双酶切编辑
载体双酶切
载体双酶切技术是分子生物学领域常用的实验技术之一，它通过利用两种不同的限制性内切酶作用于同一个质粒DNA，从而实现对目标DNA片段的精确剪切和克隆。
本文将从载体双酶切技术的原理、应用和优缺点等方面进行详细介绍。
一、原理载体双酶切技术的原理主要基于两种不同的限制性内切酶对DNA的特异性切割。
首先，选择两种能够在同一质粒上切割出相互兼容的黏性末端的内切酶，并确定其最佳反应条件。
然后，将目标DNA片段与质粒进行双酶切反应，使得目标DNA片段的末端与质粒的末端具有互补的黏性末端。
最后，通过DNA连接酶的作用，将目标DNA片段与质粒连接成重组质粒，实现目标DNA片段的克隆插入。
二、应用载体双酶切技术在分子生物学研究中有着广泛的应用。
首先，它可以用于重组质粒的构建，将外源基因插入到质粒中，用于基因克隆、表达和功能研究。
其次，还可以通过双酶切技术对质粒进行定向修饰，如引入点突变、插入序列或者删除特定片段等，用于研究基因的结构与功能。
此外，载体双酶切技术也被广泛应用于基因工程、蛋白质表达、基因组编辑等领域。
三、优缺点1. 优点（1）精准：通过双酶切技术可实现对DNA片段的精确切割和定向连接，保证了重组质粒的稳定性和可靠性。
（2）灵活：可以根据实验需要选择不同的限制性内切酶组合，实现对DNA的多样化操作。
（3）高效：相比传统的单酶切技术，载体双酶切技术能够提高DNA片段的连接效率和克隆成功率。
2. 缺点（1）操作复杂：双酶切技术需要充分考虑两种内切酶的选择、反应条件的优化及连接方法的调整，操作过程较为复杂。
（2）局限性：某些情况下可能无法找到适合的双酶切位点，导致目标DNA片段无法有效插入到质粒中。
（3）成本较高：需要购买多种限制性内切酶和连接酶，增加了实验成本。
综上所述，载体双酶切技术作为一种重要的分子生物学工具，在基因工程和分子生物学研究中发挥着重要作用。
随着技术的不断进步和完善，相信它将在更多领域展现出其巨大的潜力和价值。
双酶切实验
双酶切概述双酶切反应(Double Digests)1、同步双酶切同步双酶切是一种省时省力的常用方法。
选择能让两种酶同时作用的最佳缓冲液是非常重要的一步。
NEB每一种酶都随酶提供相应的最佳NEBuffer，以保证100%的酶活性。
NEBuffer的组成及内切酶在不同缓冲液中的活性见《内切酶在不同缓冲液里的活性表》及每支酶的说明书。
能在最大程度上保证两种酶活性的缓冲液即可用于双酶切。
由于内切酶在非最佳缓冲液条件下的切割速率会减缓，因此使用时可根据每种酶在非最优缓冲液中的具体活性相应调整酶量和反应时间。
2、分步酶切如果找不到一种可以同时适合两种酶的缓冲液，就只能采用分步酶切。
分步酶切应从反应要求盐浓度低的酶开始，酶切完毕后再调整盐浓度直至满足第二种酶的要求，然后加入第二种酶完成双酶切反应。
3、使用配有特殊缓冲液的酶进行双酶切（图）使用配有特殊缓冲液的酶进行双酶切也不复杂。
在大多数情况下，采用标准缓冲液的酶也能在这些特殊缓冲液中进行酶切。
这保证了对缓冲液有特殊要求的酶也能良好工作。
由于内切酶在非最佳缓冲液中进行酶切反应时，反应速度会减缓，因此需要增加酶量或延长反应时间。
通过《内切酶在不同缓冲液里的活性表》可查看第二种酶在特殊缓冲液相应盐浓度下的作用活性。
双酶切建议缓冲液注：只要其中一种酶需要添加BSA，则应在双酶切反应体系中加入BSA。
BSA不会影响任何内切酶的活性。
注意将甘油的终浓度控制在10%以下，以避免出现星号活性，详见《星号活性》。
可通过增加反应体系的总体积的方法实现这一要求。
某些内切酶的组合不能采用同步双酶切法，只能采用分步法进行双酶切。
上表中这些组合以“se q”标注。
[编辑本段]双酶切的注意事项1、做转化的时候，进行酶连接反应时，注意保持低温状态，因为LIGASE酶很容易降解.为保险起见，一般连接3小时，16度。
2、对含有AMP-RESISTENCE的质粒铺板时，注意加AMP时的温度，温度过高，会使克隆株无法筛选出来.我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里，烤箱一般温度为55-60度，然后做的时候拿出来，这样好掌握温度。
Oligo 7操作方法
构建含目的片段的质粒载体概述：构建质粒载体的总体思路是：通过查文献获得目的基因序列，对目的基因加以修饰，再根据需要分两种情况将其导入质粒：①总体导入——这种情况下直接给这段序列人为地加上2个特异的酶切位点并且这2个新加的位点必须是原先在目的基因里没有而在质粒上是存在的，那么经过双酶切则在质粒和目的基因两端都暴露出2段不同的碱基序列，通过碱基互补配对会自动组合得到新质粒；细节问题：所选的两个酶切位点在质粒上不要过于靠近，至少隔开一个。
②将目的基因先分2段后再导入——这种情况我们对怎么分要先做筛查，切目的基因的位点必须在目的基因序列里是唯一的、在质粒上是同时存在的、而且最好能将目的基因4：6等分，然后再同上一步在两端添加特异酶切位点，组合新质粒；细节问题：切割目的基因的位点引物无需加防错配碱基。
修饰目的基因（设计引物）的原则：1．引物全结构包含保护碱基——酶切位点——防错位碱基——匹配序列；2．引物长度一般以25~32bp为宜，过长会导致延伸温度过高；3．从“ATG”开始计算，考虑到密码子的简并性，引物3’端最后一位要避开密码子的第3位，以免影响扩增的特异性与效率；4．考虑到引物的稳定性，引物3’末端应选择G/C而不选择A/T；5．引物自身、引物与引物之间存在的互补序列不应超过4个；6．发夹结构及引物二聚体只要不是太牢固即可忽略；7．上下游引物长度及GC含量尽可能接近，Tm值之差绝对值以小于4℃为宜；8．退火温度一般用58℃，以便上下调节；Oligo 操作：1.选择【file】，打开新文件；2.在弹出的对话框里粘贴进基因序列，选择【Accept】；3.弹出的对话框即为CDS区全长，先最小化该窗口；4.选择【edit】——【forward primer】，编辑上游引物；4.从全长序列5’端复制前30个碱基粘贴进新弹出的对话框中编辑，第一步筛选酶切位点【search】—【for Restriction Sites】，主要看是否是多克隆位点判断是否为多克隆位点（②法导入须看）提示目的基因里没有的酶切位点（①法导入须看）5.配合质粒图筛选出合适的两端酶切位点（质粒中存在而目的基因里不存在）6.在第4步得到的30位匹配序列对话框中，参照图5输入酶切位点序列→参照附录2输入保护碱基→参照原则输入防错位碱基，再在尾端删除配对序列碱基直至符合原则要求；7.上游引物就设计好了，点击确定保存，跳到全序列窗口，点击【change】--【Strands】转向反向互补链，复制30个，同理编辑下游引物；8.点击确定9.点击save，保存结束。
双酶切体系梳理
Double Digestion(双酶切反应)时Universal Buffer(通用缓冲液)的使用表■ 说明使用二种酶同时进行DNA切断反应(Double Digestion) 时，为了节省反应时间，通常希望在同一反应体系内进行。
TaKaRa采用Universal Buffer表示系统，并对每种酶表示了在各Universal Buffer中的相对活性。
尽管如此，在进行Double Digestion时，有时还会难以找到合适的Universal Buffer。
本表以在pUC系列载体的多克隆位点处的各限制酶为核心，显示了在Double Digestion可使用的最佳Universal Buffer条件。
在本表中，各Universal Buffer 之前表示的[数字×] 是指各Universal Buffer的反应体系中的最终浓度。
TaKaRa销售产品中添附的Universal Buffer全为10倍浓度的缓冲液。
终浓度为0.5×时反应体系中的缓冲液则稀释至20倍，1×时稀释至10倍，2×时稀释至5倍进行使用。
■ 注意◇1 μg DNA中添加10 U的限制酶，在50 μl的反应体系中，37℃下反应1小时可以完全降解DNA。
◇为防止Star活性的产生，请将反应体系中的甘油含量，尽量控制在10%以下。
◇根据DNA的种类，各DNA的立体结构的差别，或当限制酶识别位点邻接时，有时会发生Double Digestion不能顺利进行的可能。
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生物技术中的基因编辑疗法
生物技术中的基因编辑疗法近年来，随着生物技术的发展，基因编辑疗法成为了治疗基因突变疾病的新方法。
基因编辑疗法是指通过人工干预基因序列，使得有缺陷或异常的基因得以正常表达，从而达到治疗目的的方法。
一、基因编辑疗法的原理基因编辑疗法的原理是通过利用已知基因序列的信息来进行人工操作，使得有害的基因突变被改变成健康的基因状态。
它的操作主要分为三个步骤: “切”，“改”和“贴”。
“切”是指利用特定酶切割DNA，使得需要编辑的基因部位的序列被切开。
这些酶被称为核酸酶，它们能将连接在一起的DNA双链裂解开来，同时可以选择性地切割特定的序列。
“改”指的是在切割DNA后，通过在对应的位点上插入外源性DNA或RNA序列，最终改变基因的状态。
这种修改基因序列的方式被称为转录翻译，是一种非常有效且广泛应用的方法。
“贴”是指在修改基因序列后，再通过基因修复酶将基因序列恢复成完整的状态，从而达到修复因基因突变而导致的疾病的目的。
二、基因编辑疗法的治疗现状基因编辑疗法现在已经应用于一些少见的遗传性疾病，例如囊性纤维化、苯丙酮尿症等。
这些疾病的发生与特定基因的缺陷或突变有关，通过基因编辑可以达到恢复这些基因的正常状态，从而达到治疗疾病的目的。
另外，在癌症的治疗中也可以应用基因编辑疗法。
基因编辑技术可以通过删除癌细胞中的特定基因，使得癌细胞失去生存能力，从而达到治疗目的。
尽管现在癌症的治疗复杂度很高，但基因编辑疗法仍有很大的发展空间。
三、基因编辑疗法的未来发展随着基因编辑技术的不断发展，基因编辑疗法也将会得到迅速的发展。
未来，基因编辑疗法将会出现更多的应用场景，例如针对心血管疾病、神经系统疾病等疾病的治疗。
基因编辑疗法的发展将会改变现在的医学模式，并且会对整个医学领域产生深远的影响。
但是，由于技术的限制和道德伦理的问题，基因编辑疗法的应用和推广仍需要一个良好的环境和政策的支持。
四、基因编辑疗法的风险基因编辑疗法主要存在以下风险：（1）风险1：基因编辑会引入新的变异，导致更大的健康问题。
基因编辑技术
P-AATTCGT OH-GCA
-ACGAATTCGT-TGCTTAAGCA
3、DNA聚合酶
具有5`→3`聚合活性、5`→3`外切酶活性、3`→5`外 切酶活性。
可用于合成双链cDNA分子或片断连接，探针制备，序 列分析等。
耐热DNA聚合酶 最适反应温度为75～80℃ 具有5ˊ→3ˊ外切酶活性，不具有3ˊ→5ˊ外切酶活性
构建与靶基因同源 (10～15kb)的载体
技 外显子插有新霉素抗
术 性基因 （neor）作为
路
正选择
疱疹病毒胸苷激酶 (HSV-tk)基因作为
负选择
线 将重组体导入ES细胞，体外培养
neor 和HSV-tk作双重筛选 存活的ES细胞
显微注射
回交得到X被敲除的动物
表型分析
图 示
ZFN 技术原理
锌指核酸酶（Zinc-finger nucleases, ZFN）是人工改造的限制性核酸内 切酶，利用不同的锌指结构识别特异DNA序列，利用核酸酶切断靶DNA。
第四节 重组DNA技术常用载体
一、定义
是指能携带目的基因进入宿主细胞进行扩增和表达的 一类DNA分子。
分类： 克隆载体：用于在宿主细胞中隆和扩增外
源DNA片段。 表达载体：用于在宿主细胞中获得外源基因
表达产物。
二、特点
1、具备复制能力。 2、具备一个或多个筛选标志。 3、具备较多拷贝数，易从宿主细胞中分离纯化。 4、具备一个或多个限制性内切酶的单一识别点（多
克隆位 点，MCS）。
5、具有较高的遗传稳定性。
3、常用载体
质粒DNA、噬菌体DNA、病毒DNA、酵母DNA
这些载体均需经人工构建，除去致病基因，并赋 予一些新的功能：如有利于进行筛选的标志基因、单一 的限制酶切点等。
双酶切载体构建法
双酶切载体构建法双酶切载体构建法是一种常用的分子生物学技术，用于构建重组DNA。
在这种方法中，通过利用两个特定的限制性内切酶，将目标DNA分子切割，并将其插入到载体DNA中，从而构建重组DNA。
本文将详细介绍双酶切载体构建法的原理、步骤和应用。
一、双酶切载体构建法的原理双酶切载体构建法的原理基于限制性内切酶的作用。
限制性内切酶是一类能够识别并切割特定DNA序列的酶。
在双酶切载体构建法中，我们选择两个限制性内切酶，一个用于切割目标DNA，另一个用于切割载体DNA。
这两个酶的切割位点必须位于不同的位置，以确保目标DNA能够正确地插入到载体DNA中。
二、双酶切载体构建法的步骤1. 选择限制性内切酶：首先，根据目标DNA的序列，选择能够识别并切割目标DNA的限制性内切酶。
同时，选择一个在载体DNA 中有适当切割位点的限制性内切酶。
2. 切割目标DNA和载体DNA：将目标DNA和载体DNA分别与两个限制性内切酶一起反应。
这样，目标DNA和载体DNA就会在限制性内切酶的作用下被切割成多个片段。
3. 准备载体DNA：将载体DNA经过限制性内切酶切割后，使用凝胶电泳等方法，将切割后的载体DNA片段分离出来。
4. 连接目标DNA和载体DNA：将切割后的目标DNA与载体DNA片段在适当的条件下进行连接。
这可以使用DNA连接酶来完成，它能够将两个DNA片段连接在一起。
5. 转化宿主细胞：将连接好的重组DNA导入宿主细胞中。
这可以通过转染、电穿孔等方法完成。
6. 筛选和鉴定重组DNA：在转化宿主细胞后，使用选择性培养基或荧光筛选等方法，筛选出携带重组DNA的细胞。
然后，通过PCR、限制性酶切、测序等方法，对重组DNA进行鉴定和验证。
三、双酶切载体构建法的应用双酶切载体构建法在分子生物学研究中有广泛的应用。
以下是它的几个主要应用领域：1. 基因克隆：双酶切载体构建法可以用于将外源基因插入到载体DNA中，从而构建重组DNA，进而实现外源基因的克隆。
《双酶切及连接》课件
• 双酶切技术简介 • 双酶切的实验步骤 • 双酶切的应用 • 双酶切的注意事项 • 双酶切技术的发展趋势
01
双酶切技术简介
酶切技术的定义
01
02
03
酶切技术定义
酶切技术是一种利用酶的 专一性对特定底物进行切 割的生物技术。
酶的专一性
酶只对特定的底物起作用 ，切割位点具有高度专一 性。
双酶切技术的改进与创新
新型限制性核酸内切酶的 开发
随着生物技术的不断发展，新型限制性核酸 内切酶不断涌现，为双酶切技术提供更多选 择和灵活性。
自动化双酶切系统的研发
通过自动化技术实现双酶切的快速、高效和 标准化操作，提高实验效率并减少人为误差
。
双酶切技术的发展前景
01
双酶切技术在基因克隆和基因治 疗等领域的应用前景广阔，未来 将继续发挥重要作用。
05
双酶切技术的发展趋势
双酶切与其他技术的结合
双酶切与PCR技术的结合
通过双酶切技术将目的基因和载体进行酶切，再利用PCR技术进行扩增和鉴定，提高基 因克隆的效率和准确性。
双酶切与基因编辑技术的结合
将双酶切技术与CRISPR-Cas9等基因编辑技术结合，实现对特定基因的敲除、敲入和 定点突变等操作，为基因功能研究和基因治疗提供有力工具。
02
随着生物技术的不断进步，双酶 切技术将与其他技术不断融合创 新，为生命科学研究提供更多有 力工具。
THANKS
感谢观看
酶切技术的分类
单酶切技术
使用一种限制性内切核酸酶对 DNA进行切割。
双酶切技术
使用两种不同的限制性内切核酸酶 对DNA进行切割，通常用于产生 具有不同黏性末端的DNA片段， 便于后续的连接反应。
实验报告双酶切实验目的(3篇)
第1篇一、实验目的1. 学习双酶切法获取目的基因片段的原理和方法。
2. 掌握DNA琼脂糖凝胶电泳的原理和方法。
3. 熟悉核酸琼脂糖胶回收的原理和方法。
4. 熟练操作限制性核酸内切酶、DNA连接酶等分子生物学实验技术。
5. 培养实验操作规范，提高实验技能。
二、实验原理1. 双酶切法：利用两种限制性核酸内切酶分别识别并切割目的基因片段和载体质粒，产生黏性末端或平末端，以便于连接。
2. DNA琼脂糖凝胶电泳：通过琼脂糖凝胶电泳分离不同分子量的DNA片段，便于观察和分析目的基因片段。
3. 核酸琼脂糖胶回收：利用琼脂糖凝胶电泳分离的DNA片段，通过酶解、溶解、纯化等步骤获得高纯度的目的基因片段。
三、实验器材1. 仪器：DNA电泳仪、凝胶成像系统、紫外分光光度计、PCR仪、移液器、微量离心机、恒温培养箱、电热恒温器等。
2. 试剂：限制性核酸内切酶、DNA连接酶、T4 DNA连接酶、DNA标记物、琼脂糖、DNA模板、DNA载体、DNA标记染料、缓冲液、DNA提取试剂盒等。
四、实验步骤1. 提取DNA模板：按照DNA提取试剂盒说明书提取目的基因片段和载体质粒的DNA。
2. 设计酶切反应体系：根据限制性核酸内切酶的识别序列，设计酶切反应体系，包括限制性核酸内切酶、DNA模板、缓冲液、DNA标记物等。
3. 酶切反应：将酶切反应体系放入恒温培养箱中，在适宜的温度下进行酶切反应。
4. 酶切产物鉴定：通过琼脂糖凝胶电泳分离酶切产物，观察DNA条带，鉴定酶切是否成功。
5. DNA连接：将酶切后的目的基因片段和载体质粒进行连接反应，连接条件按照DNA连接酶说明书进行。
6. 连接产物鉴定：通过琼脂糖凝胶电泳分离连接产物，观察DNA条带，鉴定连接是否成功。
7. 核酸琼脂糖胶回收：将连接产物进行琼脂糖凝胶电泳分离，回收目的基因片段。
8. 目的基因片段纯化：利用核酸琼脂糖胶回收试剂盒对回收的目的基因片段进行纯化。
9. 纯化产物鉴定：通过琼脂糖凝胶电泳分离纯化产物，观察DNA条带，鉴定纯化是否成功。
基于CRISPR
第38卷第2期2024年3月山东理工大学学报(自然科学版)Journal of Shandong University of Technology(Natural Science Edition)Vol.38No.2Mar.2024收稿日期:20230301基金项目:江苏省高校 青蓝工程 项目(2023);江苏省高职院校青年教师企业实践项目(2021QYSJ063);江苏省精准诊疗药物创制工程研究中心(苏州大学)开放课题(SDGC2239)第一作者:谢钰珍,女,295842442@;通信作者:覃鸿妮,女,qinhn@文章编号:1672-6197(2024)02-0067-06基于CRISPR /Cas9基因编辑技术构建PD -L1-GFP 报告基因HT29细胞株谢钰珍1,覃鸿妮1,2,吴凡1,孙曙光1,孟丽君3(1.苏州工业园区服务外包职业学院生物科技学院,江苏苏州215123;2.江苏省精准诊疗药物创制工程研究中心(苏州大学),江苏苏州215000;3.苏州东岭生物技术有限公司,江苏苏州215123)摘要:利用CRISPR /Cas9基因编辑技术和同源重组技术在PD -L1基因的特定位置敲入绿色荧光蛋白(GFP )序列,构建含有PD -L1-GFP 报告基因的结肠癌细胞(HT29)稳定细胞株㊂根据CRISPR -Cas9靶点设计原则,针对PD -L1基因终止密码子设计两对sgRNA ,退火形成双链后连接至Lenti -V2空载质粒中,转化培养后提取质粒并测序验证㊂对于正确的Lenti -V2-sgRNA 重组质粒,T7E1酶切验证其基因编辑效率㊂根据靶点位置设计左同源臂+GFP +右同源臂序列合成Donor 片段,双酶切后连接至pUC19,重组载体转化扩增后同样进行质粒提取和测序验证㊂将验证成功的Lenti -V2-sgRNA 和pUC19-donor -GFP 共转染HT29细胞,荧光显微镜检测GFP 表达情况,菌落PCR 及基因测序验证GFP 报告基因的靶向插入效果㊂经酶切和测序鉴定,靶向编辑PD -L1的Cas9载体Lenti -V2-gRNA 和含GFP 基因的Donor 质粒pUC19-donor -GFP 构建成功㊂两个重组质粒转染HT29细胞后,显微观察㊁多克隆验证㊁单克隆筛选及鉴定结果显示,GFP 成功转入HT29细胞并进行了表达,经有限稀释法筛选出的单克隆细胞荧光均一,且与对照组相比,阳性细胞克隆的基因组PCR 均检测到特异条带,表明在PD -L1终止密码子前成功插入了GFP 片段,细胞株构建成功㊂通过基因编辑技术成功构建了稳定表达PD -L1-GFP 报告基因的HT29结肠癌细胞株,建立了一个可以直观在细胞上观察PD -L1是否表达以及表达的强弱程度的系统,为后期体内外筛选调控PD -L1的上游新靶点及药物奠定了基础㊂关键词:PD -L1;CRISPR /Cas9;报告基因;GFP 中图分类号:TB532.1;TB553文献标志码:AConstruction of HT29cell line with PD -L1-GFPreport gene by CRISPR /Cas9systemXIE Yuzhen 1,QIN Hongni 1,2,WU Fan 1,SUN Shuguang 1,MENG Lijun 3(1.School of Biotechnology,Suzhou Industrial Park Institute of Services Outsourcing,Suzhou 215123,China;2.Jiangsu Province Engineering Research Center of Precision Diagnostics and Therapeutics Development,Soochow University,Suzhou 215000,China;3.Suzhou Dongling Biotechnology Company Limited,Suzhou 215123,China)Abstract :Using CRISPR /Cas9and homologous recombination technology to tap green fluorescent protein (GFP)sequence at specific position of PD -L1gene,we constructed human colon cancer cell (HT29)㊀stable cell line containing PD-L1-GFP reporter gene.According to the design principle of CRISPR-Cas9target,two pairs of sgRNAs were designed for the stop codon of PD-L1gene.After annealing,the sgRNAs were connected to the Lenti-V2plasmid.The plasmid was extracted and verified by sequencing after amplification of the receptor cells.For the correct Lenti-V2-gRNA recombinant plasmid,the effi-ciency of gene editing was verified by T7E1digestion.According to the target location,Donor fragment was synthesized from left homologous arm+GFP+right homologous arm sequence,which was ligated to pUC19after double enzyme digestion.Plasmid extraction and sequencing were also performed after re-combinant vector transformation and amplification.HT29cells were co-transfected with Lenti-V2-gRNA and pUC19-donor-GFP,and the expression of GFP protein was detected by fluorescence microscopy. Finally,the targeted insertion effect of GFP reporter gene was verified by colony PCR and gene sequen-cing.The Cas9vector Lenti-V2-gRNA and Donor plasmid pUC19-donor-GFP containing PD-L1were successfully constructed by enzyme digestion and sequencing.After the two recombinant plasmids were transfected into HT29cells,the results of microscopic observation,polyclonal verification,monoclonal screening and identification showed that GFP was successfully transferred into HT29cells and expressed, and the monoclonal cells screened by limited dilution method had uniform fluorescence.Moreover,com-pared with the control group,specific bands were detected in the genomic PCR of the clones of positive cells,indicating that the GFP fragment was successfully inserted before the PD-L1stop codon,and the cell line was successfully constructed.HT29colon cancer cell line with stable expression of PD-L1-GFP reporter gene was successfully constructed by gene editing technology,and a system was established to di-rectly observe whether PD-L1is expressed and the degree of expression,which laid a foundation for sub-sequent in vitro and in vivo screening of upstream new targets and drugs regulating PD-L1. Keywords:PD-L1;CRISPR/Cas9;reporter gene;GFP㊀㊀PD1(programmed death-1,程序性死亡受体-1)为PDCD1基因编码的Ⅰ型跨膜糖蛋白,主要表达于活化的免疫细胞表面,如T细胞㊁B细胞㊁NK细胞以及单核细胞等㊂PD1是维持自身耐受性的重要因子,在生理条件下可通过TCR识别抗原,调节外周组织中T细胞的功能,从而应对和清除外源病菌及内源异常细胞㊂PD-L1(程序性死亡配体-1)也称CD274,是PD1的配体之一,是由CD274基因编码的一种细胞表面糖蛋白,多过度表达于肿瘤细胞表面[1]㊂作为重要的负性免疫调节因子,当T细胞表面PD1受体与肿瘤细胞表面表达的PD-L1配体结合后,可向细胞内传递调控信号,抑制T细胞活化与增殖,从而帮助肿瘤细胞逃脱宿主的免疫监视,因此,抑制PD1/PD-L1通路或者通过特异性靶点抑制PD-L1蛋白的表达,可有效增强肿瘤治疗效果㊂近年来的临床研究结果显示,由PD1/PD-L1通路介导下的免疫抑制在非小细胞肺癌㊁胃癌㊁乳腺癌㊁大肠癌等多种恶性肿瘤的发生发展中均具有重要作用,PD-L1在以上各种癌组织的表达明显升高,且PD-L1的阳性表达与肿瘤大小㊁转移情况㊁分化程度及远期生存率存在密切关系[2-3];此外,从诱导肿瘤细胞表面高表达PD-L1的相关因素来看,目前已报道的肿瘤细胞中调控PD-L1表达的相关信号通路主要有Akt3信号通路和MAPK信号通路㊁IFN-γ信号通路和AR信号通路[4],而且这些通路的某些抑制剂已被证明可调节PD-L1㊂例如:TGFβR-1抑制剂LY364947可明显降低TGFβR-1诱导的PD-L1mRNA和蛋白表达[5];突变转录因子FOXP3在PD-L1启动子区的结合位点后,胰腺癌细胞PD-L1的表达明显受到抑制[6];但关于结肠癌肿瘤细胞PD-L1表达的具体调控机制仍需进一步研究㊂CRISPR/Cas9系统是一种新型基因编辑技术,通过sgRNA介导核酸酶Cas9对基因组特定位点进行识别㊁切割,从而实现基因编辑,操作相对简便,基因编辑效率高㊂本文利用CRISPR/Cas9技术,在PD-L1基因终止密码子之前插入绿色荧光蛋白GFP基因,通过构建稳定表达PD-L1-GFP报告基因的结肠癌细胞株HT29,旨在建立一个可直观观察细胞上PD-L1是否表达以及表达强弱的系统,为进一步研究结肠癌细胞中PD-L1表达的可能调控机制提供帮助,为后期体内外筛选调控PD-L1的上游新靶点及药物奠定基础㊂86山东理工大学学报(自然科学版)2024年㊀1㊀材料与方法1.1㊀材料HT29细胞和293T细胞(苏州东岭生物技术有限公司保存),Lenti CRISPR V2质粒载体和pUC19载体(苏州东岭生物技术有限公司),胶回收试剂盒(Thermo),Stbl3感受态大肠杆菌(TransGen Biotech),DMEM培养基和D10培养基(HYclone), T4连接酶(Takara公司),DNA聚合酶(NEB)㊂1.2㊀方法1.2.1㊀sgRNA引物的设计与合成根据NCBI查询的PD-L1基因序列,使用CRISP在线设计工具(/E-CRISP/),根据靶点设计原则,在PD-L1基因终止密码子处设计sgRNA,并在序列正义链与反义链的5 端添加Esp3I(BsmBI)酶切位点,合成的具体序列如下:sgRNA-1:GAGGAGACGTAATCCAGCAT gRNA-1-F:CACCGAGGAGACGTAATCCAGCA gRNA-1-R:AAACATGCTGGATTACGTCTCCTC sgRNA-2:GTCTCCTCCAAATGTGTATC gRNA-2-F:CACCGTCTCCTCCAAATGTGTATC gRNA-2-R:AAACGATACACATTTGGAGGAGA为检测突变是否成功,设置了一对检测引物,扩增产物为包含sgRNA靶点的基因组DNA片段,检测引物具体序列如下:Test-F:TGGGGGACAAGCCATCCCAA Test-R:ATGATTTGCTTGGAGGCTCC1.2.2㊀LentiV2-gRNA重组质粒的构建及鉴定根据所设计序列合成单链sgRNA,经梯度降温PCR退火形成双链sgRNA㊂退火结束后,将得到的双链gRNA连接到已用Esp3I酶切回收后的线性Lenti-V2空载质粒中,连接产物转化Stbl3感受态细胞,37ħ培养过夜后挑取阳性单克隆进行测序验证,测序引物:LKO1-5(GACTATCATATGCTTAC-CGT)㊂针对序列正确的单克隆,提取其对应菌液中的质粒DNA,即可得到正确的Lenti-V2-sgRNA重组质粒㊂1.2.3㊀pUC19-Donor-GFP重组质粒的构建及鉴定设计左同源臂+GFP+右同源臂序列,序列两端添加酶切位点XbaI/BamHI,送公司合成Donor片段,将合成的Donor片段㊁pUC19分别用XhaI和BamHI双酶切后连接㊂取10μL连接产物转化至50μL Stbl3感受态大肠杆菌中,37ħ培养1h 后,均匀涂在含有Amp的LB平板上,过夜培养㊂次日挑取6个克隆于4mL含有Amp的LB培养基中, 37ħ培养16h㊂16h后取1mL菌液抽提质粒,并对质粒进行菌落PCR,判断选取的单克隆中是否含有目的片段㊂将验证正确的质粒送至测序,测序引物:M13-R(CAGGAAACAGCTATGACC),测序正确后冻存菌种㊂1.2.4㊀细胞培养和细胞转染从-80ħ冰箱中取出冻存的HT29细胞,复苏结束后留2mol/L的细胞量在10cm培养皿中培养,隔天进行传代培养㊂培养至第4天时将HT29转移至24孔板中的2孔(一孔转染,一孔阴性对照),每孔0.5ˑ106细胞㊂转染前1~2h更换新鲜培养基(0.9mL/孔),按Lenti-V2-sgRNA(0.6μg)㊁Donor-GFP(0.4μg)㊁1mg/mL PEI(3μL)㊁DMEM(97μL)配制转染体系,室温孵育30min后,将混合液加入到1孔中,另一个孔无须加入,轻轻摇匀后放入培养箱培养(37ħ,5%CO2)㊂1.2.5㊀多克隆效果验证提取转染后的HT29细胞基因组DNA,利用在PD-L1基因组以及GFP上分别设计的上下游引物,对其进行PCR鉴定,以检测其中是否含有在PD-L1位点成功插入GFP片段的目的细胞㊂引物序列: PD-L1-F(TTCAAATTTATCATTTATCA),GFP-R (CCGGACACGCTGAACTTGTG),PCR体系:模板DNA10ng㊁PD-L1-F和GFP-R各1μL,2X PrimeSTAR HS DNA Polymerase MIX10μL,总体积20μL㊂PCR扩增程序:98ħ预变性20s,98ħ变性10s,55ħ退火5s,72ħ延伸35s,共30个循环,68ħ彻底延伸2min㊂扩增的PCR产物经1%琼脂糖凝胶电泳分析㊂1.2.6㊀单克隆细胞筛选转染72h后,观察细胞生长状况并计数,采用有限稀释法,用D10(10%的FBS+DMEM)按每200μL一个细胞稀释到96孔板中,培养24h 后,显微镜观察荧光及细胞状态,并做好标记㊂继续培养,当上一步标记的单克隆细胞密度达到80%后,消化并收集细胞,用基因组DNA抽提试剂盒提取基因组,作为检测引物(TestF㊁R)的扩增模板,最后将扩增产物送至公司测序,以检测PD-L1-GFP 报告基因是否插入成功㊂96第2期㊀㊀㊀㊀㊀谢钰珍,等:基于CRISPR/Cas9基因编辑技术构建PD-L1-GFP报告基因HT29细胞株2㊀结果与分析2.1㊀Lenti -V2-gRNA 重组质粒构建结果重组质粒基因测序结果显示,在酶切位点之间插入的片段位置㊁方向以及序列与预期一致(图1),含有本实验所需要的两条sgRNA 序列,证明LentiV2-gRNA 重组质粒构建成功㊂2.2㊀两条sgRNA 切割效果验证结果为了验证所设计的两条sgRNA 的切割效果,将两种Lenti -V2-gRNA 重组质粒转入293T 细胞后提取基因组DNA,并对其进行T7E1酶切鉴定,结果显示1和2两种sgRNA 都能切下相应大小的条带(图2),证明Lenti -V2-sgR1和Lenti -V2-sgR2都具有切割效果,本实验随机使用其中1条,采用sgRNA2,即Lenti -V2-sgR2㊂图1㊀Lentiv2-gRNA重组质粒测序结果图2㊀T7E1酶切图2.3㊀pUC19-Donor -GFP 重组质粒构建结果以挑选的6个单克隆为模板,经菌落PCR 均能扩增出目的片段(图3),说明菌落中含有目标质粒㊂将阳性质粒进一步送至金唯智测序,从图4可以看出,第一行的序列为测序结果,第二行的序列是所需的模板序列,序列比对完全正确,pUC19-Donor -GFP 质粒构建成功㊂2.4㊀Lenti -V2-sgR2和pUC19-donor -GFP 细胞转染结果㊀㊀将Lenti -V2-sgR2和pUC19-donor -GFP 转染至HT29细胞,72h 后荧光显微镜下观察细胞状态㊂由图5可知,培养72h后可观察到少量细胞表达绿注:1-6为随机挑取的6个单克隆,M 为DNA marker㊂图3㊀pUC19-Donor -GFP 重组质粒转化质粒菌落PCR 结果色荧光,证明GFP 成功转入HT29并进行了表达㊂2.5㊀PD -L1-GFP 报告基因工程细胞株阳性单克隆筛选结果2.5.1㊀多克隆效果验证结果图6为多克隆PCR 鉴定结果,可以发现实验组在200bp 位置有目的条带,而对照组没有,证明GFP 插入到指定位点㊂2.5.2㊀单克隆细胞筛选结果为将上述验证的插入正确GFP 序列位点的细胞挑选出来,将多克隆细胞进行单克隆筛选,图7为荧光显微镜观察结果,可以看到细胞形成了单克隆并且具有均一的荧光,可以进行后续的验证㊂7山东理工大学学报(自然科学版)2024年㊀图4㊀pUC19-Donor重组质粒测序结果(a)细胞图(b)荧光图图5㊀HT29细胞荧光蛋白表达为验证上述挑选的单克隆中所需的序列存在,对其基因组PCR 之后送至金唯智测序,图8显示与正常HT29细胞基因组相比,敲入的实验组所挑的单克隆在终止密码子前插入了GFP 片段,证明细胞系构建成功㊂3㊀讨论PD1表达于活化的免疫细胞表面,如B淋巴细图6㊀多克隆验证琼脂糖凝胶电泳图图7㊀单克隆细胞荧光状态图胞㊁CD4+T 细胞等㊂PD -L1作为PD1的配体之一,在癌组织上可见异常高表达,如肾癌㊁肝癌㊁肺癌㊁乳腺癌及卵巢癌等;但在肿瘤邻近的正常组织中低水平表达,提示它参与肿瘤发生发展,并在削弱抗肿瘤免疫反应中发挥重要作用㊂PD1/PD -L1是负性共刺激分子,当肿瘤细胞表面的PD -L1与免疫细胞表面的PD1结合时,可抑制免疫细胞的增殖与活性甚至诱导其凋亡,使癌细胞成功逃脱免疫杀伤㊂近年来,PD -L1及其受体PD1信号通路一直是肿瘤免疫领域的热门研究对象,针对阻断PD1/PD -L1通路的单克隆抗体已然成为了肿瘤免疫治疗的明星产品,目前FDA 已经批准了五种PD -L1抑制剂㊂作为非特异性免疫治疗产品,PD -L1抑制剂的抗癌效应具有广谱性,且在不同癌症疾病中显示出了很好的治疗[7-11],但由于治疗过程中的原发性和获得性耐药,相当大比例的患者无法从中受益㊂相较于单药疗法,近年来越来越多的研究正向着PD1/PD -L1耐药机制研究以及联合用药靶点的筛选上转移[12]㊂在一些研究报道中,针对不同类型免疫检查点的联合疗法已被证明对几种肿瘤有效㊂例如:采用抗PD -1抑制剂抗体㊁抗CD137激动剂抗体和疫苗治疗的三联疗法可以显著增强胰腺导管腺癌的治疗效果[13-14];联合anti -PD -L1和anti -TIGIT 在临床上对转移性NSCLC 患者非常有效[15];增强ITCH 活17第2期㊀㊀㊀㊀㊀谢钰珍,等:基于CRISPR /Cas9基因编辑技术构建PD -L1-GFP 报告基因HT29细胞株性可促进PD -L1泛素化降解从而降低肿瘤细胞PD -L1表达,化合物AK087与MAPK 抑制剂联用可明显增强MAPK 靶向治疗黑色素瘤的效果[16]等㊂但对于其他大部分肿瘤来说,不同疗法治疗过程中肿瘤表面PD -L1的表达量变化情况及产生治疗抗性的关键机制,仍需进一步研究㊂注:斜体为GFP 片段,下划线为PDL1终止密码子,WT 为正常HT29测序序列,Knock -in clone 为实验组测序序列㊂图8 对照组和实验组序列对比图㊀㊀为了探究结肠癌细胞表面PD -L1表达的更多可能调控机制,本研究利用CRISPR /Cas9系统和同源重组的原理,通过两次转染将GFP 荧光基团成功插入到PD -L1基因终止密码子之前,成功构建了PD -L1-GFP 报告基因HT29细胞株,通过荧光信号直观观察细胞上PD -L1是否表达以及表达的强弱程度,为进一步研究结肠癌细胞中PD -L1表达的可能调控机制提供了材料,并为后期体内外筛选调控PD -L1的上游新靶点及药物奠定了基础㊂参考文献:[1]谢丽叶,付杰军,卢奕,等.PD1/PD -L1激活促进癌症发生㊁发展和转移的研究进展[J].肿瘤防治研究,2017,44(6):423-427.[2]车章洪.PD -1/PD -L1通路在肿瘤的发生发展过程中对T 细胞的活化作用研究进展[J].中国新药杂志,2017,26(16):1913-1917.[3]方宇,王海娟,李征洋,等.PD -L1和A2aR 在大肠癌中的表达及意义[J].河北医药,2021,43(3):345-348,352.[4]丰江舟,杨梦梦,朱彬彬,等.人PD -L1基因启动子克隆及其荧光素酶报告基因载体的构建[J].皖南医学院学报,2016,35(6):524-526.[5]柯佳,李卓伟,李超,等.TGF -β1对结肠癌SW620细胞及其PD -L1表达的影响[C]//中国解剖学会.中国解剖学会2019年年会论文文摘汇编.昆明:解剖学杂志编辑部,2019:182.[6]王秀超.胰腺癌肿瘤细胞PD -L1表达调控机制及联合干预实验研究[D].天津:天津医科大学,2017.[7]李青丽,唐瑶,李富丽,等.抗PD -L1抗体抑制小鼠非小细胞肺癌移植瘤的生长及其机制[J].肿瘤,2020,40(8):531-540.[8]孙晨,镡云辉,耿波,等.PD -1/PD -L1抑制剂在肾癌中的研究进展[J].国际外科学杂志,2020,47(9):639-643.[9]张丽娜,杨艳芳,姜战胜.PD -1/PD -L1抑制剂治疗三阴性乳腺癌的研究进展[J].中国肿瘤生物治疗杂志,2021,28(8):844-849.[10]李一鑫,路丹.PD -1/PD -L1抑制剂治疗晚期卵巢癌的研究进展[J].现代肿瘤医学,2021,29(15):2741-2744.[11]陈茜,周建英,黎扬斯.抗PD -1/PD -L1治疗在晚期难治性肺鳞癌中的疗效和安全性[J].循证医学,2015,15(4):213-216.[12]YUAN Y,ADAM A,ZHAO C,et al.Recent advancements in themechanisms underlying resistance to PD -1/PD -L1blockade immu-notherapy[J].Cancers(BaseⅠ),2021,13(4):663.[13]韩丽炘,黄玉,温娟娟.PD -1/PD -L1抑制剂联合化疗对比免疫单药治疗晚期NSCLC 疗效及安全性的Meta 分析[J].山西大同大学学报(自然科学版),2022,38(4):84-90.[14]汝继轩,吴川林,张占田,等.PD -1/PD -L1免疫检查点抑制剂治疗胰腺癌研究进展[J].中华胰腺病杂志,2021,21(2):143-147.[15]陈丽丽.EGFR 联合PD -L1在可切除或临界可切除胰腺癌中的预后评价作用[C]//第二届中国临床分子诊断大会.第二届中国临床分子诊断大会论文集.成都:出版者不详,2019:73.[16]YANG Z T,WANG Y,LIU S X,et al.Enhancing PD -L1degra-dation by ITCH during MAPK inhibitor therapy suppresses acquiredresistance[J].Cancer Discovery,2022,12(8):1942-1959.(编辑:姚佳良)27山东理工大学学报(自然科学版)2024年㊀。
双酶切连接反应
双酶切连接反应1、回收PCR产物：在进行PCR扩增时候，给引物两端设计好酶切位点，一般说来，限制酶的选择非常重要，尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶，如BamHI,HindIII,提前看好各公司的双切酶所用公用的BUFFER，以及各酶在公用BUFFER里的效率。
选好酶切位点后，在各个酶的两边加上保护碱基。
双酶切时间及其体系：需要强调的是很多人建议酶切过夜，其实完全没有必要，我一般酶切3个小时，其实1个小时已经足够。
应用大体系，如100微升。
纯化问题：纯化PCR产物割胶还是柱式，我推荐柱式，因为割胶手法不准，很容易割下大块的胶，影响纯化效率。
现在的柱式纯化号称可以祛除引物，既然如此，酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。
所以，PCR产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。
我用的是TAKARA的纯化柱试剂盒酶量的问题：以TAKARA的为例，其对1单位酶的定义如下：在50 μl 反应液中，30℃温度下反应1小时，将1 μg 的λDNA完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。
而该酶浓度约为15单位/微升，在除外酶降解的因素外，该酶可分解15μg的DNA，而一般从1-4ml菌液提出的 DNA约为3μg，而PCR纯化后的产物（50体系）约为3μg，所以即便全部加进去，只要纯化的质量好，酶切完全切得动。
2、酶切、回收后的PCR产物与载体的连接摩尔比的计算，很多人凭经验也可以。
但对于初学者从头认真计算则非常有必要。
回收的载体片段：回收的PCR产物片段=1：10 ，一般取前者0.03pmol，后者取0.3pmol。
pmol为单位的DNA转换为为μg单位的DNA：（X pmoles×长度bp×650）/ 1,000,000 （注：长度bp ×650是该双链DNA的分子量）所得数值即为μg,也可以直接用这个公式套.1pmol 1000bp DNA=0.66μg,如载体是5380bp，则0.03pmol为0.03×5.38×0.66=0.106524μg。
细胞生物作业-TALEN 基因编辑
TALEN技术的基本原理和方法摘要：TALEN技术是一种通过依赖TALEs酶和核酸内切酶组成的复合体，来特异性的识别靶基因序列，并对其进行切割，从而引发修复机制从而完成基因的敲除和修饰。
TALEN技术的操作分为四步;1.确定靶点2.人工构建重复序列3.真核表达载体的构建和反应4.筛选头突变体；TALEN技术现在已经有了很广泛的应用，并将不断地发展和进步。
关键字：TALEs TALEN 基本原理操作技术应用The fundamental principle and method of TALEN technologyLiuTongAbstrict:TALEN technology is a kind of relying on TALEs of endonuclease and enzyme complex, to specific identification of a target gene sequences, and carries on the cut, causing repair mechanisms to complete gene knockout and modification.TALEN technology operation is divided into four steps;1. Determine the target 2. Artificial building repeat sequence (3) the construction of eukaryotic expression vector and response 4. Screening mutant;TALEN technology now has a wide range of application, and will continue to development and progress.Key word: TALEs TALEN fundamental principle operation technology adhibitionTALE 核酸酶 ( TALE nucleases，TALENs) 是由 TALEs DNA 结合域和内切核酸酶 Fok切割域融合而成．其中，TALEs 的DNA 结合域能够识别特异的 DNA序列，FokI可通过二聚体产生核酸内切酶活性，在特异的靶 DNA序列上产生双链断裂．细胞在修复双链断裂的过程中，可产生各种类型的序列改变．根据 TALEs 的结构特点，理论上可以设计出能够识别并结合任意靶序列的TALENs ．而且TALENs 的操作简单，没有筛选的过程，组装完成后即可进行活性验证，因此，该技术在酵母、动植物细胞的基因组定点修饰、遗传疾病的基因疗法及基因的功能研究等方面具有广泛的应用前景．1.TALEN技术的基本原理【图三】1.1 TALEN的基本结构TALEN是由TALEs和核酸内切酶FOLK1组成的能够特异性识别和切割特定的DNA分子。
基因工程药物研发的基本过程
基因工程药物研发的基本过程基因工程药物的研发分为上游和下游两个阶段：上游阶段：主要是分离目的基因、构建工程菌(细胞)。
目的基因获得后，最主要的就是目的基因的表达。
选择基因表达系统主要考虑的是保证表达的蛋白质的功能，其次是表达的量和分离纯化的难易。
此阶段的工作主要在实验室内完成。
下游阶段：从工程菌的大量培养一直到产品的分离纯化和质量控制。
此阶段是将实验室的成果产业化、商品化，主要包括工程菌大规模发酵最佳参数的确立，新型生物反应器的研制，高效分离介质及装置的开发，分离纯化的优化控制，高纯度产品的制备技术，生物传感器等一系列仪器仪表的设计和制造，电子计算机的优化控制等。
血管抑制素(angiostatin ,简称AGN) 是纤溶酶原的一个酶解片段,相当于其1～4 Kringle 区,具有抑制内皮细胞增殖、抑制血管生成及抑制多种类型肿瘤生长和转移的生物功能,是一种新型血管生成抑制因子[1 , 2 ] ,对于控制肿瘤、糖尿病视网膜病变、消化道溃疡、关节炎等病理性血管生成具有重要的研究价值和应用前景.PCR产物的T载体克隆（一）重组T质粒的构建一．原理外源DNA与载体分子的连接就是DNA重组，这样重新组合的DNA叫做重组体或重组子。
重组的DNA分子是在DNA连接酶的作用下，有Mg2+、A TP存在的连接缓冲系统中，将分别经酶切的载体分子与外源DNA分子进行连接。
DNA连接酶有两种：T4噬菌体DNA 连接酶和大肠杆菌DNA连接酶。
两种DNA连接酶都有将两个带有相同粘性末端的DNA分子连在一起的功能，而且T4噬菌体DNA连接酶还有一种大肠杆菌DNA连接酶没有的特性，即能使两个平末端的双链DNA分子连接起来。
但这种连接的效率比粘性末端的连接率低，一般可通过提高T4噬菌体DNA连接酶浓度或增加DNA浓度来提高平末端的连接效率。
T4噬菌体DNA 连接酶催化DNA 连接反应分为3 步：首先，T4 DNA 连接酶与辅因子ATP 形成酶-ATP复合物；然后，酶-ATP复合物再结合到具有5’磷酸基和3’羟基切口的DNA上，使DNA腺苷化；最后产生一个新的磷酸二酯键，把切口封起来。
双酶切的原理及应用
双酶切的原理及应用1. 前言在分子生物学和基因工程领域，DNA分子的切割是一项重要的实验操作。
传统的DNA切割方法主要采用单酶切割，即使用一种特定的限制性内切酶来切割DNA分子。
然而，有时候使用单一酶切割不够灵活或效果不好。
为了解决这个问题，科学家们提出了双酶切的方法，即同时使用两种酶来切割DNA分子。
在本文中，我们将介绍双酶切的原理及其应用。
2. 双酶切的原理双酶切的原理基于两种不同的DNA限制性内切酶对DNA分子上的特定序列进行切割。
这两种限制性内切酶在DNA分子上分别识别并切割两个不同的序列。
在双酶切实验中，首先将DNA与两种酶一起孵育，然后酶在特定序列上切割DNA，形成切割产物。
3. 双酶切的应用双酶切在分子生物学和基因工程领域有着广泛的应用。
以下是一些双酶切的常见应用：3.1 DNA片段克隆双酶切可以用于DNA片段的克隆。
在这种应用中，将目标DNA分子与两种限制性内切酶一起消化，并将两种酶的切割产物与载体DNA连接，形成重组DNA分子。
通过将重组DNA转化到宿主细胞中，可以将目标DNA片段克隆到宿主细胞中进行后续的研究。
3.2 DNA测序双酶切也可以用于DNA测序。
在传统的测序方法中，需要将目标DNA序列分割成多个小片段。
使用两种不同的限制性内切酶，可以将目标DNA序列切割成多个重叠的片段，并在测序过程中获得更加准确的序列信息。
3.3 基因组编辑双酶切在基因组编辑中也有重要的应用。
例如，CRISPR-Cas9技术就是一种常用的基因组编辑工具，它使用CRISPR与Cas9酶组合来识别和切割目标DNA序列。
通过将Cas9与另一种限制性内切酶组合使用，可以实现更精确的基因组编辑。
3.4 DNA分析双酶切也可用于DNA分析中。
比如，在基因检测中，采用双酶切可以对目标DNA中的特定基因序列进行切割，通过分析切割产物可以确定目标基因是否存在。
4. 双酶切的优势相较于单酶切，双酶切具有以下优势：•更灵活：使用两种不同的限制性内切酶，可以选择更多的切割位点，使实验更灵活多样化。
表达载体的构建方法及步骤
表达载体的构建方法及步骤一、载体的选择及如何阅读质粒图谱目前，载体主要有病毒和非病毒两大类,其中质粒 DNA 是一种新的非病毒转基因载体。
一个合格质粒的组成要素：（1）复制起始位点 Ori 即控制复制起始的位点。
原核生物 DNA 分子中只有一个复制起始点。
而真核生物 DNA 分子有多个复制起始位点。
（2）抗生素抗性基因可以便于加以检测，如 Amp+ ,Kan+（3）多克隆位点 MCS 克隆携带外源基因片段（4） P/E 启动子/增强子（5）Terms 终止信号（6）加 poly（A）信号可以起到稳定 mRNA 作用选择载体主要依据构建的目的，同时要考虑载体中应有合适的限制酶切位点。
如果构建的目的是要表达一个特定的基因，则要选择合适的表达载体。
载体选择主要考虑下述3点：【1】构建 DNA 重组体的目的，克隆扩增/基因表达，选择合适的克隆载体/表达载体。
【2】.载体的类型：（1）克隆载体的克隆能力－据克隆片段大小（大选大，小选小）。
如<10kb 选质粒。
（2）表达载体据受体细胞类型－原核/真核/穿梭，E.coli/哺乳类细胞表达载体。
（3）对原核表达载体应该注意：选择合适的启动子及相应的受体菌，用于表达真核蛋白质时注意克服4个困难和阅读框错位；表达天然蛋白质或融合蛋白作为相应载体的参考。
【3】载体 MCS 中的酶切位点数与组成方向因载体不同而异，适应目的基因与载体易于链接，不能产生阅读框架错位。
综上所述，选用质粒（最常用）做载体的5点要求：（1）选分子量小的质粒，即小载体（1－1.5kb）→不易损坏，在细菌里面拷贝数也多（也有大载体）；（2）一般使用松弛型质粒在细菌里扩增不受约束，一般 10个以上的拷贝，而严谨型质粒<10个。
（3）必需具备一个以上的酶切位点，有选择的余地；（4）必需有易检测的标记，多是抗生素的抗性基因，不特指多位 Ampr（试一试）。
（5）满足自己的实验需求，是否需要包装病毒，是否需要加入荧光标记，是否需要加入标签蛋白，是否需要真核抗性（如Puro、G418）等等。
双酶系统在生物学研究中的作用
双酶系统在生物学研究中的作用生物学研究中，酶是一类非常重要的蛋白质分子。
在细胞代谢、信号传导、基因表达等过程中，酶发挥着至关重要的作用。
而在研究酶的性质及其在生物系统中的功能时，双酶系统是一个非常重要的技术手段。
双酶系统的基本原理双酶系统是指一种基于蛋白质相互作用的技术，该技术可以在体外调控酶的活性及其相对比例。
它的基本原理是利用两个酶之间的相互作用，调控其中一个酶的活性。
这两个酶之间的相互作用通常是靠着它们的结构域相互配对来完成的。
其中，一个成为被调控酶，另一个称为调控酶。
在双酶系统中，被调控酶与调控酶可以形成特定的结合物。
由于调控酶具有一定的特异性，它只会与被调控酶中的特定结构域结合。
因此，只要将调控酶与被调控酶结合，就可以精确地调控被调控酶的活性。
常见的双酶系统在生物学研究中，存在许多种双酶系统。
其中，被广泛应用的包括TEV蛋白酶系统、FRET-BRET系统和CRISPR-Cas9系统等。
TEV蛋白酶系统是一种常用的蛋白表达和纯化技术。
在这个系统中，利用野生型Tobacco Etch Virus (TEV)蛋白酶与TEV酶切位点相互作用，来控制要纯化的蛋白质的释放。
TEV蛋白酶系统的优点是能够在不破坏蛋白质结构的情况下切割，对于那些易于聚合的蛋白具有良好的分离效果。
FRET-BRET系统是一种基于蛋白质荧光共振能量转移的技术。
它可以用来研究蛋白质间的相互作用及其动态变化。
该系统基于两个荧光蛋白（接受者和给体），其中给体会被激发并发射荧光，接受者接收荧光信号，即发生“共振能量转移”，用来研究蛋白质之间的相互作用。
CRISPR-Cas9系统是一种新型的基因编辑技术。
它是利用细菌免疫系统发现的RNA引导特异性核酸切割机制，实现精准、高效的基因编辑。
CRISPR-Cas9系统利用一个RNA序列来精准定位和指定需要编辑的基因，同时在启动区的DNA上切下，进而实现对基因的编辑。
双酶系统在生物学研究中的应用双酶系统被广泛应用于生命科学的研究中，它被用来控制各种生物过程中酶的活性。
载体双酶切
标题：载体双酶切技术的原理与应用引言：载体双酶切技术是一种常用于基因工程领域的重要技术手段，通过利用两个限制性内切酶在目标DNA分子上进行切割，实现特定DNA序列的插入、删除或替换。
本文将介绍载体双酶切技术的原理、步骤以及在基因工程中的应用，旨在为读者提供全面的了解和应用指导。
一、原理：1. 限制性内切酶的作用原理：限制性内切酶是一类能够识别特定DNA序列并将其切割成碎片的酶。
它们通常具有两种切割模式，即粘性末端切割和平滑末端切割。
粘性末端切割会在目标DNA序列的两侧产生可互相配对的粘性末端，而平滑末端切割则会在目标DNA序列的两侧产生平滑末端。
2. 载体双酶切的原理：载体双酶切技术利用两个限制性内切酶在目标DNA分子上进行切割。
首先，选择两个限制性内切酶，使其能够识别并切割目标DNA序列的不同区域。
然后，在合适的条件下，将目标DNA与载体DNA同时暴露于这两个限制性内切酶的作用下，使它们发生特异性切割。
3. 插入、删除或替换目标DNA序列：通过载体双酶切技术，可以实现对目标DNA序列的插入、删除或替换。
具体操作方法是在目标DNA和载体DNA的切割末端引入互补的粘性末端序列，使它们能够通过互补配对连接起来。
根据需要，可以选择性地连接不同的DNA片段，实现基因组重组或DNA片段的插入。
二、步骤：1. 设计限制性内切酶切位点：根据需要，选择适当的限制性内切酶，并在目标DNA序列和载体DNA序列上设计出其切割位点。
确保切割位点的选择合理，以避免对目标DNA和载体DNA 的其余部分产生意外影响。
2. DNA提取与纯化：从相应的生物样本中提取目标DNA，并进行纯化处理，以去除杂质和其他干扰物质。
确保提取到的目标DNA具有良好的质量和纯度。
3. 切割反应：将目标DNA和载体DNA与适当的切割缓冲液和限制性内切酶一起反应。
根据切割酶的不同，可以选择在不同的温度和时间下进行切割反应。
确保反应条件的控制准确，以获得理想的切割效果。
DNA的质量监测通常有两个方法
2）DNA的质量监测通常有两个方法：首先OD260/OD280比值应该在1.8左右（1.7-1.9），否则意味着DNA样品中存在大量的蛋白质或RNA污染。
其次，琼脂糖电泳分析时应主要以超螺旋条带为主。
最多不超过三条带（分别为超螺旋DNA，线性化DNA和环状DNA）。
否则意味质粒DNA的质量不高，应该重新制备。
2.限制性内切酶的活性1）限制性内切酶一般需要低温保存，而且反复的升降温过程对酶活性的损害很明显。
因而为了确保在有效期内的限制性内切酶不会失活，限制性内切酶的日常保存和使用应当很小。
2）建议购买具有保温功能的冻存盒保存限制性内切酶（-20度），而且取用限制性内切酶时，也应该使用具有保温功能的冻存盒，尽量防止酶的温度反复出现大的波动。
3.限制性内切酶的用量1）限制性内切酶的单位定义通常为：在合适的温度下，完全消化1ugDNA底物所需的酶量定义为一个单位。
2）在这个单位定义中，有几个不确定因素：首先是底物，不同的酶单位定义是选择的底物可能不同（常用的几个底物DNA包括：Lambda DNA ,AD2 DNA 和一些质粒DNA）；第二个不确定因素是限制性内切酶在底物DNA上的酶切位点的个数。
由于单位定义中要求完全消化，因而底物上某个酶的酶切位点的个数的多少，就直接影响了该酶的单位定义。
3）因而，在进行酶切时，用1ul酶（一般10IU/ul）消化1ugDNA的通常做法是很不科学的，这也导致在实际工作中，大家要进行多次预实验才能确定最合适酶切条件。
4）以前，我推荐了一个在线的双酶切设计软件，double digestion designer, 可以精确地计算酶切时的限制性内切酶的用量。
使用中，能够注意到，用来进行双酶切的两个酶的用量有时竟然相差近20倍（EcoRI + NheI)，而且发现，小片段PCR产物（100-500bp）进行酶切时，需要的酶量比质粒DNA酶切时用量多10倍以上。
5）该软件目前可以免费使用，用户名和密码都是test。
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2连接反应
3注意事项
1简介编辑双酶切反应(Double Digests)
1、同步双酶切
同步双酶切是一种省时省力的常用方法。选择能让两种酶同时作用的最佳缓冲液是非常重要的一步。NEB每一种酶都随酶提供相应的最佳NEBuffer，以保证100%的酶活性。NEBuffer的组成及内切酶在不同缓冲液中的活性见《内切酶在不同缓冲液里的活性表》及每支酶的说明书。能在最大程度上保证两种酶活性的缓冲液即可用于双酶切。由于内切酶在非最佳缓冲液条件下的切割速率会减缓，因此使用时可根据每种酶在非最优缓冲液中的具体活性相应调整酶量和反应时间。
双酶切建议缓冲液
注：
只要其中一种酶需要添加BSA，则应在双酶切反应体系中加入BSA。BSA不会影响任何内切酶的活性。
注意将甘油的终浓度控制在10%以下，以避免出现星号活性，详见《星号活性》。可通过增加反应体系的总体积的方法实现这一要求。
某些内切酶的组合不能采用同步双酶切法，只能采用分步法进行双酶切。上表中这些组合以“seq”标注。
3、转化：
a、一般转化仅需要加入2μl加入至100μl正常的TOP10感受态细胞中，冰浴放置30分钟。
b、再在水浴中42℃热激一般90～120秒钟后，再在冰中放置3分钟。
c、加入800μl无抗生素培养基，37℃全温振荡摇床培养40分钟。
取100μl涂布平板。一般转化质粒不建议离心涂布（除非感受态效价特别低），
双酶切编辑
做转化的时候，进行酶连接反应时，注意保持低温状态，因为LIGASE酶很容易降解。为保险起见，一般连接3小时，16度；对含有AMP-RESISTENCE的质粒铺板时，注意加AMP时的温度，温度过高，会使克隆株无法筛选出来。我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里，烤箱一般温度为55-60度，然后做的时候拿出来，这样好掌握温度。铺板前后注意用吹风机吹干；对照的设立：为验证双酶切是否成功。
酶量的问题：以TAKARA的为例，其对1单位酶的定义如下：在50μl反应液中，37℃温度下反应1小时，将1μg的λDNA完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。而该酶浓度约为15单位/微升，在除外酶降解的因素外，该酶可分解15μg的DNA，而一般从1-4ml菌液提出的DNA约为3μg，而PCR纯化后的产物（50体系）约为3μg，所以即便全部加进去，只要纯化的质量好，酶切完全切得动。
2、酶切、回收后的PCR产物与载体的连接
摩尔比的计算，很多人凭经验也可以。但对于初学者从头认真计算则非常有必要。回收的载体片段：回收的PCR产物片段=1：3到1：10，一般取前者0.03pmol，后者取0.3pmol。
pmol为单位的DNA转换为为μg单位的DNA：（X pmoles×长度bp×650）/ 1，000，000（注：长度bp×650是该双链DNA的分子量）所得数值即为μg，也可以直接用这个公式套.1pmol 1000bp DNA=0.66μg，如载体是5380bp，则0.03pmol为
经PCR鉴定，克隆90%-100%的阳性率，所以在后面的挑克隆中，我只挑选4个就足够了。然后双酶切鉴定，测序。
3注意事项编辑1、做转化的时候，进行酶连接反应时，注意保持低温状态，因为LIGASE酶很容易降解.为保险起见，一般连接3小时，16度。
2、对含有AMP-RESISTENCE的质粒铺板时，注意加AMP时的温度，温度过高，会使克隆株无法筛选出来.我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里，烤箱一般温度为55-60度，然后做的时候拿出来，这样好掌握温度。铺板前后注意用吹风机吹干。
几个非常重要的问题
1做转化质粒的时候一般不加连接酶。对PCR产物进行酶连接反应时，注意保持低温状态，因为T4连接酶长时间放置在常温下容易活性降低，建议在冰盒中操作。
2对含有AMP-RESISTENCE的质粒涂布时，一般培养基会放置在培养箱中一段时间后才会到感受态中，
3对照的设立：
为验证双酶切是否成功，可做如下对照：
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2、分步酶切
如果找不到一种可以同时适合两种酶的缓冲液，就只能采用分步酶切。分步酶切应从反应要求盐浓度低的酶开始，酶切完毕后再调整盐浓度直至满足第二种酶的要求，然后加入第二种酶完成双酶切反应。
3、使用配有特殊缓冲液的酶进行双酶切（图）
使用配有特殊缓冲液的酶进行双酶切也不复杂。在大多数情况下，采用标准缓冲液的酶也能在这些特殊缓冲液中进行酶切。这保证了对缓冲液有特殊要求的酶也能良好工作。由于内切酶在非最佳缓冲液中进行酶切反应时，反应速度会减缓，因此需要增加酶量或延长反应时间。通过《内切酶在不同缓冲液里的活性表》可查看第二种酶在特殊缓冲液相应盐浓度下的作用活性。
B.酶切过的未进行连接反应的双酶切产物，进行转化，这一步可以证明是否有残留的未被任何酶切的原始质粒
C.设原始质粒为对照，意为检测整个操作过程中是否有误.
D.AMP阴性板上用同一批感受态细胞铺板20微升足够，检测感受态状况.
4.所有的试剂切记低温保存.一步一个脚印.不要偷懒，图省事最后却更费事.注意设立对照。
#Enzyme
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2连接反应编辑1、回收PCR产物：
在进行PCR扩增时候，给引物两端设计好酶切位点，一般说来，限制酶的选择非常重要，尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶，如BamHI，HindIII，提前看好各公司的双切酶所用公用的BUFFER，以及各酶在公用BUFFER里的效率。选好酶切位点后，在各个酶的两边加上保护碱基。
3、对照的设立：为验证双酶切是否成功，可做如下对照：
酶切反应时加各单酶分别切，两管，用同一种BUFFER，跑胶，看单切的两管是否成线性.如两管均成线性可初步判断双酶切成功.做转化时，也要进行对照。
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最近更新：2013-07-17
双酶切时间及其体系：需要强调的是很多人建议酶切过夜，其实完全没有必要，我一般酶切3个小时，其实1个小时已经足够。应用大体系，如100微升。
纯化问题：纯化PCR产物割胶还是柱式，我推荐柱式，因为割胶手法不准，很容易割下大块的胶，影响纯化效率。现在的柱式纯化号称可以祛除引物，既然如此，酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。所以，PCR产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。我用的是TAKARA的纯化柱试剂盒
0.03×5.38×0.66=0.106524μg。
测DNA浓度测定可使用微量可见光分光光度计或者可以使用艾本德的BioPhotometer核酸蛋白分析仪，注意OD值，一般约1.7-1.9.的说明写的过夜，而其对连接酶单位的定义为：在20μl的连接反应体系中，6μg的λDNA-Hind III的分解物在16℃下反应30分钟时，有90%以上的DNa段被连接所需要的酶量定义为1个活性单位（U）。而它的浓度为350 U/μl，所以完全够用。连接酶容易失活，注意低温操作，最好在冰上。时间3个小时足已。
双酶切的buffer选择
如果使用NEB的内切酶，查询双酶切buffer请点击这里。
注：
只要其中一种酶需要添加BSA，则应在双酶切反应体系中加入BSA。BSA不会影响任何内切酶的活性。
注意将甘油的终浓度控制在10%以下，以避免出现星号活性，可通过增加反应体系的总体积的方法实现这一要求。
某些内切酶的组合不能采用同步双酶切法，只能采用分步法进行双酶切。上表中这些组合以"seq"标注。
A酶切反应时加各单酶分别切，两管，用同一种BUFFER，跑胶，看单切的两管是否成线性.如两管均成线性可初步判断双酶切成功.
做转化时，也要进行对照.设4个：
A.即拿双酶切的质粒产物也进行连接反应，这个对照可进一步看双酶切是否成功，如果长出克隆，说明很有可能只进行了单酶切，如没长出克隆，则证明双酶切成功，当然要保证感受态，培基，连接酶都'正常'的情况下.