western blot条带分析
western-blot实验时，胶片上条带很弱是什么原因？
western-blot实验时，胶片上条带很弱是什么原因？
条带弱的原因可能有以下几个方面：
①. 因为蛋白上样量低或目的蛋白在来源组织或细胞中的表达量并不丰富造成。
可适当加大蛋白上样量，也可通过提高抗体稀释度或采用灵敏度更高的发光底物来调整，如Enlight-plus。
②. 蛋白没有充分转移到膜上。
转膜后可通过预染Marker判断转膜效率，也可用丽春红染膜、用考马斯亮蓝染胶，判断转膜效率。
③. 抗体效价不高，用量不足，孵育时间太短，或抗体反复使用保存不当而失活。
可考虑更换效价更高的抗体，或提高抗体稀释度，延长抗体孵育时间；若怀疑抗体失活，可用斑点杂交实验确定抗体活性。
④. 曝光时间太短。
可适当延长曝光时间。
western blot操作技巧及常见问题分析
Western Blot 操作技巧及常见问题分析汉恒生物提供病毒包装服务你的Western Blot结果是否出现过非特异性条带？条带变窄变宽了？条带哭了条带笑了？信号太弱了？等情况，所以现在需要提升一下你的Western Blot结果的颜值了！如何使电泳条带漂亮些？电泳注意事项●为减少小蛋白条带的扩散，上样后应尽快开始电泳●如用预染Marker，当要分辨的蛋白到达最佳分辨区——分离胶的2/3处，结束电泳●电泳用恒压模式能保持蛋白质恒定的电泳迁移率，而电压先低后高可使样品更好的进入凝胶。
实际电压可根据时间安排调节，电压高时电泳发热大，电压低于50V时小蛋白容易弥散，凝胶分辨率会下降。
影响跑胶的质量，有以下因素：●胶的均匀度，胶越均匀，条带越窄，分离越均匀。
倒胶之前，一定要充分混匀，玻璃板一定要干净，水或饱和正丁醇隔离时，一定要比较轻地加上去，避免稀释下层的分离胶，使胶不均匀。
●聚丙烯酰胺的充分聚合，可提高凝胶的分辨率。
建议做法：待凝胶在室温凝固后，可在室温下放置一段时间使用。
●电压，小的电压会使胶的分子筛效应得到充分发挥。
电压越小，条带越漂亮，浓缩胶80v，分离胶100v就能跑得很好。
●样品，在加样前离心，增加一些增溶辅助试剂如尿素，可以克服由于样品溶解不佳引起的纹理和拖尾现象。
●减少上样量可以避免由于加样量太多引起蛋白带过宽或与邻近泳道的蛋白带相连。
WB常见问题分析高背景原因解决办法蛋白浓度过高降低抗体浓度膜的污染使用干净镊子；戴手套操作；换一张新膜用足够的液体，膜始终保持湿润；孵育时使用脱色摇床；避免膜重叠，互相覆盖；小心操作，勿毁损膜漂洗不完全增加漂洗时间和缓冲液体积封闭液不适合比较尝试不同封闭液封闭不完全延长封闭时间（可4℃过夜）抗体浓度过高优化降低一抗、二抗浓度曝光时间过长缩短曝光时间缓冲液污染使用新配制缓冲液信号弱或无信号原因解决办法抗原量不足增加上样量，使用阳性对照；减少漂洗，可将TBST改为TBS蛋白质在储存过程中降解重新制备样品转膜不完全转膜后确定转膜效率、保证胶与膜充分结合、保证电极正确装配、控制转膜温度（冰袋降温）、优化转膜电流及时间。
Western blot 条带判定和图片处理标准流程
Western条带判定的标准流程
1、确认目的蛋白的理论分子量
2、通过Uniprot，确认蛋白是否有信号肽，酶切位点，异构体，糖基化修饰位点（一个糖
基化修饰能增加5KDa左右），磷酸化几乎不影响分子量大小。
3、进行肽链氨基酸的分子量判定：
计算出未修饰的全长肽链的分子量（uniport中的有），即理论分子量
计算分子中修饰基团的分子量。
目的蛋白实际分子量=异构体理论分子量-信号肽+糖基化位点数*5KDa，得到一个最大的分子量。
6、最后一步，将实验误差10%考虑进去，即得到一个蛋白的分子量对应的位置范围。
例如实际分子量为50kda，这目的蛋白实际分子量在45-55kda之间，均可接受。
7、最终每个指标的目的蛋白大小参考abcam、cst、novus、abcam4个公司做的实际分子量大小，如无较大出入则可，和别家公司有较大出入，则需进一步验证自己做出来的条带是否正确，通过阴性，阳性对照，KO实验，证明自己做的条带是真实的，即可上传官网。
1.在image lab中将原始图片调对比度，和亮度后，使图片背景干净，条带清晰，有微弱泳道痕迹即可，导出图片
2放入ppt中，剪切成大小合适，字体均用Arial 11号，黑色，短线均用0.6cm，黑色图片边框0.75磅，黑色，图片高度，宽度以目的条带为核心，上下无杂带尽量保留全maker。
3.图片另存为jep格式，A2016对应的货号为K0002354P,图片命名为K002354P-EIF5A-1/1000.。
Western Blot(WB)分析法
Western Blot（WB）分析法实验目的检测目的蛋白的表达情况。
实验原理Western Blot（WB）采用的是聚丙烯酰胺凝胶电泳，被检测物是蛋白质，“探针”是抗体，“显色”用标记的二抗。
经过PAGE分离的蛋白质样品，转移到固相载体上，例如硝酸纤维素薄膜（NC膜），固相载体以非共价键形式吸附蛋白质，且能保持电泳分离的多肽类型及其生物学活性不变。
以固相载体上的蛋白质或多肽作为抗原，与对应的抗体起免疫反应，再与酶或同位素标记的第二抗体起反应，经过底物显色或放射自显影以检测电泳分离的特异性目的基因表达的蛋白成分。
该技术也广泛应用于检测蛋白水平的表达。
实验步骤（一）蛋白胶的配制根据相关蛋白胶配制的说明书及目的蛋白的大小配制相适应浓度的分离胶和浓缩胶。
（二）跑胶浓缩胶的电压为80 V，分离胶的电压为120 V。
跑完胶后可根据原核或真核表达来选择是否进行染色，原核表达量高，可通过考马斯亮蓝染色观察表达情况，真核不易看出。
（三）转膜1. 转膜的定义将电泳后分离的蛋白质从凝胶中转移到固相载体（例如NC膜）上，本实验室采用电泳印迹法。
常用的电泳转移方法有湿转和半干转。
两者的原理完全相同，只是用于固定胶/膜叠层和施加电场的机械装置不同。
前者操作容易，转移效率高，但转移时间长；而后者适用于大胶的蛋白转移，所用缓冲液少。
2. 转移膜的选择杂交膜的选择是决定Western Blot成败的重要环节。
应根据杂交方案、被转移蛋白的特性以及分子大小等因素，选择合适材质、孔径和规格的杂交膜。
用于Western Blot的膜主要有两种：硝酸纤维素膜（NC膜）和PVDF膜。
NC膜是蛋白印迹实验的标准固相支持物，在低离子转移缓冲液的环境下大多数带负电荷的蛋白质会与膜发生疏水作用而高亲和力的结合在一起，但在非离子型的去污剂作用下结合的蛋白还可以被洗脱下来。
根据被转移的蛋白分子量大小，选择不同孔径的NC 膜。
因为随着膜孔径的不断减小，膜对低分子量蛋白的结合就越牢固。
Fusion灰度分析半定量WesternBlot条带步骤
Fusion灰度分析半定量WesternBlot条带步骤Fusion灰度分析半定量Western Blot条带步骤1、打开图片
备注：此时可以调节图片灰度情况，但是对最终的结果影响不大
看到一下界面：
2、圈出要分析的条带
方法（1）整条一起圈出来，用于连续条带，条带位置差距不大，宽度差距不大的
方法（2）每个条带分别圈出来
3、下一步
4、去背景
5、下一步
出现一下界面：
6、分隔条带：对软件自动识别的条带进行修正，删除不必要的条带（Delete separation）或增加新的条带（Add separation）
7、指定作为100%参考量的参考条带
8、输出结果
9、结果分析
相对灰度计算：目的条带的Volume／内参的Volume
10、三次重复实验，归一
11、统计软件进行统计。
Western Blot 结果条带全面分析
Western Blot 结果条带全面分析Q1. 啥也没有[原因]：比较多，如果单纯一张没有任何显色的X光片，最可能是一抗加成其他抗体，或者二抗种属加错了，比如兔的加成鼠的。
[解决办法]：仔细检查抗体是否加错，确认转膜没有问题。
[经验]：上面的图片展示的是一点信号都没有，如果是这样大部分情况是抗体加错了。
如果中间出现了细微的条带，可能原因是蛋白上样量太少，一抗浓度过低，ECL发光液失效。
另外如果转膜出现了问题，比如膜放反了，自然是一个白片。
Q2. 高背景[原因]：封闭不够好，一抗浓度高，洗膜时间和次数不够[解决办法]：降低一抗浓度，增加洗膜时间和次数。
[经验]：高背景可能是WB中最常见出现的问题，目的条带单一清晰，但是其他地方又弥漫性较为均一的背景（比较连续的）。
其实只要我们注意操作规范，不偷工减料就很容易避免，洗膜按照规定来5min*5次或者10min*3次，不要改成5min*3次，或者10min*2次。
Q3. 非特异性条带[原因]：一抗非特异性与蛋白结合[解决办法]：更换一抗[经验]：此种情况绝大多数是因为一抗不好，你无法判断那一条是目的条带。
如果实在没有更好的抗体，建议采用阴性对照和阳性对照来确定上述哪个条带是目的条带。
当然这种情况下有一种很小几率的可能是一抗浓度太高引起的非特异性结合。
Q4. 条带中出现边缘规则的白圈[原因]：电转中膜和胶之间存在气泡。
[解决办法]：转膜前去掉膜和胶之间的气泡[经验]：我们常常将电转液倒入一个盘子里，倒入的液体不能太多也不能太少，最好的高度是与放上第一层滤纸齐平，然后往滤纸上浇点转膜液，把电泳胶用清水清洗下，将电泳胶平铺到滤纸上，仔细检查滤纸与胶之间是否有气泡，可以左右前后观察，不同方向观察之后确认无气泡，然后再往胶上面浇点电转液，用两只手的拇指和食指轻轻夹住PVDF膜的两侧中间，使膜成U型，然后将U型的底部接触胶的中间，慢慢往两边放下膜，这样一般气泡很少。
10分钟Get！大牛教你用imageJ对Westernblot条带进行灰度分析！
10分钟Get！大牛教你用imageJ对Westernblot条带进行
灰度分析！
科研人员做的western blot实验一般需要对其结果扫描后进行灰度分析，一般使用的软件为Image 。
采用Image J 软件对蛋白质印迹实验结果（Western Blot）进行灰度半定量分析，是分子生物学实验中比较常用的方法，可实现对WB实验结果进行准确、简单和快速的分析。
ImageJ分析Westernblot条带图
Step 1:打开Image J, 导入图片→Image→Type→8 bit
Step 2:选择工具框中第一个矩形框选项，选中所有的条带
Step 3:点击Analyze→Gels→Plot Lanes
Step 4:选用工具框中的直线工具，将开口波峰封闭
Step 5:选用工具框中的魔棒工具，点击相应的波峰，相应area值
ImageJ分析Westernblot条带图
Step 1:打开Image J, 导入图片。
Image→Type→8 bit
Step 2:扣除背景P→rocess→Subtract Background→选择50 pixels和Lightbackground
Step 3:设定参数→Analyze→Set Measures→按照下图勾选参数
Step 4:设定参数→Analyze→Set scale→unit of length选项改为pixels
Step 5:图像分割→Edit→Invert→选用椭圆或自定义工具选中条带
Step 6:Analyze→Measure→得到 IntDen值Step 7:重复Step5、6，得到所有条带的IntDen值
以上实用干货来源于课程
30分钟精通Image J图片处理。
western blot条带分析
近几天回答了蛋白版几个有关压片和显影的帖子，发现在这一块还没有比较系统的论述。
特贡献了western显影常见问题及解决方案，是我的经验总结，以供大家参考。
其中绝大部分问题是我所遇到过的，其他个别我没遇到过的是参照pierce公司的说明书。
限于字数，语言比较简洁，如对其中内容有疑问或建议可跟帖。
Western荧光检测取决于抗原含量—一抗敏感度—二抗敏感度—底物敏感度—显影和定影效率这一系统。
我的经历认为确保万无一失的做法是如果看到荧光则压10~30s，看不到则同时压两张，10~30min洗一张，如果无则再补一张,1h后洗。
再无，则压过夜。
共3张片，根据每次结果调整。
其中两张片子的压法如下描述:先剪一张比膜长2~3厘米的片子（以供贴胶带），然后剪2片细小透明胶带贴到片子的左右两边（贴时胶带留一半用于粘到封口膜上），然后将片子压到膜上，并使透明胶带留出的一半粘到封口膜上。
这样就固定了第一张胶片，就不会因为放、取第二张胶片而使第一张移动了。
然后放第二张胶片，与第一张片子贴在一起就行，注意片子要干燥，压片前用纸擦干封口膜，以避免被底物液体污染导致与下面一张粘在一起。
取时用手轻轻拂过就可以把上面片子与下面一张错开了，不要用手抠，否则下面一张也移动了。
在洗下面一张片子时一定要取掉粘在片子上的胶带，否则在胶带的地方会影响显影。
荧光经过下面一张胶片会稍微有些衰减，所以下面一张胶片感光稍微比上面一张强一些。
现象---------------------原因-------------------------------解决反影(白色条带,黑色背景)-------1HRP过高(背景较高)---------------至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注1显影后膜上条带处变为黄色------2HRP过高(敏感性太高)--------------至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注2信号弱或无-----------------3HRP过高引起底物迅速耗竭----------至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注3-------------------------4抗体-抗原系统敏感性过低----------提高抗体浓度/蛋白上样量*注4------------------------5转膜不充分/过转------------------优化转膜条件*注5------------------------6HRP或底物活性降低-----------------测试活性或选用敏感底物*注6高背景-------------------7HRP过高(背景较高)--------------至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注7--------------------------8封闭时间不足------------------延长封闭时间4度过夜最好*注8-------------------------9抗体与封闭液有交叉---------------更换封闭液(如3%BSA的TBST)*注9------------------------10TBST洗脱不足------------------增加洗脱时间、次数、用量*注10-------------------------11暴光时间过长---------------------降低暴光时间*注11------------------------12抗原-抗体浓度过高--------------降低抗体浓度或蛋白上样量*注12条带内无显影的白点----------------13转膜不良（如有气泡在胶-膜之间)----精细操作*注13-------------------------14膜平衡不均/油脂污染-----------按说明书平衡膜/戴手套用平头镊子持膜*注14-----------------------------15膜与X光片间有气泡--------------显影前去除气泡*注15非特异性条带------------------16抗体交叉反应------------------至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注16 -------------------------17SDS非特异性结合蛋白条带---------使用无SDS转膜液*注17散在小圆斑-----------------18封闭液有杂质颗粒--------------------静置牛奶使大颗粒沉淀，仅用上层*注18*注1其具体问题有二：一是背景较高,二是没有条带.形成机制为条带处HRP很快将底物耗竭，则不发光不使胶片感光而为白色,周围因背景HRP较低而持续发光一段时间使胶片感光为黑色。
western-blot条带分析及解决方法模板
*注1 其具体问题有二：一是背景较高,二是没有条带.形成机制为条带处HRP很快将底物耗竭，则不发光不使胶片感光而为白色,周围因背景HRP较低而持续发光一段时间使胶片感光为黑色。
这种常见于高浓度抗体并且封闭/洗脱不好的情况下。
如果没有背景则就是原因3的现象。
在暗室可以看到条带周围荧光而条带处为暗。
如是则要么通过降低抗体解决，要么动作迅速早期未耗竭底物时压片，否则一旦耗竭通过减少压片时间不能解决问题。
也可以过一段时间鼿RP稍减后重加底物迅速压片。
还有另外一种反影现象就是压出条带粗大模糊，但条带中心是空的白色，原因和上面的一样，主要是条带中心耗竭底物引起的，也可以在暗室看到中空的荧光带，但与上面的区别主要在于特异性要好一些，若继续发展则就是原因3的现象。
其分析和解决同上。
*注2 其原因主要是HRP太高超速催化底物生成的产物使膜发黄,压出的片子可以是正常的或和原因1或原因3的现象同时存在，只是一种现象，在压过的膜可以看出来（只在加底物后一段时间出现，几小时后可能还会消退，有时甚至刚加底物1~2min就可以看出来，所以要把握时机）。
如果没有达到原因1和原因3的程度，那么这种情况一定能够看到很强的荧光，是一种良好的状态,是我们所期盼的。
如果压出正常片子而不出现原因1和原因3的现象,可以不予处理。
但因为荧光太强极易导致条带增粗变大，所以也可以不稀释抗体而通过调整压片时间来解决，一般压10s~30s，甚至可以3~5s，即时根据结果在暗室调整,荧光持续时间长的话都可连续压十数张片子而效果良好。
但也有这种情况，就是由于HRP过强无论怎么减少压片时间条带都依然粗大（如果时间过短如<3s则可因感光不足导致条带太淡，这样就不可取了，但依然是粗大的、非条带的本来面目），那么如果想获得漂亮条带则必须通过降低抗体浓度（减少上样量很不稳定且能力有限，故很少使用）来解决。
原因1和3若如是则解决也是一样的。
*注3 这是与1类似但抗体特异性较好时的一种表现，经常与下面的原因4、5、6混淆，特别需要注意。
新编文档-Western_Blot详解及问题分析-精品文档
Western Blot
凝胶成分
丙烯酰胺和N,N’-亚甲双丙烯酰胺 SDS 配胶的Tris缓冲液 TEMED 过硫酸铵 Tris-甘氨酸电泳缓冲液
荷与形状的影响，而只取决于蛋白质分子量的大小。
Western Blot
【SDS-PAGE基本原理】
SDS-PAGE 是在蛋白质样品中加入SDS和含有巯基乙醇 的样品处理液，SDS是一种很强的阴离子表面活性剂，它 可以断开分子内和分子间的氢键，破坏蛋白质分子的二级 和三级结构。
强还原剂巯基乙醇（或二硫苏糖醇，DTT）可以断开二硫 键破坏蛋白质的四级结构。使蛋白质分子被解聚成肽链形 成单链分子。解聚后的侧链与SDS充分结合形成带负电荷 的蛋白质-SDS复合物。
蛋白质-SDS胶束的特点：
（1）具有相同的形状，形状 像一个长椭圆棒 （2）平均1g 蛋白质结合 1.4g SDS （3）短轴对不同的蛋白质亚 基-SDS胶束基本上是相同的 （4）长轴的长度则与亚基分 子量的大小成正比
Western Blot
SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳
不连续的电泳缓冲体系。 SDS—蛋白质复合物在凝胶电泳时，不再受蛋白质电
1M Tris-HCl(pH6.8)
1M DTT SDS
甘油 溴酚蓝 总体积
10 ml
20 ml 4g
20 ml 0.2 g 100ml
DTT可临用前以1：4比例混合加入，亦可全部配好分装，-20℃冻存。
按1:1比例与蛋白质样品混合，95～100℃加热5～15min， 冰上冷却后再上样，上样量一般为20-25μl，总蛋白量20～ 50μg。
干货▎ImageJ分析WesternBlot蛋白条带灰度值
干货▎ImageJ分析WesternBlot蛋白条带灰度值聊点学术，一键关注“你已经是个成熟的条带了，要学会自己分析！”“连Western blot都没学好，又让我学Image J，我......”This is the dividing line.Image J分析蛋白条带灰度值首先解释一下，为什么要分析灰度值？灰度的概念是使用黑色调表示物体，即用黑色为基准色，不同的饱和度的黑色来显示图像。
采用ECL发光时，蛋白条带发出的荧光会曝光在胶片上，留下的黑色条带。
然而胶片扫描后为蓝色背景、黑色条带，这并不是单纯的黑灰白颜色。
因此，我们首先得在Photoshop 中将整张图片去色，使彩色图片变成黑白图片，形成近灰色背景、黑色条带的图片类型。
此时，条带的深浅和面积综合代表着蛋白的量。
灰度值分析自然就成为我们的首选。
延伸说一下，免疫组织化学染色(IHC)结果本身为近白色背景、棕黄色阳性表达，这时我们就不能直接用灰度反映阳性表达强弱了，而是积分吸光度，也就是咱们常说的平均光密度(IOD)。
如果你真的想用灰度计算IHC结果，显然你需要将图片转为灰度图再计算。
此处不表。
分析图文步骤如下：Image J软件界面↓1. 图片转换为黑白图：首先使用Photoshop打开胶片扫描图片，点击“图像>调整>去色”，将彩色图片转化为黑白图片，并使用裁剪工具将目标条带裁剪至合适大小后另存图片。
2.打开Image J软件：2.1.打开图片文件：File>Open；将图片转化为8bit类型：Image>Type>8-bit。
(此步骤的目的是为了将图片的每个像素用8bit表示，这样的话，整个图片的灰度将分为256个级别，即黑、灰、白的像素模式；若保留原始的16bit格式或RGB格式，图片灰度级别会呈指数增长，并有其它颜色混入，造成计算误差。
)2.2.将整张图片背景灰度均一化，消除图片背景影响：Process>Subtract Background，默认数值为50即可。
Western blot详解及问题分析
Western Blot
不连续电泳：
作用
浓缩胶 分离胶 使蛋白样品浓缩 使蛋白样品分离
缓冲液PH
pH6.8TrisCl pH8.8TrisCl
凝胶浓度
低，2-5% 高，根据蛋 白大小
电泳缓冲液：pH8.3 Tris-甘氨酸系统。
Western Blot
灌制分离胶
隔绝空气
ddH2O 0.1%SDS:<8% 异丁醇：>8%
蛋白质-SDS胶束的特点：
（1）具有相同的形状，形状 像一个长椭圆棒
（2）平均1g 蛋白质结合
1.4g SDS （3）短轴对不同的蛋白质亚 基-SDS胶束基本上是相同的 （4）长轴的长度则与亚基分
子量的大小成正比
Western Blot
SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳
不连续的电泳缓冲体系。 SDS—蛋白质复合物在凝胶电泳时，不再受蛋白质电 荷与形状的影响，而只取决于蛋白质分子量的大小。
Western Blot
灌制积层胶
插入梳子
Western Blot
Staking gel
Separating gel
Western Blot
转膜
要将电泳后分离的蛋白质从凝胶中转移到固 相载体（例如NC膜）上，通常有两种方法： 毛细管印迹法和电泳印迹法。 常用的电泳转移方法有湿转和半干转。两者 的原理完全相同，只是用于固定胶/膜叠层和 施加电场的机械装置不同。
蛋白质浓度测定的各种方法汇总：
/thread-23639-1-1.html
Western Blot
蛋白样品的变性
2×SDS-PAGE上样缓冲液：
1M Tris-HCl(pH6.8) 1M DTT SDS 甘油 溴酚蓝 总体积 10 ml 20 ml 4g 20 ml 0.2 g 100ml
Western Blot常见问题及解决方法
Western Blot（蛋白质印迹）技术是生物医学研究中常用的蛋白质分析技术之一，可以用于检测蛋白质样品中的特定抗原。
然而，在进行Western Blot实验时，可能会遇到一些问题，下面列举了一些常见问题及解决方法：1.电泳条带不清晰或无条带：解决方法：•检查样品质量，确保待检测样品是可用的，无降解或污染。
•调整电泳参数，如电压、电流和时间等，以优化电泳效果。
•更换抗体，确认抗体的特异性，避免非特异性结合。
2.膜上背景过重：解决方法：•在抗体孵育之前，使用封闭剂封闭膜上的非特异性位点，减少抗体非特异性结合。
•减少一抗和二抗的浓度，减轻非特异性结合。
•增加洗涤次数和时间，以清除未结合的抗体和蛋白质。
3.目的蛋白信号弱或无：解决方法：•调整一抗和二抗的浓度，提高特异性结合的信号强度。
•选择更灵敏的显色方法，如化学发光法等。
•在转膜前，优化样品处理，如提取、纯化和浓缩等步骤。
4.非特异性条带：解决方法：•检查抗体特异性，确认抗体的特异性，更换抗体以减少非特异性结合。
•检查样品处理步骤，避免样品中的杂蛋白干扰。
•增加洗涤次数和时间，以清除未结合的抗体和非特异性结合的蛋白质。
5.显影后膜上条带处变为黄色或白色：解决方法：•可能是由于曝光时间过长或显影液浓度过高导致的，可以降低曝光时间和减少显影液浓度来解决问题。
•在膜清洗时使用甲醇或乙醇等有机溶剂，清除膜上的多余抗体和显色剂。
6.条带内无显影的白点：解决方法：•在转膜前检查是否存在气泡，气泡会影响转膜效果和条带形成。
•增加转膜时间和电流，以促进蛋白质的转移。
•检查显影液是否过期或存在质量问题。
7.存在散在小圆斑：解决方法：•这可能是由于封闭液中的杂质颗粒导致的，可以通过过滤封闭液来清除杂质。
•检查一抗和二抗是否含有杂质抗体或存在抗体污染的情况，更换抗体可以解决问题。
•检查显色液是否存在问题，如过期或存在杂质等，更换显色液可以解决问题。
8.条带变形或不均匀：解决方法：•检查电泳胶的质量和制备过程是否存在问题。
WesternBlot结果条带分析
Western Blot结果条带全面分析1.空白原因：比较多，如果单纯一张没有任何显色，最可能是一抗加成其他抗体，或者二抗种属加错了，比如兔的加成鼠的。
解决办法：仔细检查抗体是否加错，确认转膜没有问题。
上面的图片展示的是一点信号都没有，如果是这样大部分情况是抗体加错了。
如果中间出现了细微的条带，可能原因是蛋白上样量太少，一抗浓度过低，显色液失效。
另外如果转膜出现了问题，比如膜放反了，自然是一个白片。
2.高背景原因：封闭不够好，一抗浓度高，洗膜时间和次数不够。
解决办法：降低一抗浓度，增加洗膜时间和次数。
3.非特异性条带原因：一抗非特异性与蛋白结合解决办法：更换一抗4.条带中出现边缘规则的白圈原因：电转中膜和胶之间存在气泡。
解决办法：转膜前去掉膜和胶之间的气泡5.出现黑点和黑斑原因：膜上其他部位与一抗或者二抗非特异性结合解决办法：封闭结束之后要洗。
6.条带拖尾原因：蛋白量太大，一抗浓度和时间太长解决办法：根据情况调整蛋白量，同时一抗浓度和时间也可以缩短。
7.出现非均一性背景原因：膜可能曾经干过解决办法：在每一步的操作过程中，都需要注意不要让膜干。
8.某个条带变形原因：SDSPAGE胶中存在气泡或者某不溶性颗粒解决办法：配胶过程中要小心，使用无杂质的液体。
另外配胶用的水，SDS，Tris缓冲液要注意不要有杂质。
9. 条带呈哑铃状原因：配置胶有问题，胶凝固后不均一解决办法：把胶配好，不合格的胶坚决不用10.最边缘条带弯曲原因：电泳电流不均一解决办法：换用新的电泳槽；不使用两边的两孔其他问题（1）蛋白分子量偏高或者偏低。
可能是胶的浓度与目的蛋白的浓度不对应。
（2）蛋白质降解。
蛋白质降解后很可能会在比原来位置低的地方出现主带，然后会出现一些其他带，最主要特点是所有的条带比正常的都低，并且条带模糊不清晰。
（3）所有条带连成一片没有间隔。
原因最可能是上样量过多，其次是样品弥散（比如电泳长时间停止样品弥散）。
（4）整个条带呈“︶”状：凝胶冷却不均一，电泳槽老化。
如何用Imagelab分析WesternBlot条带
如何用Imagelab分析WesternBlot条带豆子老师完全放开了，今天写的帖子是手把手系列的，她十分适合做教导主任。
技能需要一个个掌握，等到大部分技能都写完，我们会尝试如何把生信和实验结合起来，从无到有，提出科研假说，设计课题，完成课题，发表文章，申请基金，拿到基金探索新的课题，形成科研的闭环。
这周我们来探讨一下Image lab，Image lab也很好用，但是操作比image J操作复杂一些，更致命的一点就是Image lab只能识别自己曝光的图，也就是scn格式的图，tif格式并不能识别，而我们Western的曝光仪器并不是，所以我用的相对比较少，只是以前觉得所有的软件都是有用的，看见别人用，都觉得好就都下载了下来。
所以这次的图也是别人赞助的，感谢YY的友情赞助。
方法一：1.首先打开你要分析的数据，一般是scn这个格式才能打开，也就是说用这个软件曝光的才能用这个软件来统计。
这个是从别人那里拷来的图，非常感谢支持YY的支持。
2.选择左侧的体积工具，选择矩形3.用鼠标圈中你分析的条带U14.然后复制这个矩形，粘贴八个，我这里就粘贴5个了，只是举个例子，操作都是一样的5.分别圈住所有的条带6.然后点一下分析表，就出现了下面的表格。
7.然后选择表格上面最右侧的按钮，导成Excel文件8.一般背景深的话，选调整体积徒手圈也可以，但是手太抖，我每次都画不好。
这样可以知道大概的趋势。
也可以选择哪一个泳道的条带为1，双击该矩形，会出现“体积类型”、“数量”、“参考体积”等选项，打勾“参考体积”，确定。
9.然后点击“分析表”，各种定量结果会显示出来。
同样选择从左数第四个按钮“将分析表导出至文件”，选择相对定量。
方法二：1.首先打开Image lab，打开一张Image lab电泳图片。
点击泳道和条带，找到泳道下手动功能，输入泳道号，我们一共有8个条带，输入82.在“所有泳道”功能下面可以选择调整泳道框的大小。
Western条带质谱
百泰派克生物科技
Western条带质谱
蛋白印迹（Western blot）是根据抗原和抗体特异性结合的特点，来检测复杂样本中蛋白是否表达以及表达的相对丰度的一种技术手段。
Western blot只能用于粗略分析基因表达蛋白是否表达以及蛋白的相对表达含量，通常需要与质谱技术联合使用，来实现对样本中表达蛋白的准确定性分析和定量分析。
质谱技术可一次性分析样本中的多种蛋白，通过对Western blot分析得到的蛋白条带进行质谱技术检测，可明确样本中表达蛋白的种类、相对丰度及其差异蛋白。
此外，Western blot还可用于验证样本中相互作用蛋白，验证得到的互作蛋白联合质谱技术检测，不仅能够验证已知蛋白的相互作用，还可以对与目标蛋白发生相互作用的未知蛋白进行鉴定。
百泰派克生物科技提供蛋白质免疫印迹和电转移分析服务，蛋白质免疫印迹法通过高选择性和高敏感的抗体-抗原相互作用，可用于从复杂蛋白质混合物中检测特定的目标蛋白质，所得数据可用于对目标蛋白质进行定性和半定量分析。
您只需告知我们您的实验目的并寄出样品，我们将负责项目后续所有事宜，包括蛋白提取、分离、免疫印迹、质谱分析、质谱原始数据分析和生物信息学分析等。
Image J和Graphpad如何对Western Blot条带灰度分析
Image J和Graphpad如何对Western Blot条带灰度分析WB是研究蛋白表达的一个经典方法。
对于一些时间点或者是不同组织蛋白表达量的分析就涉及到量的变化。
一些凝胶成像软件带有此分析工具，比如Quantity One，Bandscan，Gel-Pro Analyzer等成像系统专用软件。
除了这些软件，还有一个比较简单的综合性质图像处理软件Image J可以很方便的进行灰度分析。
而且Image J是开源性质的免费软件，可以在其官网直接下载使用。
对Western Blot条带进行数值化有两种方法——灰度分析和光密度分析。
灰度是计算机图像分析仪根据图像颜色深浅分为256个级别。
灰度值越小物体颜色越深。
光密度是指光线通过溶液或某一物质前的入射光强度IO与该光线通过溶液或物质后的透射光强度Ib比值的对数OD=log（IO/Ib）；图像分析中，入射光和透射光强度分别被切片上最亮区域的平均灰度值和待测目标平均灰度值取代，则图像分析系统的光密度值=log（切片标本最亮区域的平均灰度值（g0）/待测目标的平均灰度值（g））。
光密度值越大，物体颜色越深，阳性物质相对含量越大。
对于灰度值来说，切片标本制作时染色时间长短，以及测量时显微镜照明光源电压的大小对其影响很大。
而光密度是一个比值。
是通过计算一张切片标本最亮区域的平均灰度值与该切片标本中待测目标的平均灰度值的比值，再根据数学公式计算而来的，所以受切片标本染色时间长短及照明光源电压关系很小。
然而有研究实践显示，灰度值与光密度值二者之间存在着线性关系，都可以用来进行WB定量分析。
同样，Image J软件进行WB条带定量分析时也存在两种方法，此处只列举一种方法，具体步骤如下。
1、下载安装，并打开Image J软件。
2、导入WB条带图片。
File→Open→弹出对话框→选择文件夹→找到WB条带。
3、把图片转化成灰度图片：Image→Type→8-bit。
这时WB图片将会随之改变。
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近几天回答了蛋白版几个有关压片和显影的帖子，发现在这一块还没有比较系统的论述。
特贡献了western显影常见问题及解决方案，是我的经验总结，以供大家参考。
其中绝大部分问题是我所遇到过的，其他个别我没遇到过的是参照pierce公司的说明书。
限于字数，语言比较简洁，如对其中内容有疑问或建议可跟帖。
Western荧光检测取决于抗原含量—一抗敏感度—二抗敏感度—底物敏感度—显影和定影效率这一系统。
我的经历认为确保万无一失的做法是如果看到荧光则压10~30s，看不到则同时压两张，10~30min 洗一张，如果无则再补一张,1h后洗。
再无，则压过夜。
共3张片，根据每次结果调整。
其中两张片子的压法如下描述: 先剪一张比膜长2~3厘米的片子（以供贴胶带），然后剪2片细小透明胶带贴到片子的左右两边（贴时胶带留一半用于粘到封口膜上），然后将片子压到膜上，并使透明胶带留出的一半粘到封口膜上。
这样就固定了第一张胶片，就不会因为放、取第二张胶片而使第一张移动了。
然后放第二张胶片，与第一张片子贴在一起就行，注意片子要干燥，压片前用纸擦干封口膜，以避免被底物液体污染导致与下面一张粘在一起。
取时用手轻轻拂过就可以把上面片子与下面一张错开了，不要用手抠，否则下面一张也移动了。
在洗下面一张片子时一定要取掉粘在片子上的胶带，否则在胶带的地方会影响显影。
荧光经过下面一张胶片会稍微有些衰减，所以下面一张胶片感光稍微比上面一张强一些。
现象-- - - - - - - - - - - - - - - - - - --原因 - - - - - - - - - - - - - - - - --- -- -- --- -- ---解决反影(白色条带,黑色背景) ---- -- -1 HRP过高(背景较高) - - - - - - - - ---- - - - 至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注1显影后膜上条带处变为黄色---- - -2 HRP过高(敏感性太高)- - - - - - - - - ---- -至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注2信号弱或无---- - - - - - - - - - ---- 3 HRP过高引起底物迅速耗竭- - - - - -- - - -至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注3--- - - - - - - - - - - - - - ---- - - - --4 抗体-抗原系统敏感性过低- --- - - - - - - 提高抗体浓度/蛋白上样量*注4- - - - - - - - - - - - - - - ---- - - - --5 转膜不充分/过转- -- -- - - -- - - - - ---- -优化转膜条件*注5-- - - - - - - - - - - - - - ---- - - - - -6 HRP或底物活性降低---- - - -- - - -- - ----测试活性或选用敏感底物 *注6高背景---- - - - - - - - - - - - - - - -7 HRP过高(背景较高) - -- - - - - - - - - - -- 至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注7---- - - - - - - - - - - - - - --- - - ----8 封闭时间不足- - - - - - - - - - - -- - - - -- 延长封闭时间4度过夜最好*注8--- - - - - - - - - - - - - - --- - -- -- -9 抗体与封闭液有交叉----- - - - - - - - - - -更换封闭液(如3%BSA的TBST)*注9--- - - - - - - - - - - - - - - -- - -- - -10 TBST洗脱不足 - - - - - - - ---- - --- - - -增加洗脱时间、次数、用量*注10---- - - - - - - - - - - - - - -- - -- - --11 暴光时间过长 - - - - - ---- - - ------ -- --降低暴光时间*注11- - - - - - - - - - - - - - - - -- - - ----12 抗原-抗体浓度过高 - - - - - - -- --- - - - 降低抗体浓度或蛋白上样量*注12条带内无显影的白点----------------13 转膜不良（如有气泡在胶-膜之间) -- -- 精细操作*注13 --- - - - - - - - - - - - - - - -- - - ----14 膜平衡不均/油脂污染- - - - - - - - - - - 按说明书平衡膜/戴手套用平头镊子持膜*注14---- - - - - - - - - - -- ------------ -- 15 膜与X光片间有气泡- -- - - - - - - - - - --显影前去除气泡*注15非特异性条带- - - - - --------- -- - -16 抗体交叉反应- - - - - - - - - - - -- -- - --至少成倍稀释一抗/二抗(可4~10倍)*注16- - - - - - - - - - - - - - - --- ---- - - -17 SDS非特异性结合蛋白条带 - - --- - ---使用无SDS转膜液*注17散在小圆斑 - - - - - -- - -- -- - - ---18 封闭液有杂质颗粒- -- - --------- ------- 静置牛奶使大颗粒沉淀，仅用上层*注18*注1 其具体问题有二：一是背景较高,二是没有条带.形成机制为条带处HRP很快将底物耗竭，则不发光不使胶片感光而为白色,周围因背景HRP较低而持续发光一段时间使胶片感光为黑色。
这种常见于高浓度抗体并且封闭/洗脱不好的情况下。
如果没有背景则就是原因3的现象。
在暗室可以看到条带周围荧光而条带处为暗。
如是则要么通过降低抗体解决，要么动作迅速早期未耗竭底物时压片，否则一旦耗竭通过减少压片时间不能解决问题。
也可以过一段时间鼿RP稍减后重加底物迅速压片。
还有另外一种反影现象就是压出条带粗大模糊，但条带中心是空的白色，原因和上面的一样，主要是条带中心耗竭底物引起的，也可以在暗室看到中空的荧光带，但与上面的区别主要在于特异性要好一些，若继续发展则就是原因3的现象。
其分析和解决同上。
*注2 其原因主要是HRP太高超速催化底物生成的产物使膜发黄,压出的片子可以是正常的或和原因1或原因3的现象同时存在，只是一种现象，在压过的膜可以看出来（只在加底物后一段时间出现，几小时后可能还会消退，有时甚至刚加底物1~2min就可以看出来，所以要把握时机）。
如果没有达到原因1和原因3的程度，那么这种情况一定能够看到很强的荧光，是一种良好的状态,是我们所期盼的。
如果压出正常片子而不出现原因1和原因3的现象,可以不予处理。
但因为荧光太强极易导致条带增粗变大，所以也可以不稀释抗体而通过调整压片时间来解决，一般压10s~30s，甚至可以3~5s，即时根据结果在暗室调整,荧光持续时间长的话都可连续压十数张片子而效果良好。
但也有这种情况，就是由于HRP过强无论怎么减少压片时间条带都依然粗大（如果时间过短如<3s则可因感光不足导致条带太淡，这样就不可取了，但依然是粗大的、非条带的本来面目），那么如果想获得漂亮条带则必须通过降低抗体浓度（减少上样量很不稳定且能力有限，故很少使用）来解决。
原因1和3若如是则解决也是一样的。
*注3 这是与1类似但抗体特异性较好时的一种表现，经常与下面的原因4、5、6混淆，特别需要注意。
主要出现在HRP极高的情况下，来不及压片就已耗竭底物，往往伴有原因2的现象。
可通过加入底物后迅速进入暗室观察荧光确定，也可以根据原因2的现象确定，以区分于原因4、5、6。
除非动作迅速早期未耗竭底物时压片，否则一旦耗竭通过减少压片时间不能解决问题。
也可以过一段时间待HRP稍减后TBST简单洗膜重新加底物压片。
这种情况下一/二抗稀释可高达10倍而依然荧光明显。
*注4 提高抗体上样量以及下述的使用敏感底物/延长压片时间比较简单,在此不赘述，只提醒一下随抗体浓度增高背景和非特异性可能会增加。
关于上样量的极限在此发表我的看法：对于裂解的混合蛋白以上样孔底面积(平方毫米)乘30ug作为极限上样量，而落实到每一个具体条带（同一分子量的所有蛋白或仅做单一蛋白电泳），则以0.3ug/平方毫米底面积作为极限上样量。
(见《抗体技术实验指南》的免疫印迹一章)，超过此量可能会导致条带变形。
条带信号弱可以通过加大上样量/提高抗体浓度/使用敏感底物/延长压片时间解决。
但实际上样量的极限并不以我说的极限上样量为准，因为这个极限上样量是确保所有分子量的条带都跑的很漂亮的极限,而上样超量的表现是随量的加大变形的条带由低分子量逐渐往高分子量延伸。
所以western极限上样量的真正操作标准是以目的条带不变形作为极限。
比如对于150kd，完全可以超出我所说的极限上样量的2倍而不变形（此时中低分子量条带早已融合或挤为棒槌形了）*注5 对于非小分子量尤其是大分子量（>100kd）蛋白而言，一般不会出现过转情况，转膜不充分是主要原因，增加转膜力度无非是加大电压/电流，延长时间。
但对于小分子蛋白（<30kd就要注意了，<15kd尤其要当心）很可能出现过转，丽春红染膜或观察marker有没有穿膜可以确认，没有丽春红也可以考染转膜后的胶，如果是一片空白，则要小心了，可适当降低转膜力度。
对于低分子量一般转膜液不要加SDS以防过转，《抗体技术实验指南》提供的针对中低分子量的湿转缓与高分子量的相比也是不含SDS的。
*注6 测试HRP或底物活性：于暗室EP管加底物A、B液各500ul，加入1ul HRP偶联二抗，若底物立即发出蓝光并于随后数分钟内消失说明HRP和底物尚好。
此外试剂公司还开发一些超级底物，其敏感度可达到pg级，但价格昂贵，对某些表达较低的蛋白效果会好些，而且也超级省抗体（其推荐抗体稀释比高达1:10,000以上）。
我用的是敏感度为ng级的底物，大部分western都还可以，pg级的还放在手里，没舍得用。
*注7 高背景原因是因为HRP偶联二抗结合到膜上，其原因包过直接结合、通过膜上蛋白间接结合、通过一抗（主要指多抗中的杂抗体）间接结合、通过封闭物（与封闭物交叉反应）间接结合、洗脱不彻底等原因造成的。
在稀释抗体降低背景的同时也会降低对目的蛋白的结合效率，意即以牺牲信号强度为代价。
不过在此提出另外一种和稀释抗体恰相反的做法——提高抗体浓度。