实验动物手术基本操作技术
兔类实验的基本操作技术
仰卧位
备皮
剪毛法：从下颌至胸骨柄，使用弯剪，勿用手将 毛提起，以免剪破皮肤，兔毛放入水中
剪皮
两手拉紧气管两侧的皮肤，用直剪刀剪一口， 再向上剪至下颌、向下至胸骨柄处。
家兔的手术操作
分离气管 分离颈总动脉
分离迷走神经、交感神经、喉返神经和减压神经
分离气管
分离颈总动脉、迷走、交 感、喉返和减压神经
推注后2/3时，观察家兔状态，四肢松软，角 膜反射迟钝时，即可停止麻醉 ※注意事项：尽可能先从耳缘静脉远心端注射， 随时观察动物情况
拔毛
耳缘静脉注射
检查麻醉深度——角膜反射
兔台固定
固定四肢：以四条1cm宽的布带做成活的圈套，前 肢系在腕关节以上，后肢系在踝关节以 上，前、后肢分别拉直固定于兔台上。 固定头部：将家兔头部用兔头固定器或用棉线钩住 门齿，固定于兔台头端的铁杆。 固定体位：仰卧位（兔背部贴于兔台） 俯卧位（兔腹部贴于兔台）
家兔的给药方法
耳缘静脉注射
灌胃给药
耳缘静脉注射
家兔的麻醉
腹腔给药：
3%戊巴比妥1ml/kg体重。 在左下腹位置，避开肝、脾。
耳缘静脉注射：5ml/kg（20%氨基甲酸乙脂）+2ml
耳缘静脉麻醉
家兔称重后除去耳缘静脉上被毛，用20ml注 射器缓慢推注乌拉坦麻醉
推注过程中，前1/3要快速推注，其余的在 3~5min内推注完。
实验流程
家兔的捉拿固定
家兔的给药方法 家兔的麻醉 家兔的手术操作（分离动脉、神经） 家兔的心脏采血
家兔的处死
认识家兔的脏器
家兔的捉拿固定
右手抓其背部将家兔提起
急性动物实验基本操作技术
健康家兔，体重2kg左右，雌雄不拘。
[实验药品及器材]
25%氨基甲酸乙脂（乌拉坦） 0.9%NaCl溶液 哺乳类动物手术器械1套
哺乳类手术器械
用于切开皮肤和脏器。常用手术刀由刀片和刀柄组成。 根据手术的部位与性质，可以选用大小、形态不同的手术 刀片。
哺乳类手术器械
哺乳类手术器械
三、实验内容
➢ （一）称重、麻醉 ➢ （二）固定、剪毛 ➢ （三）颈部手术
[实验步骤]
1、家兔的捉拿及称重。
×
××
✓
✓
2、家兔的麻醉
（1）麻醉药的选择 25%氨基甲酸乙脂(乌拉坦)，4ml/kg。
（2）麻醉的方法及部位：耳缘静脉注射
耳缘静脉（厚） 动脉
⊙ 耳缘静脉（薄）
麻醉效果的观察：指导P67页 （1）呼吸：呼吸变慢且均匀 （2）反射活动：角膜反射迟钝 （3）肌张力：全身肌肉松驰 （4）皮肤夹捏反应：消失
最粗 最细
分离神经和血管
神经分离示意图
神经分离示意图-示迷走神经
（6）颈总动脉插管
动脉插管：
先在远心端结扎左侧颈 总动脉，再用动脉夹在 近心端将其夹闭。用眼 科剪将动脉剪开一斜口， 将注满肝素生理盐水的 插管向心脏方向插入动 脉，结扎固定。
颈总动脉
动脉插管
6、家兔股部的手术
（1）用手触摸股动脉搏动，辨明动脉走向 （2）在皮肤上切3~5cm长的切口 （3）分离皮下组织及筋膜 （4）辨别神经血管
①在胸壁上造成1cm2的创口，使胸膜腔与 大气相通
②观察：胸内压的变化 呼吸的变化 肺组织的萎缩
8、处死动物 （1）空气栓塞 （2）大量放血
股神经（白色） 股动脉（粉红色） 外→内 股静脉（蓝色） （5）股动脉插管：方法同颈总动脉插管
家兔基本手术操作实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除家兔基本手术操作实验报告篇一：家兔解剖实验一、实验目的1.通过对家兔的外形观察、骨骼系统及内部解剖的观察，掌握哺乳类躯体轮廓、消化系统、呼吸系统、循环系统、泌尿系统和生殖系统的结构特点2.掌握哺乳纲动物的主要特征，理解其进步性特征3.熟练解剖动物的方法二、实验原理将家兔处死是利用静脉注射空气致死：向静脉注射空气后，进入血液形成空气栓，空气栓随血流回流至右心室，然后被送到肺动脉，造成肺栓塞，大面积的肺栓塞使人体不能进行气体交换，发生严重的缺氧和二氧化碳储留，导致猝死。
三、实验器材活家兔、解剖盘、酒精棉球、注射器、镊子、烧杯、手术刀、手术剪、骨钳、止血钳等四、实验步骤1、外形观察，处死家兔身体分为头、颈、躯干、尾和四肢五部分。
颈很短，躯干较长，背部有明显的腰弯曲。
前肢短小，有5指，后肢较长，具4趾。
尾短小，位于躯干末端，腹部腹面近尾根处有泄殖孔和肛门，肛门在后。
肛门两侧各有一个无毛区，提起此处皮肤，开口，打开皮肤。
取10ml注射器，抽入10ml空气，三个人按住兔子，用酒精棉球将其一侧耳外侧毛擦湿，注射空气，到静脉血管。
挣扎一会后死亡。
2、打开皮肤润湿腹部中间的毛，小心用剪刀从泄殖孔稍前方剖一横口，向上剪至颈部，用手术刀使皮肤和肌肉分离，将剥下的皮肤向左右尽可能拉开露出腹部。
3、开腹腔：原位观察膈、胰腺、肝脏、各系统观察，肾脏冠切从泄殖孔的切口处沿腹中线同样左右割开腹壁至胸骨剑突处，暴露腹腔。
先观察各器官的自然位置。
可观察到：胰腺：分散附着于（十二指肠）弯曲处的肠系膜上，为粉红色、分布零散而不规则的腺体。
胃：囊状，横卧于膈肌后面，入口称喷门，出口称幽门。
小肠：肠管长而细，分为十二指肠、空肠和回肠三段。
十二指肠呈“u”形，空肠和回肠界限不易区分。
大肠：分为盲肠、结肠和直肠三段。
盲肠为大肠的起始段，肠管最粗大，相当于一个发酵罐，其末端有蚓突，结肠表面有横褶，直肠细长。
膈肌：呈粉色，上面血多有放射状红色细丝肾脏：移开胃后，可在其下观察到两肾，分布于两侧，其前端内缘各有一小的淡黄色扁圆形为肾上腺，由肾门伸出的一条白色细管为输尿管，与肾血管、神经管相伴行，向后通入膀胱的背侧。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行操作和观察，来获取实验数据和研究结论。
以下是一些常见的动物实验操作技术：1.注射技术：注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂，观察其对动物的影响和反应。
2.毒性实验：毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。
常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等，观察其毒性反应和致死情况，推测对人类的毒性状况。
3.手术技术：手术技术在动物实验中广泛应用，常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。
通过手术操作，可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。
4.组织培养技术：组织培养技术用于从动物体内提取组织样本，并在体外培养，观察和研究组织的生理特性和生长发育。
5.行为学测试技术：通过对动物进行不同的行为学实验，来研究动物的学习、记忆、行为模式等。
例如，迷宫学习实验、条件反射实验等。
6.电生理技术：电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。
常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图（EEG）记录等技术。
7. 遗传技术：通过遗传技术对动物进行基因改造，可以研究和验证特定基因的功能和效应。
CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。
9.统计和数据分析：动物实验中的数据分析是重要的一环，可以利用统计学方法对实验数据进行分析，得出结论并作出科学推断。
10.人道处理：在进行动物实验过程中，需要遵循伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。
总结来说，动物实验涉及到各种各样的操作技术，包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。
这些技术旨在通过实验观察和数据分析，揭示生物学、医学等领域的科学问题，推进科学的发展和人类的福祉。
但同时，在进行动物实验时，还要充分考虑伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
家兔基本手术操作实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除家兔基本手术操作实验报告篇一：家兔解剖实验一、实验目的1.通过对家兔的外形观察、骨骼系统及内部解剖的观察，掌握哺乳类躯体轮廓、消化系统、呼吸系统、循环系统、泌尿系统和生殖系统的结构特点2.掌握哺乳纲动物的主要特征，理解其进步性特征3.熟练解剖动物的方法二、实验原理将家兔处死是利用静脉注射空气致死：向静脉注射空气后，进入血液形成空气栓，空气栓随血流回流至右心室，然后被送到肺动脉，造成肺栓塞，大面积的肺栓塞使人体不能进行气体交换，发生严重的缺氧和二氧化碳储留，导致猝死。
三、实验器材活家兔、解剖盘、酒精棉球、注射器、镊子、烧杯、手术刀、手术剪、骨钳、止血钳等四、实验步骤1、外形观察，处死家兔身体分为头、颈、躯干、尾和四肢五部分。
颈很短，躯干较长，背部有明显的腰弯曲。
前肢短小，有5指，后肢较长，具4趾。
尾短小，位于躯干末端，腹部腹面近尾根处有泄殖孔和肛门，肛门在后。
肛门两侧各有一个无毛区，提起此处皮肤，开口，打开皮肤。
取10ml注射器，抽入10ml空气，三个人按住兔子，用酒精棉球将其一侧耳外侧毛擦湿，注射空气，到静脉血管。
挣扎一会后死亡。
2、打开皮肤润湿腹部中间的毛，小心用剪刀从泄殖孔稍前方剖一横口，向上剪至颈部，用手术刀使皮肤和肌肉分离，将剥下的皮肤向左右尽可能拉开露出腹部。
3、开腹腔：原位观察膈、胰腺、肝脏、各系统观察，肾脏冠切从泄殖孔的切口处沿腹中线同样左右割开腹壁至胸骨剑突处，暴露腹腔。
先观察各器官的自然位置。
可观察到：胰腺：分散附着于（十二指肠）弯曲处的肠系膜上，为粉红色、分布零散而不规则的腺体。
胃：囊状，横卧于膈肌后面，入口称喷门，出口称幽门。
小肠：肠管长而细，分为十二指肠、空肠和回肠三段。
十二指肠呈“u”形，空肠和回肠界限不易区分。
大肠：分为盲肠、结肠和直肠三段。
盲肠为大肠的起始段，肠管最粗大，相当于一个发酵罐，其末端有蚓突，结肠表面有横褶，直肠细长。
膈肌：呈粉色，上面血多有放射状红色细丝肾脏：移开胃后，可在其下观察到两肾，分布于两侧，其前端内缘各有一小的淡黄色扁圆形为肾上腺，由肾门伸出的一条白色细管为输尿管，与肾血管、神经管相伴行，向后通入膀胱的背侧。
家兔基本手术实验报告
一、实验目的1. 熟悉家兔的基本解剖结构和生理特点；2. 掌握家兔手术的基本操作技术；3. 培养动手能力和实验操作规范。
二、实验原理家兔作为实验动物，具有解剖结构和生理特点与人类相似，因此在家兔上进行手术实验可以帮助我们更好地了解人体手术操作。
本实验通过对家兔进行基本手术操作，使学生掌握手术基本技能。
三、实验器材1. 实验动物：家兔一只；2. 手术器械：手术刀、手术剪、眼科剪、组织钳、止血钳、手术镊、玻璃分针、插管、动脉夹、棉线等；3. 麻醉药品：1%普鲁卡因、3%戊巴比妥钠；4. 其他用品：注射器、酒精棉球、生理盐水、消毒液等。
四、实验步骤1. 家兔抓取、固定和麻醉（1）将家兔放在实验台上，用右手抓住家兔的后颈部皮肤，左手抓住兔的双脚，将家兔倒立；（2）用酒精棉球擦拭家兔的耳缘静脉，使血管充盈；（3）用注射器抽取1%普鲁卡因5ml，进行局部麻醉；（4）将家兔放在手术台上，用手术钳固定四肢。
2. 手术切口（1）用手术刀在颈部正中线切开皮肤，长约5-7cm；（2）用手术剪剪开皮肤，暴露肌肉组织；（3）用止血钳钳夹肌肉组织，用手术刀分离肌肉组织。
3. 神经、血管分离（1）用眼科剪剪开颈动脉鞘，暴露颈总动脉；（2）用组织钳夹住颈总动脉，用手术刀分离颈总动脉；（3）用手术镊分离颈外静脉，用手术刀分离颈外静脉。
4. 插管技术（1）将颈总动脉插入动脉夹，用手术剪剪口大小为颈总动脉直径的1/3-1/2；（2）将动脉导管插入颈总动脉，插入长度约1cm；（3）用动脉夹固定动脉导管。
5. 术后处理（1）用消毒液消毒手术切口；（2）用手术线缝合皮肤；（3）观察家兔术后恢复情况。
五、实验结果与分析1. 实验结果通过本次实验，学生掌握了家兔的基本解剖结构和生理特点，熟悉了家兔手术的基本操作技术，包括抓取、固定、麻醉、切口、分离、插管等。
2. 实验分析（1）在手术过程中，应严格遵守无菌操作原则，避免手术感染；（2）在分离神经、血管时，要轻柔操作，避免损伤神经、血管；（3）在插管过程中，要掌握好插管深度，避免插管过深或过浅；（4）术后观察家兔恢复情况，确保手术成功。
大鼠手术基本操作实验报告
大鼠手术基本操作实验报告一、前言在基础医学实验教学中，大鼠手术是必不可少的一部分，它是许多研究的重要前提和基础。
对于医学生而言，学习大鼠手术基本操作是必不可少的，因为它不仅有助于我们理论知识的学习，更可以提高我们的动手能力和实验技能。
在本文中，我将分享我在大鼠手术基本操作实验中的经验和体会。
二、实验前准备在进行大鼠手术前我们需要进行必要的实验前准备工作。
1. 实验器材和药品准备我们需要准备大鼠手术所需的器材和药品，如手术刀、镊子、缝合针、缝线、止血钳、消毒药水、麻醉剂、止痛剂和抗生素等。
2. 动物准备在进行大鼠手术前，我们需要充分准备动物。
首先需要进行动物的饲养，保证动物的健康和营养状态。
其次，需要进行动物的过夜禁食，以避免手术时消化道内容物的滞留和吐出。
最后，动物需要进行全身清洁，特别是手术部位的清洁。
3. 实验环境准备进行大鼠手术需要一个高度清洁的环境，我们需要在实验室内设置手术台，手术台上要铺上手术用的巾，并配备手术灯和显微镜等设备，以便手术时的清晰视野。
三、实验步骤1. 麻醉我们需要先对大鼠进行麻醉，以便进行手术。
目前，常用的麻醉方法有三种：气体麻醉、注射麻醉和皮下注射麻醉。
在进行麻醉前，我们需要先进行动物的体重测量，根据体重选择合适的麻醉药剂量。
2. 固定在大鼠进入麻醉状态后，我们需要进行固定。
固定的目的是为了保证手术过程中动物不会移动和晃动，保证手术的安全性和准确性。
固定方法有多种，如绳索固定、胶带固定和头架固定等。
3. 手术操作进行手术操作前，我们需要对手术部位进行消毒，以避免手术感染。
手术操作中需要注意以下几点：（1）操作要轻柔，避免操作时对动物造成过多的创伤和损伤。
（2）手术刀要保持锋利，以便切开皮肤和组织。
（3）手术过程中要注意感染控制，避免手术感染。
（4）手术结束后，需要对伤口进行缝合处理。
4. 恢复手术结束后，我们需要对动物进行恢复。
恢复的过程中，需要注意以下几点：（1）动物需要保持温暖，以避免体温过低。
基本技能实验操作一-——家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用.docx
基本技能实验操作一——家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用[目的]学习家兔的捉拿、给药、基本手术操作及血压、心电图、呼吸流量的检测方法。
[动物]家兔，体重2∼2.5kg，性别不拘。
[药品]生理盐水、20%乌拉坦、0.5%肝素。
[器材]兔固定箱、兔手术台、兔开口器、8号导尿管、注射器（5ml、50 ml）、针头（6、7号）、头皮针、烧杯（500ml）、手术器械（剪毛剪、组织剪、弯头止血钳、直止血钳、眼科剪、动脉夹）、玻璃分针、动、静脉导管、气管插管、纱布及干棉球。
[方法]耳缘静脉注射方法组织切开、分离与止血(一)组织切开1．组织切开的一般原则(1)根据实验目的要求确定手术切口的部位和大小。
如肾切除取左背部斜切口，肠切除取腹正中切口。
(2)根据不同部位的切口采用不同的执刀方法，常用的执刀方法有三种，如图1。
2．注意事项(1)切开前，应先将切口部位的皮肤(或其他组织)拉紧，使其平坦紧张而固定。
(2)刀刃与切开的组织垂直，以一次切开为佳。
(3)组织要逐层切开，并以按皮肤纹理或各组织的纤维方向切开为佳。
图1执刀方法和组织切开方法(4)组织的切开处应选择无重要血管及神经横贯的地方，以免将其损伤。
(5)选择切口时，应注意选择易于敷料或导管包扎和固定的部位。
避免术后动物活动时被碰撞、磨擦而脱落。
(二)组织分离分离目的在于充分显露深层的组织或血管，便于手术操作。
1．组织分离的一般原则(1)根据不同部位手术的需要采用不同的分离方法。
常用的分离方法有两种：①用刀或剪作锐性分离，用剪割的方式将组织分离。
该方法常用于致密组织，如皮肤、韧带、筋膜等的分离。
②用止血钳、手指或刀柄等将组织推开或牵拉开的钝性分离。
该法多用于皮下组织、肌肉筋膜间隙等疏松组织的分离。
(2)沿正常组织间隙分离。
这样易于分离，且出血少，视野干净、清楚。
2．注意事项(1)肌肉的分离应顺肌纤维方向作钝性分离。
若需要横行切断分离，应在切断处上下端先夹两把血管钳，切断后结扎两断端以防止肌肉中血管出血。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
机能上实验内容
实验一家兔手术基本操作一、动物基本操作技术1.切口与止血用哺乳动物进行实验时，在做皮肤切口之前，应先将预定部位及其周围的长毛剪去（备皮），然后选好确切的切口部位和范围，必要时做出标志。
切口的大小要适当，既要便于实验操作，也不可过大。
术者先用左手拇指和另外四指将预定切口上端两侧的皮肤绷紧固定，右手持手术刀，以适当的力量，一次全线切开皮肤和皮下组织，直到肌层表面。
在手术过程中，必须及时注意止血。
微血管渗血，用温热盐水纱布轻压即可止血。
干纱布只用于吸血，不可用以揩擦组织，以防组织损伤和血凝块脱落。
较大血管出血，需先用止血钳将出血点及其周围的少许部分组织一并夹住，然后用线结扎。
大动脉破裂出血时，切不可用有齿的镊子或血管钳直接夹住管壁，而应先用纱布压住出血部位，吸干血后，小心打开纱布，观察出血点位置，迅速用手指捏住动脉破裂处，用动脉夹夹住血管近心端，再作进一步处理。
在实验间歇期间，应将创口暂闭合，或用温盐水纱布盖好，以防组织干燥和体内热量散失。
2.肌肉、神经与血管的分离分离肌肉时，应该用止血钳在整块肌肉与其他组织之间，顺着肌纤维方向，将肌肉一块块地分离。
决不能在一块肌肉的肌纤维间任意穿插。
如果在肌肉纤维间操作，不仅容易损伤肌纤维而引起出血，并且也很难将肌肉分离。
若必须将肌肉切断，应先用两把止血钳夹住肌肉(小块或薄片肌肉也可用两道丝线结扎)，然后在两止血钳间切断肌肉。
神经和血管都是比较娇嫩的组织，因此在剥离过程中要耐心、仔细、动作轻柔。
切不可用带齿的镊子进行剥离，也不许用止血钳或镊子夹持，以免其结构或机能受损。
在剥离粗大的神经、血管时，应先用蚊式止血钳将神经或血管周围的结缔组织稍加分离，然后用大小适宜的止血钳将其从其周围的结缔组织中游离出来。
游离段的长短，视需要而定。
在剥离细小的神经或血管时，要特别注意保持局部的自然解剖位置，不要把结构关系弄乱，同时需要用眼科小镊子或玻璃针轻轻地进行分离。
剥离完毕后，在神经或血管的下方穿以浸透生理盐水的缚线(根据需要穿一根或两根)，以备刺激时提起或结扎之用。
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实验动物手术基本操作技术
1. 动物实验手术常用的器械或设备
手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。
用于切开皮肤和脏器。
外科剪:准备直剪和弯剪。
用于软组织剪断和组织分离。
手术镊:准备有齿镊和无齿镊。
用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。
止血钳:准备直、弯、蚊三种。
用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。
注射器:准备不同容量的注射器。
用于补充麻醉或药物注射。
持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。
缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。
用于缝合不同的组织。
缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。
用于不同组织的缝合。
医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。
用于手术的操作监护。
医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。
用于动物实验手术的应急需要。
2.动物实验手术器械的消毒方法
消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。
其中手术器械的消毒方法如下。
煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。
注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。
高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。
注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。
化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。
3.动物手术部位的消毒
实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。
消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。
4. 手术人员手臂的消毒
操作流程为:温肥皂水清洗→0.1%新洁尔灭或1%来苏水浸3～5min →擦干戴无菌手套→穿戴手术衣帽、手术口罩。
5. 手术用实验动物的常规检查
根据实验目的需要选择下列有关检测指标:体温指标(体温的变化反映了动物机体的健康状况和机体的代谢状况);呼吸指标(呼吸的频率和呼吸方式表明了实验动物的呼吸功能是否正常,关系到麻醉和手术效果);心率和心律(该指标的变化直接反映实验动物心脏的供血功能和肌体的供氧情况);血压指标(血压的变化对指导麻醉和手术有重要意义);血常规检查。