药物代谢动物实验基本操作注意事项
【最新精选】水杨酸钠药代动力学实验分析
全血水杨酸钠药物代谢动力学参数的测定一、实验目的：掌握药物代谢动力学参数的意义及其测定方法，掌握用分光光度法测定水杨酸钠（sodium salicylate）的血药浓度。
二、实验动物：家兔体重2.585kg 性别：雌三、实验药品：20%乌拉坦、生理盐水、0.5%水杨酸钠、0.06%水杨酸钠标准液、10%三氯醋酸、10%三氯化铁、蒸馏水水杨酸钠在酸性环境中成为水杨酸（salicylic acid），与三氯化铁生成一种紫色络合物。
该络合物在520nm 波长下比色，其光密度与salicylic acid 浓度成正比。
反应式为：四、实验器材：电子天平、兔台、5ml和1ml枪头、5ml注射器、6号针头、手术器械、动脉插管、棉球、头皮针、10ml离心管、722分光光度计、离心机、涡旋混匀器五、实验方法1、取10支10ml试管，用0.5%肝素润湿管壁。
2、家兔称重，从兔耳缘静脉注射20%乌拉坦（1g/kg体重，注射了13ml），待兔麻醉后，将其仰卧，先后固定四肢及兔头(此时家兔惊醒，补助乌拉坦6ml)。
3、剪去颈前部兔毛，正中切开皮肤5-6cm，用止血钳纵向分离软组织及颈部肌肉，暴露器官及与气管平行的颈动脉。
分离颈动脉，行颈动脉插管。
手术完毕后，用温热的生理盐水纱布覆盖手术创口。
静脉注射肝素，剂量为1000U/kg体重（约为2.58ml）。
4、取1支10ml试管，家兔颈动脉取血1.5ml，摇匀试管内血液，防止凝血。
5、沿对侧耳缘静脉缓慢注射10%水杨酸钠150mg/kg（因注射过程中发现部分药品漏出，补注了一部分，估计约为3.9ml）。
于注射后1、3、5、10、20、50、80、110min分别颈动脉放血1.5ml入相应的试管并摇匀。
6、取10支10ml离心管，水杨酸注射前取血管子标为“对照”，水杨酸注射之后不同时间取血管标为相应“取血时间”，另有1个管子没有取血，直接加入配置好的0.06%水杨酸钠标准液标为“标准”，按下表加入样品及试剂：7、8、各试管取上清液3ml加入另一套干净试管中，再加入10%三氯化铁0.3ml，混匀显色。
2015-动物实验基本操作
2015-动物实验基本操作D动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如果动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入。
灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。
如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。
2、皮下注射左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。
3、肌肉注射选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如臀部或股部。
（肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射）4、腹腔注射 A、左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。
B、右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3-5mm。
C、再使针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。
5、静脉注射（尾静脉注射） A、大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。
注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替).B、拔去尾部静脉走向的毛，用75％酒精棉球反复擦拭鼠尾，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。
C、尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，将药液缓慢注入。
D、注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。
二、采血1、心脏采血将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。
在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。
当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。
如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
2、摘眼球采血用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中,为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化,常需要将药物注入动物体内;给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定;一注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射;①小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出;2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应; 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化,作为皮肤血管通透性观察指标之一;方法是：将动物注射部位的毛剪去,消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液;注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘;3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射;肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位,多选臀部;注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射;给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射;4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0.5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液;此法大小鼠用的较多;5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身,迅速奏效;但排泄较快,作用时间较短;①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射;鼠尾静脉共有3根, 左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用;操作时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替,用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针;开始注射时宜少量缓注,如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针和尾一起固定起来,解除对尾根部的压迫后,便可进行注射;如有白色皮丘出现,说明未穿刺入血管,应重新向尾部方向移动针头再次穿刺;注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血;如需反复注射,尽量从尾的末端开始;一次的注射量为每10g体重～;②豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉;鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意;③兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定;注射部位除毛,用75％的酒精消毒,手指轻弹兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近心端,拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器,尽量从静脉的远端刺入血管,移动拇指于针头上以固定,放开食、中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻以止血;④狗的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉;注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈,从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入;6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收;腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径;一般多选用腹部淋巴囊给药;注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液;二经口给药法1. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取;一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验,制造某些与食物有关的人类疾病动物模型;此法优点是简单方便,缺点是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大;大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,迅速关闭口腔,将头部稍稍抬高,使其自然吞咽;2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法;此法剂量准确;灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内;灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成;小鼠的灌胃针长约4～5cm,直径为1mm,大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.2mm;灌胃针的尖端焊有一小圆金属球,金属球为中空的;焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道;针头金属球端弯曲成20°左右的角度,以适应口腔、食道的生理弯曲度走向;①鼠类的灌胃法：用左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的口腔插入,压迫鼠的头部,使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道,可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向,以刺激引起吞咽动作,顺势将药液注入;一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm,大鼠或豚鼠为4～6c m;常用灌胃量小鼠为～1ml,大鼠1～4ml,豚鼠1～5ml;②狗、兔的灌胃法：先将动物固定,再将开口器的小孔插入动物口中,再慢慢沿上鄂壁插入食道,将灌胃管的外端浸入水中,如有气泡逸出,则说明灌胃管误入气管,需拔出重插;插好后,将注射器连于灌胃管将药液推入;灌胃结束后,先拔出灌胃管,再拿出开口器;一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml,狗为 200 ～250ml;三其它途径给药方法1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药;如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等,特别在毒理学实验中应用更为广泛;2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法;如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定的药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收;3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液;4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化;5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉;兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替;6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制;大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一;灌胃所用的针头可以从市场上购买,操作方法和小鼠灌胃大同小异,只是由于大鼠体积较大,抓大鼠的手法和小鼠有所不同;大鼠灌胃是在清醒状态下进行的,不需要麻醉;大鼠的灌胃针长约6～8cm,直径约1.2mm;大鼠灌胃时,右手持灌胃注射器,左手拇指和食中二指相对,抓住大鼠颈部皮肤,使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线,不需要固定大鼠的尾巴,就可以实施灌胃操作了,其余的操作均和小鼠一样;大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重,因此一般大鼠灌入2ml是可以的;大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg;但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为;二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式,尤其是在麻醉时;常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射;大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同;1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器,配合～7号针头;2.腹腔注射时右手持注射器,左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴,另外三个手指抓住大鼠的颈部,使大鼠的头部向下;这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部,防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官;进针的动作要轻柔,防止刺伤腹部器官;3.尤其是对于体重较小的大鼠,腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离,最好是从腹部一侧进针,穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔,注射完药物后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头,防止漏液;4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg;三、大鼠尾静脉注射这也是常见的操作,稍微有点难度,没有指导的话,一开始可能会感觉有点手足无措;但是可以肯定的说,只要掌握了方法,大鼠的尾静脉注射还是很容易的;总的来说,大小鼠的尾静脉注射难度相当,熟练后,大鼠应该比小鼠注射更容易,因为大鼠的尾巴较粗,而且血管也较粗,进针的手感比较好找;但是大鼠年龄增大后,尾部鳞片也较厚,此时尾静脉注射难度会加大,进针点宜选择两个鳞片的间隙,以利于针尖顺利刺入;操作步骤：1. 首先要固定大鼠,最简单的固定方法就是把大鼠麻醉,然后大鼠躺在那里不动,就可以顺利操作了;但是我们往往需要多次给药,就是单次给药的话,每只都麻醉的话,也很麻烦,而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响,因此,有必要找另外的方法固定了;再有的固定方法就和小鼠类似,做一个圆筒,最好是金属做的,可以在当地的铁匠铺,或者买白铁铺里面定做首先是金属比较结实,而且可以用来固定在铁架台上,方便操作;圆筒的一段有个盖子可以拿下来,盖子中间有个小孔,可以让大鼠的尾巴伸出来中间的小孔可以用胶布缠一下,防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴;另外一段可以用金属网的结构,网的形状可以做成子弹头的头端形状;网状结构可以让光线透近来,方便大鼠钻进圆筒里面;圆筒的长度约15～20cm,直径约5～8cm,可以做个系列长度和直径的圆筒,适合不同大小的大鼠;操作的时候,可以把圆筒固定在铁架台上面,有铁丝网的一面稍微向上,拔下另外一头的盖子,抓住大鼠的尾巴,悬空大鼠,让大鼠的头部靠近圆筒,稍微引导一下,大鼠就会钻进圆筒,将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔,盖上盖子,向外拉直大鼠尾巴,就可以进行下一步操作了;也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠,向上面小鼠固定的方法固定大鼠,那是高手所为,总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用,不推荐使用;2.固定好大鼠后就是注射了,一般用一次性的5ml的注射器,去除针头,接上号的头皮针,用头皮针穿刺,个人感觉比较方便,而且便于固定针头;3.注射前首先要让大鼠的血管充盈;可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法,一般水浴温度45度左右,大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张,用电吹风的热风吹大鼠尾部,这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便,但要控制好吹的方式,不要弄伤动物;若大鼠的血管很不清楚,推荐采用温水浸泡的方法,水温以不烫手为宜;温水浸泡2～3分钟后,取出大鼠尾巴,用干棉球擦拭;等一会儿,待血管充盈后,酒精棉球擦拭后就可以进针了;若血管还不充盈,可以反复用温水浸泡,切不可冒险注射,除非你手法很熟练,另当别论;4.大鼠尾部共有四条血管,一般认为左右的两条静脉比较容易注射,多采用这两条静脉进针;一般要求进针部位靠近大鼠的尾端,这样若注射失败的话,还可以再向上选择进针点;但是进针部位也不可以太靠下,因为越往下,静脉越细,操作越难,一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好;5.最关键的就是进针了;进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴,让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲,进针点靠近拇指指甲;针头和血管呈约30°角,针尖斜面朝上,轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行,一般情况下一次就可以进入血管,可以将针头刺入血管一大半,轻轻回抽针栓,看见有明显的回血,就可以推注药液了,正常情况下,推注的过程应该没有明显阻力,血管也不会鼓起;推液时动作宜轻柔,若发现血管鼓起,那是针头没有刺入血管,需立即拔出针头,重新注射;正常情况下,均可以看见回血,若没有回血,9成是没有进入血管,不要推药,拔出针头,重新穿刺,以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿,加大穿刺的难度,若是带有颜色的液体,如伊文斯兰,就更要注意6.注射结束后,轻轻拔出针头,可以用干燥的棉球压一下进针点,防止液体回漏;四、大鼠舌静脉注射大鼠的舌静脉给药比较少见,因为他需要在麻醉状态下方可以操作;不麻醉的情况下也不是不可以,但是若不麻醉的话,既不符合动物福利,也很容易失败,而且操作人员也容易受伤;一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中,垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射;1.舌静脉注射一般采用1ml注射器,配4号针头;2.大鼠麻醉后,仰卧位固定在鼠板上,牙齿也固定好;右手持眼科镊,轻轻拉出大鼠舌头,左手拇指和食指轻轻捏住舌尖,可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚的静脉,一般右侧的比较顺手我是右撇子,左手稍微绷紧大鼠舌头,不要绷的太紧,这样静脉会看的不清楚,以能拉直大鼠舌头,且能清楚看见血管为宜;3.右手持注射器,针尖斜面朝上,和舌头血管呈15°角,挑刺入血管;舌静脉非常浅,针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了,轻轻推注药液,若发现舌头有鼓起,则是注射失败;这样注射点很容易出很多学,形成血肿,这侧静脉想再次注射就很困难了,那么最好就选用另外一侧静脉了;4.舌静脉血流很丰富,拔针时一定要用干棉球压迫注射点,帮助止血;5.正常的舌静脉注射不影响大鼠的进食;五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制8%的硫化钠溶液,也可以自配脱毛剂,配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为3：1：7,加水混合成糊状软膏;用棉签将脱毛剂涂在要脱毛的部位,观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净的水将脱毛部位清洗干净,大鼠一般用腹部皮肤,小鼠可用背部皮肤;六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药,二是长期慢性给药;慢性给药,具体的说应该是在暴露出寰枕膜后将PE10管插入蛛网膜下隙,至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确,然后将PE10管插入7.5cm达腰膨大水平,固定并缝合即可;注射反意寡核苷酸,所以直接在L4～5椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药,选做好插入深度标记的PE-10导管,根据动物大小和所需埋置的脊髓节段,决定好插入深度,一般270～320g的大白鼠腰骶部约7.5cm,胸段约5～5.5cm;给药：将4号注射针头锯断,并磨尖,插在PE-10导管上,导管另一端接在另一接又注射器的4号针头上,给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好的PE-10导管相接即可;七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠,而且大鼠的生殖道比小鼠要长一些,会比小鼠操作相对容易一些;小鼠阴道内感染,是往小鼠阴道内注射感染菌液,开始感染时采用的是用小儿科的头皮针改做的软管向小鼠生殖道内注射,但因为小鼠生殖道很浅,而且软管本身占有小鼠生殖道的一部分体积,导致主入的菌液易漏,后来尝试用50ul的加样器每次取20ul,采取多次注射的办法;做此类实验主要是注意感染的药物或液体不要漏出来,可以采取多次注射的办法;八、大鼠鼻腔给药1.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入;滴鼻给药没有办法达到雾化吸入的效果;雾化吸入需要有雾化设备,一般医院的都有,但是医院的如果借不出来,自己家里的加湿器也可以凑合;雾化给药的时候,要把大鼠放在一个相对比较密闭的的容器中当然要有透气孔,让大鼠尽可能多地接触药物,但是好象没有专门的这种容器,一般都是自制的,材料最好是有机玻璃;如果需要一只一只给药的话,那么大鼠固定器也可以着用;雾化的时间如果没有特殊要求,一般来说是半个小时;从药物进入体内分布的部位来看,滴鼻应该作用于局部为主,而喷雾/雾化吸入等给药方式可使药物进入气管,肺等部位,吸收情况应该有比较大的不同;2.鼻内接种动物先进行麻醉后,以左手食指和拇指抓住动物双耳部,翻转动物身体置于左手掌内,使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器,将接种药物,逐滴滴入动物鼻内;接种量不宜过多：大鼠为～小鼠为～；豚鼠与兔可为2ml;。
药物代谢动物实验基本操作注意事项
动物实验的基本操作
订实验动物 一般计划要做药理实验后，先订动物，饲养中心送动物 过来需要时间，如果动物供应紧张的时候，很可能等的
粪便温孵法 肠菌酶法
单一菌种温孵法
肝微粒体的制备
差速离心法
通过高速离心 使微粒体与其他成 分分离，操作简单， 无需其他试剂辅助， 但需要的时间长， 对设备的整体要求 高。
CaCl2沉淀法 制备肝微粒体， 即在离心前额外加入 CaCl2 ， 促 进 微 粒 体 的聚集和沉降。这种 方法对设备要求降低， 而且缩短了实验所需 的时间，是研究药物 体外代谢，制备微粒 体的常用方法。
药物代谢-生物转化
一相代谢
氧化，还原，水解反应； CYP450酶
二相代谢
内源性物质结合反应； UGTs，SULTs, NAT, GST, MT
药物代谢研究方法
体内代谢法 综合地考虑各种体内 因素对药物的影响,能 够真实全面地反映药 物代谢的体内整体特 征 药物在生物体内的分 布比较广，加上代谢 转化的器官和酶系的 多样性，使药物及其 代谢产物在体内的浓 度低，代谢产物的检 测具有一定的难度
要从尾部下四分之一处进针,血管表浅,好扎,而且如果 万一没打进,还可以向上找位置再打
进针后, 有没有回血很重要,回血肯定扎进了,如果没 有自动回血的话,轻轻回抽下,有回血的话就注射,扎进 血管,注射通畅,没有阻力。如果很难推进，一般是没 扎进，就不要再推了，打到组织里面会水肿，然后整 个血管就看不清了，无法注射。自己觉得没回血最好 别注射，换位置，一般是没进。 注射完毕一定要止血，不然药物可能随血流出来，给 药量不准了。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则。
动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则一、引言动物体内药物代谢动力学研究是药物研发过程中非常重要的一环。
通过对动物体内药物代谢动力学进行研究，可以了解药物在动物体内的吸收、分布、代谢和排泄情况，有助于制定合理的用药方案和药代动力学参数。
而在进行动物体内药物代谢动力学研究时，剂量设置是非常关键的一步，只有合理的剂量设置才能保证研究结果的准确性和可靠性。
本文将从深度和广度的角度探讨动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则。
二、剂量选择原则1. 考虑药物的特性在进行动物体内药物代谢动力学研究时，首先需要考虑药物本身的特性。
包括药物的化学结构、生物利用度、半衰期、药效学等特性。
不同药物的特性不同，对于相同种类的动物，其最佳的剂量也可能会有所不同。
2. 确保安全性在进行剂量设置时，一定要确保动物的安全性，避免因为剂量过大而对动物造成不良影响甚至逝去。
一般来说，需要进行一系列的预实验来确定最终的剂量。
3. 参考先前研究为了更好地确定合适的剂量，可以参考先前的相关研究。
在进行动物体内药物代谢动力学研究时，常常会有一些文献或者数据库可以提供一定的参考范围。
4. 考虑实验目的在进行动物体内药物代谢动力学研究时，剂量设置还需要考虑实验的具体目的。
如果是为了确定药物的代谢动力学参数，那么剂量通常会比较低；如果是为了观察药物在高剂量下的代谢情况，那么剂量就会相应提高。
5. 考虑实验动物的特性在进行动物体内药物代谢动力学研究时，还需要考虑实验动物的特性，比如种属、体重、芳龄等因素。
不同种属的动物对于相同药物的代谢情况往往有所不同，因此在进行剂量设置时，需要充分考虑实验动物的特性。
三、个人观点和理解在进行动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置时，需要考虑诸多因素，而且这些因素之间可能会相互影响。
在实际操作中需要谨慎对待，不能简单地依据一两个原则就做出决定。
从我个人的经验来看，剂量设置是一个需要不断实践和总结的过程，只有在实际操作中不断积累经验，才能更好地掌握剂量设置的原则。
家兔基础实验操作及注意事项总结
基本技能操作经验总结（一）家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用1.家兔的捉拿【实验方法】先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦其跑动，一只手迅速抓住兔的颈背部的皮毛，慢慢提起家兔，然后用另一只手轻轻托住臀部，尽量使兔处在舒适、放松的状态。
【注意事项】避免抓住耳朵提拿家兔，这样不但会损伤家兔的耳朵，而且易引起家兔的紧张并激起挣扎和反抗。
抓取动物时手法不当，动作过激导致家兔惊吓，产生强烈挣扎而长时间处于激动状态，大脑皮层细胞兴奋阈值增加，肾上腺素的释放，大脑中枢电位频率增高，大脑皮层运动区过度兴奋，导致麻醉效果不佳。
2.家兔的称重与放置【实验方法】兔笼放置在电子秤上，去皮。
将兔子脖子卡住兔笼头端的凹槽，盖上兔笼盖，使兔子呈趴伏状，记录数据。
压住兔笼盖和后座，将兔笼转移到操作台准备实验。
【注意事项】兔笼重量提前去皮；尽量避免头尾不对应；时刻注意压住兔笼盖，避免转移途中兔子挣脱。
3.耳缘静脉麻醉【实验方法】穿刺前准备工作：穿刺前应拔除待穿刺血管部位的兔毛，轻柔或以手指轻弹待穿刺的血管使其充血扩张，或用酒精棉球涂擦待穿刺的血管使血管扩张。
穿刺手法：左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持头皮针尽量从静脉的远端刺入。
若回抽注射器有暗红色血液流出或注射时若无阻力、无隆起现象，说明针头在血管内。
移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液缓慢注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
注：本实验所用麻醉药——乌拉坦用药剂量为1000 mg/Kg。
【注意事项】1. 进针部位宜选择在耳缘静脉远心端的血管段，若穿刺失败，可向近心端前移一段再进行穿刺；2.可利用酒精棉球擦拭使耳缘静脉血管扩张，便于操作；3.静脉注射必须缓慢（大概每分钟推送5ml ），同时观察家兔肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
在注射麻醉药物时，可先用麻醉药物总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，若已达到预计麻醉效果剩余药液可暂不注射，以避免麻醉过深抑制呼吸中枢导致动物死亡；4.实验动物的固定【实验方法】将动物麻醉后，仰卧位固定于手术台上，颈部伸直，口腔与气管成一直线，保持气管畅通。
动物实验的过程及注意事项
1.2放射线的防护措施
减少不必要的紫外照射。动物房采用5% 新洁尔灭液擦四周墙面，缓冲间使用0. 5% 过氧乙酸气溶胶喷 雾消毒。实验动物从业人员工作时间，需断开辐射电源并适当通风，人离开后再进行照射消毒。
2.化学因素的防护措施
实验动物从业人员在使用化学消毒剂时，有引起咽喉炎、职业性哮喘的危险，特别是甲醛、过 氧乙酸对人的皮肤、眼睛、呼吸道和胃肠道刺激非常大，甚至对免疫功能等也可以产生影响; 环氧乙烷、乙醇和甲苯还能诱发细胞突变，并具有累积效应。 2.1 戊二醛消毒液的使用: 使用时容器需加盖，室内应有良好的通风设备，工作人员操作时应 戴橡胶手套、口罩，如不慎将化学消毒剂溅到皮肤或眼睛里，应立即用清水冲洗干净。 2. 2甲醛的使用: 用甲醛对空气消毒时室内严禁人员进入，关好门窗，消毒后必须开窗通风2 h，将甲醛刺激气味降至最低。用甲醛熏蒸消毒物品时，应严格密封，防止气体泄漏; 加取消 毒物品时，应做好个人防护，操作准确，避免直接接触甲醛溶液。
2.实验动物的抓取与编号 3.实验动物的随机分组：采用随机数字表进行完全随机化的分组 4.实验动物被毛的去除：把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免 剪破皮肤 5.实验动物的给药途径和方法：皮下注射、皮内注射、肌肉注射、静脉 注射等 6.实验动物的麻醉：局部麻醉、全身麻醉 7.进行相应的动物实验 8.实验动物的处死
动物实验的注意事项 1.物理因素的防护措施 1. 1 针刺伤、锐器伤和动物咬伤的防护措施
正确取放针头和锐器: 实验动物从业人员在注射完毕后，应将针头或锐器直接放入锐器盒内，不要将 用过的针头，再回套针头帽，以防针头误伤。拾、取污染针头或其它锐器时要使用专用钳子或摄子， 绝对不可徒手处理破碎的玻璃器皿。 伤后处理: 针刺伤、锐器伤后，应立即由近心端向远端挤出伤口血液，用肥皂和流动水冲洗，再用碘 酒或碘伏消毒伤口行敷料包扎，并及时去相应医院就医，必要时抽血体检，同时，需按程序向上级主 管部门上报备案，作好跟踪复查和治疗。实验动物从业人员被动物咬伤，可能出现疼痛、焦虑不安、 伤处毁损，伤口被细菌感染( 如破伤风梭状芽孢杆菌感染) 。被非人灵长类动物咬伤，会受到单纯疱 疹病毒B 感染的威胁。被实验动物咬伤后，有必要向医生报告。最低限度的处理方式为: 对于啮齿动 物引起的细小咬伤伤口应仔细清洗，并用抗菌剂治疗，并及时进行破伤风免疫接种。如果被疑似狂犬 病的动物咬伤，应接种狂犬疫苗等。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
1 药理实验基本操作
实验1 药理实验基本操作一、药理学实验注意事项安全、值日。
二、试验报告的撰写实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。
三、药理学实验设计的三大原则重复、随机、对照。
四、药理学实验常用动物简介1.常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩等实验动物。
①青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；②小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的初步筛选试验；③大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于观察药物的抗炎作用。
大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；④豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药；也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究。
⑤新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查；眼用药物的药效学和药动学研究。
⑥猫，血压试验和止咳药物的药效和机制研究等；⑦犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。
犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物；⑧猴和猩猩，高级动物，接近于人类。
常用于观察药物对行为的影响。
新药临床前安全性评价也需要使用猴。
2.我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类①一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。
外观健康，未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。
空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则
动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则动物体内药物代谢动力学研究是药物研发过程中的重要一环，它可以帮助科研人员了解药物在动物体内的代谢情况、药效学特性和安全性，为进一步的临床试验和药物上市提供重要参考。
在进行这一研究时，剂量设置是非常重要的环节，它直接影响到实验结果的可靠性和科研成果的有效性。
针对动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则，我们有以下一些重要考虑因素。
一、动物种类的选择在进行药物代谢动力学研究时，首先需要选择合适的动物种类进行实验。
常用的动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等，不同的动物种类代谢系统和药物清除率不同，对药物的代谢和排泄方式也有所差异，因此在选择动物种类时，需要考虑药物研究的特性和研究目的，确保选择的动物能够更贴合研究需求。
二、药物的特性药物的性质会直接影响到剂量设置的原则。
药物的溶解度、生物利用度、蛋白结合率等，都会直接影响到其在体内的药物浓度。
在进行动物体内药物代谢动力学研究时，需要综合考虑药物的特性，合理设置剂量。
三、药物代谢动力学研究的目的不同的药物代谢动力学研究可能有不同的研究目的，如药物的药代动力学特性研究、药物在体内的代谢情况分析等。
在进行剂量设置时，需要明确研究目的，确保设置的剂量可以满足研究需求。
四、安全性考虑在进行动物体内药物代谢动力学研究时，需要考虑到动物的安全性问题。
不能设置过高的剂量导致动物的中毒反应，也不能设置过低的剂量导致药物在体内无法达到有效浓度。
需要在剂量设置时充分考虑到动物的安全性。
总结回顾动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置原则涉及到动物种类的选择、药物的特性、研究目的和安全性考虑等多个方面。
合理的剂量设置可以确保研究的可靠性和科研成果的有效性，为药物研发提供重要参考。
在进行动物体内药物代谢动力学研究时，需要充分考虑这些原则，结合具体的研究需求和药物特性，合理设置剂量，确保研究的顺利进行。
个人观点个人对动物体内药物代谢动力学研究的剂量设置非常重视，我认为合理的剂量设置是研究工作的关键之一。
投药动物内科实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握动物内科实验的基本操作流程；2. 熟悉投药方法及注意事项；3. 了解动物内科疾病的诊断与治疗。
二、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠10只（体重20-25g，雌雄各半）；2. 实验器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、酒精、棉球、生理盐水、实验药物等；3. 实验药物：利巴韦林（抗病毒药物）。
三、实验方法1. 实验动物分组：将10只小鼠随机分为两组，每组5只，分别设为实验组和对照组。
2. 实验组投药：采用灌胃法，将利巴韦林溶解于生理盐水中，按照0.2ml/10g体重的剂量进行灌胃。
对照组给予等量的生理盐水。
3. 观察指标：（1）外观观察：观察小鼠的精神状态、活动能力、毛发、饮食、呼吸等；（2）体重变化：每日称量小鼠体重，记录体重变化；（3）血液学检查：在第3天和第7天分别进行血液学检查，包括红细胞计数、白细胞计数、血红蛋白含量等；（4）病理学检查：在第7天对实验组和对照组小鼠进行解剖，观察脏器病变情况。
4. 实验数据记录：对实验过程中观察到的各项指标进行详细记录。
四、实验结果1. 外观观察：实验组小鼠在投药后第2天出现精神萎靡、活动能力下降、毛发稀疏、食欲不振等症状，而对照组小鼠无明显异常。
2. 体重变化：实验组小鼠体重在第3天和第7天均出现明显下降，与对照组相比，差异具有统计学意义（P<0.05）。
3. 血液学检查：实验组小鼠在第3天和第7天的红细胞计数、白细胞计数、血红蛋白含量均低于对照组，差异具有统计学意义（P<0.05）。
4. 病理学检查：实验组小鼠的肝脏、肾脏、心脏等脏器出现不同程度的病变，如肝细胞肿胀、肾小球炎症等；而对照组小鼠脏器未见明显病变。
五、实验结论1. 利巴韦林对昆明小鼠具有一定的抗病毒作用；2. 投药后，实验组小鼠出现明显的体重下降、血液学指标异常及脏器病变，提示利巴韦林可能存在一定的毒副作用；3. 在动物内科实验中，投药方法应严格按照操作规程进行，注意观察动物的反应，确保实验安全。
药物代谢动力学实验讲义
实验一药酶诱导剂及抑制剂对戊巴比妥钠催眠作用的影响【目的】以戊巴比妥钠催眠时间作为肝药酶体内活性指标，观察苯巴比妥及氯霉素对戊巴比妥钠催眠作用的影响，从而了解它们对肝药酶的诱导及抑制作用。
【原理】苯巴比妥为肝药酶诱导剂，可诱导肝药酶活性，使戊巴比妥钠在肝微粒体的氧化代谢加速，药物浓度降低，表现为戊巴比妥钠药理作用减弱，即催眠潜伏期延长，睡眠持续时间缩短。
而氯霉素则为肝药酶抑制剂，能抑制肝药酶活性，导致戊巴比妥钠药理作用增强，即催眠潜伏期缩短，睡眠持续时间延长。
【动物】小白鼠8只，18~22g【药品】生理盐水、0.75%苯巴比妥钠溶液、0.5%氯霉素溶液、0.5%戊巴比妥钠溶液【器材】天平、鼠笼、秒表、注射器1 ml×4、5号针头×4【方法与步骤】一、药酶诱导剂对药物作用的影响1、取小鼠4只，随机分为甲、乙两组。
甲组小鼠腹腔注射0.75%苯巴比妥钠溶液0.1 ml/10g，乙组小鼠腹腔注射生理盐水0.1 ml/10g，每天1次，共2天。
2、于第三天，给各小鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠溶液0.1 ml/10g，观察给药后小鼠的反应。
记录给药时间、翻正反射消失和恢复的时间，计算戊巴比妥钠催眠潜伏期及睡眠持续时间。
二、药酶抑制剂对药物作用的影响1、取小鼠4只，随机分为甲、乙两组。
甲组小鼠腹腔注射0.5%氯霉素溶液0.1 ml/10g；乙组小鼠腹腔注射生理盐水0.1 ml/10g。
2、30分钟后，给各小鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠溶液0.1 ml/10g，观察给药后小鼠的反应。
记录给药时间、翻正反射消失和恢复的时间，计算戊巴比妥钠催眠潜伏期及睡眠持续时间。
【统计与处理】以全班结果（睡眠持续时间，分）作分组t检验，检验用药组与对照组有无显著性差异。
（参见“数理统计在药理学实验中的应用”）【注意事项】1、催眠潜伏期为开始给药到动物翻正反射消失的间隔时间，睡眠持续时间为翻正反射消失至恢复的间隔时间。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
肌内注射实验报告
肌内注射实验报告肌内注射实验报告实验目的：通过肌内注射，观察药物在体内的吸收、分布、代谢和排泄过程，并评估药物的疗效和安全性。
实验材料：1. 实验动物（例如小鼠、大鼠等）2. 药物溶液3. 注射器和针头4. 实验记录表实验步骤：1. 准备工作：洗手，佩戴手套，准备注射器和针头。
2. 选择合适的动物作为实验对象，并对动物进行标记和编号。
3. 注射前的准备：a. 根据实验需要，准备药物溶液，确保溶液浓度和体积的准确性。
b. 准备动物的注射部位，清洁并消毒。
4. 注射过程：a. 抓住动物的皮肤，用另一只手将注射器插入皮肤下层肌肉组织。
b. 缓慢注射药物，确保药物均匀分布。
c. 轻轻拔出针头，并用消毒棉球轻轻按压注射部位。
5. 注射后处理：a. 记录注射后的动物行为和对注射部位的观察。
b. 观察动物是否有异常反应或副作用。
6. 实验结束后，对动物进行相应操作（例如处死、采集样本等）。
实验注意事项：1. 动物的选择应根据实验需要和伦理要求进行合理搭配。
2. 在注射前要确保药物溶液的浓度和体积准确无误。
3. 实验操作时要注意保持器械的无菌状态，避免受到外界污染。
4. 实验过程中要注意观察注射部位的反应，确保注射部位无明显异常现象。
5. 实验记录要详细准确，包括药物注射量、动物的反应和观察结果等。
实验结果和结论：根据实验记录和观察结果，得出药物在体内的吸收、分布、代谢和排泄情况，并评估药物的疗效和安全性。
根据实验结果可以进一步优化药物的使用方法和剂量，提高其疗效和安全性。
实验总结：本次实验通过肌内注射的方式，观察药物在体内的吸收、分布、代谢和排泄过程，并评估药物的疗效和安全性。
通过实验可以获得药物在体内的相关信息，并为进一步研究和开发药物提供参考。
同时，实验过程中要注意操作规范和实验条件的控制，以确保实验结果的可靠性和准确性。
大小鼠给药基本操作
结果解读和报告撰写
结果解读
根据数据分析结果，结合观察指标， 对药物的疗效和安全性进行综合评估 。
报告撰写
按照科研论文的格式，撰写药物效果 评估报告，包括研究目的、方法、结 果和结论等部分，并附上数据图表和 参考文献。
05 大小鼠给药常见问题及解 决方案
给药困难问题及解决方案
总结词
给药困难是实验过程中常见的问题，主要表现在药物注入困难、给药剂量不准确等方面。
物对动物行为的影响。
生理指标
监测动物的体温、心率、呼吸 等生理指标，以评估药物对动
物生理功能的影响。
组织病理学检查
通过组织病理学检查，观察药 物对动物组织器官的损伤或改
变。
数据记录和分析
数据记录
详细记录每只动物的给药时间、 剂量、给药方式等信息，以及观 察到的各种指标数据。
数据分析
运用统计学方法对数据进行分析 ，比较给药组与对照组之间的差 异，评估药物的疗效和安全性。
口服给药法
口服给药法是通过动物自然摄食或强 制喂食的方式将药物给予动物的给药 方法。
注意事项包括选择合适的食物载体和 药物剂型，确保药物放置在合适的位 置，掌握合适的药物剂量和放置时间。
操作步骤包括准备药物和饲料、选择 合适的给药容器和方式、放置药物和 饲料、观察动物摄食情况以及检查动 物状态。
03 大小鼠给药操作流程
注射部位消毒
用75%酒精对注射部位进行消 毒，确保注射部位无菌。
注射操作
将注射器固定在注射架上，将 药物注入动物体内，注意注射 角度和深度适中，避免损伤动 物内脏。
注射后处理
注射完成后，轻轻按摩注射部 位，促进药物吸收。同时观察 动物有无异常反应，如有异常
大鼠给药实验报告(3篇)
第1篇实验目的：本研究旨在探讨某药物在大鼠体内的药代动力学特征，包括吸收、分布、代谢和排泄等过程，为该药物的临床应用提供科学依据。
实验材料：1. 实验动物：健康SD大鼠，体重180-220g，雌雄各半。
2. 药物：某药物片剂，纯度≥98%。
3. 仪器：分析天平、紫外分光光度计、离心机、冰箱、恒温恒湿箱等。
4. 试剂：生理盐水、蒸馏水、氯仿、正己烷等。
实验方法：1. 实验分组：将大鼠随机分为四组，每组6只，分别为对照组、低剂量组、中剂量组和高剂量组。
2. 给药方法：将药物片剂研磨成粉末，以生理盐水溶解，制成不同浓度的溶液。
低剂量组给予0.5mg/kg，中剂量组给予1mg/kg，高剂量组给予2mg/kg，对照组给予等体积的生理盐水。
3. 血样采集：给药后0、0.5、1、2、4、6、8、12、24小时，每组随机选取3只大鼠，心脏采血，分离血浆。
4. 药物含量测定：采用紫外分光光度法测定血浆中药物含量。
5. 数据处理：采用SPSS软件进行统计分析，比较各组药物浓度变化。
实验结果：1. 血药浓度-时间曲线：各剂量组大鼠血药浓度-时间曲线均呈现双峰特征，表明药物在大鼠体内存在吸收和再分布过程。
2. 药代动力学参数：低、中、高剂量组的药物半衰期分别为（1.5±0.3）、（2.0±0.4）、（2.5±0.5）小时，表明药物在大鼠体内的消除速率随剂量增加而减慢。
3. 分布：药物在大鼠体内的分布广泛，主要分布于肝脏、肾脏、心脏等器官。
4. 代谢：药物在大鼠体内主要通过肝脏代谢，代谢产物主要为代谢物A和代谢物B。
5. 排泄：药物在大鼠体内的排泄途径主要为肾脏排泄，少量通过粪便排泄。
讨论：本研究结果表明，某药物在大鼠体内具有良好的吸收、分布、代谢和排泄特征，符合临床应用要求。
低、中、高剂量组的药物半衰期随剂量增加而延长，提示该药物在大鼠体内可能存在蓄积现象，需谨慎使用。
药物在大鼠体内的代谢途径主要为肝脏代谢，提示临床应用时需关注肝脏毒性。
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粪便温孵法 肠菌酶法
单一菌种温孵法
肝微粒体的制备
差速离心法
通过高速离心 使微粒体与其他成 分分离，操作简单， 无需其他试剂辅助， 但需要的时间长， 对设备的整体要求 高。
CaCl2沉淀法 制备肝微粒体， 即在离心前额外加入 CaCl2 ， 促 进 微 粒 体 的聚集和沉降。这种 方法对设备要求降低， 而且缩短了实验所需 的时间，是研究药物 体外代谢，制备微粒 体的常用方法。
要从尾部下四分之一处进针,血管表浅,好扎,而且如果 万一没打进,还可以向上找位置再打
进针后, 有没有回血很重要,回血肯定扎进了,如果没 有自动回血的话,轻轻回抽下,有回血的话就注射,扎进 血管,注射通畅,没有阻力。如果很难推进，一般是没 扎进，就不要再推了，打到组织里面会水肿，然后整 个血管就看不清了，无法注射。自己觉得没回血最好 别注射，换位置，一般是没进。 注射完毕一定要止血，不然药物可能随血流出来，给 药量不准了。
胆管插管
将麻醉大鼠仰位固定于手术板
沿腹白线用粗剪刀剖开腹腔2-3cm
沿十二指肠降部肠系膜找到白色透 明具有韧性的胆总管
在接近十二指肠开口处，向肝脏方 向剪“V”形口
将胆汁引流管插入胆总管，引出腹 壁，结扎固定
胆管插管
胆管插管注意事项： 腹腔解剖的开口越小越好 分离胆管和插管的过程中，注意不要弄破管周围 的小血管，避免刺激胰腺组织，以免影响胰腺分 泌 收集胆汁过程中注意给大鼠保存体温,操作板放在 水浴锅上，给大鼠盖上纱布。
动物的排泄物对动物的生长影响很大，所以每2-3天要 换垫料，具体视情况而定。一定要换新笼具，换垫料。 不可偷懒将旧的垫料倒掉，不洗盒子直接加新垫料，或 者直接在盒子里再铺一层新垫料。这样不仅影响自己的 实验，而且同在一起饲养的动物也会受到影响。 每天要给动物换水，同时清理饮水瓶,金属嘴和胶塞， 时间久了不换，瓶内和胶塞可能会被微生物污染而长苔。 水不要装太满，太满了可能滴不出来，动物喝不到。更 规范的操作还要对饮水用具和实验工具进行高温灭菌。
2013年4月seminar
药物代谢研究中的实验方法， 基础操作及注意事项
汇报人: 汇报日期:
** 2013-4-12
药物代谢的基本概况
动物实验的基本操作及注意事项
生物样品的前处理
广义的药物代谢 A D M E
吸收 Absorption
分布
Distribution
代谢 Metabolism
排泄
Excretion
小鼠摘眼球取血(眶动脉和眶静脉取血)
剪胡子,防止溶血
抓取小鼠后,按住头部,压迫眼球使其充血突出,小鼠眼球尽 量鼓出,用镊子尽量多的夹住眼球往外拉,不然可能没有破 坏血管,不出血 用眼科弯镊迅速取出眼球,血滴入离心管中一定要快,一下 取出眼球，一下没取出眼球,动作慢可能就凝血了,血就取 不出来了,虽然很残忍,但是犹豫还是没取出血,而且动物还 是死了
时间很长，而且动物送过来还用适应性喂养3-7天。订动
物时候要说清楚动物的种类，级别，雌雄，体重，日龄， 数量，以及签收人,避免出现送错，或者反复询问，很麻 烦。签收的时候要发票和合格证。
动物的适应性喂养 动物从一个地方到一个新环境，而且在运输过程中，动物 的自身节律受到影响，需要恢复。在适应性喂养过程中， 观察动物是否健康，包括进食，饮水，毛发，排泄物，活
一定要心静,快准稳,不要犹豫,多多练习,手感很重要。
大鼠眼眶取血(眼眶后静脉丛取血)
取血的毛细管制作：先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，取出
干燥备用。注意割毛细管的时候,断面一定要平,不然大鼠很疼,就特 别挣扎,而且不好扎进去 取血前要给大鼠剪胡子,不然容易溶血 大鼠保持侧卧位左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻 轻向下压迫颈部两侧，致大鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静 脉丛充血右手持毛细管由大鼠的目内眦部插入结膜，使毛细管与眶 壁平行地向喉头方向推进，深度约3—5mm，轻轻旋动毛细管，使其 穿破静脉丛，让血流顺毛细管流出,用离心管接血
这些都是非常细小问题，不过还是挺重要的。
给药途径
灌胃时注意事项:
体位为头高尾低
针插入时应无阻力 。若 感到阻力或动物挣扎时， 应立即停止进针或将针 拔出，以免损伤食道以 及误入气管,导致小鼠死 亡
腹腔注射
注意事项：
体位腹部向上,头低位 右侧下腹部,沿皮下进针 3-5mm,然后针倾斜约45 度刺入腹腔注意，要变 换下角度，不要一直往 前刺，要刺伤内脏
尾静脉注射
尾静脉注射
老鼠尾部有三根血管,左右两边的表浅,容易注射,中间的 很难打,一般不要选择中间,如果左右两边都打废掉了,迫 不得已可以试试。 注射前用酒精反复擦拭尾部血管,一是消毒,主要是使血管 充血,如果天冷,或者血管不明显的时候,可以用热水,但是 要注意温度,不能太烫了，这样一般都可以看清。 针的选择最好用头皮针,更细,好打,但是头皮针的软管会 占一定体积的药物,如果配的药没那么多的话,用1ml的注 射器针头也是可以的。 进针的时候角度要小，尽量平着进针，进针后上挑,不然 血管可能直接扎穿了。
• 体外孵育是很好的累积代谢产物的方法。在代谢 产物的分离和结构鉴定方面有应用价值。可以直 接用肝匀浆液和肠内容体外孵育来制备代谢产物。 在实验过程中要冰浴，快速，尽量确保酶的活性。
动物实验的基本操作
订实验动物 一般计划要做药理实验后，先订动物，饲养中心送动物 过来需要时间，如果动物供应紧张的时候，很可能等的
另外在动物房不可大声说话，之前动物房养豚鼠的时候，大 家都很小心，其实大小鼠对噪声也是敏感的。 进出动物房，一定要关门，这个很重要，如果有野鼠进来就 麻烦了，不光饲料会被吃的问题，对动物的影响很大，听说 之前有发生过，大家很长时间没养动物，用耗子药灭鼠。 关于处死以后动物尸体的处理，以前都是直接扔了，从去年 年末开始，实验楼这边对实验后的动物尸体有了统一管理， 需要自己讲动物尸体送到实验楼B楼或F楼，有专门人负责 收。
动等情况，将有异常的动物隔离，实验时最好不用，另外
观察。不要不观察喂养就急匆匆的做实验，可能在取空白 组织的时候发现组织病变或者时候几天后空白组竟然出现
了死亡。所以适应性喂养还是很重要的。
饲养中心送来的动物到了以后，自己要将动 物放置在笼具里喂养。小鼠笼每笼10只左右， 不超过12只，大鼠笼每笼5只左右，不超过7 只。雌雄分开。大鼠不可用小鼠笼，力气大 的可能会跑出来，如果人不在，动物跑出来 了，那就麻烦了。
固相萃取法（ＳＰＥ） ＳＰＥ又称液—固萃取技术，其原理是将不同填料作 为固定相装入微型小柱，当含有药物的生物样品通过小柱 时，由于受到吸附、分配、离子交换或其他亲和力作用， 药物或干扰物质被保留在固定相上，用适当溶剂洗除干扰 物质，再用适当溶剂洗脱药物。
生物样品的前处理 生物样品：
血液、尿液、组织匀浆、胃液、胰液、胆汁、粪便、体外 代谢的孵育液等样品。
特点：
①采样量少；②待测物浓度低；③干扰物质多；
体内样品预处理的目的：
⑴使待测药物游离，以便测定药物或代谢物的总浓度； ⑵满足测量方法的要求，纯化浓缩样品； ⑶保护仪器性能、改善分析环境
去除蛋白质
肝微粒体 孵育体系：药物+缓冲盐+含不同供体的辅因子体系
肝微粒体体外Ⅰ相 启动反应 NADPH 代谢溫孵法 肝微粒体体外葡萄 启动反应 糖醛酸结合代谢溫 UDPGA 孵法 肝微粒体体外硫酸启动反应 PAPS 结合代谢溫孵法
• 肝微粒体酶制备100000转的超高速离心机，目前 实验室还没有条件。有直接买肝微粒体来做体外 代谢实验的，但是体外实验酶活性很难控制，酶 容易失活。一般在体外实验中要设立阳性对照组， 来反应酶的活力。
药物代谢-生物转化
一相代谢
氧化，还原，水解反应； CYP450酶
二相代谢
内源性物质结合反应； UGTs，SULTs, NAT, GST, MT
药物代谢研究方法
体内代谢法 综合地考虑各种体内 因素对药物的影响,能 够真实全面地反映药 物代谢的体内整体特 征 药物在生物体内的分 布比较广，加上代谢 转化的器官和酶系的 多样性，使药物及其 代谢产物在体内的浓 度低，代谢产物的检 测具有一定的难度
原则上动物实验不可在动物饲养室做，但是我们实验 室基本上只能在动物房实验。所以要注意下面几点： 实验操作台面最好离饲养（不进行实验的）的动物 远一点，减少对动物的影响。 实验前清理干净台面在进行，实验后在清理干净，实验完后，将里面的乙醚和棉花及时 处理掉，不然整个动物房都是乙醚的味道，对动物 影响很大，更要及时的换气。
体外代谢法 方便控制代谢条件,代谢 系统单一,易于对代谢物 进行分离、提取,尽快确 定药物代谢途径及结构 变化情况, 在代谢产物的结构确定 方面具有突出的优越性 但不能全面反映体内的 综合代谢情况,与生物体 内的真实代谢情况存在 一定差异
体外代谢主要方法
体外肝脏 代谢
体外肠菌 代谢
有肝微粒体温孵法 肝细胞体外温孵法 肝脏灌流技术 肝组织切片法 基因重组酶系 微透析技术
血流的过程中可以按摩小鼠心脏，取血量会多一点 不过此方法的确很残忍,有些国家动物福利法不允许,所 以后实验设计或者有欲投的杂志,还要注意下这方面的信息
大鼠腹主动脉取血
真空管和采血针，用真空 将腹主动脉的血吸出来 穿刺时候,将固定大鼠的 操作板倾斜,这样便于穿 刺,还可用镊子将大鼠腹 部垫高,方便穿刺。 将腹主动脉周围的脂肪组 织，筋膜钝性分离干净, 暴露出腹主动脉。 色淡的为腹主动脉，与下 腔静脉（暗红）伴行，穿 刺后不要乱动，以防针出 来，真空漏掉和喷血。
大小鼠的解剖，用文字很难讲明白，可以以后实验的时候看 具体的操作。 讲一下做组织分布时组织匀浆的注意事项： 取出心肝脾肺肾脑等器官在冰过的生理盐水中洗干净浮血， 用滤纸吸干，放在锡箔纸中。注意要挤干净心脏中的血液， 但是所有组织不得到生理盐水中浸泡过长时间，可能影响 到药物的浓度。 称组织的时候，注意对称平行，重量和取的部位要一致， 比如都取肝左叶等。 匀浆过程中要注意都在冰上操作，所有过程尽量快。 匀浆前要把组织剪的尽量碎（冰上操作，快），不然匀浆 的时候组织纤维会堵在匀浆的转头上面。 每次匀浆前，匀浆的工具都要洗净，并用生理盐水浸润。