射。

注射完毕,用棉球压住针眼处,拔出针头。

注射部位一般选用耳外缘静脉,易固定,表浅;耳内缘静脉深,不易固定,故不常用。

2.小鼠于尾部两侧静脉注射。

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南第一篇:实验动物采血完全指南实验动物采血完全指南凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。

当需血量较多时可作静脉采血。

静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。

例如,研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度,必须采取动脉血液。

采血时要注意:⑴采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在25-28℃,冬季,15-20℃为宜;⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒;⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥;⑷若需抗凝全血,在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.1.取少量血a.尾静脉大鼠、小鼠b.耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊c.眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠c.舌下静脉兔d.腹壁静脉青蛙、蟾蜍e.冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅2.取中量血a.后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫b.前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫c.耳中央动脉兔d.颈静脉狗、猫、兔e.心脏豚鼠、大鼠、小鼠f.断头大鼠、小鼠g.翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅h.颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅3.取大量血a.股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔b.心脏狗、猴、猫、兔c.颈静脉马、牛、山羊、绵羊d.摘眼球大鼠、小鼠采动物品种最大安全采血量(ml)最小致死采血量(ml) 小鼠0.20.3大鼠豚鼠兔狼狗500猎狗200猴1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。

固定动物并露出鼠尾。

将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。

再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。

也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。

每鼠一般可采血10余次以上。

小鼠每次可取血0.1ml,大鼠0.3~0.5ml。

良好的实验动物给药和采血规范指南

良好的实验动物给药和采血规范指南

良好的实验动物给药和采血规范指南A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes andVolumes良好的实验动物给药与采血(包括途径与体积)规范指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Et ablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex,France法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement、关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM)、Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals、该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)与欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。

良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范的指南

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A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routesand Volumes良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de Vorstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France法国Amboise Cedex Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce´dex, France法国Romainville Ce´dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement.关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals.该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECVAM)之间的初步结果。

常用实验动物的采血方法简介

常用实验动物的采血方法简介

常用实验动物的采血方法一小鼠和大鼠的采血方法1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。

先将动物固定,将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾,使尾部血管充盈,剪去尾尖1~2mm(小鼠)或3~5mm(大鼠),便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。

采血结束时,伤口消毒并用棉球压迫止血。

此法每只鼠一般可采血 10次以上,小鼠每次可取血0.1mL左右,大鼠可取血0.3~0.5ml。

2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠,拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧,或轻轻压迫颈部两侧,使鼠眼球突出,眶后静脉丛充血,另一只手持毛细采血管,以45°从内眼角刺入,并向下旋转,感觉刺入静脉丛后,再向外边退边吸,当得到所需血量后,放松加于颈部的压力,并拔出采血器,以防穿刺孔出血。

若技术熟练,此方法在短斯内可重复采血,小鼠一次可采血0.2~0.3ml,大鼠可采血约0.5ml。

如只进行一次取血,可采用摘眼球法,右手取一眼科弯镊,在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去,并将鼠倒置;头向下,抽取血液。

3、鼠装进固定器,漏出尾巴,同1,使尾部血管充盈,作好尾部消毒,用1 ml针筒接好4号针头,穿刺尾静脉,抽取血液。

4、腋下采血:将麻醉后的小鼠仰卧固定,剪开腋下皮肤,钝性分离腋下的胸肌等组织,暴露腋下血管,剪断腋下静脉,用注射器或吸管吸血。

5、断头采血:用剪刀迅速剪掉动物头部,立即将动物头朝下,提起动物,血液可流入试管中。

6、心脏采血:切开动物胸膛,直接从见到的心脏内采血,也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。

7、股动脉采血:大量取血时常用此法。

需手术分离股动脉,用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样,小鼠的一次采血量可达 0.5ml,大鼠可达2.0ml,操作时防止喷血。

二豚鼠、家兔的采血方法1、家兔耳缘静脉采血穿刺采血法:是家兔最常用的采血方法。

具体方法同耳缘静脉注射给药。

此法一次可采血5~lOml,可多次重复使用。

采血安乐死麻醉,这么全的实验动物指导方针一定要收藏!

采血安乐死麻醉,这么全的实验动物指导方针一定要收藏!

采血安乐死麻醉,这么全的实验动物指导方针一定要收藏!导读常见实验动物指导方针:一、常见动物血液采集二、安乐死的指导方针三、常见动物麻醉的指导方针一、常见动物血液采集网站:/services-name/research-animal-resources/research-support/guidelines/blood-collection本网站收集的常见动物有以下:(点击各动物前的+号可以查看详情)1、小鼠血液采集2、大鼠血液采集3、小鼠和大鼠血液采集总结4、兔血液采集5、啮齿动物常见的采血程序介绍点击各动物前的+号,可以查看详细的采血步骤。

二、安乐死的指导方针网址:/services-name/research-animal-resources/research-support/guidelines/euthanasia本网站收集的常见动物有以下:(点击对应的物种,可以跳转到查看具体的安乐死方式)1、老鼠、老鼠、沙鼠、仓鼠或其他小啮齿动物安乐死方式① Carbon dioxide (CO2)Inhalation to effect. Flow rate must displace no more than 30% of the chamber volume/minute. Prolonged exposure may be required for neonates and fetuses.② Sodium pentobarbital(戊巴比妥钠)≥100 mg/kg intraperitoneal (IP) or intravenous (IV). This is a controlled substance (DEA Schedule II). Dosing is the same for the commercial product Fatal-Plus®.③ Euthanasia solution(安乐死溶液)≥86 mg/kg IP or IV. Multiple pharmaceutical grade products available. Contains sodium pentobarbital 390 mg/ml + sodiumphenytoin 50 mg/ml (dosing based on barbiturate concentration). This is a controlled substance (DEA Schedule III).④ Cervical dislocation(颈椎脱位)Use in conscious small rodents requires demonstrated technical skill (or must be performed only on unconscious/anesthetized small rodents). Use in rats >200 g to be performed under anesthesia only.⑤ Decapitation(断头)Use in conscious small rodents requires demonstrated technical skill (or must be performed only on unconscious/anesthetized small rodents). Use in rats >200 g to be performed under anesthesia only.⑥ Isoflurane overdose(异氟醚过量)Inhalation to effect. May require prolonged exposure to ensure death.⑦ Injectable anesthetic overdose(注射麻醉过量)Administration varies (IP or IV). Consult a Research Animal Resources (RAR) veterinarian regarding specific agents.⑧ Anesthesia followed by potassium chloride(麻醉后氯化钾)75-150 mg/kg KCl IV. Administer rapidly to effect.⑨ Anesthesia followed by physic al method(麻醉后物理方法)Cervical dislocation, decapitation, exsanguination, bilateral pneumothorax.2、兔安乐死方式① Sodium pentobarbital(戊巴比妥钠)≥100 mg/kg IP or IV. This is a controlled substance (DEA Schedule II). Dosing is the same for the commercial product Fatal-Plus®.② Euthanasia solution(安乐死溶液)≥86 mg/kg IP or IV. Multiple pharmaceutical grade products available. Contains sodium pentobarbital 390 mg/ml + sodium phenytoin 50 mg/ml (dosing based on barbiturate concentration). This is a controlled substance (DEA Schedule III).③ Injectable anesthetic overdose(注射麻醉过量)Administration varies (IP or IV). Consult an RAR veterinarian regarding specific agents.④ Anesthesia followed by potassium chloride(麻醉后氯化钾)75-150 mg/kg KCl IV. Administered rapidly to effect.⑤ Anesthesia followed by physical method(麻醉后物理方法)Cervical dislocation, decapitation, exsanguination, bilateral pneumothorax三、常见动物麻醉的指导方针网址:/services-name/research-animal-resources/research-support/guidelines/analgesia此网站记录麻醉方式的物种有以下:1、小鼠麻醉方式小鼠麻醉指南,包括麻醉药物和程序和对新生小鼠麻醉特殊考虑。

(完整word版)动物免疫与动物采血实验操作规范

(完整word版)动物免疫与动物采血实验操作规范

动物免疫与动物采血一、动物保定在进行动物免疫和动物采血之前,进行动物保定是非常必要的。

正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,保证试验顺利进行。

下面介绍几种常见实验动物的保定方法。

1 小鼠的抓取固定方法小鼠性情温顺,一般不会主动咬人,但取用时动作也要轻缓。

抓取时先用右手抓取鼠尾提起,放在其前,爪能抓牢的物体表面稍后提,或放在实验台上,在其向前爬行时,用左手拇食指迅速提住其后颈部皮肤,把鼠体置于左手心中,将鼠尾用无名指和小指压在手掌上。

右手即可进行各种操作,如注射、灌胃及其他实验操作。

如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时,则需将小鼠做一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧式(必要时先进行麻醉),再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在支持物上。

尾静脉采血或尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定;或倒放适当大小和重量的容器,把小鼠放在里面只露尾巴,这种容器能够压住尾部不让活动,同时起,到驱赶血液的作用;或把小鼠放在一黑布口袋里小鼠趋黑,向前爬动,在尾部将小口袋缩口,固定小布口袋后,可进行尾静脉采血或尾静脉注射等操作。

如只想移动小鼠,可用两手把它捧起或用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。

2 大鼠的抓取固定方法4-5周龄以内的大鼠和小鼠一样抓住尾部提起来,周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱,所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。

由于大鼠比小鼠牙尖性猛,不易用袭击方式抓取,以防大鼠在惊恐或击怒时咬伤手指,提拿时最好戴上防护手套,轻轻抓住尾巴后提起,置于试验台上,固定方法随操作目的而定。

如需尾静脉取血或注射,可将大鼠固定盒内或用小黑布口袋装大鼠,使其只露尾部;如需腹腔注射或肌肉注射或灌胃,可用右手提住鼠尾,将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面,如铁丝笼子,稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长,用左手贴在鼠背,捏紧头顶部和背部皮肤,即可将大鼠固定在左手中,右手可进行其他操作;如需长时间固定操作,可将大鼠四肢固定在木板上,用一根棉绳拉住两只门齿固定在头部后木板上。

实验动物给药途经和剂量的管理规范

实验动物给药途经和剂量的管理规范

Guidelines for the Administration of Substances, Including Routes andVolumes给药途经和剂量的管理规范一、目的提供常用实验动物的采血、给药方法的指导规范,同时最大限度地减少动物痛苦和我们的烦恼二、背景计量实验动物是必要的各种科学调查,以满足监管要求。

这些准则旨在突出必要的考虑因素,并找出潜在的问题,将改进的技术,构成良好实验室实践。

最恰当的注射方法和剂量(可能的最大剂量)Species 种类Route and V olumes (ml/g except *ml/site)方法和剂量(毫升/克*毫升/注射点除外) Oral口腔SC皮下IP腹腔IM肌肉IV静脉(slow iv)Mouse 小鼠0.01(0.05) 0.01(0.04) 0.02(0.8)0.05*(0.1)*0.005(0.025)Rat 大鼠0.01(0.04)0.005(0.015 )0.01(0.02)0.1* (0.2)*0.005(0.02),Species 种类Route and V olumes (ml/kg except *ml/site)方法和剂量(毫升/千克*毫升/注射点除外Oral口腔SC皮下IP腹腔IM肌肉IV静脉(slow iv)Rabbit 兔子10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5)2 (10)Pig 猪10 (15) 1 (2) 1 (20)0.25 (0.5)2.5 (5)Dog 狗5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5)2.5 (5)注:•对于非水溶液制剂,必须考虑吸收时间,然后再进行下一次给药。

•每天肌注不超过2个点应该使用。

•皮下注射点应限制在每天2至3注射点。

•皮下注射不包括弗氏佐剂(见兔免疫指引)。

•列左侧的数字是打算作为一个推荐量为单个或多个剂量的指导。

第二组括号内的数字是可能的最大值。

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南

实验动物采血完全指南采血方法的选择,决定于实验的目的所需血量以及动物种类。

凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。

当需血量较多时可作静脉采血。

静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。

例如,研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度,必须采取动脉血液。

采血时要注意:⑴采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在25-28℃,冬季,15-20℃为宜;⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒;⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥;⑷若需抗凝全血,在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.1.取少量血a.尾静脉大鼠、小鼠b.耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊c.眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠d.舌下静脉兔e.腹壁静脉青蛙、蟾蜍f.冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅2.取中量血a.后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫b.前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫c.耳中央动脉兔d.颈静脉狗、猫、兔e.心脏豚鼠、大鼠、小鼠f.断头大鼠、小鼠g.翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅h.颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅3.取大量血a.股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔b.心脏狗、猴、猫、兔c.颈静脉马、牛、山羊、绵羊d.摘眼球大鼠、小鼠采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)小鼠0.2 0.3大鼠 1 2豚鼠 5 10兔10 40狼狗100 500猎狗50 200猴15 601.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。

固定动物并露出鼠尾。

将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。

再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。

也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。

良好地实验动物给药和采血(包括途径和体积)要求规范指南设计

良好地实验动物给药和采血(包括途径和体积)要求规范指南设计

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes andVolumes良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce´dex, France法国Romainville Ce´dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement.关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals.该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。

A good practice guide药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

A good practice guide药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制

药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ,EFPIA)和欧洲替代方法验证中心(European Centre for the Validation of Alternative Methods,ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。

动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠,给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等,采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。

是一部实用、全面而又难得的指导原则,相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。

下面的节选由wyj摘要翻译,原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分:动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积,取决实验动物种属和制剂性质。

一般推荐给药最大容积为见附表((欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000)。

特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会,1995):每眼0.01 ml;⑥直肠0.5 ml/kg;⑦阴道:大鼠0.2 ml,兔1 ml;⑧吸入2 mg/L;⑨鼻:猴或犬每鼻孔0.1 ml。

表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a(欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000)给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后,确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。

给药体积与采血指导原则2

给药体积与采血指导原则2

EFPIA(欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会)和ECVAM(欧洲替代方法验证中心)2000年二月草案注释:关于本论文的初稿,EFPIA/ECVAM关于给药及采血的途径和最大体积的指导原则,目前已经在下面的杂志出版, Appl J Appl Toxicol 21 15-23, 2001前言本文是由EFPIA与ECVAM联合首发的研究成果,其目的是为研究者提供一种最新的实验室安全性评价的技术。

该资料有可简单使用的一系列数据表,以便于设计实验,同时考虑到对实验动物提供最大限度的权益保护(对实验动物最全面的考虑)尽管这个原则是针对欧洲制药工业中的研究者,它同样适用于所有那些在其它研究领域使用动物作为实验手段的研究者,不管他们是在研究院、大学或者其他工业部门。

这意味着该文稿可以引起像对药典测试担负着调整责任的管理者的一些讨论。

有许多的出版物是关于如何对受试药物进行给药及如何采取血样的,此外,许多的实验室也有他们自己的多年来的习惯及从工作实践中发展起来的指导原则。

在欧盟内部的指导原则86/609EEC (EU, 1986) ,我们有责任使实验规范化,使实验引起的应激最小化。

我们希望这个指导原则能够为实验设计和实验评论(review)提供一些有用的相关数据(背景数据信息 background data)。

这些资料是以同行发表的文献为基础的,在任何时候可行,但在某些地方不可以应用,我们是以其各个实验室内部的实验小组常使用的数据和经验(也包括工业企业中的一些有用的方法)为最终的评价标准。

(This document is based on peer reviewed publications whenever possible, but, where that is not possible, we have used ‘in-house’ data and the experience of those on the working party (as well as helpful comments submitted by the industry) for a final opinion.)为满足研究者日益增长的需要,该资料优化了关于药物给药及动物采血的技术并对这些技术的执行提供建议。

动物免疫与动物采血实验操作规范

动物免疫与动物采血实验操作规范

动物免疫与动物采血一、动物保定在进行动物免疫和动物采血之前,进行动物保定是非常必要的。

正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,保证试验顺利进行。

下面介绍几种常见实验动物的保定方法。

1 小鼠的抓取固定方法小鼠性情温顺,一般不会主动咬人,但取用时动作也要轻缓。

抓取时先用右手抓取鼠尾提起,放在其前,爪能抓牢的物体表面稍后提,或放在实验台上,在其向前爬行时,用左手拇食指迅速提住其后颈部皮肤,把鼠体置于左手心中,将鼠尾用无名指和小指压在手掌上。

右手即可进行各种操作,如注射、灌胃及其他实验操作。

如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时,则需将小鼠做一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧式(必要时先进行麻醉),再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在支持物上。

尾静脉采血或尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定;或倒放适当大小和重量的容器,把小鼠放在里面只露尾巴,这种容器能够压住尾部不让活动,同时起,到驱赶血液的作用;或把小鼠放在一黑布口袋里小鼠趋黑,向前爬动,在尾部将小口袋缩口,固定小布口袋后,可进行尾静脉采血或尾静脉注射等操作。

如只想移动小鼠,可用两手把它捧起或用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。

2 大鼠的抓取固定方法4-5周龄以内的大鼠和小鼠一样抓住尾部提起来,周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱,所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。

由于大鼠比小鼠牙尖性猛,不易用袭击方式抓取,以防大鼠在惊恐或击怒时咬伤手指,提拿时最好戴上防护手套,轻轻抓住尾巴后提起,置于试验台上,固定方法随操作目的而定。

如需尾静脉取血或注射,可将大鼠固定盒内或用小黑布口袋装大鼠,使其只露尾部;如需腹腔注射或肌肉注射或灌胃,可用右手提住鼠尾,将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面,如铁丝笼子,稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长,用左手贴在鼠背,捏紧头顶部和背部皮肤,即可将大鼠固定在左手中,右手可进行其他操作;如需长时间固定操作,可将大鼠四肢固定在木板上,用一根棉绳拉住两只门齿固定在头部后木板上。

常见小鼠给药和采血方法

常见小鼠给药和采血方法

小鼠灌胃小鼠灌胃方法比较简单,需要关注的只有两点:一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线,方便灌胃针头进入;二是动作要轻柔,从口角进入,防止损失食道。

做的多了自然就熟练了。

具体操作过程如下:1. 准备灌胃针头。

一般可以从市场上面买到,实在没有的话,可以用12号的针头,剪去针尖,用砂纸将头端磨平,也可以用。

但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口,自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉,用这样的针头灌胃,损失小鼠食道的可能性比较大。

2.抓住小鼠,使其头、颈和身体呈一直线。

抓小鼠的动作很简单,左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴,另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。

因为小鼠始终在活动中,若一次抓的感觉不是很顺手,要放开重新抓,不要逞强进行下一步操作。

3. 抓好小鼠就可以灌胃了,一般用1ml的注射器配灌胃针头。

灌胃针头从小鼠的嘴角进入,压住舌头,抵住上颚,轻轻向内推进,进入食管后会有一个刺空感,进入食道后就可以推注药液了。

(我认为,所谓的灌胃,不必要灌胃针头进入小鼠的胃部,进入食管后就可以推药了,这样对小鼠食道的损伤要小点,特别是要长期灌胃给药的情况下。

)当然,灌胃针头也可以再往里面深入一点,防止药液从口中流出。

4. 灌胃容积一般是0.1~0.2ml/10g,最大0.35ml/10g,每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。

小鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时。

常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器,配合4号针头。

2. 腹腔注射时右手持注射器,左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴,另外三个手指抓住小鼠的颈部,使小鼠的头部向下。

这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部,防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。

进针的动作要轻柔,防止刺伤腹部器官。

3. 尤其是对于体重较小的小鼠,腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最好是从腹部一侧进针,穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头,防止漏液。

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A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes andVolumes良好的实验动物给药与采血(包括途径与体积)规范指南Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5,David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 81Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France法国Amboise Cedex Z1 Poce´-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce´dex, France法国Romainville Ce´dex 95235 Noisy路102号安万特公司8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement、关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM)、Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals、该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)与欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。

其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程,同时最大可能地考虑到实验动物的福利。

Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry、Theimplications of this article may lead to discussion with regulators, such as those responsible for pharmacopoeial testing、尽管该文章针对的就是欧洲制药工业界的研究者,但支撑该数据库的基本原理及改进建议同样适用于所有在她们的研究中使用这些动物实验技术的人,不论就是研究所、大学或其它行业中的研究者。

There are numerous publications dealing with the administration of test substances and the removal of blood samples, and many laboratories also have their own ‘in-house’ guidelines th at have been developed by custom and practice over many years、Within European Union Directive 86/609EEC1 we have an obligation to refine experiments to cause the minimum amount of stress、We hope that this article will provide background data useful to those responsible for protocol design and review、有关供试品给予与采血的出版物众多,且许多实验室在多年的经验与实践基础之上亦发展了它们自己的内部指南。

在欧盟化妆品标准86/609EEC中,我们有义务简化实验以最小化动物的紧张程度。

我们希望该文能够对那些负责方案设计与审核的研究者提供有用的背景数据。

This guide is based on peer-reviewed publications whenever possible, but where this is not possible we have used ‘in-house’ data and the experience of those on the working party (as well as helpful comments submitted by the industry) for a final opinion、The guide also addresses the continuing need to refine the techniques associated with the administration of substances and the withdrawal of blood, and suggests ways of doing so、Data-sharing between laboratories should be encouraged to avoid duplication of animal work, as well as sharing practical skills concerning animal welfare and sci entific problems caused by ‘overdosing’ in some way or another、The recommendations in this guide refer to the ‘normal’ animal, and special consideration is needed, for instance, during pregnancy and lactation、Interpretation of studies may be confounded when large volumes are administered or excessive sampling employed, particularly if anaesthetics are used、Copyright ã 2001 John Wiley & Sons, Ltd、该文章基于历年所有可能收集到的同行评议出版物,但我们未能够收集到的内部数据与那些工作组的经验(以及行业提交的有用的注释)除外。

该指南亦强调了持续性简化与给药与采血有关的技术的必要性,并且建议该如何去进行这方面的工作。

应该鼓励实验室间的数据共享以避免重复性动物研究,以及共享在某些方法或其它情况下的“药物过量”所引起的与动物福利有关的实际技术与科学问题。

有必要对该指南中涉及到的“正常动物”要求进行特殊考虑,如妊娠与哺乳期间的动物。

当给药体积较大或过度采样时对研究结果的诠释可能会令人感到困惑,特别就是使用麻醉动物时。

GOOD PRACTICE GUIDE FOR ADMINISTRATION OF SUBSTANCES良好的给药规范指南Introduction引言Dosing of experimental animals is necessary for a variety of scientific investigations and to meet regulatory demands、The pharmaceutical industry, in particular,has investigated the levels of dosing compatible with animal welfare and valid science、2 In the preclinical stage of the safety evaluation of new drugs it is normal practice to usemultiples of the ‘effective dose’in order to attempt to establish the necessary safety margins、Where chemicals are of low toxicity or are only poorly soluble in acceptable formulations, a large volume may be required to be given to individual animals to satisfy both scientific and regulatory requirements、The intended clinical use may also have an impact on the acceptability of larger than usual dose volumes, e、g、imaging agents or plasma expanders for intravenous application、各种科学研究都需要对实验动物给药以符合药品注册要求。

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