医学动物实验基本技术
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
兔类实验的基本操作技术
仰卧位
备皮
剪毛法：从下颌至胸骨柄，使用弯剪，勿用手将 毛提起，以免剪破皮肤，兔毛放入水中
剪皮
两手拉紧气管两侧的皮肤，用直剪刀剪一口， 再向上剪至下颌、向下至胸骨柄处。
家兔的手术操作
分离气管 分离颈总动脉
分离迷走神经、交感神经、喉返神经和减压神经
分离气管
分离颈总动脉、迷走、交 感、喉返和减压神经
推注后2/3时，观察家兔状态，四肢松软，角 膜反射迟钝时，即可停止麻醉 ※注意事项：尽可能先从耳缘静脉远心端注射， 随时观察动物情况
拔毛
耳缘静脉注射
检查麻醉深度——角膜反射
兔台固定
固定四肢：以四条1cm宽的布带做成活的圈套，前 肢系在腕关节以上，后肢系在踝关节以 上，前、后肢分别拉直固定于兔台上。 固定头部：将家兔头部用兔头固定器或用棉线钩住 门齿，固定于兔台头端的铁杆。 固定体位：仰卧位（兔背部贴于兔台） 俯卧位（兔腹部贴于兔台）
家兔的给药方法
耳缘静脉注射
灌胃给药
耳缘静脉注射
家兔的麻醉
腹腔给药：
3%戊巴比妥1ml/kg体重。 在左下腹位置，避开肝、脾。
耳缘静脉注射：5ml/kg（20%氨基甲酸乙脂）+2ml
耳缘静脉麻醉
家兔称重后除去耳缘静脉上被毛，用20ml注 射器缓慢推注乌拉坦麻醉
推注过程中，前1/3要快速推注，其余的在 3~5min内推注完。
实验流程
家兔的捉拿固定
家兔的给药方法 家兔的麻醉 家兔的手术操作（分离动脉、神经） 家兔的心脏采血
家兔的处死
认识家兔的脏器
家兔的捉拿固定
右手抓其背部将家兔提起
动物实验基本操作技术
1.44
4.40
7.70
9.70
13.30 17.20 20.00
1.44
4.40
7.70
9.70
12.10 15.20 17.80
7周
39.90
8周
40.05
34.07 34.80
18.65 20.25
16.10 18.16
21.60 22.40
19.00 20.25
27.96 28.83
23.12 24.16
可采0.2-0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次
取血，可采用摘眼球法。
34
小鼠眼眶后静脉丛取血方法
35
6-血样的采集
（3）股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分 离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达 2.0ml。 （4）断头采血 （5）心脏采血
36
犬股动脉取血方法
37
1.40
3.35
5.50
7.32
11.60 14.75 15.60
1.44
3.50
5.60
6.90
12.57 18.10 20.50
1.40
3.42
5.55
6.40
12.20 16.90 18.40
1.58
4.64
7.96
9.83
19.00 22.58 25.96
1.58
4.64
7.96
9.83
15.75 20.75 21.88
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
17
1 眼皮张开 2 能跳跃 3 能抓东西
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
18
基础医学-动物实验技术(研)
不应一味追求进化程度高的动物，进化程度高或结构功能复杂的动物有时会给实验条件的控制和实验结果的获得带来难以预料的困难。除了经费开支之外，还会影响试验的周期。在不影响实验结果正确性的前提下，尽量选用结构功能相似又能反映研究指标、易获得、最经济、最易饲养管理的动物。
01
实验动物的抓取与固定
02
实验动物的编号和分组
03
实验动物的麻醉方法
04
实验动物的除毛、给药方法
05
实验动物的采血法
06
实验动物的处死
07
动物尸体及废弃物的无害化处理
08
动物实验中应注意的问题
二、动物实验基本技术
小鼠
大鼠
豚鼠
兔
犬
猪
蟾蜍
猴
第一节 实验动物的抓取与固定
小鼠抓取固定方法 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤。以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
很多实验动物具有某些解剖生理特点，为实验所要观察的器官或组织等提供了很多的便利条件，如能适当使用，将减少实验准备方面的麻烦，降低操作难度，使实验容易成功。
家犬的甲状旁腺位于甲状腺的表面，位置比较固定，大多数在两个甲状腺相对应的两端上. 家兔的甲状旁腺分布比较散，位置不固定，除甲状腺周围外，有的甚至分布到主动脉弓附近，因此做甲状旁腺摘除实验，应选用家犬而不能选用兔。
1、年 龄
四、适宜规格的原则
实验动物年龄与体重一般呈正相关，可按体重推算年龄。例如KM小鼠6周龄时雄性约为32g，雌性28g；Wistar大鼠雄性约为180g，雌性160g。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验基本技术及实验动物管理法规
动物实验基本技术(一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。
此法采血每次可采0.5ml。
(二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
(三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。
心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
三、兔的采血方法(一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。
本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
(二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。
用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。
由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。
采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
(三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
(四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。
此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
四、狗的采血方法(一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。
采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
(二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。
常用实验动物的实验基本操作技术
常用实验动物的实验基本操作技术第一节常用实验动物的生物学特征1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。
蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。
生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。
如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。
②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。
③缝匠肌可用于记录终板电位。
脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。
在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。
2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。
它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。
在机能学实验中常选用该动物。
故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。
3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。
豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。
豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。
能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。
其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。
5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。
动物实验的基本技术操作方法
一、动物实验的常用方法
近年来由于电子显微技术的进展，不仅可以 观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的 变化，而且也可以运用电子扫描方法对动物 器官的微小结构进行完整的表层观察。
一、动物实验的常用方法
9．免疫学观察法 注入抗原使动物致敏，制备各种抗血清， 如常选用新西兰或大白耳家兔制备病原体 免疫血清、间接免疫血清、抗补体抗体血 清、抗组织免疫血清等。采用免疫荧光技 术、酶标记免疫技术、放射免疫测定技术、 免疫电镜技术等对动物免疫后各种免疫变 化进行检查。
五、实验动物被毛的去除方法
使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被 毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺 激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所 需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗 去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一 层油脂即可。
六、实验动物给药途径和方法
给药的途径和方法是多种多样的， 可根据实验目的、实验动物种类和 药物剂型等情况确定。
一、动物实验的常用方法
7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观 察记录，如心电、肌电、脑电等；对动物组 织中各种活动物质用生物化学法测定，如各 种酶，激素等。
一、动物实验的常用方法
8．病理解剖学、组织学观察法 采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、 分析动物各种疾病时病理组织学改变。可 从组织学的角度来探讨疾病防治机理，例 如通过阑尾组织切片和肉眼观察，分析口 服中药、针刺或局部敷药对有炎症阑尾的 影响，阐明不同证型时阑尾变化的病理学 特点以及某些病人用中西医结合非手术治 疗后复发的原因。
小鼠的灌胃给药
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升） 几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
注射途径 腹 肌 静 皮 腔 肉 脉 下 小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5 大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0 豚鼠 2-5 0.2-0.5 1-5 0.5-2 兔 5-10 0.5-1.0 3-10 1-3 狗 5-15 2-5 5-15 3-10
急性动物实验基本操作技术
大理学院基础医学院机能学综合实验、掌握切开皮肤与识别，分离颈部神经、血
管、气管及股动脉。 3、初步了解家兔颈总动脉、气管、股动脉插
管方法。 4、学习测定胸内压的方法，观察气胸时胸内
压和呼吸的变化。 5、掌握处死动物的方法。
兔抓取 称重 麻醉（25% 乌拉坦，4ml/kg) 固定
角 膜 反 射 皮 反肤 应夹 捏
注射要点：
①抽取药液后应排净空气 ②从兔耳尖端注射 ， ③推注时阻力小才能继续注射； ④先快后慢，注意观察麻醉的指征； ⑤补充剂量不能超过总量的1/5 ⑥ 拔出针头后盐水纱布压迫止血。
3、家兔的固定
（1）头部的固定 （2）四肢的固定
三、实验内容
（一）称重、麻醉 （二）固定、剪毛 （三）颈部手术
[实验步骤]
1、家兔的捉拿及称重。
×
××
2、家兔的麻醉
（1）麻醉药的选择 25%氨基甲酸乙脂(乌拉坦)，4ml/kg。
（2）麻醉的方法及部位：耳缘静脉注射
耳缘静脉（厚） 动脉
⊙ 耳缘静脉（薄）
麻醉效果的观察：指导P67页 （1）呼吸：呼吸变慢且均匀 （2）反射活动：角膜反射迟钝 （3）肌张力：全身肌肉松驰 （4）皮肤夹捏反应：消失
4、常用哺乳类动物手术器的使用方法
5、家兔颈部手术 （1）剪毛
（2）局部麻醉：1%普鲁卡因2~3ml 皮下注射
（3）切口和止血
（4）气管插管
气管插管术示意图
气管插管术示意图-示气管切口
气管插管术示意图-示固定插管
气管插管
减压神经
交感神经
迷走神经 颈总动脉
家兔颈部血管神经示意图
（5）神经和血管的分离
[基础医学]第十一章动物实验基本技术
![[基础医学]第十一章动物实验基本技术](https://img.taocdn.com/s3/m/61464f7fa88271fe910ef12d2af90242a895ab35.png)
第十一章 动物实验基本技术内容提要：动物实验是生命科学研究的基本手段，是药物安全性评价的必要途径。
熟练的动物实验操作技术和技巧，是顺利完成动物实验并取得准确、可靠结果的保证。
本章详细介绍了实验动物的保定技术、麻醉方法、给药途径和方法、样本的采集方法以及试验结束如何人性化处理实验动物等技术措施，旨在为从事动物实验相关人员提供系统的良好操作规范。
关键词：保定；标记；麻醉；采血；安乐死。
动物实验是根据研究目的,恰当地选用标准的实验动物品种、品系,进行各种科学实验,观察和记录动物的反应过程或反应结果, 以探讨或检验生命科学中未知因素的专门活动。
生物医学的每一次重大发展与进步，几乎都与动物实验息息相关。
现代医学各领域中许多最重要的进步都是以动物实验研究与探索为基础的。
对新药进行药效和安全性评价时，需要借助动物实验；对新出现的疾病需要做出对策时，动物实验有时是关键的决定因素。
因此动物实验已成为医学、药学、生物学、畜牧学、兽医学等生命科学研究的基本手段之一，尽管在不同领域有不同的目的和应用，但其中所涉及的动物实验基本操作技术和实验方法是相通的。
因此研究人员掌握基本的动物实验技能是实验成功的前提与保证。
第一节 动物实验前的准备一、 实验动物的编号与标记编号与标记通常是动物实验开始时需要进行的第一项工作。
编号的目的是使个体易于识别，便于实验者观察每个动物的变化，并为下一步进行的分组工作做好准备。
无论何种编号方法，良好的标记方法都应满足号码清晰、耐久、简便和适用的要求。
（一）染色法染色法是使用化学药品在动物明显体位被毛上进行涂染以识别动物的方法。
染色法一般适用于白色大鼠、白色小鼠、豚鼠和白色家兔等动物的短期实验。
常用的染液有3%-5%的苦味酸溶液（黄色）、2%的硝酸银溶液（咖啡色）、0.5%的中性品红溶液（红色）。
标记时，用棉签或卷着纱布的玻璃棒或止血钳等蘸取少量上述溶液，在动物体的相应部位逆毛流方向涂上有色斑点。
动物实验技术动物实验的基本操作
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
医学动物实验操作技术
医学动物实验操作技术一、动物实验前的准备工作1.动物选择与分组：在动物实验中，选择适当的实验动物是至关重要的。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、猪、猴等。
选择动物时要考虑到其生理和解剖结构与人类相似度的因素，以及实验的目的和要求。
在分组时，通常采用随机分组的原则，以减少实验组和对照组之间的差异。
2.动物饲养与管理：提供合适的饮食和生活环境是保证动物实验成功的重要保障。
饲养动物应保证充足的饮水和食物，良好的卫生环境，并定期检查动物身体状况。
二、药物给药技术药物给药是动物实验中常见的操作之一，通常有以下几种方式：1.口服给药：将药物溶解在适量的溶剂中，通过管饲器或针筒直接灌服给动物。
这种方式适用于对于体内吸收需要时间的药物。
2.注射给药：常用的注射方法有皮下注射、静脉注射和肌肉注射。
注射给药方式更直接，能够快速将药物输送到全身循环系统，但也需要注意注射技巧和注射部位，以减少动物的痛苦。
三、手术技术在一些医学动物实验中，需要进行手术操作，常见的手术技术包括以下几种：1.简单手术：如皮下植入和腹腔注射等。
这类手术手法相对简单，但仍需要注意消毒和无菌操作的要求。
2.大型手术：如器官移植、心脏手术等。
这类手术需要专业的外科医生进行操作，非常复杂和危险，需要更高的手术技巧和周密的手术计划。
四、生物样本采集技术在医学动物实验中，常需要采集动物的生物样本进行分析和检测，常见的样本采集技术包括以下几种：1.血液采集：通过动脉穿刺或静脉采血管等方式采集血液样本。
采血前需要对动物进行适当的麻醉和固定，以减少动物的痛苦。
2.组织标本采集：通过手术方式或穿刺等技术采集动物的组织样本，如肝脏、肾脏、心脏等。
采集后需要适当固定和保存，以便后续的病理学检测和组织学分析。
五、实验数据的记录和分析在动物实验中，及时清晰地记录实验数据是十分重要的，以便后续的数据分析和结果验证。
实验数据记录包括观察数据、生物样本数据等。
同时，需要根据实验需求选择合适的数据分析方法进行数据统计和结果分析。
动物医学专业的实验室技术与操作要点
动物医学专业的实验室技术与操作要点一、实验室操作准备在进行动物医学实验室工作之前，必须进行充分的准备工作，包括准备实验室所需设备、材料和实验动物等。
以下是实验室操作准备的要点：1. 设备和材料准备- 根据实验需求，准备所需的实验设备，如显微镜、离心机、PCR仪器等。
保持这些设备的清洁和正常运行状态。
- 准备实验所需的材料，如培养基、试剂盒、实验管等。
确保材料的质量和有效期限。
2. 实验动物选用- 根据实验目的选择合适的实验动物，注意考虑动物的品种、年龄、性别等因素。
- 确保实验动物的健康状况和合法来源。
动物的购买和饲养需要符合相关的法律法规。
二、动物医学实验室操作技术要点在进行动物医学实验室操作时，需要掌握一些基本的技术要点，以确保实验的准确性和可靠性。
以下是几个重要的动物医学实验室操作技术要点：1. 严格遵守实验室操作规范- 在实验室中操作时必须穿戴好相应的实验服、手套和口罩，以保护自己和实验物品的安全。
- 操作过程中不得随意饮食，避免食物或饮料污染实验材料。
- 遵循实验室的废物处理规定，将废弃物正确分类并妥善处理。
2. 动物体内操作技术- 在进行动物内部操作时，需要掌握准确的技术要点。
例如，进行注射时，要正确选择针头的规格和长度，并掌握注射的角度和深度。
- 注意动物的舒适和安全，避免对动物造成不必要的伤害。
3. 检验技术要点- 在进行动物医学实验室检验时，需要掌握一些重要的技术要点。
例如，正确采集样本，注意采样的时间、方法和部位。
- 熟练掌握相关的检验方法和仪器的使用技巧，保证实验结果的准确性。
4. 数据处理和记录- 在进行实验操作时，准确记录实验过程和结果。
包括实验前的准备工作、实验操作的步骤和条件，以及实验结果的定量或描述性数据等。
- 注意数据的保存和整理，确保数据的可靠性和安全性。
三、实验室安全与伦理在进行动物医学实验室工作时，必须遵守相关的实验室安全规定和伦理要求。
以下是一些实验室安全与伦理的要点：1. 实验室安全- 遵守实验室安全操作规程，使用相关的防护装备和设备。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
课件-医实动学实验(大鼠、小鼠)
实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
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实
验
实验动物操作技术（小鼠、大鼠、豚鼠、兔等）
课
屏障环境实验室现场操作培训
程
小鼠细胞及其胚胎成纤维细胞的分离培养
课程安排
理论及专题： ➢时间：每周一、三上午8:00-9:40 ➢地点：北校区第7课室（周一），新教学
楼101课室（周三） 实验课程： ➢时间： 每周一、五下午14:30-17:30 ➢地点：北校区39号楼实验动物中心院内
实验动物遗传控制，实验动物的营养与饲养基Βιβλιοθήκη 常见实验动物础 理
重要的人兽共患传染病
论
人类疾病动物模型的分类、评估与制作
免疫缺陷动物、嵌合体动物、转基因动物
动物细胞培养与应用
治疗性克隆与组织工程学
专
题
小鼠实验胚胎技术与ES细胞分离培养
讲
实验生物安全、实验动物监测管理及相关法律法规
座
动物实验操作录像及现场观摩
实验动物学与实验医学系列
医学动物实验基本技术
课程内容
常用实验动物基础理论和动物实验知识。
➢ 实验动物概况、等级分类 ➢ 遗传和微生物等质量控制 ➢ 日常饲养和管理 ➢ 重要的人兽共患传染病及其预防； ➢ 特殊种类实验动物：免疫缺陷动物、嵌合体动物和转基因动物等； ➢ 人类疾病的动物模型分类、应用和制作方法； ➢ 实验动物管理法规和实验动物生物安全知识等。
实验课程
➢ 主要讲解并现场指导学生常用的动物实验操作技术，如动物抓 取、保定、给药、注射、灌胃、解剖、脏器分离等技术；
➢ 实地讲解和示范屏障环境动物实验室操作规范； ➢ 转基因小鼠制作方法、实验小鼠的胚胎干细胞分离培养、成纤
维细胞的分离和培养操作等。
主要章节及专题
内容
绪论，实验动物微生物控制和实验动物环境
参考模版：查看实验动物中心网页教学科研 栏目
实验设计论文
请在文中重点阐述： 选择动物或动物材料的说明 选择动物或动物材料的依据 动物的处置方法及依据 实验动物伦理与福利方面的考虑
注意事项
实验课程要求： 实验课程分组分时段进行，请同学们按照
实验分组时间安排提前5分钟前来上课，未 排到的同学自习。 上课必须穿着白大衣，请自备。 操作时，请按照指导教师要求操作及处置 实验动物，要爱护动物，不得随意处置。 实验课程要求必须签到，计为平时成绩。
课程考试安排
1、考试时间：课程结束后一周 2、考试地点：待定，请留意研究生办通知。 3、考试内容：实验动物学（理论、实验） 4、考试形式：闭卷笔试 5、考试题型： 一、单项选择题20个--20分 二、名词解释10个--20分 三、问答题4个--20分 四、实验设计1个--40分 6、其它事宜请见考场指令。
动物实验室（博士后公寓1号楼右侧）
参考教材、课件及咨询
• 课件下载地址： 1、实验动物中心主页： 2、课堂讲义库/医学动物实验技术
• 参考教材：
实验动物与实验医学，陈系古、潘兴华主编 实验动物学基础，孙靖主编 实验动物学，邹移海、徐志伟、苏钢强主编
• 教学联系人：赵勇 电话：39943341/ 13640779716 邮件：zhaoyong@ QQ：17262674（联系时请注明院系专业及学号）
考试题型
单项选择题，30个 名词解释，5个 简述题，3个 实验设计论文，一篇，要求在笔试结束后1
个月内完成并上交
考试内容
以教师课堂讲授为主 理论内容，60% 实验技术，40%
实验设计论文
请结合本学科或专业设计一个动物实验： （论文上请注明姓名、学号、专业、学院及 联系方式）
内容包括：a.国内外动态；b.主题依据；c.实 验目的； d.本题特色； e.实验方法、技术路 线； f.结果预计与讨论；g.参考文献。