动物心梗实验设计方案

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标准动物实验报告

实验名称：小鼠心肌梗死后心肌细胞凋亡检测实验目的：1. 观察心肌梗死后心肌细胞凋亡情况。

2. 分析心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌功能的关系。

3. 探讨心肌梗死后心肌细胞凋亡的干预策略。

实验材料：1. 实验动物：清洁级雄性C57BL/6小鼠，体重20-25g，购自XX动物实验中心。

2. 试剂：TUNEL试剂盒、DAPI染料、Trizol试剂、RT-PCR试剂盒、ELISA试剂盒等。

3. 仪器：显微镜、荧光显微镜、PCR仪、凝胶成像系统、酶标仪等。

实验方法：1. 实验分组：将小鼠随机分为正常组、心肌梗死组、干预组，每组10只。

2. 心肌梗死模型的建立：采用冠状动脉结扎法建立小鼠心肌梗死模型。

3. 心肌细胞凋亡检测：- TUNEL染色：取心肌组织，按TUNEL试剂盒说明书进行操作，观察心肌细胞凋亡情况。

- DAPI染色：取心肌组织，按DAPI染料说明书进行操作，观察心肌细胞核形态。

4. 心肌功能检测：- 心肌收缩力检测：采用Langendorff离体心脏灌流技术，记录心肌收缩力。

- 心肌细胞损伤程度检测：采用ELISA试剂盒检测心肌细胞损伤标志物（如肌酸激酶、乳酸脱氢酶等）。

5. 干预措施：干预组在心肌梗死模型建立后给予干预药物，观察心肌细胞凋亡及心肌功能的变化。

实验结果：1. TUNEL染色结果显示，心肌梗死组心肌细胞凋亡率显著高于正常组和干预组（P<0.05）。

2. DAPI染色结果显示，心肌梗死组心肌细胞核形态异常，较正常组和干预组明显增大、浓染。

3. 心肌收缩力检测结果显示，心肌梗死组心肌收缩力显著低于正常组和干预组（P<0.05）。

4. 心肌细胞损伤程度检测结果显示，心肌梗死组心肌细胞损伤标志物水平显著高于正常组和干预组（P<0.05）。

5. 干预组心肌细胞凋亡率、心肌细胞核形态、心肌收缩力及心肌细胞损伤标志物水平均显著低于心肌梗死组（P<0.05）。

讨论：本研究采用冠状动脉结扎法建立小鼠心肌梗死模型，通过TUNEL染色和DAPI染色检测心肌细胞凋亡情况，结果显示心肌梗死组心肌细胞凋亡率显著高于正常组和干预组，表明心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要机制。

动物实验报告格式范文

一、实验名称实验名称：小鼠心肌梗死后心肌细胞凋亡检测二、实验目的1. 了解心肌梗死后心肌细胞凋亡的发生机制。

2. 掌握检测心肌细胞凋亡的方法。

3. 分析心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌损伤程度的关系。

三、实验时间2023年10月25日四、实验地点实验室动物中心五、实验材料1. 实验动物：雄性SD大鼠，体重200-220g，由实验室动物中心提供。

2. 试剂与仪器：- TUNEL试剂盒（Roche公司）- DAB显色试剂盒（Sigma公司）- 脱氧核糖核酸酶（DNase）处理液- 柠檬酸缓冲液- 胶体金染色液- 显微镜- 光学显微镜- 恒温培养箱- 电子天平六、实验方法1. 实验分组：- 正常组：正常SD大鼠10只。

- 模型组：SD大鼠10只，采用结扎冠状动脉左前降支的方法制作心肌梗死模型。

- 干预组：SD大鼠10只，在结扎冠状动脉左前降支的同时，给予心肌梗死后心肌保护药物。

2. 心肌细胞凋亡检测：- 取实验大鼠心肌组织，按照TUNEL试剂盒说明书进行操作。

- 采用DAB显色试剂盒进行染色。

- 光学显微镜观察心肌细胞凋亡情况。

3. 数据分析：- 计算心肌细胞凋亡指数（AI）。

- 比较各组AI差异。

七、实验结果1. 正常组心肌细胞形态正常，无凋亡细胞。

2. 模型组心肌细胞出现明显凋亡，AI显著高于正常组（P<0.01）。

3. 干预组心肌细胞凋亡情况较模型组明显减轻，AI显著低于模型组（P<0.05）。

八、实验讨论1. 心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要原因之一。

2. 心肌梗死后心肌保护药物可以减轻心肌细胞凋亡，从而减轻心肌损伤。

3. 本实验结果表明，心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌损伤程度密切相关。

九、实验结论1. 心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要原因。

2. 心肌梗死后心肌保护药物可以减轻心肌细胞凋亡，从而减轻心肌损伤。

十、实验注意事项1. 实验操作过程中应严格无菌操作。

2. 实验动物应定期观察，注意动物福利。

在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法

在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法建立小鼠心肌梗死模型是研究心脏疾病机制和寻找新的治疗方法的重要手段之一、传统的建立小鼠心肌梗死模型的方法通常需要进行开胸及结扎冠状动脉手术，手术创伤大且操作复杂。

为了减少对小鼠的伤害，同时提高模型建立的效率，研究者提出了无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法。

1.实验材料准备：- 公共实验室小鼠（如Balb/C、C57BL/6等）- 地慢心脏梗死模型配套器械（如PureHeart Mini心脏梗死模型器材）2.实验步骤：步骤1：术前准备-按照实验要求准备相应的实验材料和设备-将小鼠逐个放入麻醉箱内进行麻醉，待小鼠完全昏迷（通常需要2-3分钟）步骤2：无创性通气条件下建立心肌梗死模型-麻醉后，将小鼠固定在手术台上，用消毒剂彻底擦拭小鼠胸部和腹部皮肤-将小鼠放置在体温控制垫上，保持恒温（37°C）- 将PureHeart Mini心脏梗死模型器材的针头插入小鼠第四肋间（左胸骨中线处），注意避免伤及心脏和其他重要组织-设定模型器材中压力泵的速率、时间和压力参数，以便形成合适的胸腔内压，有效模拟心脏梗死条件-开始通气，继续观察针头指针的转动方向，确保小鼠心脏受到一定程度的阻塞-经过一定时间后，停止通气并移除器材步骤3：术后处理-将小鼠放回饲养箱内恢复，可以提供温暖的环境和足够的饮食-关注小鼠的身体状态和行为，观察是否出现异常情况-根据实验设计，选择合适的时间点进行进一步的实验操作，如心电图监测、组织采集等3.实验注意事项：-建议在合适的无菌实验环境中进行实验操作，确保操作的无菌性-手术和实验过程中需要注意小鼠的麻醉深度和麻醉时间，避免对小鼠造成不必要的伤害-实验结束后，请做好相关废弃物和污染物的处理工作，以保护实验环境和生物安全无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型是一种简易、有效的研究方法，可以显著减少对小鼠的手术损伤。

通过该方法建立的心肌梗死模型可用于研究心肌损伤和修复机制，以及筛选心脏保护药物和治疗方法。

心肌梗死动物模型具体方法及步骤

心肌梗死动物模型具体方法及步骤原型物种人来源结扎冠状动脉左前降支（LAD）导致心梗模式动物品系SPF级SD大鼠，健康，3-4W，雌雄各半，体重为180g-200g。

实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。

实验周期72h建模方法心肌梗死是指心肌的缺血性坏死，是一种急性及严重的心脏状态。

心脏作为血液循环动力中心这一功能的实现，需要冠状动脉不断提供的血流供应，当冠状动脉发生病变而狭窄或堵塞，使得冠状动脉的血流急剧减少或中断，便会使相应的心肌出现严重而持久地急性缺血，心肌无法得到足够氧气，最终导致心肌不可逆的缺血性坏死，心脏的收缩和舒张功能降低，机体供血不足，严重者最终导致机体死亡。

1. 大鼠用3%戊巴比妥钠（30mg/kg），腹腔注射麻醉，用小动物剃毛器剃除大鼠胸部及腋下毛发（充分暴露手术区），用碘酒和75％乙醇术区消毒。

2.气管插管：麻醉后，夹趾检测无反应即可进行MI手术。

打开外置光源、显微镜开关，打开呼吸机，设置好各参数（呼吸比2：1，潮气量6-8 mL，频率70 次/min），将气管插管沿声门插入气管，取下大鼠接上呼吸机，观察大鼠呼吸状况，胸廓起伏与呼吸机频率一致表示插管成功，即可进行MI手术。

3. 大鼠采用右侧卧位，用眼科剪在左前肢腋下，用显微剪于三、四肋间打开胸腔充分暴露心脏，显微直镊轻轻夹起少量心包并于左心耳下撕开少许心包，充分暴露左冠状动脉前降支（LAD）或所在区域。

4. 结扎冠状动脉：于显微镜下找到LAD走向或可能所在位置,持针器持取5-0带针缝合线，于左心耳根部下方肺动脉圆锥旁以5-0 无创缝合线穿过左冠状动脉前降支( LAD)，以完全阻断LAD血流。

5.关胸：结扎完成后，5-0缝线完全缝合胸腔开口（保证无缝隙、无错位）关闭胸腔，由内向外逐层缝合各层肌肉和皮肤。

6.术后管理：术后密切关注大鼠状态，有无呼吸异常等。

待大鼠自然苏醒后将大鼠从呼吸机上取下并取下气管插管，正常饲养。

心肌梗死的动物模型制作

心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是一种严重的心血管疾病，其主要病理特征是冠状动脉的阻塞导致心肌缺血与坏死。

为了研究心肌梗死的发病机制和寻找可能的治疗方法，研究人员常常利用动物模型来模拟心肌梗死的发生。

下面，我将介绍一种常用的大鼠心肌梗死动物模型制作方法。

制作大鼠心肌梗死动物模型可以按照以下步骤进行：1.动物选择。

常用的实验动物有大鼠和猪。

由于大鼠的心血管解剖和生理特征与人类较为接近，同时成本较低，因此大鼠是一种常见的选择。

2.麻醉动物。

使用适量的麻醉剂，如异氟醚或七氟醚等，来使动物处于麻醉状态。

确保动物处于无痛苦的状态。

3.固定动物。

将动物固定在手术台上，以避免动物在手术过程中的移动。

4.体表消毒。

在手术区域进行局部消毒，以防止感染。

5. 做出胸骨切口。

在胸骨两侧做出1-2cm的胸骨切口，用手术器械将胸骨分开，暴露出心脏。

6.找到冠状动脉。

用吸引管或者类似的器械将心包囊抽吸，暴露出心脏表面。

紧邻左心室肌肉的左前降支是心肌梗死的常见发生区域。

7.梗死诱导。

用细导管或者相似的器械将一根可以封堵冠状动脉的丝线或者微球导入至冠状动脉中，使其堵塞。

这一步骤可以模拟冠状动脉的阻塞引发心肌梗死。

8.恢复心脏正常血流。

待梗死产生一段时间后（一般为30分钟-60分钟），再次将导管或器械取出，恢复冠状动脉的血流。

9.缝合胸骨。

将胸骨进行缝合，确保伤口能够愈合。

10.外科处理。

术后外科处理，如用抗生素进行预防性治疗，避免可能的感染。

研究人员可以通过观察心肌梗死后的心电图变化、心肌组织的病理切片等方式来评估心肌梗死的程度与发展。

总的说来，大鼠心肌梗死动物模型是一种常见的研究心肌梗死发病机制的实验模型。

通过制造大鼠心肌梗死动物模型，研究人员可以更好地模拟心肌梗死的发生，寻找新的治疗策略和探索其发病机制。

当然，在制作动物模型时，需要严格遵循相关伦理规范和动物保护法律法规，确保动物的利益和权益不受损害。

此外，动物模型只是研究的一部分，结合体外实验和临床数据，才能更全面地了解心肌梗死的病理机制及治疗方法。

家兔心肌梗死造模

家兔心肌梗死造模一、实验目的建立家兔心肌梗死模型并观察心电图掌握冠状动脉结扎以及静脉注射二、实验材料实验动物：家兔1.9kg 雌性实验仪器：生物信号采集处理器，针形记录电板，体重秤，兔台，动物手术器材，线，注射器实验药品：氨基甲酸乙酯，垂体后叶素三、实验方法1、实验系统连接及参数设置血压换能器固定于铁支柱上，高度与心脏处于同一水平面。

压力换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。

仪器参数：RM6240系统：在“实验”菜单中选择“兔动脉血压调节”。

仪器参数：时间常数0.2s，滤波频率100HZ，扫描速度250ms/div。

2、家兔称重后，按1g/kg体重的剂量于耳缘静脉注射200g/L的氨基甲酸乙酯麻醉。

快速推注2/3麻醉剂后，观察家兔角膜发射，酌情推注所余药物。

动物麻醉后仰卧于手术台上，固定四肢，前肢交叉固定，用棉绳钩住兔门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。

3、药物法：3.1按Ⅱ导联心电图分别将绿色、红色、黑色针形电极插入家兔右上肢、左下肢、右下肢皮下。

开始记录家兔的心电图。

3.2记录一段正常心电图后，以2.5单位/kg的剂量给称重1.9Kg的雌性家兔注射垂体后叶素4.75单位。

连续记录心电图.4、结扎法：4.1胸部手术。

胸前区剪毛，于胸骨左缘第2～4肋间断肋，暴露纵隔及心脏，保持两侧胸膜完整，避免发生气胸，纵行切开心包，提起左心耳，距主动脉根部冠脉开口3mm以及5mm处双重结扎左冠状前降支，随后关闭胸腔。

整个手术过程用5%葡萄糖生理盐水静脉滴注。

4.2结扎左冠状动脉前降支后，观察心脏梗死区，记录心电图。

四、实验结果见课堂打印1、注射垂体后叶素可成功建立家兔心肌梗死模型。

（附页）2、结扎后，心肌变紫，搏动减弱，本组实验无法显示实验结果，因此失败，若模型建立成功可见到ST段抬高。

五、实验讨论1、实验对象的选择。

本实验之所以选择家兔是因为有以下几点优点：①家兔体形适中，适应能力强，耐受创伤。

②家兔冠状动脉原有侧支循环比其他动物少，易于操作。

大鼠急性心肌梗死模型的制备

实验流程： 1、麻醉动物 2、建立人工气道，机械通气 3、开胸，暴露心脏，结扎左冠状动脉 4、心电图验证损伤电流，确认心肌梗死 5、关胸，抗感染处理 6、附加实验，可练习制备心动过缓模型
实验步骤：
大鼠称重后用戊巴比妥钠溶液(30 mg／kg)或水合氯醛(300 mg／kg) 腹腔注射，麻醉后仰卧固定于手术台板上。手术野皮肤去毛，碘酒、酒精消毒，铺消毒巾。同时连心电图机，用肢体导联进行心电图监测。
实验步骤：
迅速将心脏复位，逐层缝合；
最后一针先穿针打虚结，通过此间隙用注射器抽出胸腔内气体，恢复胸腔负压后关胸。待动物苏醒后拔除气管插管，以7／0 无损伤逢合针将切口处相邻两个气管软骨环拉拢后闭合气管。（如为经口腔插管则不需缝合。）术后每天肌肉注射青霉素80万U，预防感染3 d。
关键要点： ① 剪开心包，挤压右侧胸腔使心脏暴露于胸腔外，或用小药匙将心脏小心移出胸腔。 ② 以左冠状静脉主干为标志，于左心耳根 Байду номын сангаас下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针。观察心电图，待其稳定后双重结扎前降支。此后的心电图变化才能说明冠脉结扎情况。
附加实验——大鼠缓慢心率模型制备
结扎冠脉成功后，可不关胸，继续进行缓慢心率模型制备练习实验方法：
用棉签蘸40％甲醛，于上腔静脉根部与右房交界处，接触1min，损伤窦房结，观察心电图，如出现心率减慢，提示模型成功，其余关胸步骤同前。
（因心梗可出现缓慢心率，此结果判定不排除是心肌梗死引起的，仅供练习。）
实验步骤：颈部正中切开气管并插管，用动物人工呼吸机进行人工呼吸；潮气量 30 ml／kg，机械通气频率60-70次／min。人工呼吸下，在胸骨左缘扪及心脏搏动处纵行切开皮肤约3 cm，逐层分离皮下组织、肌肉，于第4肋间开胸，剪开心包，暴露心脏、血管。

大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估-最新文档资料

大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估1 对象与方法?1. 1研究对象清洁级雄性Spreague-Dawley (SC)大鼠20 只，体质量250〜300 g (275± 15. 3) g,由广州中医药大学实验动物中心提供。

随机分为假手术组和心肌梗死组。

1 .2 研究方法?1 . 2. 1 MI 模型的建立[2-3] 氯胺酮( 75 mg/kg )腹腔注射麻醉，经口人工呼吸(导管置于大鼠的舌体与上颌之间)，连接小动物呼吸机予以正压通气，潮气量3〜5 ml/100 g ，呼吸频率60次/min，吸呼比1? : ?1。

左侧胸部备皮，消毒手术区域，经胸骨左缘第4 肋间开胸，钝性分离肌肉，以眼科开睑器撑开肋间肌切口，暴露心脏，剪开心包，于肺动脉圆锥与左心耳之间距主动脉根部2~3 mm处，用7-0眼科无创缝合针，穿过前降支深部连同一小束心肌一并结扎。

根据心电图和心肌组织颜色确定冠脉结扎成功。

逐层缝合胸壁，自主呼吸恢复后拔出通气导管。

大鼠清醒后送动物房饲养,规律照明,自由进食和饮水。

术后连续3 d 予以青霉素40 万U 腹腔注射以预防感染。

假手术对照组除不结扎冠状动脉外，其余步骤相同。

1. 2. 2 超声心动图检查[4]3% 戊巴比妥钠( 45 mg/kg )腹腔注射麻醉，用Philips Sonos 5500型多功能超声诊断仪( S12探头，频率5~12 MHz),在胸骨旁以二维超声和M型超声测量左室收缩末径（LVSd、左室舒张末径（LVDd、舒张期左室后壁厚度（PWd、舒张期左室前壁厚度（AWd Ml组为梗死区室壁厚度）、左室射血分数（LVEF和短轴缩短率（FS）,分别计算梗死区变薄指数（BBZS即舒张期左室前壁厚度/后壁厚度）和非梗死区增厚指数（ZHZS即舒张期左室后壁厚度/前壁厚度）。

所有参数均在3 个连续的心动周期中进行测量并取平均值。

1．2．3 血流动力学检查[5]3%戊巴比妥钠（45mg/kg）腹腔注射麻醉，气管切开插管，保持呼吸道通畅。

家兔心肌梗死造模

压力换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。

仪器参数：RM6240系统：在“实验”菜单中选择“兔动脉血压调节”。

仪器参数：时间常数0.2s，滤波频率100HZ，扫描速度250ms/div。

2、家兔称重后，按1g/kg体重的剂量于耳缘静脉注射200g/L的氨基甲酸乙酯麻醉。

快速推注2/3麻醉剂后，观察家兔角膜发射，酌情推注所余药物。

动物麻醉后仰卧于手术台上，固定四肢，前肢交叉固定，用棉绳钩住兔门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。

3、药物法：3.1按Ⅱ导联心电图分别将绿色、红色、黑色针形电极插入家兔右上肢、左下肢、右下肢皮下。

开始记录家兔的心电图。

3.2记录一段正常心电图后，以2.5单位/kg的剂量给称重1.9Kg的雌性家兔注射垂体后叶素4.75单位。

连续记录心电图.4、结扎法：4.1胸部手术。

整个手术过程用5%葡萄糖生理盐水静脉滴注。

4.2结扎左冠状动脉前降支后，观察心脏梗死区，记录心电图。

四、实验结果见课堂打印1、注射垂体后叶素可成功建立家兔心肌梗死模型。

（附页）2、结扎后，心肌变紫，搏动减弱，本组实验无法显示实验结果，因此失败，若模型建立成功可见到ST段抬高。

五、实验讨论1、实验对象的选择。

本实验之所以选择家兔是因为有以下几点优点：①家兔体形适中，适应能力强，耐受创伤。

②家兔冠状动脉原有侧支循环比其他动物少，易于操作。

在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法

在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法目的：探讨建立小鼠心肌梗死模型的快速简易方法，提高动物存活率。

方法：使用戊巴比妥钠麻醉小鼠，在无创性机械通气的条件下开胸，将心脏轻轻挤出胸腔后，用手术针钩断冠状动脉的左前降支（LAD），通过观察存活率、心电图改变和组织病理学染色来评价心肌梗死模型是否成功。

同时与冠状动脉结扎组进行比较。

结果：LAD钩断术后心电图出现ST段抬高，TTC染色可见明显的梗死区域，术后4周心肌发生纤维化；模型组的术后存活率为85%，而冠状动脉结扎组则为54%。

结论：应用这种改良的新方法可以快速并成功地建立小鼠心肌梗死模型。

标签：心肌梗死；戊巴比妥钠；机械通气；冠状动脉结扎冠状动脉发生粥样硬化时可引起血管管腔狭窄或阻塞，导致心肌缺血、缺氧和坏死即心肌梗死，甚至最终演变成为心衰[1-2]。

在我国随着经济的发展，冠心病的发病率死亡率都在逐年增长，因此对冠心病的防治研究十分重要[3-4]。

在应用动物模型研究心肌梗死的致病机理以及使用药物进行干预时，都会涉及到心肌梗死模型的建立。

以往报道的心肌梗死模型制作方法包括冠状动脉左前降支（LAD）结扎法、血栓形成法、药物注射法、球囊堵塞法、Ameriod环套扎法和冷冻法，其中应用得最为普遍的是LAD结扎法[5-13]。

在实验动物的选择上，大鼠、兔、羊、猪和犬应用得较多[14]。

近年来，随着转基因技术的成熟，小鼠已成为基因功能研究中不可取代的模式生物。

然而小鼠体型较小，在应用传统的LAD结扎法制作心肌梗死模型时受到了极大的限制，而且存活率也比较低。

为了提高小鼠的心肌梗死术后存活率，并减少其在手术中承受的痛苦，极大程度地提高动物福利，该项研究从麻醉方法、呼吸支持到手术方法进行了一系列改良，成功地建立了一种全新的且极为简易的小鼠心肌梗死模型制作方法。

1 材料与方法1.1 实验动物SPF级昆明（KM）小鼠，雄性，6～8周龄，体重25～30 g，由中山大学实验动物中心提供，动物实验在中山大学实验动物中心的屏障环境下进行，使用许可证号：SYXK（粤）2011-0112。

心肌梗死的动物模型制作

心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是心脏疾病中最常见的一种类型，它的发生常与冠状动脉疾病有关。

动物模型在心脏病研究中起着重要作用。

本文将介绍心肌梗死的动物模型制作，并着重说明实验所需器材和操作步骤。

什么是心肌梗死心肌梗死是指由于冠状动脉阻塞所导致的局部心肌缺血坏死。

冠状动脉是心脏的供血动脉，当心肌需要更多氧气时，冠状动脉可以通过扩张自我调节，以达到为心肌提供更多血液和氧气的目的。

但是，当冠状动脉受到某种因素的损害，如斑块、血小板聚集等，就可能发生阻塞，导致心肌梗死。

动物模型的应用在心脏病研究中，动物模型被广泛使用。

动物模型的使用可以模拟各种心脏病状态，以帮助科学家更好地研究疾病的发病机制和治疗方法。

心肌梗死的动物模型主要用于探究心肌梗死的相关病理生理学机制，并寻找新的预防和治疗方法。

建立心肌梗死的动物模型时，需要根据研究的目的选择适当的动物。

常用的实验动物包括大鼠、小鼠、猪等。

在动物模型制备前需要对选定的动物进行全面的体检和评估，确保它们没有其他基础疾病和心脏疾病。

心肌梗死的动物模型制作步骤实验所需器材•外科手术用具：手套、手术刀、钳子、缝合针、缝合丝等。

•麻醉器材：丙泊酚、异氟醚、氧气、呼吸机等。

•监测设备：心电图仪、呼吸监测仪、体温计等。

•麻醉监护药物：肾上腺素、乙酰胆碱、阿托品等。

•心肌梗死诱导药物：异丙肾上腺素、肾上腺素等。

制作步骤第一步：麻醉先用异丙酚或异氟醚进行麻醉。

一般需要使用肌肉松弛剂。

术中需要监测动物的心率、呼吸和体温等生理参数，并调节麻醉深度和麻醉药物剂量。

第二步：心肌梗死诱导在动物持续麻醉的情况下，将含有心肌梗死诱导药物的液体注射到动物的冠状动脉中。

常用的诱导药物包括异丙肾上腺素和肾上腺素等。

注射时间根据需要调整，一般为数分钟。

第三步：缺血期将动物暴露于一定时间的缺血期，一般为20到40分钟。

在缺血期间，动物会出现心电图异常和心室纤维化等病理生理学变化。

第四步：再灌注给动物注射适当的液体，将其从缺血状态转变为再灌注状态。

急性大鼠心肌梗死实验模型的制备ppt课件

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3 结果讨论两只实验鼠死亡原因讨论： ①号实验鼠在结扎冠状动脉时心脏停止跳动死亡 ②号实验鼠在关闭胸腔时呼吸停止死亡考虑以下可能原因： ⑴. 鼠龄过大，适应手术能力较适龄鼠差，多篇文献提出实验鼠体重以250 ±25 g 为宜，本次实验鼠体重分别为① 290g及②360g;
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⑵. 实验鼠体重较实验前预期的要重，麻醉剂有使用过量的可能，实验鼠术中出现呼吸抑制；
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1.7 术后抗感染及护理大鼠本身具有比较强的抗感染能力，但是预防感染有利于促进术后恢复，并且良好的术后护理可以提高动物模型的生存率。因此，术前所用手术器械均要用75％酒精浸泡消毒。术后腹腔注射青霉素80万U。待大鼠麻醉清醒后即可与其糖水和饲料，无须禁食。术后可适量补充能量。冬天应注意保嗳。
⑺. 呼吸机频率和潮气量没有掌握好； ⑻. 时值冬季，气温较低，手术操作时间较长，
开胸后实验鼠体温丧失较大，存在低体温、手术和麻醉多重打击。
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大鼠心肌梗死实验模型的制备
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背景
有关心肌梗死模型的制作，国内外采用结扎、药物、冷冻、栓塞、电凝等方法制作兔、大鼠、狗等不同动物的心肌梗死模型，但大多数学者认为结扎法复制的心肌梗死模型与心肌梗死实际发病过程更符合。
由于临床大多心肌缺血或心肌梗死都是一渐进性过程，会不断发生缺血或梗死后再灌现象。而冠状动脉结扎法能人为地仿造临床心肌梗死过程的冠状动脉梗死，其梗死部位、分布范围相对一致，病理生理、生化改变与临床心肌梗死更相似。
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1. 2 试验材料和药品 : 10%水合氯醛溶液、青霉素注射液、碘伏、小动物呼吸机、心电图机、大白鼠手术板、 5ml注射器2个、7号或4号针头、眼科剪、手术灯、眼科开睑器、小镊子、小弯钳、缝针、缝合线(6 - 0线)、小无菌棉签

一种简易兔心肌梗死模型的建立

一种简易兔心肌梗死模型的建立目的：探讨一种建立兔急性心肌梗死(MI)模型的简易方法。

方法：健康成年雌兔20只，在无气管插管和呼吸机的情况下，正中纵行剪开下段胸骨，同时保持肋骨和胸膜腔完整，在左心耳缘下5~10 mm内缝扎左室支(LVB)，建立MI模型，结扎LVB 30 min后查心电图(ECG)。

4周后，行ECG、心脏彩超检查。

符合MI心脏彩超和ECG造模成功标准的兔，视为造模成功；并制作心肌病理切片，行HE染色、Masson三色染色，观察病理变化。

结果：结扎LVB后，兔ECG 出现心肌缺血改变；术后4周动物存活率85%，造模成功率70%，左室舒张末内径(LVEDD)、左室收缩末内径(LVESD)、左室缩短分数(LVFS)与术前差异均有统计学意义(P＜0.05)，病理切片显示心肌梗死。

结论：采用纵剪胸骨下段、结扎LVB的方法制作兔MI模型，该方法具有操作简便、模型可靠、成功率高、重复性好、术后能长期存活的优点。

动物心肌梗死(myocardial infarction，MI)模型是研究MI病理生理机制和探索新型治疗途径的基本环节。

虽然猪、狗等大型动物MI模型有很多优点，但是对操作技能要求高，死亡率高，且购买、饲养等成本高[1]，难以开展大规模的实验，限制其在科研中的应用。

兔心冠状动脉的侧支循环少(与人相似)，而且阻断后发生致命的心律失常及死亡率低[2-3]。

本研究根据兔胸腔的解剖特征，参照Fujita法[4]，并加以改良，在无气管插管、人工通气供氧的情况下建立MI实验动物模型，观察其心电图(electrocardiogram，ECG)、心脏彩超的变化及心肌组织学特征，探索这种模型制作的可行性。

1材料与方法1.1材料1.1.1实验动物健康成年雌性日本大耳白兔20只，兔龄5个月左右，体质量2.0~2.5 kg，由天津市津南区春乐实验动物养殖场提供，动物合格证号为SCXK 示2009-0004，实验过程中对动物的处置符合中华人民共和国科学技术部2006年颁布的《关于善待实验动物的指导性意见》标准。

动物心梗实验设计方案

联系个人所学专业，选取某种或某类疾病，设计相关实验的动物模型，详细描述其方法及步骤，并阐述所选动物种类和级别的理由以及该动物日常生活和实验的环境要求（包括进出该环境的顺序），实验过程中的注意事项MicroRNA—378(miR—378）在心肌肥厚中的研究一、实验原理：microRNA（miRNA）是一类小分子非编码单链RNA，长约22个碱基,能通过与靶mRNA3’非翻译区(3'UTR）互补配对，使其翻译受到抑制,从而在转录后水平对生物体内基因时序性表达起到精细调节作用.miRNA的表达变化与心肌肥厚的发生、发展密切相关.本实验通过异丙肾上腺素和去甲肾上腺素诱导实验动物心肌肥厚,然后用PCR技术测定心肌细胞中miRNA的变化.二、实验目的:通过统计学方法观察miRNA在正常心肌细胞和心肌肥厚的心肌细胞中的差异，从而将miRNA作为诊断心肌肥厚的潜在的生物学标志。

三、实验材料及步骤：Wistar雄性大鼠30只（200～250g/只,SPF级别），异丙肾上腺素(ISO），去甲肾上腺素（NE），生理盐水。

3.1 分组及造模3。

1.1采用随机数表的方法讲30只wistar大鼠随机分成三组，每组10只,分别为对照组、ISO处理组、NE组.3.1。

2ISO处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射ISO（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型.NE处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射NE（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型.对照组：10只大鼠同法背部皮下注射生理盐水（4 mg/kg/天)，制成心肌肥厚模型.3。

2检测造模是否成功3。

2。

1高频超声检测分别于造模后第2周，称取大鼠质量，10%水合氯醛麻醉大鼠后，仰卧固定,将其胸前部剃毛，应用TOSHIBA—6000超声诊断仪,频率为7.5 MHz的探头置于其胸左侧，取径(LVEDD，LVESD)。

左室射血分数（EF,%)、左室短轴缩短率(FS，%）、计算左室左室长轴切面，图像深度调至3。

心肌梗死实验报告

本研究旨在建立心肌梗死动物模型，观察心肌梗死后心脏功能及心肌细胞损伤情况，为心肌梗死的研究和治疗提供实验基础。

二、实验材料1. 实验动物：SPF级Balb/c小鼠，雄性，周龄6-8周，体重20-22g。

2. 仪器设备：手术显微镜、手术器械、手术缝合线、心电图机、超声心动仪、显微镜、电子天平等。

3. 药物与试剂：戊巴比妥钠、碘酒、乙醇、氯化钠溶液、磷酸盐缓冲盐溶液（PBS）、苏木精、伊红等。

三、实验方法1. 动物分组：将实验小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。

2. 建立心肌梗死模型：（1）3%戊巴比妥钠80mg/kg腹腔注射麻醉小鼠；（2）剃除小鼠胸部及腋下毛发，用碘酒和75%乙醇消毒手术区；（3）气管插管，保持呼吸道通畅；（4）切开小鼠胸腔，暴露心脏，找到左冠状动脉前降支（LAD）；（5）用无损伤缝合线结扎LAD，造成冠状动脉狭窄或闭塞；（6）观察小鼠手术过程中是否有心脏骤停，如有，立即进行心肺复苏；（7）术后缝合胸腔，给予适量氯化钠溶液静脉滴注。

3. 观察指标：（1）术后2周，观察小鼠心脏功能变化，包括心率、血压、心电图等；（2）术后4周，观察小鼠心肌细胞损伤情况，通过苏木精-伊红染色观察心肌细胞形态学变化；（3）术后8周，观察小鼠心脏组织病理学变化，通过显微镜观察心肌细胞坏死、纤维化等。

1. 术后2周，实验组小鼠心率、血压、心电图均与正常小鼠无明显差异。

2. 术后4周，实验组小鼠心肌细胞出现明显损伤，表现为细胞核固缩、细胞质减少、细胞间隙扩大等。

3. 术后8周，实验组小鼠心脏组织出现纤维化、心肌细胞坏死等病理学变化。

五、讨论本研究成功建立了心肌梗死动物模型，通过观察小鼠心脏功能及心肌细胞损伤情况，为心肌梗死的研究和治疗提供了实验基础。

实验结果显示，结扎LAD可导致心肌梗死，心肌细胞出现明显损伤，心脏组织出现纤维化、心肌细胞坏死等病理学变化。

本研究结果表明，心肌梗死动物模型在心肌梗死的研究和治疗中具有重要意义。

大鼠心肌梗塞

大鼠心肌梗死模型制作图解（图）（一）制作前准备1、器械：动物呼吸机。

开胸制作心梗模型，维持呼吸至关重要。

虽然据说某些牛人可以不用呼吸机，但是我想这是经验积累的结果，开始时必然要用；况且需要看此说明的人应该没有牛到这个程度。

当然，如果你经费异常充足，不在乎死亡成千上万的大鼠也可以。

显微器械，最主要的是针持，大鼠胸腔、心脏均很小，常规器械无法进入胸腔缝扎。

其他手术器械以眼科器械为主。

2、动物：应选择成年健康大鼠，耐受性较好。

最重要的是要充分利用每一只动物，包括死亡的大鼠。

许多人都知道制作大鼠模型需要多练习，但是练习不是买一大批大鼠，不停地缝扎，然后不停地扔掉死的大鼠；当然，制作心梗模型死亡一些大鼠是很正常的事情。

练习的前提是对大鼠解剖及操作过程的熟悉，如果可能的话，最好先找一份大鼠的解剖图谱，熟悉手术区域的解剖结构；同时研究实验流程，熟悉每一个实验步骤。

大鼠死亡后，不要急着扔掉，利用它练习每一个你不熟悉的操作步骤，直到熟练为止。

3、实验者：实验者必须具有一种平和的、耐得住寂寞的心态，制作模型需要时间，尤其是早期，需要耐心、仔细的摸索；必须对每一个步骤进行认真地研究。

最熟练的制作者做一只大鼠模型也需要30到40分钟的时间，加上准备及扫尾的时间，制作十只模型就需要一天的时间，如果你废寝忘食多用用功也可能做到15只左右，这样一天下来腰酸背痛是必然的，你能坚持多久？不熟练的话，一只就要两、三个小时；同时还要看着大鼠在你的手中死亡，这是很揪心的事情。

因此，实验者必须具备良好的心态，急于求成、难耐寂寞者不适合做此实验。

本文系气管切开插管，缝扎LAD制作模型。

亦有经口插管，液氮冷冻制作模型。

（二）制作步骤1、电子秤称量大鼠体重2、提起大鼠尾巴，置入小笼中。

3、倒出适量乙醚于纱布上，置入鼠笼内，盖紧笼盖。

4、待大鼠麻醉后取出，补充氯胺酮75～100mg/kg（ip）持续麻醉；阿托品20～30μg/kg腹腔注射，减少气道分泌物。

实验动物设计

奥扎格雷注射液治疗急性心肌梗死班级：临床医学（眼科视光学方向）1201班设计人员：刘宗霖033131201016马路路033131201023刘壮壮033131201033赵斌033131201040高月033131201045谢濡徽033131201056设计日期：2015年6月16日一、研究背景急性心肌梗死(AMI)是由冠状动脉供血不足所引起的心肌坏死的临床综合征，AMI发病突然、凶险、病死率高，抢救治疗必须争分夺秒。

急性心肌梗死常导致冠心病患者心律失常及心脏骤停，严重可导致患者猝死。

患者由于冠状动脉病变，动脉内粥样斑块破裂，使冠状动脉供血不足而导致心肌急性坏死。

其治疗原则是尽快抢救恢复心肌的血液灌注和及时、充分开通闭塞的血管，以挽救存活及濒死心肌；防止梗死扩大或缩小心肌缺血范围，限制和缩小梗死面积可以最大限度地减少心脏泵功能衰竭或与其相关的致命性心律失常以及心脏破裂的发生，保护和维持心脏功能；及时处理并发症；是急性心肌梗死治疗的重要目标之一。

而治疗时如何使急性闭塞的梗死相关血管尽早恢复前向血流，实现早期再灌注(早期血运重建)是达到上述目标的关键。

近年来，对AMI的治疗进展较快，而且对改善AMI的预后起到了积极重要的作用，取得了很好的效果，AMI的治疗方法包括溶栓治疗、经皮冠状动脉介入(PCI)、冠状动脉搭桥术(CABG)、心肌干细胞移植等。

奥扎格雷为血栓烷（TX）合酶抑制剂，能阻碍前列腺素H2（PGH2）生成血栓烷A2 （TXA2），促使血小板所衍生的PGH2转向内皮细胞。

内皮细胞用以合成PGI2，从而改善TXA2与前列腺素PGI2的平衡异常。

理论上能抑制血小板的聚集和扩张血管作用。

主要用于急性脑梗塞的治疗。

冠状动脉粥样斑块的不稳定性决定了不稳定性心绞痛的发生机制，脂质斑块的破裂是由纤维帽变薄和脂质斑块增大，以及炎症的发生，炎性细胞的侵润，血管壁所受的剪切力增大，产生斑块破裂、冠状动脉就可能被纤维蛋白原、血小板聚集物和红细胞集合而堵塞，导致腔内不全性狭窄、阻塞，而形成临床不稳定型心绞痛。

猪急性心肌梗死模型的建立

猪急性心肌梗死模型的建立[摘要]目的：探讨应用经皮腔内冠状动脉成形术(PTCA)球囊堵闭猪冠状动脉建立急性心肌梗死动物模型的实验方法。

方法：选用苏中幼猪12只，麻醉后经股动脉置入PTCA球囊至冠状动脉左回旋支分支，堵闭血流90 min，行心电图、血流动力学、心脏二维超声、TTC染色及光镜、电镜检查以判断急性心肌梗死模型是否成功建立。

结果：12 只猪均完成冠状动脉左回旋支分支的封堵，部分实验动物显示心电图呈典型急性心肌梗死动态图形变化，球囊堵塞1 h 后超声检查出现心室局部运动异常; 堵塞90 min再灌注30 min后处死猪，取出心肌作TTC染色及光镜、电镜检测，证明成功建立猪急性心肌梗死模型。

结论：应用PTCA球囊封堵冠状动脉可成功建立猪急性心肌梗死模型，方法简便易行，具有创伤小、死亡率低等优点。

[关键词]心肌梗死；猪；动物模型目前，国外多采用猪做心血管疾病研究的模型。

猪的心脏在解剖结构、心脏血管分布、心脏与体重比等方面和人的心脏很相似，特别是其冠状动脉系统侧支交叉分布较少以及不易建立新的侧支循环[1]的特性是大鼠、兔及犬的心脏所不可比拟的。

作者在参照文献的基础上，摸索出一套简便易行的方法，成功地建立了猪心肌梗死（心梗）模型。

1 资料与方法1.1 动物健康小型猪，由东南大学医学院动物中心提供，均为雄性，体重25~30 kg，共12只。

1.2 TTC染色剂氯化三苯基四氮唑（2，3，5Triphenyltetrazoliumchloride，TTC，Sigma公司） 2 g加入生理盐水200 ml 配制成1%的TTC。

1．3 方法1．3．1 实验动物的麻醉基础麻醉：术前禁食8 h，安定1 mg・kg-1、氯胺酮10 mg・kg-1、阿托品1 mg肌肉注射。

维持麻醉：戊巴比妥钠0.1 mg・kg-1・min-1耳静脉维持。

气管插管：插管型号7.0，长度28 cm，插入长度26 cm。

呼吸机：容量控制在12 ml・kg-1，12 次・min-1。