实验一植物原生质体的分离和培养一教学目标 了解植物原生质
植物原生质体的分离
植物原生质体的分离
植物原生质体的分离
植物原生质体(plant protoplasts)是植物细胞核以外的细胞质组成，它们可以通过去核反应获得。
原生质体可以分离出来，是植物胚性转化的一种重要方法，可以用来分离和获得植物细胞和细胞器的活性。
植物原生质体的分离可以采用不同的方法，以下是常用的几种方法：
一是用果胶酶和裂解酶将细胞膜降解，使细胞质中的内质网结构改变，使原生质体从细胞壁中分离出来。
二是用保护剂处理和胞质囊泡技术。
保护剂处理，把细胞质和细胞膜充分溶解，裂解出原生质体；而胞质囊泡技术，是通过用氯仿（等其他溶剂）将细胞膜脱落，或者将细胞膜和细胞质分开，使原生质体分离出来。
三是用低温处理，低温能使细胞膜结构改变，形成小孔，使原生质体从小孔中流出。
四是运用低温抗体介导的细胞膜破裂，在低温下用抗体对细胞膜特异性地结合，从而实现细胞膜的改变，使原生质体分离出来。
以上几种方法通常都能有效地获得植物原生质体。
另外，还可以采用全自动分离系统，自动化地破碎、清洗细胞，最终得到原生质体。
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实验一植物细胞的质壁分离及死活鉴定
实验一植物细胞的质壁分离及死活鉴定细胞是植物结构与功能的基本单位,而原生质则是细胞中有生命的部位。
死、活细胞原生质的理化性质有显著差别，如果细胞原生质的膜系统有半透性，可与外界溶液构成渗透系统；活细胞可以主动积累某些溶质等等，而死细胞的原生质则丧失了这些特性。
在植物生理研究中，经常需要鉴定细胞的死活。
本实验练习两种鉴定方法：质壁分离法及活体染色法，同时还可以通过对质壁分离及活体染色结果的观察，了解原生物的某些特性，如黏滞性、荷电性等，以加深对有关理论的理解。
一、植物细胞的活体染色与死活鉴定［原理］活体染色是利用某种对植物无害的染料稀溶液对活细胞进行染色技术。
中性红是常用的染料之一，它是一种弱碱性pH6.4～8.0之间（由红变黄），在中性或微碱性环境中，植物的活细胞能大量吸收中性红并向液泡中排泌，由于液泡在一般情况下呈酸性反应，因此，进入液泡的中性红便解离出大量阳离子而呈现桃红色。
在这种情况下，原生质和细胞壁一般不着色。
死细胞由于原生质变性凝固，胞液不能维持在液泡内，因此，用中性红染色后，不产生液泡着色现象，相反，中性红的阳离子却与带有一定负电荷的原生质及细胞核结合，而使原生质与细胞核染色。
［仪器与用具］显微镜1台；小培养皿一套；载玻片2片；盖玻片2片；单面刀片1片；尖头镊子1把；酒精灯1具；火柴1盒；擦镜纸、吸水纸适量。
［试剂］ 0.03%中性红溶液；1mol/dm３硝酸钾溶液。
［方法］1.选用洋葱鳞茎（或大葱假茎基部幼嫩部位）及小麦片作实验材料。
2．切下一片较幼嫩的洋葱鳞片，用单面刀片在鳞片内侧纵横割划成0.5cm2的小块，用尖头镊子将内表皮小块轻轻撕下，即可投入中性红溶液染色（注意应将表皮内側向下）。
若用小麦片为材料，可将叶片背面朝上平放在载玻片放入盛有少量清水的培养皿内，用左手将叶片按平，右手用刀从一个方向轻轻刮去下表皮和叶肉部分，只留下透明的上表皮细胞。
当刮到的只剩下少量叶肉细胞时要小心，用力太重容易损伤表皮细胞，甚至只剩下一层细胞壁，太轻又会留下过多的叶肉细胞，影响观察。
原生质体无菌分离培养与融合
(3)用细管吸取漂浮在上下界面处的健康原生质体，转入干净的离 心管中，加入3～4ml13%CPW洗液离心收集沉淀，用13%CPW 的CPW重新悬浮。
许多化学、物理学和生物学方法可诱导原主质体融合，现在被广泛采 用并证明行之有效的融合方法是聚乙二醇(PEG)法，高Ca高pH法
头，滤膜（*4） 和电融合法。
（1）用细口吸管吸20%蔗糖溶液4ml加入另外一支离心管底部，然后将原生质体的悬液小心加在蔗糖界面上。 加1ml13%CPW洗液悬浮。
原生质体纯化：200目滤网和过滤用漏斗 酶液抽滤灭菌：过滤用注射器（1个），滤头，滤膜（*4）
许多化学、物理学和生物学方法可诱导原主 质体融合，现在被广泛采 用并证明行之有
效的融合方法是聚乙二醇(PEG)法，高Ca高 pH法和电融合法。
PEG诱导融合的机理：PEG由于含有醚键而 具负极性，与水、蛋白质和碳水化合物等一 些正极化基团能形成氢键，当PEG分子足够 长时，可阼为邻近原生质表面之间的分子桥 而使之粘连。
材料灭菌：解剖刀，长短镊子，烧杯（4 CPW洗液以及含13％甘露醇的CPW
原生质体纯化：200目滤网和过滤用漏斗 原生质体的酶解与分离（无菌条件）
个），玻棒，滤纸若干张，培养皿（1个） (2) 1000转/分离心5分钟，此时死细胞及碎片降至蔗糖溶液内，聚集在离心管底部，而活细胞由于有大量泡沫，故漂浮在上下界面处， 酶液抽滤灭菌：过滤用注射器（1个），滤 CPW洗生质所包围的“裸露细胞”，是开展基础研究的理想材料。
植物原生质体培养
3 提取方法
①机械分离法（Machanical isolation） ②酶法分离（Enzymatic isolation）
①机械法
早在1892年，克莱若克（Klercker）就已采用机 械法分离原生质体。 方法：细胞放入高渗糖溶液中，质壁分离，剪碎组织， 在这个过程中，有些质壁分离的细胞只被切去了细胞 壁，从而释放出完整的原生质体。 缺点：产量低；方法繁琐费力；局限性大。分生组织 和其他液泡化程度不高的细胞中分离原生质体时不能 用此法。
f cell colonies derived from protoplast,
g proto-calli developed from protoplasts embedded in agarose,
h green shoot formation,
i fertile green plant
Protoplast culture and fertile green plant regeneration of rye.
优点：可获得大量的原生质体，几乎适用 于所有植物的器官、组织和细胞。
缺点：酶制剂由于含有核酸酶、蛋白酶、 酚类等物质，影响原生质体的活力。
注意事项： ⑴酶溶剂及其渗透压 酶溶剂：原生质体培养基或特殊配制。 渗透压调节剂：葡萄糖、甘露醇、山梨醇等 浓度范围450～800mmol/L
⑵酶处理： 酶浓度 酶解时间
界面法
①离心沉淀法
• 原理：原生质体的比重比较大，离心后原生质 体沉于底部。
• 步骤： 第一步原生质体溶液用400目网筛过滤。 第二步离心（500～1000rpm,离心5～6min）。 第三步吸去上清液，沉淀物重新悬浮，再离心 沉淀。如此2～3次。 第四步用原生质体培养液洗1次，收集原生质体。
第7章 原生质体的培养
第7章原生质体的培养和体细胞杂交（3学时）第一节原生质体的分离与纯化第二节原生质体培养第三节原生质体融合本章小结目的要求：(1)了解原生质体培养的意义(2)掌握原生质体分离的大致步骤(3)掌握原生质体培养的方法(4)掌握原生质体融合的方凑第一节原生质体的分离与纯化原生质体培养的意义(1)再生植株由原生质体再生生成植株，不论在进行有关细胞生物学或生物合成和代谢的实验研究上，还是在组织培养实践中，都有一定的优点：①可利用均一的分化细胞群体；②因无细胞壁，试剂对细胞作用更为直接，其反应能直接测量，以使反应产物能较快的分离出来；③在理论和实践中，可极大节省空间，如在一个三角瓶就能培养210个细胞，但在大田种植需要4亩地；④可缩短实验周期，如悬浮培养时仅需1～2个小时。
原生质体培养可在遗传学方面进行基因互补，不亲和性，连锁群和基因鉴定，分析基因的激活和失活水平的研究。
在研究分化问题时，用一个均一的原生质体群体可以筛选数以千计的不同。
营养和激素条件，探索诱导单细胞的分化条件等。
(2)用于远缘体细胞融合，进行体细胞杂交。
这是一种新的远缘杂交方法，为人们提供新的育种方法。
两个亲缘关系较远的植株用一般杂交方法是不容易成功的，而用细胞融合的方法却成为可能。
首先，两个原生质体融合形成异核体，异核体再再生细胞壁，进行有丝分裂，发生核融合，产生杂种细胞，由此可培养新的杂种。
一、原生质体(protoplast)的分离（一）材料来源原生质体是通过质壁分离与细胞壁分开的部分，是能存活的植物细胞的最小单位。
自从1960年用酶法制备大量植物原生质体首次获得成功以来，原生质体培养成为生物技术最重要的进展之一。
通过大量的试验表明，没有细胞壁的原生质体仍然具有"全能性"，可以经过离体培养得到再生植株。
原生质体的分离研究较早，1892年Klereker首先用机械的方法分离得到了原生质体，但数量少且易受损伤。
1960年，英国植物生理学家Cocking首先用酶解法从番茄幼苗的根分离原生质体获得成功。
第五章 植物原生质体的分离与培养
八. 原生质体融合
（二）杂种细胞的选择与细胞杂种的鉴定 1. 杂种细胞的选择方法 （1）培养基促进异核体生长的选择方法 （2）叶绿素缺失互补选择法 （3）机械分离，肉眼分辩法 （4）双突变系选择法 （5）荧光标记选择法
八. 原生质体融合
2. 体细胞杂种的鉴定
这种鉴定不但在于确认细胞杂种的杂种
八. 原生质体融合
八. 原生质体融合
八. 原生质体融合
原生质体的融合过程
八. 原生质体融合
原生质体的融合过程
八. 原生质体融合
八. 原生质体融合
（一）原生质体融合的方法 1. 无机盐诱导融合 用来做融合剂的无机盐是硝酸钠，1972年
Carlsony就是用它来融合烟草的原生质体，并 首次获得种间的体细胞杂种。其原理是硝酸钠 的作用是中和了质膜的负电荷，使原生质体不 再相互排斥，而紧密结合在一起，但硝酸钠对 原生质体有害作用，且诱导频率也很低，所以 目前很少有人采用。
二. 植物原生质体的基本特点与作用
5.植物原生质体为研究细胞壁的生物合成
提供了方便。 6.植物原生质体为研究细胞膜与信息的传 递，能量的转换，物质的运输等基本现 象之间的密切联系提供了可能。 7.植物原生质体不但是良好的受体，同时 又是分离细胞内各种细胞器，如细胞核、 叶绿体、线粒体等的好材料。 见图1：
融合技术要点：
P1 P2
混合静止1min
P1 P2
加入PEG
选 择
培 养
高Ca2+高pH
加入培养基
融 合
洗 涤
电场下形成原生质体凝聚体
八. 原生质体融合
3. 电融合技术
就是使用电融合仪，其优点在于避免了
《细胞生物学》实验指导书(不太全供参考).doc
《细胞生物学》实验指导书（不太全供参考）适用专业:生物科学、生物技术实验目录实验一植物原生质体的分离与融合•••]实验二动物细胞原代培养•••3实验三细胞传代培养…彳实验四植物细胞骨架的光学显微镜观察••Y实验五细胞凋亡的诱导、观察与检测“I实验六环境因素诱变染色体改组的观察实验七红细胞膜蛋白的分离及其电泳检测 (11)实验一植物原生质体的分离与融合实验项目类型:综合性所属课程名称：《细胞生物学》实验计划学时：7学时一、实验目的1.掌握原生质体分离的原理与技术；2.了解细胞融合的基本原理及应用；3.初步掌握PEG融合法和电融合法.二、实验原理植物原生质体是去除了细胞壁的裸露的细胞.原生质体可以从培养的单细胞、愈伤组织和植物器官（叶等）获得.但一般认为从叶肉组织分离原生质体是理想的材料，其优点是材料来源方便，供应及时，而且遗传性较为一致.原生质体的分离通常采用酶解法，对细胞壁成分进行降解后获得.原生质体培养的条件和对营养的要求与组织、细胞相似.但原生质体由于除去了细胞壁,所以需要一定浓度的渗透压稳定剂来保持原生质体的稳定.常用的渗透压稳定剂包括甘露醇、山梨醇、蔗糖等. 其次，还应当考虑取材、酶的种类和纯度、酶液的渗透压、酶解时间及温度等因素对分离原生质体的影响.2个或2个以上的细胞合并成为1个细胞的现象称为细胞融合.细胞融合的主要方法有病毒法、聚乙二醇(PEG)法和电融合3种方法，其原理基本相同，都是两细胞接触点的膜分子发生重组,然后由于表面张力作用,形成一个球形细胞. 原生质体分离融合和培养的意义：1.除去了细胞壁为植物细胞之间的融合扫平了障碍，为制造新杂种开辟了道路.植物原生质体融合和培养在植物遗传工程和育种研究上具有广阔的应用前景.它是植物同源、异源多倍体获得的途径之一，它不仅能克服远缘杂交有性不亲和障碍，也可克服传统的通过有性杂交诱导多倍体植株的麻烦，最终将野生种的远缘基因导入栽培种中，原生质体融合技术可望成为作物改良的有力工具之一.2.原生质体可摄入外源DNA,细胞器、细菌或病毒颗粒,这些特性与植物全能性相结合为高等植物的遗传饰变打下基础.3.获得细胞无性系和选育突变体的优良起始材料.三、实验仪器与材料1.材料:油菜叶子、白菜花2.溶液或试剂:(1)洗涤液:甘露醇0.7mol/L,CaC12 • 2H2O3.5mmol/L,KH2PO4 0.7mmol/L(pH 5.6),高压灭菌；(2)混合酶液:1.5%纤维素酶,1%果胶酶溶于洗涤液中(pH 5.6).(3)50%PEG(4)高pH高钙稀释液：(5)20%蔗糖溶液(6)DPD培养基：3.仪器或其他用具:超净工作台、灭菌锅、显微镜、恒温培养箱、镶子、解剖刀、剪子、接种针、铝饭盒、锡箔纸、记号笔、橡皮筋、试剂瓶、三角瓶移液管、培养皿、酒精灯等.四、实验步骤(一)原生质体的制备：1.取材:取新鲜油菜叶和白菜花瓣自来水洗净，再用70%乙醇浸泡30S,0.5%次氯酸钠消毒lOmin,无菌水冲洗5次.2.酶解：材料切成1mm宽细丝，加入适量酶液，置摇床上(60〜70rpm),在25〜28°C黑暗条件下，酶解5〜7h.3.分离：用200目网过滤除去未完全消化的残渣，在lOOOrpm条件下离心5分钟,弃上清.加入3〜4ml洗涤液，相同条件下离心2-5分钟，弃上清，留1ml洗液.用滴管将混有原生质体的1ml洗液吸出，轻轻铺于20% 蔗糖溶液上(5ml离心管装3ml 20%蔗糖溶液)，在lOOOrpm条件下离心5-10分钟，由于密度梯度离心的作用，生活力强状态好的原生质体漂浮在20%的蔗糖与洗涤液之间，破碎的细胞残渣沉入管底.用200 u 1移液器轻轻将状态好的原生质体吸出（注意尽可能不要吸入下层的蔗糖溶液），放入另一干净的离心管中，加4ml洗涤液,1000rpm离心2-5分钟, 弃上清.（二）原生质体融合：1.将原生质体用DPD调节浓度为1*105个/mL.2.将原生质体混合物滴入小培养皿，静置8〜10分钟.3.然后滴入50%的PEG溶液，静置2分钟.4.依次间隔5分钟加入0.5ml、1 ml和2 ml高钙高pH洗涤液.注意在第二、三次洗液加入前,用移液器轻轻吸走部分溶液，但不能吸干，否则原生质体破碎死亡;最后用液体培养基洗1〜2次.制片，镜检.五、实验报告画出观察到的融合细胞，并计算融合率.六、思考题1.你认为要获得数量多、生活力强的原生质体，在实验中应注意那些问题？增多数量的方法:多取材且尽量切碎，增加酶浓度，提高酶解温度，延长酶解时间，操作轻柔，勿使原生质体破碎等.提高生活力的方法:取新鲜材料,采用合适的酶浓度、作用温度和时间2.举例说明原生质体融合的应用价值.实验二动物细胞原代培养实验项目类型:基础性所属课程名称：《细胞生物学》实验计划学时：4学时一、实验目的1.掌握动物细胞原代培养的基本方法和操作过程；2.熟悉原代培养细胞观察方法.二、实验原理用直接从机体获取的细胞进行的培养称为原代培养.原代培养是建立各种细胞系的第一步，该技术可以在体外进行各种类型细胞的增殖、遗传、变异、分化和脱分化、恶变与去恶变等研究.分为组织块培养法和消化法两种.三、实验仪器与材料1.材料:小鼠心、肝、脾、肾等2.溶液或试剂：(1)RPMI-1640培养基、小牛血清.(2)0.25%胰蛋白酶、(pH 5.6).(3)Hanks液3.仪器或其他用具:CO2培养箱、倒置显微镜、超净工作台、高压锅、水浴锅、解剖器械、培养瓶、微量加样器、吸管、移液管、酒精灯、酒精棉球等.四、实验步骤1.处死小鼠:将小鼠用颈椎脱臼法处死，放入75%酒精种浸泡消毒.2.取材:在超净工作台中用灭菌的解剖器械剖开小鼠腹腔，辨认并取下肝脏、脾脏和肾脏，放入灭菌的培养皿中，加入Hanks液清洗，然后加入2mL胰蛋白酶液,研磨并过滤.3.将液体转移到离心管,1200rpm离心5min收集细胞,加入适量培养液,C02培养箱培养.4.观察:逐日在倒置镜下观察细胞生长情况.五、实验报告画出细胞贴壁前和贴壁后的形态.六、思考题试述细胞原代培养成功的条件？实验三细胞传代培养实验项目类型:基础性所属课程名称：《细胞生物学》实验计划学时：3学时一、实验目的1.熟练掌握贴壁细胞传代的培养方法；2.观察传代细胞贴壁、生长、繁殖过程中细胞形态的变化.二、实验原理离体培养的细胞群体增殖达到一定密度时，细胞的生长和分裂速度就会减慢甚至停止，如不及时分离传代培养,细胞将逐渐衰老死亡.传代培养是指细胞从一个培养瓶以1:2或其它比率转移，接种到另一培养瓶的培养.贴壁培养细胞的传代通常采用胰蛋白酶消化,把细胞分散成单细胞再传代.三、实验仪器与材料1.材料:原代培养的小鼠细胞或Hela细胞2.溶液或试剂：(1)RPMI-1640培养基、小牛血清.(2)0.25%胰蛋白酶、(pH 5.6).(3)Hanks液3.仪器或其他用具:CO2培养箱、倒置显微镜、超净工作台、高压锅、水浴锅、培养瓶、微量加样器、吸管、移液管、酒精灯、酒精棉球等.四、实验步骤1.将长成单层的细胞从二氧化碳培养箱中取出,在超净工作台中倒掉瓶内的培养液，加入少许消化液.(以液面盖住细胞为宜)，静置5~10分钟.2.在倒置镜下观察被消化的细胞，如果细胞变圆,相互之间不再连接成片，这时应立即在超净台中将消化液倒掉，加入3〜5ml新鲜培养液,吹打, 制成细胞悬液.3.将细胞悬液吸出2ml左右，加到另一个培养瓶中并向每个瓶中分别加3ml 左右培养液，盖好瓶塞，送回二氧化碳培养箱中，继续进行培养.五、实验报告分别画出贴壁生长的小鼠细胞和Hela细胞,并说明二者的不同.六、思考题写出细胞传代培养成功的条件？实验四植物细胞骨架的光学显微镜观察实验项目类型:基础性所属课程名称：《细胞生物学》实验计划学时：3学时一、实验目的了解细胞骨架的结构特征及其制备技术二、实验原理细胞骨架是由蛋白质丝组成的复杂网状结构，根据其组成成分和形态结构可分为微管、微丝和中间纤维.它们对细胞形态的维持，细胞的生长、运动、分裂、分化，物质运输，能量转换，信息传递，基因表达等起到重要作用.用适当浓度的Triton X-100处理细胞时，可将细胞质膜和细胞质中的蛋白质和全部脂质溶解抽提，但细胞骨架系统的蛋白质不受破坏而被保存，经戊二醛固定，考马斯亮蓝R250染色或间接免疫荧光标记以后，可在显微镜下观察到细胞骨架结构.三、实验仪器与材料1.材料:洋葱鳞茎和口腔上皮细胞2.溶液或试剂：(1)M-缓冲液(2)6mmol/L(pH 6.8)磷酸缓冲液(3)l%Triton X-100(用M-缓冲液配制)(4)0.2%考马斯亮蓝R250(5)3%戊二醛3.仪器或其他用具:光学显微镜、50ml烧杯、玻璃滴管、容量瓶、试剂瓶、载玻片、盖玻片、镶子、小剪刀、吸水纸、擦镜纸等.四、实验步骤1.撕取洋葱鳞叶内表皮若干片,大小约lcm2,置于青霉素小瓶或小烧杯中.2.用磷酸缓冲液(PBS)浸泡片刻.3.吸去磷酸缓冲液，用1% TritonX-100处理20分钟抽提细胞骨架以外的蛋白质,从而使骨架图像更加清晰.4.吸去TritonX-100,用M-缓冲液洗3次，每次3分钟.M-缓冲液有稳定细胞骨架的作用.5.用3%戊二醛固定15-20分钟6.用PBS洗3次，每次3分钟7.考马斯亮蓝染色15分钟8.蒸馅水洗2次9.置于载玻片上，盖上盖玻片，在光学显微镜下观察.五、实验报告绘出植物细胞骨架微丝结构图.六、思考题说出各步骤的目的和一些重要试剂的在此处的作用.实验五细胞凋亡的诱导、观察与检测实验项目类型:创新设计性实验所属课程名称：《细胞生物学》实验计划学时：9学时一、实验目的1.了解细胞凋亡的概念和原理;2.掌握细胞凋亡诱导的方法;3.认识细胞凋亡的特征.二、实验原理人体内的细胞注定是要死亡的，目前人们已经知道细胞的死亡起码有两种方式，即细胞坏死与细胞凋亡.坏死是细胞受到强烈理化或生物因素作用引起细胞无序变化的死亡过程.表现为细胞胀大，胞膜破裂，细胞内容物外溢，核变化较慢,DNA降解不充分，引起局部严重的炎症反应.凋亡是细胞受到内、外因子刺激后发生的由基因调控的生理性死亡行为.其细胞及组织的变化与坏死明显不同.细胞凋亡的形态学变化: 首先细胞体积缩小，连接消失，与周围的细胞脱离，然后胞质密度增加, 核质浓缩，核膜核仁破碎,DNA降解,胞膜形成小泡，最终为为几个凋亡小体，无内容物外溢,因此不引起周围的炎症反应，凋亡小体可迅速被周围专职或非专职吞噬细胞吞噬.凋亡细胞DNA的有控降解是一种内源性核酸内切酶作用的结果,该酶在核小体连接部位切断染色体DNA,这种降解表现在琼脂糖凝胶电泳中就呈现特异的梯状Ladder图谱,而坏死呈弥漫的连续图谱.三、实验仪器与材料1.鸡血细胞2.溶液或试剂：生理盐水,20mmol/LCaC12顺伯，姬姆萨染色剂，Tris.HCl,SDS, EDTA,乙醇，甲醇，蛋白酶K.3.仪器或其他用具:超净工作台、灭菌锅、显微镜、恒温培养箱、镶子、解剖刀、剪子、接种针、铝饭盒、锡箔纸、记号笔、橡皮筋、试剂瓶、三角瓶移液管、培养皿、酒精灯等.四、实验步骤（一）细胞凋亡的诱导：1.采鸡血10ml,加0.85%的生理盐水混匀,1200r/min离心5min,弃上清液（重复三次），制备红细胞悬液，然后加入50ml血细胞保存液混匀放于4°C冰箱中备用.2.取4个试管，各加入鸡血细胞保存液2ml,在1号管中加入2ml生理盐水作为阴性对照,2号试管加入2ml 10ug/ml的顺伯溶液作为阳性对照;3号试管中加入2ml 20mmol/L的CaC12溶液进行胁迫处理;4号试管不加任何物质，实验时煮沸5 min使细胞坏死.（二）细胞凋亡的形态学观察：1.处理4h取样，用生理盐水稀释5倍，各取50ul细胞悬液均匀涂布于5 片载玻片上,晾干.2.用甲醇固定2min,然后在载玻片上滴加适量姬姆萨染液染色lOmin.3.用蒸馅水轻轻洗去染液，室温晾干，在光学显微镜下观察细胞形态变化.4.照相，并对试验组细胞进行凋亡计数统计.（三）DNA梯状条带的检测：1.离心收集鸡血细胞，弃上清.2.加入1ml的细胞裂解缓冲液重悬，转入1.5ml离心管中，加入蛋白酶K （500ug/ml）20 n 1,混匀.3.在65°C恒温水浴锅中水浴30min（也可转入37°C水浴12〜24h）,间歇振荡离心管数次.4.于台式离心机以12000 rpm离心5min,取上清液入另一离心管中.5.加2倍体积异丙醇，倒转混匀后，可以看见丝状物，用100ul吸头挑出, 或12,000转/分离心5分钟，弃上清,晾干.6.用50ulTE 缓冲液(pH8.0)溶解沉淀,并加入RNase A(10ug/ul)5ul,于37 °C 保温10〜15分钟.7.1.2 %琼脂糖凝胶,75 V电压，电泳45 min左右，8.紫外灯下观察并照相.(琼脂糖凝胶电泳:称取 1.2克琼脂糖加入100ml1*TBE),加热使之溶解，取一个凝胶模子，两端用胶布封好，水平放置.将制孔器(即梳子)放在模子一侧约0.5cm处，其底部距模子约1mm.待琼脂冷至约70°C时，加入10ul 0.5mg/ml EB,混匀，倒入模子，待冷却凝固后，取下梳子，撕去两端胶布,放入电泳槽中，使有加样孔的一端放在负极一端.在电泳槽中加入1*TBE至超过凝胶表面约1mm.加入DNA 电泳样:1.5ul DNA 。
实验一植物原生质体的分离和培养一教学目标：了解植物原生质
实验一植物原生质体的分离和培养一．教学目标：了解植物原生质体作为细胞工程研究的重要意义,了解原生质体活性鉴定的原理;掌握分离和培养原生质体的技术、方法和原理;掌握细胞活性的检测方法;掌握细胞计数的原理和方法;二．重点：掌握分离和培养原生质体的技术、方法和原理;掌握细胞活性的检测方法;掌握细胞计数的原理和方法;三．难点：分离和培养原生质体的技术;四．授课方式与教学方法：讲解原理、实验操作示范或具体指导;五．教学内容:实验原理植物原生质体protoplast是除去细胞壁后为原生质所包围的“裸露细胞”,是开展基础研究的理想材料;其中,酶解法分离原生质体是一个常用的技术,其原理是植物细胞壁主要由纤维素、半纤维素和果胶质组成,因而使用纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶能降解细胞壁成分,除去细胞壁,即可得到原生质体;由于原生质体内部与外界环境之间仅隔一层薄薄的细胞膜,必须保持在渗透压平衡的溶液中才能保持其完整性,使原生质体分离后不致膨胀破裂,渗透剂常用甘露醇或蔗糖,酶液还应含一定Ca2+来稳定原生质膜;其次,还应当考虑取材、酶的种类和纯度、酶液的渗透压、酶解时间及温度等因素对分离原生质体的影响;将原生质体接种在培养基上进行培养,细胞壁再生,细胞分裂和再生植株;测定原生质体的活性有多种方法;荧光素双醋酸酯FDA染色是常用的一种方法,FAD本身无荧光,无极性,可透过完整的原生质膜;一旦进入原生质体后,由于受到酯酶分解而产生具有荧光的极性物质荧光素;它不能自由出入原生质膜,因此有活力的细胞能产生荧光,无活力的原生质体不能分解FAD无荧光产生;细胞计数一般用血细胞计数极,按白细胞计数法进行计数;从理论上讲,植物体的任何一部分都可以通过酶解作用去除细胞壁而得到原生质体;但在实际操作中,只有幼嫩的组织才能完成去壁的过程;所以,为了制备健康的原生质体,一般选用根尖、茎尖、嫩叶及对数生长期的愈伤组织为材料,一旦细胞具有木质化或次生加厚的外壁,则不能被酶降解;因此,取材成为实验成功与否的首要问题;花期短的花瓣,由于其组织鲜嫩,又具有色素标记,是该实验中较好的材料;实验方法1．把叶片或花期短的花瓣洗净,把表面水吸干;2人一组2．撕去叶片背面的表皮,用2ml离心管的盖打下1圆片;圆片扣压于酶液面上;让去除下表皮的一面接触酶液,辅满一层;酶液已放入2ml离心管中;酶液：4%纤维素酶,2%果胶覆酶,,L甘露醇;3．28~30℃保温酶解2~6h放培养箱中；镜检叶肉细胞原生质体;用血球计数板计数;4．600rpm离心5min,使原生质体沉降;吸除上面的酶液;5．加L的加氯化钙液,轻轻吹打均匀;6．用1mL注射器向离心管底部缓缓注入20%的蔗糖溶液1ml,出现下部蔗糖液,上部原生质体悬浮液.以600rpm离心10min,在两液相之间出现一条绿色带,便是纯净的原生质体;7．用1mL注射器取出管底的杂质、下部蔗糖溶液和上部氯化钙液;少许原生质体于载片上,盖片观察其形态,检测纯度;8．加MS培养液液1ml洗涤,轻轻混匀,600rpm离心5min,使原生质体沉降;吸除上面的溶液; 9．加MS培养液液,轻轻混匀,用血球计数板计数细胞密度,FDA染色测定原生质体的活性;10．扣上盖子,在26℃下进行暗培养;观察细胞壁的再生和细胞分裂;实验结果结果讨论六．课堂小结：根据学生的实验结果进行总结;细胞计数板的使用：细胞计数板系一长方形厚玻片,常用的改良牛氏Improved-Neubauer计数板在中央横沟的两边各有一计数室,两计数室结构完全相同;计数室较两边的盖玻片支柱低毫米;因此,放上盖玻片时,计数板与其间距即计数室空间的高为毫米图8-1;在低倍显微镜下可见计数室被双线划分成９个边长为１毫米的大方格;四角的大方格又各分为１６个中方格,这是用来计数白细胞的;中央大方格被划分为２５个中方格,每一中方格又划分成１６个小方格图8－2称２５×１６=400小方格,也有的计数板为１６×２５=400格的,小方格面积一致;中央大方格的四角及中心５个中方格１６×２５者则为四角上的中方格为红细胞或血小板计数范围;细胞计数先用试管稀释法制备禽类血细胞悬液：将禽类红细胞稀释液Ⅰ、Ⅱ分别置水浴锅中预热到４１～４２℃,取Ⅰ液１mL于试管中,用吸血管加入新鲜鸡血或肝素抗凝血２０霯,再加入Ⅱ液１mL混匀,置该水浴锅中保温５０s左右,置室温,即为待检的血细胞悬液;可用于充液计数;取干洁的计数板,置于水平的显微镜载物台上,盖上盖玻片,使两侧各空出少许;摇匀血细胞悬液,用滴管吸取,将滴管尖轻轻置于盖玻片边缘外,让滴出的血细胞悬液凭毛细管作用吸入计数室内,刚好充满计数室为宜图8－3;静置２min后计数,先用低倍镜观察,不均匀则抛弃;计数时用虹彩、集光器、反光镜等调节入射光角度和强度,认清计数室位置;采用“由上至下,由左至右,顺序如弓”的顺序,对压边线细胞采取“数上不数下,数左不数右”的原则图8～4;依次计数并记录５个中方格中分别有多少个红细胞;注意事项1．计数板、盖玻片和测定管用清水冲洗,再用绸布或细布沾干;2．.充液前应充分混匀血细胞悬液,充液要连续、适量,充液后应待血细胞下沉后再计数;3.计数板、盖玻片、吸血管及测定管等用过后必须立即按要求洗涤干净;实验二、细胞膜的通透性观察实验目的了解细胞膜的渗透性及各类物质进入细胞的速度;实验原理将红细胞放入数种等渗溶液中,由于红细胞对各种溶质的透性不同,有的溶质可以渗入,有的不能渗入,渗入的溶质能够提高红细胞的渗透压,所以促使水分进入细胞,引起溶血,由于溶质透入速度互不相同,因此溶血时间也不相同;实验用品一、器材50ml烧杯,试管1～10cm,10ml移液管,试管架;二、材料羊血;三、试剂L氯化钠,L氯化胺,L醋酸胺,L硝酸钠,草酸胺,硫酸钠,葡萄糖,甘油,乙醇,丙酮;实验方法一、羊血细胞悬液取50ml小烧杯一个,加1份羊血和10份L氯化钠,形成一种不透明的红色液体,此即稀释的羊血;二、低渗溶液取试管一支,加入10ml蒸馏水,再加入1ml稀释羊血,注意观察溶液颜色的变化,有不透明的红色逐渐澄清,说明红细胞发生破裂造成100%红细胞溶血,使光线比较容易透过溶液;三、羊红细胞的渗透性1、取试管一支,加入L氯化钠10ml,再加入1ml稀释羊血,轻轻摇动,注意观察溶液颜色有无变化有无溶血现象为什么2、取试管一支,加入L氯化胺10ml,再加入1ml稀释羊血,轻轻摇动,注意观察溶液颜色有无变化有无溶血现象为什么3、分别在另外8种等渗溶液中进行同样实验;步骤同2;实验结果并对实验结果进行比较和分析;实验三细胞骨架的观察一、实验目的掌握用光学显微镜观察植物细胞骨架的原理及方法,观察光学显微镜下细胞骨架的网状结构;二、实验原理植物细胞用适当浓度的TritonX—100处理后,可破坏细胞内蛋白质,但细胞骨架系统的蛋白质却保护完好;考马斯亮蓝R250CoomassiebrilliantblueR250是一种蛋白质染料,处理后的材料用考马斯亮蓝R250考马斯亮蓝R250染色后,用光学显微镜观察,可以见到一种网状结构,即是细胞骨架结构;三、材料洋葱鳞叶四、试剂12％考马斯亮蓝R250染色液：称考马斯亮蓝R2501g,溶于250ml无水乙醇中,加冰醋酸35ml.再加蒸馏至500ml.2磷酸缓冲液pH6．8：6．0mmol／L磷酸缓冲液,调至3M缓冲液pH7．250mmol／L咪唑,50mmol/L氯化钾、0．5mmol／L氯化镁、1mmol/L乙二醇a-氨基乙基醚四乙酸、L乙二胺四乙酸；1mmol／L巯基乙醇,调至pH7．2;41%TrionX-100：用M缓冲液配制;53%戊二醛：用磷酸缓冲液配制；6中性树胶;仪器请参看：显微镜,烧杯,镊子;玻璃滴管,载玻片五、实验步骤1.用镊子撕取洋葱鳞叶内侧的表皮若干片约1cm2大小若干片,置于50mL烧杯中,加入磷酸缓冲液,使其下沉；2.吸去磷酸缓冲液,用1％TritonX—100处理20min;3.吸去TritonX—100,用M缓冲液洗3次,每次5min;4.用3％戊二醛固定30min;5.磷酸缓冲液pH6．8洗3次,每次5min;7.蒸馏水洗2次,然后将样品置于载玻片上,加盖玻片,于普通光学显微镜下观察;8.如果染色效果好,则可依次用50％乙醇、70%乙醇,95％乙醇、正丁醇、二甲苯处理样品,各5min,然后将样品平展于载玻片上,加一滴中性树胶,盖上盖玻片封片,制成永久切片;六、实验报告描绘所观察到的洋葱鳞叶细胞骨架图;实验四、线粒体和液泡系的超活染色与观察活体染色是能使生活有机体的细胞或组织特异性着色但对活样品又没有毒害作用的一种活体染色方法,其目的是显示生活细胞内的某些结构,而不影响细胞的生命活动和产生任何物理、化学变化以致引起细胞的死亡;活体染色技术可用来研究生活状态下的细胞形态结构和生理、病理状态;通常把活体染色分为体内活体染色与体外活体染色两类;体外活体染色又称超活染色,它是由活的动、植物分离出部分细胞或组织小块,以染料溶液浸染,染料被选择固定在活细胞的某种结构上而显色;活体染料之所以能固定、堆积在细胞内某些特殊的部分,主要是靠染料的“电化学”特性;碱性染料的胶粒表面带阳离子,酸性染料的胶粒表面带有阴离子,而被染的部分本身也是具有阴离子或阳离子,这样,它们彼此之间就发生了吸引作用;但并非任何染料均可用于活体染色,理论上应选择那些对细胞无毒性或毒性极小的染料,且使用时需要配成稀淡的溶液;一般说来,最为适用的是碱性染料,这可能是因为它具有溶解在类脂质如卵磷脂、胆固醇等的特性,易于被细胞吸收;詹纳斯绿BJanusgreenB和中性红neutralred两种碱性染料是活体染色剂中最重要的染料,对于线粒体和液泡系的染色分别具有专一性;实验目的1、观察动、植物活细胞内线粒体、液泡系的形态、数量与分布；2、学习一些细胞器的超活染色技术;实验原理线粒体是细胞内一种重要细胞器,是细胞进行呼吸作用的场所;细胞的各项活动所需要的能量,主要是通过线粒体呼吸作用来提供的;活体染色是应用无毒或毒性较小的染色剂真实地显示活细胞内某些结构而又很少影响细胞生命活动的一种染色方法;詹纳斯绿B是线垃体的专一性活体染色剂;线粒体中细胞色素氧化酶使染料保持氧化状态即有色状态呈蓝绿色,而在周围的细胞质中染料被还原,成为无色状态;中性红为弱碱性染料,对液泡系即高尔基体的染色有专一性,只将活细胞中的液泡系染成红色,细胞核与细胞质完全不着色,这可能是与液泡中某些蛋白质有关;实验用品1、器材显微镜、恒温水浴锅、解剖盘、剪刀、镊子、双面刀片、解剖盘．载玻片、凹面载玻片、盖玻片、表面皿、吸管、牙签、吸水纸;2、试剂1Ringer溶液：氯化钠变温动物用氯化钾氯化钾氯化钙蒸馏水100ml210%、1/3000中性红溶液：称取中性红溶于50mlRinger液,稍加热30~40℃使之很快溶解,用滤纸过滤,装入棕色瓶于暗处保存,否则易氧化沉淀,失去染色能力;临用前,取已配制的1%中性红溶液1ml,加入29mlRinger溶液混匀,装入棕色瓶备用;31%、1/5000詹纳斯绿B溶液称取50mg詹纳斯绿B溶于5mlRinger溶液中,稍加微热30~40℃,使之溶解,用滤纸过滤后,即为1%原液;取1%原液lml加入49mlRinger溶液,即成1/5000工作液装入瓶中备用;最好现用现配,以保持它的充分氧化能力;实验材料人口腔上皮细胞,小麦种子或黄豆幼根根尖;实验方法1、人口腔粘膜上皮细胞线粒体的超活染色与观察清洁载玻片放在37℃恒温水浴锅的金属板上↓滴2滴1/5000詹纳斯绿B染液↓用牙签口腔颊粘膜处稍用力刮取上皮细胞↓刮下的粘液状物放大载玻片的染液滴中↓染色10~l5min注意不可使染液干燥,必要时可再加滴染液↓盖上盖玻片,显微镜下观察2、植物细胞液泡系的超活染色与观察取豆芽的根尖↓用刀片纵切根尖放入中性红染液滴中,染色5~10min;↓吸去染液,滴一滴Ringer液↓盖上盖玻片进行镜检镊子轻轻地下压盖玻片,使根尖压扁,利于观察实验结果在高倍镜下,先观察根尖部分的生长点的细胞,可见细胞质中散在很多大小不等的染成玫瑰红色的圆形小泡,这是初生的幼小液泡;然后,由生长点向延长区观察,在一些已分化长大的细胞内,液泡的染色较浅,体积增大,数目变少;在成熟区细胞中,一般只有一个淡红色的巨大液泡,占据细胞的绝大部分,将细胞核挤到细胞一侧贴近细胞壁处;实验报告1.绘口腔上皮细胞示线粒体的形态与分布2.绘蟾蜍胸骨剑突软骨细胞示液泡系的形态与分布实验五叶绿体的分离与荧光观察叶绿体是植物细胞所特有的能量转换细胞器,光合作用就是在叶绿体中进行的,由于具有这一重要功能,所以叶绿体一直是细胞生物学、遗传学和分子生物学的重要研究对象;叶绿体是植物细胞中较大的一种细胞器,利用低速离心即可分离集中进行各种研究;实验目的1.通过植物细胞叶绿体的分离,了解细胞器分离的一般原理和方法;2.观察叶绿体的自发荧光和次生荧光,并熟悉荧光显微镜的使用方法;实验原理将组织匀浆后悬浮在等渗介质中进行差速离心,是分离细胞器的常用方法;一个颗粒在离心场中的沉降速率取决于颗粒的大小、形状和密度,也同离心力以及悬浮介质的粘度有关;在一给定的离心场中,同一时间内,密度和大小不同的颗粒其沉降速率不同;依次增加离心力和离心时间,就能够使非均一悬浮液中的颗粒按其大小、密度先后分批沉降在离心管底部,分批收集即可获得各种亚细胞组分;叶绿体的分离应在等渗溶液L氯化钠或L蔗糖溶液中进行,以免渗透压的改变使叶绿体到损伤;将匀浆液1000r/min的条件下离心2min,以去除其中的组织残渣和未被破碎的完整细胞;然后,在3000r/min的条件下离心5min,即可获得沉淀的叶绿体混有部分细胞核;分离过程最好在0~5℃的条件下进行；如果在室温下,要迅速分离和观察;利用荧光显微镜对可发荧光的物质进行检测时,将受到许多因素的影响,如温度、光、淬灭剂等;因此在荧光观察时应抓紧时间,有必要时立即拍照;另外,在制作荧光显微标本时最好使用无荧光载片、盖片和无荧光油;实验用品一、器材1.主要设备:普通离心机、组织捣碎机、粗天平、荧光显微镜;2.小型器材:500ml烧杯2个,250ml量筒1个,滴管20支,10ml刻度离心管20支,试管架5个,纱布若干,无荧光载片和盖片各4片;二、材料新鲜菠菜;三、试剂L氯化钠溶液,%吖啶橙acridineorange;实验方法一、叶绿体的分离与观察1.选取新鲜的嫩菠菜叶,洗净擦干后去除叶梗脉,称30g于LNaCl溶液中,装入组织捣碎机;2.利用组织捣碎机低速5000r/min匀桨3~5min;3.将匀浆用6层纱布过滤于500ml烧杯中;4.取滤液4ml在1000r/min下离心2min;弃去沉淀;5.将上清液在3000r/min下离心5min;弃去上清液,沉淀即不叶绿体混有部分细胞核;6.将沉淀用LNaCl溶液悬浮、7.取叶绿体悬液一滴滴于载玻片上,加盖玻片后即可在普通光镜和荧光显微镜下观察;1在普通光镜下观察;2在荧光显微镜下观察叶绿体的直接荧光;3在荧光显微镜下观察叶绿体的间接荧光：取叶绿体悬液一滴滴在无荧光载片上,再滴加一滴%吖啶橙荧光染料,加盖片后即可在荧光显微镜下观察;二、菠菜叶手切片观察用剔须刀片将新鲜的嫩菠菜叶切削出一斜面置于载玻片上,滴加1~2滴LNaCl溶液,加盖片后轻压,置显微镜下观察;1在普通光镜下观察;2在荧光显微镜下观察其直接荧光;3观察其间接荧光：向所制手切片上滴加1~2滴%吖啶橙染液,染色1min,洗去余液,加盖片后即可在荧光显微镜下观察其间接荧光;实验结果一、叶绿体的分离和观察1.普通光镜下,可看到叶绿体为绿色橄榄形,在高倍镜下可看到叶绿体内部含有较深的绿色小颗粒,即基粒;2.以Olympus荧光显微镜为例,在先用Bbule激发滤片、B双色镜和O530orange阴断滤片的条件下,叶绿体发出火红色荧光;3.加入吖啶橙染色后,叶绿体可发出桔红色荧光,而其中混有的细胞核则发绿色荧光;二、菠菜叶手切片观察1.在普通光镜下可以看到三种细胞1表皮细胞:为边缘呈锯齿形的鳞片状细胞;2保卫细胞:为构成气孔的成对存在的肾形细胞；3叶肉细胞:为排列成栅状的长形和椭圆形细胞;叶绿体呈绿色橄榄形,在高倍镜下还可以看到绿色的基粒;2.在荧光显微镜下,叶绿体发出火红色荧光,但其荧光强度要比游离叶绿体弱,气孔发绿色荧光,两保卫细胞内的火红色叶绿体则环绕气孔排列成一圈;表皮细胞内的叶绿体数量要比叶肉细胞少;3.用吖啶橙染色后,叶绿体则发出桔红色荧光,细胞核可发出绿色荧光,气孔仍为绿色;作业1.在普通光学显微镜下,用目微尺和台微尺测量一下叶绿体的长轴和短轴,分别测量5~10个叶绿体,求其平均值;2.在荧光显微镜下,观察叶绿体的自发荧光时,更换滤镜系统,叶绿体的颜色是否有变化3.游离叶绿体和整体细胞内的叶绿体,在荧光显微镜下,其颜色和强度有无差异为什么思考题1.叶绿体分离的实验原理是什么在分离叶绿体时应注意些什么问题2.普通光学显微镜与荧光显微镜有何异同点。
植物原生质体分离纯化活性鉴定
(2)过滤纯化：用2层纱布过滤酶解液(过滤前纱布需润湿)， 滤液
1000rpm/min、离心5min，弃去上清液。
(3)洗涤纯化：用5ml 生理盐水洗涤并溶解沉淀，悬液经1000rpm/min、
离心5min，弃上清液。重复一次。得到较为纯净的原生质体。
(4)制备悬液、制片观察：取适量生理盐水悬浮沉淀，制备悬液，加
植物原生质体分离、纯 化、活性鉴定
一、实验目的
掌握植物细胞原生质体分离，纯化的方法。
熟悉原生质体活性鉴定的方法及原理。
二、实验原理
植物原生质体(protoplast)：是具有质膜，但除 去了细胞壁的植物细胞，是开展基础研究的理想材
料。
分离的原生质体在培养条件下具有再生新壁，进 行连续的细胞分裂，并分化成完整植株的能力，即
入等体积的番红染液，染色1-2min 后，制片、于显微镜下观察
五、作业
植物原生质体(protoplast)定义？
酶解法？ 荧光素双醋酸酯、番红染液染色原理？
物 , 它很难穿透细胞膜 , 便积聚在细胞质内，在蓝色激 发光下,荧光素发出黄绿色的荧光。 • 有活力的细胞能产生荧光，无活力的原生质体不能分 解FDA，无荧光产生
番红染液染色：用0.1%番红进
行染色后即进行观察，有活力而质 膜完整的原生质体对染料有排斥作
用而有细胞全能性。
•
酶解法是分离原生质体一个常用的技术，其原理是：
植物细胞壁主要由纤维素、半纤维素和果胶质组成，因而使用 纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶能降解细胞壁成分,除去细胞 壁，即可得到原生质体。
注意事项 由于原生质体内部与外界环境之间仅 隔一层薄薄的细胞膜，必须保持在渗透压
平衡的溶液中才能保持其完整性。
原生质体培养
4、融合过程
（1）收集原生质体 （2）滴150ul混合双亲的原生质体悬浮液于载 体玻片上，形成一层薄层。 （3）吸取PEG融合诱导液450ul,使PEG溶液逐
渐与原生质体接触，促使原生质体相粘连。
（4）保温后，取高Ca2+-高PH溶液0.5ml，滴 入原生质体悬浮液与PEG混合液中。
（5）吸取2ml原生质体培养基洗涤PEG处理过的
四、影响原生质体数量和活力的因素
4、质膜稳定剂 为了提高质膜的稳定性和增加原生质体的产量，可
在酶液中添加多聚阳离子和无机钙离子作为质膜稳定剂。
一般添加0.5%-1.0%的葡聚糖硫酸钾或0.1%氯化钙。
四、影响原生质体数量和活力的因素
5、PH 酶液的PH对原生质体的产量和活力影响很大，因植物
材料不同要求也不同，一般为5.5-5.8。如原生质体的供
三、原生质体存活率、密度及产量的测定
（一）双醋酸盐荧光素染色法测定存活率 存活率=存活原生质体数/总原生质体数×100 （二）测定原生质体的密度
原生质体的密度（个/ml）=（原生质体数/1区域）
×104×稀释倍数
（三）原生质体产量的测定 Y=DV / FW
Y（个/g）——原生质体产量
D（个/ml）——存活原生质体密度 V（ml）——制备所得原生质体悬液的总体积
三、原生质体活力的测定
1、荧光素二乙酸法
2、染色识别
用0.1%酚番红或Evans蓝进行染色。
3、形态识别 形态上完整，含有饱满的细胞质，颜色新鲜的原
生质体即为存活的。
四、影响原生质体数量和活力的因素
1、供试材料 一般选用继代后 处于旺盛分裂时期的淡黄色、颗 粒状的愈伤组织、悬浮细胞系或生长健壮植株上的较幼 嫩外植体。 2、酶的种类、组合和酶解时间 选择纯度高的酶类，根据酶解材料细胞壁的特性及 酶活性大小确定适宜的酶液组合。酶浓度不宜过高，酶
植物原生质体培养的技术流程
植物原生质体培养的技术流程一、原生质体的分离解离液的准备：解离液的组成和浓度直接影响原生质体的分离效率。
常用的解离液包含酶类，如纤维素酶和果胶酶，它们能够分解植物细胞壁。
根据不同植物材料的特性，调整酶液的浓度和pH值，确保其能有效地分解细胞壁而不损伤细胞质。
原生质体的分离与纯化：解离后，将混合液通过筛网过滤，以去除未解离的细胞碎片。
然后，将过滤后的液体转移到离心管中，以低速离心收集原生质体。
使用适当的密度梯度离心技术进一步纯化原生质体，去除细胞碎片和其他杂质。
二、原生质体的培养培养基的选择与准备：原生质体的培养需要合适的培养基，通常选择含有碳源、矿质元素、维生素和生长调节剂的培养基。
培养基的配方会根据不同植物物种和实验目的进行调整。
培养基在使用前需要经过高压灭菌，以确保无菌条件。
原生质体的接种：将纯化后的原生质体悬液接种到固体或液体培养基上。
对于固体培养基，可以将原生质体悬液均匀地涂布在培养基表面。
对于液体培养基，则将原生质体悬液直接倒入培养瓶中。
接种后，培养基应保持无菌环境，并在适宜的温度和光照条件下进行培养。
培养环境的控制：原生质体的培养环境包括温度、湿度、光照等。
一般情况下，原生质体的培养温度为2528℃，光照条件则根据植物种类和培养目的进行调整。
保持适宜的环境条件，有助于原生质体的生长和分化。
三、原生质体的再生诱导再生：在适宜的培养条件下，原生质体开始分化成愈伤组织或小芽。
根据不同植物的需求，可能需要在培养基中添加特定的生长调节剂，如细胞分裂素、赤霉素等，以促进愈伤组织或芽的形成。
转化与选择：对于转基因实验，可能需要使用农杆菌介导的转化方法将外源基因导入原生质体中。
转化后的原生质体应在选择培养基上培养，以筛选出成功转化的细胞。
选择培养基通常含有抗生素，以筛选含有抗性基因的细胞。
分化与生根：成功转化的细胞在培养基中继续生长，并开始分化为完整的植物组织。
此阶段通常需要切换到生根培养基，以促使愈伤组织或芽生根。
实验九 植物原生质体的分离和培养
实验九植物原生质体的分离和培养实验目的掌握植物原生质体分离和培养的基本方法，并对培养的结果进行初步观察。
实验原理原生质体是除去细胞壁的裸露细胞。
在适宜的培养条件下，分离的原生质体能合成新壁，进行细胞分裂，并再生成完整植株。
植物的幼嫩叶片、子叶、下胚轴、未成熟果肉、花粉四b咻、培养的愈伤组织和悬浮培养细胞均可作为分离原生体的材料来源。
分离愿生厦籀萨采用酶解法。
其原理是根据由纤维素酶、罘胶酶和半纤维素酶配制而成的溶液对细胞壁成分的降解作用，而使原生质体释放出来。
原生质体的产率和活力与材料来源、生理状态、酶液的组麟，以及原生质体收集方法有关。
酶液通常需要保持较高的渗透压，以使原生质体在分离前细胞处于质壁分离状态，分离之后不致膨胀破裂。
渗透剂常用甘露醇，山梨醇，葡萄糖或蔗糖。
酶液中还应含一定量的钙离子，来稳定原生质膜。
游离出来的原生质体可用过筛一低速离心法收集，用蔗糖漂浮法纯既，然后进行培养。
实验用品一、材料1.烟草幼苗的叶片、或向日葵无菌苗的叶片、子叶或下胚轴等。
2.胡萝卜根切片诱导的松软愈伤组织。
二、器材超净工作台、台式离心机或手摇离心机、倒置显微镜、普通显微镜、培养室、灭菌锅、血细胞计数板、石蜡膜带等。
细菌过滤器和0·45µm的滤膜、300目不锈钢网筛及配套的小烧杯、解剖刀、尖头镊子、注射器(5、10m1)和12号长针头、带皮头的刻度移液管(5、10ml，上部管口加棉塞)、培养皿(直径6cm)或扁平培养瓶(50m1)、大培养皿、吸水纸等、使用前需经过灭菌。
三、试剂1. 70％酒精。
2. 0.1％升汞水溶液，并滴入少许TWeen 80。
3. 灭菌蒸馏水。
4. 0.16mo／L和0.20mo／L CaCl2·2H2O溶液，并加有0.1％MES（2-N-吗啉已烷磺酸），PH5.8~6.2。
5. 20％和12％蔗糖溶液，pH PH5.8~6.2。
6. 酶液A纤维素酶(cellulase，Onozuka R-10 2％果胶酶(13ectinase，Serva) 1 %(若用国产EA3-867纤维索酶，则果胶酶可省去。
植物原生质体培养的关键技术
植物原生质体培养的关键技术植物原生质体培养是一种重要的植物组织培养技术，它可以用于植物的无性繁殖、基因工程以及育种等研究领域。
下面介绍一些关键的技术步骤和要点。
原生质体的分离和培养1. 原生质体分离：首先从植物中取得组织样本，如叶片、茎段或花器官等，并在无菌条件下进行处理。
通过切细组织样本，加入酶解液，进行酶解反应，最终获得原生质体。
2. 培养基准备：制备培养基，包括基础培养基和添加物质。
基础培养基提供必要的营养物质和能量，而添加物质则供给原生质体特殊的生长因子和激素。
培养基应在无菌条件下配制，用于培养原生质体。
3. 原生质体培养：将分离得到的原生质体放置在培养基上，以适当的温度和光照条件下培养。
培养过程中要定期观察和检查原生质体的生长状态，以及调整培养基的成分和浓度。
原生质体培养的关键因素1. 无菌技术：无菌条件下进行原生质体培养是确保培养过程成功的关键。
在分离、培养和观察过程中，都要保持严格的无菌操作，避免细菌或真菌的污染。
2. 营养物质和激素：培养基中必须提供适当的营养物质和激素，以满足原生质体的生长需求。
营养物质包括碳源、氮源、矿质盐等，而激素会促进细胞分裂和分化。
3. 光照和温度：适当的光照和温度条件对原生质体的生长和发育至关重要。
光照可以提供足够的能量，而温度则影响酶活性和代谢速率。
原生质体培养的应用1. 无性繁殖：通过原生质体培养，可以实现无性繁殖，快速繁殖大量相同的植株。
这对于育种和植物繁殖的研究非常有用。
2. 基因工程：原生质体培养可用于植物的基因工程研究，如基因表达、基因转导和功能验证等。
这为研究植物基因功能和遗传改良提供了有力手段。
3. 药物及次生代谢产物生产：某些植物的次生代谢产物对药物研发具有重要意义。
通过原生质体培养，可以大规模生产这些药物及代谢产物。
结论植物原生质体培养是一项技术复杂但应用广泛的植物组织培养技术。
通过合理控制培养条件和关注关键步骤，可以成功地进行原生质体培养，并应用于植物研究、育种和基因工程等领域。
实验七 植物原生质体的分离和培养
实验七植物原生质体的分离和培养一、实验目的：了解植物原生质体分离的基本原理及其过程二、实验原理：植物原生质体是除去细胞壁后为原生质所包围的“裸露细胞”，是开展基础研究的理想材料，在植物遗传工程和育种研究上具有广阔的应用前景。
是植物同源、异源多倍体获得的途径之一，不仅能克服远缘杂交有性不亲和障碍，也可克眼传统的通过有性杂交诱导多倍体植株的麻烦，最终将野生种的远缘基因导入栽培种中，原生质体融合技术可望成为作物改良的有力工具之一。
植物原生质体培养方法起源于植物单细胞的培养方法。
1954年，植物单细胞培养才获得成功。
Mllir 培养的万寿菊及烟草悬浮细胞植入到长有愈伤组织的培养基上得到了它们的单细胞克隆，并建立了看护培养的方法；1960年Jones等建立了微室培养法。
同年，Cocking应用酶法分离原生质获得成功，从而在实验条件下很容易获得大量的原生质体。
随着多种适用于原生质体分离的商品酶的出现，原生质体的培养方法也得到了不断地改进，其中酶解法分离原生质体是一个常用的技术，其原理是基于植物细胞壁主要由纤维素、半纤维素和果胶质组成，因而使用纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶能降解细胞壁成分，除去细胞壁，获得原生质体。
其原理是根据由纤维素酶、果胶酶和半纤维素酶配制而成的溶液对细胞壁成分的降解作用，而使原生质体释放出来。
原生质体的产率和活力与材料来源、生理状态、酶液的组成，以及原生质体收集方法有关。
酶液通常需要保持较高的渗透压，以使原生质体在分离前细胞处于质壁分离状态，分离之后不致膨胀破裂。
渗透剂常用甘露醇，山梨醇，葡萄糖或蔗糖。
酶液中还应含一定量的钙离子，来稳定原生质膜。
游离出来的原生质体可用过筛一低速离心法收集，用蔗糖漂浮法纯化，然后进行培养。
三、实验用品1、器材：三角瓶、离心管、烧杯、200目滤网、解剖刀、长、短镊子、培养皿、滤纸、0.2μm滤膜、滤器、培养瓶、台式离心机、高压灭菌锅。
2、实验材料：菠菜叶片3、试剂：（1）、酶解液成分如下：纤维素酶(cellulase，Onozuka )2%；果胶酶(13ectinase，Serva) 1 % (若用国产EA3-867纤维索酶，则果胶酶可省去。
实验九植物原生质体的分离和培养
实验九植物原生质体的分离和培养实验目的掌握植物原生质体分离和培养的基本方法，并对培养的结果进行初步观察。
实验原理原生质体是除去细胞壁的裸露细胞。
在适宜的培养条件下，分离的原生质体能合成新壁，进行细胞分裂，并再生成完整植株。
实验用品一、材料1.烟草幼苗的叶片、或向日葵无菌苗的叶片、子叶或下胚轴等。
2.胡萝卜根切片诱导的松软愈伤组织。
二、器材超净工作台、台式离心机或手摇离心机、倒置显微镜、普通显微镜、培养室、灭菌锅、血细胞计数板、石蜡膜带等。
细菌过滤器和0·45μm的滤膜、300目不锈钢网筛及配套的小烧杯、解剖刀、尖头镊子、注射器(5、10m1)和12号长针头、带皮头的刻度移液管(5、10ml，上部管口加棉塞)、培养皿(直径6cm)或扁平培养瓶(50m1)、大培养皿、吸水纸等、使用前需经过灭菌。
三、试剂1.70％酒精。
2.0.1％升汞水溶液，并滴入少许TWeen80。
3.灭菌蒸馏水。
4.0.16mo／L和0.20mo／LCaCl2·2H2O溶液，并加有0.1％MES（2-N-吗啉已烷磺酸），PH5.8~6.2。
5.20％和12％蔗糖溶液，pHPH5.8~6.2。
6.酶液A纤维素酶(cellulae，OnozukaR-102％果胶酶(13ectinae，Serva)1%(若用国产EA3-867纤维索酶，则果胶酶可省去。
)甘露醇0.6mol／LCaCl2·2H2O0.05mol／LMES0.1％pH5．8～6．27．酶液B纤维素酶(OnozukaR-10)2％离析酶(MacerozymeR-10)1％半纤维素酶(hemicellulae，Sigma)0.2％甘露醇0.4mol／LCaCl2·2H200.1％MESPH5.8～6.2表22-1DPD培养基成分NH4N03KN03MgSO4·7H20CaCl2·2H2OKH2P04FeSO4·7H20Na2-EDTAMnSO4·H2ONa2MoO4·2H2OH3BO3ZnSO4·7H2OCuSO4·5H2OCoCl2·6H2 O9．C81V培养基(表22-2)表22-2C81V培养基成分NH4N03柠檬酸铵尿素MgSO4·7H20CaCl2·2H2OKH2P04NaHCO3FeSO4·7H20Na2-EDTAMnSO4·H2OKICoCl2·6H2OZnSO4·7H2OCuSO4·5H2OH3BO3Na2MoO4·2 H2O含量（mg/L）100010010025040010015027.837.3100.750.02520.02530.25成分烟酸盐酸吡哆锌盐酸硫胺素肌醇叶酸水解酪蛋白甘氨酸谷氨酰胺色氨酸胱氨酸蛋氨酸胆碱葡萄糖玉米素萘乙酸pH含量（mg/L）111020015001010010105100.38mol／L0.10.25.8含量（mg/L）27014803405708027.837.350.1220.0150.01成分KI烟酸盐酸吡哆锌盐酸硫胺素肌醇叶酸甘氨酸生物素蔗糖甘露醇2，4一D激动素pH含量（mg/L）0.2540.741000.41.40.0420000.3mol ／L10.55.88．DPD培养基(表22-1)10.0.1％酚藏花红(配在0.4mol／L甘露醇中)。
原生质体分离与融合
原生质体的分离、融合与培养一、实验目的1.了解植物原生质体分离、融合和培养的基本原理。
2.掌握植物原生质体分离、融合和培养的基本过程。
3.了解并掌握利用PEG原生质体融合的原理和方法。
二、实验原理植物原生质体是除去细胞壁后为原生质所包围的“裸露细胞”，是开展基础研究的理想材料。
其中酶解法分离原生质体是一个常用的技术，其原理是植物细胞壁主要由纤维素、半纤维素和果胶质组成，因而使用纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶能降解细胞壁成分，除去细胞壁。
许多化学、物理学和生物学方法可诱导原主质体融合，现在被广泛采用并证明行之有效的融合方法是聚乙二醇(PEG)法、高Ca高pH法和电融合法。
PEG诱导融合的机理：PEG由于含有醚键而具负极性，与水、蛋白质和碳水化合物等一些正极化基团能形成氢键，当PEG分子足够长时，可阼为邻近原生质表面之间的分子桥而使之粘连。
PEG也能连接Ca2+等阳离子，Ca2+可在一些负极化基团和PEG之间形成桥，因而促进粘连。
在洗涤过程中，连接在原生质体膜上的PEG分子可被洗脱．这样将引起电荷的紊乱和再分布．从而引起原生质体融合：高Ca高pH由于增加了质膜的流动性，因而也大大提高了融合频率，洗涤时的渗透压冲击对融合也可能起作用。
三、实验材料、试剂与仪器1．材料新鲜的菠菜叶片2．试剂（1）酶液：依次加入 1.25%纤维素酶、0.3%果胶酶、0.04%甘露醇、20mmol/LKCl和20mmol/L2-吗啉乙磺酸（MES），55℃水浴10min，冷却至室温，再加10mmol/LCaCL2、5mmol/Lβ-巯基乙醇和0.1%BSA，0.45um微孔滤膜过滤，溶液呈透明橙色。
（2）PEG溶液：4GpPEG4000\3mL去离子水、2.5mL0.8mol/L甘露醇和1mL1mol/L CaCL2。
（3）MMg溶液：0.4mol/L甘露醇、15mmol/LMgCl2、mmol/LCaCl2和4mmol/LMES。
植物原生质体的分离与融合
植物原生质体的分离与融合第一部分：综合性实验（供同学们学习参考）甘蓝与紫甘蓝原生质体的分离与融合植物原生质体由于已去除了细胞壁，它能够像动物细胞一样，在人为的条件下互相融合，获得细胞杂种植株。
如果用近缘种内或种间的原生质体融合、可以获得稳定的、具有双亲两套染色体的细胞杂种植株，它们往往可育，可以直接作为育种的种质材料；如果用远缘不亲和物种间的原生质体融合，可以获得常规有性杂交得不到的无性杂种植株，不仅克服了远缘杂交不亲和性，而且可以扩大植物的变异范围，拓宽种质来源，选育出新种质，甚至产生新种。
要分离植物原生质体，必须去掉由果胶质、纤维素和半纤维素及木质素等构成的细胞壁。
目前普遍采用酶分离法来获得原生质体。
1.酶：分离原生质体最常用的酶有纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶。
2.渗透稳定剂：植物细胞壁对细胞有良好的保护作用。
去除细胞壁之后如果溶液中的渗透压和细胞内的渗透压不同，原生质体有可能涨破或收缩。
因此在酶液、洗液和培养液中渗透压应大致和原生质体内的相同。
3.植物材料：一般来说，植物各个器官，如：根、茎、叶、花、果实、种子及愈伤细胞和悬浮细胞等都可作为分离原生质体的材料。
但是，要获得高质量的原生质体，则须选用生长旺盛、生命力强的组织作材料。
材料的生理状况是原生质体质量的决定性因素之一。
4.酶溶液的pH值：对原生质体的产量和生活力影响很大。
一般为5-7。
酶的活性还与pH值有关。
Onoznka纤维素酶R－10最适宜pH值为5～6。
不过实际上酶溶液的pH值经常调节4．7～6．0之间。
对于不同的材料、不同型号的酶其所要求的最适值是不同的，应通过实验确定。
5.温度：对酶解效率有影响和植物原生质体得活力都有影响。
酶：40-50摄氏度，适于植物材料的温度一般都在25℃，所以一般在25℃左右进行酶解。
试剂的配制：1、pH5.7的磷酸钾缓冲液10 mL：A液：称取0.272g KH2PO（0.2mol/L4，溶于蒸馏水中，定容至10 mL。
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实验一植物原生质体的分离和培养一．教学目标：了解植物原生质体作为细胞工程研究的重要意义，了解原生质体活性鉴定的原理。
掌握分离和培养原生质体的技术、方法和原理。
掌握细胞活性的检测方法。
掌握细胞计数的原理和方法。
二．重点：掌握分离和培养原生质体的技术、方法和原理。
掌握细胞活性的检测方法。
掌握细胞计数的原理和方法。
三．难点：分离和培养原生质体的技术。
四．授课方式与教学方法：讲解原理、实验操作示范或具体指导。
五．教学内容:实验原理植物原生质体(protoplast)是除去细胞壁后为原生质所包围的“裸露细胞”,是开展基础研究的理想材料。
其中,酶解法分离原生质体是一个常用的技术,其原理是植物细胞壁主要由纤维素、半纤维素和果胶质组成,因而使用纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶能降解细胞壁成分,除去细胞壁,即可得到原生质体。
由于原生质体内部与外界环境之间仅隔一层薄薄的细胞膜,必须保持在渗透压平衡的溶液中才能保持其完整性, 使原生质体分离后不致膨胀破裂，渗透剂常用甘露醇或蔗糖，酶液还应含一定Ca2+来稳定原生质膜。
其次,还应当考虑取材、酶的种类和纯度、酶液的渗透压、酶解时间及温度等因素对分离原生质体的影响。
将原生质体接种在培养基上进行培养，细胞壁再生，细胞分裂和再生植株。
测定原生质体的活性有多种方法。
荧光素双醋酸酯(FDA)染色是常用的一种方法,FAD 本身无荧光,无极性,可透过完整的原生质膜。
一旦进入原生质体后,由于受到酯酶分解而产生具有荧光的极性物质荧光素。
它不能自由出入原生质膜,因此有活力的细胞能产生荧光,无活力的原生质体不能分解FAD无荧光产生。
细胞计数一般用血细胞计数极，按白细胞计数法进行计数。
从理论上讲，植物体的任何一部分都可以通过酶解作用去除细胞壁而得到原生质体。
但在实际操作中，只有幼嫩的组织才能完成去壁的过程。
所以，为了制备健康的原生质体，一般选用根尖、茎尖、嫩叶及对数生长期的愈伤组织为材料，一旦细胞具有木质化或次生加厚的外壁，则不能被酶降解。
因此，取材成为实验成功与否的首要问题。
花期短的花瓣，由于其组织鲜嫩，又具有色素标记，是该实验中较好的材料。
实验方法1．把叶片(或花期短的花瓣)洗净，把表面水吸干。
（2人一组）2．撕去叶片背面的表皮，用2ml离心管的盖打下1圆片。
圆片扣压于 0.5ml酶液面上。
让去除下表皮的一面接触酶液，辅满一层。
0.5ml酶液已放入2ml离心管中。
（酶液：4%纤维素酶， 2%果胶覆酶，PH5.8，0.6mol/L甘露醇）。
3．28~30℃保温酶解2~6h（放培养箱中）；镜检叶肉细胞原生质体。
用血球计数板计数。
4．600 rpm 离心5min，使原生质体沉降。
吸除上面的酶液。
5．加0.2 mol/L 的加氯化钙液0.5ml，轻轻吹打均匀。
6．用1mL注射器向离心管底部缓缓注入20%的蔗糖溶液1ml，出现下部蔗糖液，上部原生质体悬浮液.以600rpm离心10 min，在两液相之间出现一条绿色带，便是纯净的原生质体。
7．用1mL注射器取出管底的杂质、下部蔗糖溶液和上部氯化钙液。
少许原生质体于载片上，盖片观察其形态，检测纯度。
8．加MS培养液液1ml洗涤，轻轻混匀，600 rpm 离心5min，使原生质体沉降。
吸除上面的溶液。
9．加MS培养液液0.5ml, 轻轻混匀, 用血球计数板计数细胞密度, FDA染色测定原生质体的活性。
10．扣上盖子，在26℃下进行暗培养。
观察细胞壁的再生和细胞分裂。
实验结果结果讨论六．课堂小结：根据学生的实验结果进行总结。
细胞计数板的使用：细胞计数板系一长方形厚玻片，常用的改良牛氏(Improved-Neubauer) 计数板在中央横沟的两边各有一计数室，两计数室结构完全相同。
计数室较两边的盖玻片支柱低0.1毫米。
因此，放上盖玻片时，计数板与其间距即计数室空间的高为0.1毫米(图8-1)。
在低倍显微镜下可见计数室被双线划分成９个边长为１毫米的大方格。
四角的大方格又各分为１６个中方格，这是用来计数白细胞的。
中央大方格被划分为２５个中方格，每一中方格又划分成１６个小方格(图8－2称２５×１６=400小方格，也有的计数板为１６×２５=400格的，小方格面积一致)。
中央大方格的四角及中心５个中方格(１６×２５者则为四角上的中方格)为红细胞或血小板计数范围。
细胞计数先用试管稀释法制备禽类血细胞悬液：将禽类红细胞稀释液Ⅰ、Ⅱ分别置水浴锅中预热到４１～４２℃，取Ⅰ液１mL于试管中，用吸血管加入新鲜鸡血(或肝素抗凝血)２０霯，再加入Ⅱ液１mL混匀，置该水浴锅中保温５０s左右，置室温，即为待检的血细胞悬液。
可用于充液计数。
取干洁的计数板，置于水平的显微镜载物台上，盖上盖玻片，使两侧各空出少许。
摇匀血细胞悬液，用滴管吸取，将滴管尖轻轻置于盖玻片边缘外，让滴出的血细胞悬液凭毛细管作用吸入计数室内，刚好充满计数室为宜(图8－3)。
静置２min后计数，先用低倍镜观察，不均匀则抛弃。
计数时用虹彩、集光器、反光镜等调节入射光角度和强度，认清计数室位置。
采用“由上至下，由左至右，顺序如弓”的顺序，对压边线细胞采取“数上不数下，数左不数右”的原则(图8～4)。
依次计数并记录５个中方格中分别有多少个红细胞。
注意事项1．计数板、盖玻片和测定管用清水冲洗，再用绸布或细布沾干。
2．.充液前应充分混匀血细胞悬液，充液要连续、适量，充液后应待血细胞下沉后再计数。
3.计数板、盖玻片、吸血管及测定管等用过后必须立即按要求洗涤干净。
实验二、细胞膜的通透性观察实验目的了解细胞膜的渗透性及各类物质进入细胞的速度。
实验原理将红细胞放入数种等渗溶液中，由于红细胞对各种溶质的透性不同，有的溶质可以渗入，有的不能渗入，渗入的溶质能够提高红细胞的渗透压，所以促使水分进入细胞，引起溶血，由于溶质透入速度互不相同，因此溶血时间也不相同。
实验用品一、器材50ml烧杯, 试管（1～10cm）, 10ml移液管, 试管架。
二、材料羊血。
三、试剂 0.17mol/L氯化钠，0.17mol/L氯化胺，0.17mol/L醋酸胺，0.17mol/L硝酸钠，0.12mol/草酸胺，0.12mol/硫酸钠，0.32mol/葡萄糖，0.32mol/甘油，0.32mol/乙醇，0.32mol/丙酮。
实验方法一、羊血细胞悬液取50ml小烧杯一个，加1份羊血和10份0.17mol/L氯化钠，形成一种不透明的红色液体，此即稀释的羊血。
二、低渗溶液取试管一支，加入10ml蒸馏水，再加入1ml稀释羊血，注意观察溶液颜色的变化，有不透明的红色逐渐澄清，说明红细胞发生破裂造成100%红细胞溶血，使光线比较容易透过溶液。
三、羊红细胞的渗透性1、取试管一支，加入0.17mol/L氯化钠10ml，再加入1ml稀释羊血，轻轻摇动，注意观察溶液颜色有无变化？有无溶血现象？为什么？2、取试管一支，加入0.17mol/L氯化胺10ml，再加入1ml稀释羊血，轻轻摇动，注意观察溶液颜色有无变化？有无溶血现象？为什么？3、分别在另外8种等渗溶液中进行同样实验。
步骤同2。
实验结果并对实验结果进行比较和分析。
实验三细胞骨架的观察一、实验目的掌握用光学显微镜观察植物细胞骨架的原理及方法，观察光学显微镜下细胞骨架的网状结构。
二、实验原理植物细胞用适当浓度的TritonX—100处理后，可破坏细胞内蛋白质，但细胞骨架系统的蛋白质却保护完好。
考马斯亮蓝R250(Coomassie brilliant blue R250)是一种蛋白质染料，处理后的材料用考马斯亮蓝R250(考马斯亮蓝R250) 染色后，用光学显微镜观察，可以见到一种网状结构，即是细胞骨架结构。
三、材料洋葱鳞叶四、试剂1)2％考马斯亮蓝R250染色液：称考马斯亮蓝R2501g，溶于250ml无水乙醇中，加冰醋酸35ml.再加蒸馏至500ml.(2)磷酸缓冲液(pH 6．8)：6．0mmol／L 磷酸缓冲液，调至pH6.8(3)M缓冲液(pH 7．2)50mmol／L咪唑， 50mmol/L)氯化钾、0．5mmol／L氯化镁、1mmol/L 乙二醇(a-氨基乙基)醚四乙酸、0.1mmol/L乙二胺四乙酸； 1mmol／L巯基乙醇，调至pH 7．2。
(4)1%Trion X-100：用M缓冲液配制。
(5)3%戊二醛：用磷酸缓冲液配制；(6)中性树胶。
仪器(请参看)：显微镜，烧杯，镊子。
玻璃滴管，载玻片五、实验步骤1.用镊子撕取洋葱鳞叶内侧的表皮若干片约1cm2大小若干片)，置于50mL烧杯中，加入pH6.8磷酸缓冲液，使其下沉；2.吸去磷酸缓冲液，用1％Triton X—100 处理20min。
3.吸去Triton X—100，用M缓冲液洗3 次,每次5min。
4.用3％戊二醛固定30min。
5.磷酸缓冲液(pH 6．8)洗3次，每次5min。
7.蒸馏水洗2次，然后将样品置于载玻片上,加盖玻片，于普通光学显微镜下观察。
8.如果染色效果好，则可依次用50％乙醇、70%乙醇,95％乙醇、正丁醇、二甲苯处理样品,各5min,然后将样品平展于载玻片上，加一滴中性树胶，盖上盖玻片封片，制成永久切片。
六、实验报告描绘所观察到的洋葱鳞叶细胞骨架图。
实验四、线粒体和液泡系的超活染色与观察活体染色是能使生活有机体的细胞或组织特异性着色但对活样品又没有毒害作用的一种活体染色方法，其目的是显示生活细胞内的某些结构，而不影响细胞的生命活动和产生任何物理、化学变化以致引起细胞的死亡。
活体染色技术可用来研究生活状态下的细胞形态结构和生理、病理状态。
通常把活体染色分为体内活体染色与体外活体染色两类。
体外活体染色又称超活染色，它是由活的动、植物分离出部分细胞或组织小块，以染料溶液浸染，染料被选择固定在活细胞的某种结构上而显色。
活体染料之所以能固定、堆积在细胞内某些特殊的部分，主要是靠染料的“电化学”特性。
碱性染料的胶粒表面带阳离子，酸性染料的胶粒表面带有阴离子，而被染的部分本身也是具有阴离子或阳离子，这样，它们彼此之间就发生了吸引作用。
但并非任何染料均可用于活体染色，理论上应选择那些对细胞无毒性或毒性极小的染料，且使用时需要配成稀淡的溶液。
一般说来，最为适用的是碱性染料，这可能是因为它具有溶解在类脂质(如卵磷脂、胆固醇等)的特性，易于被细胞吸收。
詹纳斯绿B(Janus green B)和中性红(neutral red)两种碱性染料是活体染色剂中最重要的染料，对于线粒体和液泡系的染色分别具有专一性。
实验目的1、观察动、植物活细胞内线粒体、液泡系的形态、数量与分布；2、学习一些细胞器的超活染色技术。
实验原理线粒体是细胞内一种重要细胞器，是细胞进行呼吸作用的场所。
细胞的各项活动所需要的能量，主要是通过线粒体呼吸作用来提供的。