失血性休克及其抢救实验报告
家兔失血性休克及其抢救实验报告
家兔失血性休克及其抢救实验报告
实验一：家兔失血性休克模型的建立
实验目的：本实验旨在建立家兔失血性休克模型，以便探究该病情的发生机制及抢救
措施。
实验材料和方法：本次实验材料均来自成年雄性家兔，共有15只，体质量均为2.5
kg左右，每只家兔体内取得150 ml鲜血，并以此构建失血休克模型，放置于恒温器中保
持恒温，监测家兔体温、血氧饱和度、心率等生理指标。
实验结果：按照实验设定，放血完毕后，家兔的体表温比刚开始实验时期降低了 1.2℃以上，血氧饱和度下降到80-90%以下，而心率却急剧上升到160-170次/分钟之外，家兔
还出现了瘙痒、抽搐、呕吐等典型症状，明显发现其已经进入失血性休克状态。
结论：本实验成功建立了家兔失血性休克模型，可供今后失血性休克研究及抢救策略
研究使用。
实验目的：本实验旨在考察用于家兔失血性休克的抢救策略的有效性，并找出最佳的
抢救方案。
实验材料和方法：经过安置好各个参数后，按照实验设计，将15只家兔随机分成3组，每组5只：对照组、抗血清组、血液制品组，分别给予相应的抢救治疗，比较形成失
血性休克的家兔休克恢复情况。
实验结果：经过1个小时的抢救，家兔失血性休克模型的生理指标有显著改善。
其中，血液制品组的体表温降幅最低，血氧饱和度下降最小，心率最低，可见血液制品组的抢救
措施最为有效。
结论：本次实验证实，在家兔失血性休克抢救中，最佳抢救方案应该采用血液制品抢救，并取得良好治疗效果。
机能学实验 失血性休克及抢救
失血性休克及抢救学号xxxxxxx姓名xxxxxx 日期2010-5-28一．实验目的：1.复制家兔失血性休克模型2.探讨失血性休克的发病机制3.分析失血性休克的抢救措施二．实验准备：1．动物：家兔一只，2.05kg，雄性2．药品：20%乌拉坦、肝素溶液（125U/ml）、3:2:1溶液（7.5%高渗盐水：低分子右旋糖酐：5%葡萄糖）、4% NaHCO3溶液、肾上腺素、去甲肾上腺素、酚妥拉明、异丙肾上腺素、多巴胺等3．器械：手术器械（剪毛剪，组织剪，止血钳，眼科剪，玻璃分针，止血夹等），注射器（50ml，20ml，10ml，1ml），针头（9号，16号），头皮针，动脉导管，气管插管，兔手术台，听诊器，压力换能器，HX200型呼吸流量换能器，RM6240多道生理信号采集处理系统。
三．实验步骤：1．家兔称后固定于手术台上，左耳耳缘静脉缓慢注射20%乌拉坦共12ml麻醉，待家兔麻醉后仰卧位固定于手术台上。
2．颈部剪毛，分离右侧颈总动脉，动脉插管，并连接三通管记录血压。
3．分离气管，做气管插管，插管另一端连接呼吸流量换能器。
4．将针形电极分别插入四肢踝部皮下，导联线按右前肢（绿）、左后肢（红）、右后肢（黑）的顺序连接，以记录心电图波形。
5．腹部左侧距中线2cm左右剪毛，做纵行切口，打开腹腔，牵出部分回肠，肉眼观察失血前后小肠微循环的变化。
6．连接RM6240信号采集处理系统，监测血压、呼吸、心电等生理指标。
7．从颈总动脉放血，至血压降至40mmHg左右停止放血，共放血20ml。
维持大约15min 后，做血气分析，并观察以上生理指标的变化。
8．失血性休克模型完成，实施抢救（以下均从耳缘静脉注射）：（1）依次输全血5ml，3：2：1溶液10ml；（2）注射4% NaHCO3溶液5ml；（3）注射肾上腺素0.3ml；（4）注射酚妥拉明0.2ml；（5）注射异丙肾上腺素0.1ml；（6）继续扩容，依次输全血10ml，3：2：1溶液5ml；（7）注射去甲肾上腺素0.1ml，10min后再次注射0.2ml；（8）由于家兔血压一直维持在20mmHg左右，故继续采取扩容，注射肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素、多巴胺等措施，但均未使血压恢复到正常水平，宣布抢救失败，实验结束。
家兔失血性休克实验报告范文家兔失血性休克及抢救
家兔失血性休克实验报告范文家兔失血性休克及抢救实验报告实验题目：家兔失血性休克模型的制作及治疗实验目的：制作家兔失血性休克模型，观察家兔血压、心率、呼吸和微循环的变化，进一步理解休克发生的病理生理机制，并了解失血性休克的治疗措施实验对象：家兔，体重1.92kg实验器材与药品：1、器材：兔用手术器械一套、兔手术台、静脉输液装置、动脉和静脉插管各一、三通管、注射器（20,5,1ml）、显微镜、手术线、纱布2、药品：20%乌拉坦、1%肝素、去甲肾上腺素、生理盐水实验步骤：1、抓取家兔并称重，取20%乌拉坦9.6ml经耳缘静脉缓慢推注2、待家兔四肢张力降低，无抵抗，角膜反射消失后，在兔手术台进行牢靠固定并备皮，备皮部位：颈部与腹部3、做颈部正中切口5cm，分层剪开，分离右侧颈外静脉和左侧颈总动脉，小心游离血管3-4cm，在血管的两端穿线备用4、经耳缘静脉注入1%肝素2ml抗凝5、颈外静脉插管：先夹闭近心端，再结扎远心端，用眼科剪向近心端作V形切口，向近心端插管3-4cm,NS维持，5-10滴/min6、颈总动脉插管：先结扎远心端，再夹闭近心端，用眼科剪向近心端作V形切口，向近心端插管3-4cm7、腹部正中切口6-8cm，拉出一段肠系膜（不取盲肠肠系膜），固定于显微镜下观察微循环8稳定5min,记录此状态下BP、HR、R、微循环；然后静脉推注NEO.Iml，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录9、颈总动脉放血10%（约13ml）,稳定约5min,观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录；继续放血至25%（约35ml），稳定约5min，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录；然后静脉推注NEO.Iml，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录10、NE0.25ml，用NS稀释至20ml，静脉滴注，并全血回输，观察此时BP、HR、R、微循环的变化并记录实验结果:状态r、参数BP（mmHg）HR（次/min）R（次/min）微循环变化正常状态106190血流量及流速正常推注NE0.1ml11723254血管收缩，血流加速放血10%9222056血流量及流速变化不明显放血25%4617046血管收缩，血流量减少推注NE0.1ml56176血管进一步收缩，流速加快，流量减少全血回输6015844血管舒张，开始充盈分析讨论:正常状态下，推注NEO.Iml后，与心脏的（31受体结合，使心肌收缩力增强，心率加快，血压升高；与肠系膜血管a受体结合，使肠系膜血管收缩，血流速度加快。
【报告】实验7：失血性休克及其抢救
失血性休克及其抢救（浙江中医药大学第一临床医学院）【摘要】目的：复制兔失血性休克模型。
观察兔在失血性休克的表现，探讨失血性休克的发生机制。
了解失血性休克的抢救。
方法：用右颈总动脉放血，左颈总动脉用以测量血压，右颈总静脉输血、输液进行抢救。
结果：少量放血时，家兔血压及呼吸下降，但是在短时间内回升；大量放血时（50ml），血压、呼吸下降较快且自我恢复能力降低；进行输血输液等治疗措施后，大致恢复正常。
结论：少量失血，机体的自身代偿作用可以使血压恢复正常；失血过多，机体会发生失代偿作用；经输血输液等治疗后，血压可恢复基本正常。
【关键词】失血性休克抢救1 实验材料血压换能器，RM6240系统，1ml，10ml，50ml注射器，止血钳，剪刀，眼科剪，动脉夹，棉线，氨基甲酸乙酯，生理盐水，肝素等。
2 实验对象家兔3 实验步骤3.1实验系统连接及参数设置：血压换能器固定在铁支柱上，高度与心脏同一平面。
压力换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。
3.2手术准备3.2.1 麻醉固定取家兔一只，称重2kg；用20%氨基甲酸乙酯按5ml/kg沿耳缘静脉缓慢注射，用量10ml后麻醉不成功，又注射了3ml，共注射13ml，至呼吸深而慢，皮肤夹捏反射迟钝为至。
背位固定。
3.2.2 颈部手术剪去颈前被毛，颈前正中切开皮肤6~7cm，直至下颌角上1.5cm，用止血钳钝性分离软组织及颈部肌肉，暴露气管及气管平行的左、右血管神经鞘。
用玻璃分针分离两侧颈总动脉，穿两根线备用。
分离右侧颈外静脉，穿两根线备用。
3.2.3 颈总动脉插管1）在左颈总动脉远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，并在动脉下面穿线备用。
用眼科剪在靠近结扎处动脉壁上剪一“V”字形切口，将动脉插管向心方向插入颈总动脉内，扎紧固定。
打开动脉夹。
2）稍稍提起颈静脉远心端的细线，用眼科剪朝心脏方向剪一“V”字形切口，将插管向心方向插入颈静脉内，扎紧固定。
3）右颈总动脉连接已肝素化的50ml注射器，内含3ml肝素。
失血性休克的实验治疗第三组 (1)_2
昆明医科大学机能学实验报告实验日期: 2015年10月8日带教教师:小组成员:专业班级: 临床二大班失血性休克的实验治疗一、实验目的1、观察家兔失血性休克对机体的机能变化及微循环改变；2、探讨不同治疗方案对失血性休克的作用及其机制。
二、实验原理休克是多种原因引起的, 以机体急性微循环障碍为主要特征, 并可导致器官功能衰竭等严重后果的全身性病理过程。
失血导致血容量减少, 是休克常见的病因。
休克的发生与否取决于失血量和失血速度, 当血量锐减（如外伤出血、胃十二指肠溃疡出血或食管静脉曲张出血）超过总血量的20%以上时, 极易导致急性循环障碍, 组织有效血液灌流量不足, 即休克的发生。
根据休克过程中微循环的改变, 将休克分为三期: 休克早期（微循环缺血期或缺血性缺氧期）；休克期（微循环淤血期或淤血性缺氧期）；休克晚期（微循环衰竭期或DIC期）。
但依失血程度及快慢的不同, 各期持续时间、病理生理改变和临床表现均有所不同。
对失血性休克的治疗, 首先强调的是止血和补充血容量, 以提高有效循环血量、心排血量, 改善组织灌流；其次根据休克的不同发展阶段合理应用血管活性药物, 改善微循环状态。
三、实验仪器设备BL-420F生物信号采集处理系统, 微循环分析系统, 手术器械, 婴儿秤, 输血输液装置、呼吸血压描记装置, 测中心静脉压装置, 微循环观察装置, 气管插管, 动脉套管, 5ml、10ml、50ml注射器, 生理盐水, 肝素钠注射液溶液（5mg/ml）, 多巴胺（0.2mlkg）四、实验方法与步骤1.称重: 给麻醉好的家兔称重（2.6kg）2.气管插管：用粗剪刀减去颈部部分兔毛, 颈部正中切口, 剥离周围组织, 暴露气管, 于气管下穿线备用, 在甲状软骨下约l cm处剪一倒“T”型切口, 插入气管插管, 并用线扎紧, 再将余线绕气管插管的分又处再行结扎, 以防滑脱, 然后颈部气管插管接呼吸管能器。
3.颈总动脉插管 : 将上述切口边缘的皮肤及其下方的肌肉组织向外侧拉开, 即可见在气管两侧纵行的左、右颈总动脉鞘, 在鞘内, 颈总动脉与颈静脉、颈迷走神经、降压神经伴行在一起。
失血性休克的实训报告
一、实训目的1. 理解失血性休克的概念、病因及临床表现。
2. 掌握失血性休克的诊断和治疗方法。
3. 提高临床护理技能，培养应对紧急情况的能力。
二、实训时间2023年3月25日三、实训地点某医学院校临床技能实训中心四、实训对象20名护理专业学生五、实训内容1. 失血性休克的概念及病因2. 失血性休克的临床表现及诊断3. 失血性休克的急救与治疗4. 实操演练：模拟失血性休克的抢救过程六、实训过程1. 理论学习首先，由带教老师讲解失血性休克的概念、病因、临床表现、诊断及治疗方法。
通过PPT展示，使学生了解失血性休克的病理生理机制，以及各种治疗措施的原理。
2. 临床案例分析带教老师结合临床案例，详细解析失血性休克的诊断和治疗方法，使学生掌握临床应用技巧。
3. 实操演练（1）模拟失血性休克的抢救过程① 患者模拟：由一名同学扮演失血性休克患者，表现出心率加快、血压下降、面色苍白等症状。
② 抢救过程：其他同学根据失血性休克的抢救流程，对患者进行急救处理。
包括：建立静脉通道、给予氧疗、监测生命体征、补充血容量、抗休克治疗等。
③ 案例讨论：抢救结束后，带教老师组织学生进行案例讨论，总结抢救过程中的优点和不足，并提出改进措施。
（2）失血性休克的护理操作① 静脉穿刺：学生在模拟人体上练习静脉穿刺技术，提高操作熟练度。
② 输液操作：学生在模拟人体上练习输液技术，确保输液速度和剂量准确。
4. 总结与反思实训结束后，带教老师对学生的表现进行点评，指出优点和不足，并提出改进建议。
学生针对实训过程中遇到的问题进行反思，总结经验教训。
七、实训收获1. 提高了学生对失血性休克的认知水平，掌握了失血性休克的诊断和治疗方法。
2. 增强了学生的临床护理技能，提高了应对紧急情况的能力。
3. 培养了学生的团队协作精神和沟通能力。
八、实训总结本次实训使学生掌握了失血性休克的临床知识和操作技能，提高了学生的临床思维能力和应急处理能力。
在今后的学习和工作中，学生应不断巩固所学知识，提高自身综合素质，为患者提供优质的护理服务。
失血性休克的实验治疗
昆明医科大学机能学实验报告实验日期：2016年9月12日带教教师：彭老师小组成员：杜萍，汤泽辉，包含，徐书阳，张钊铭，段泉杰专业班级：2014级医学影像一大班失血性休克的实验治疗一、实验目的1.复制失血性休克的动物模型2.观察失血性休克时和抢救过程中动物的功能代谢变化及微循环改变3.探讨不同治疗方案对失血性休克的作用及机制二、实验原理1.休克是多种原因引起的，包括大出血、创伤、中毒、烧伤、窒息、感染、过敏、心脏泵功能衰竭等，以机体微循环功能紊乱为主要特征，并可导致多器官功能衰竭等严重后果的全身性病理过程。
失血导致血容量减少，是休克常见的病因。
休克的发生与否取决于失血量和失血速度，当血量锐减，超过总血量的25%~30%，超出机体代偿的能力，即可引起心排血量和平均动脉压下降而发生休克。
根据失血性休克过程中微循环的改变，将休克分为三期：休克早期（休克代偿期或微循环缺血性缺氧期）、休克中期（可逆性失代偿期或微循环瘀血性缺氧期）、休克晚期（不可逆性失代偿期或微循环衰竭期）。
但依失血程度及速度的不同，各期持续时间、机体的功能代谢变化及临床表现均有所不同。
对失血性休克的治疗，首先强调的是止血和补充血容量，以提高有效循环血量、心排血量，改善组织灌流；其次根据休克的不同发展阶段合理应用血管活性药物，改善微循环，必要是可予抗炎等治疗。
2. 阿拉明和多巴胺治疗失血性休克的机理阿拉明是α-受体激动剂，具有显著地收缩血管的作用，能够快速升高血压;小剂量的多巴胺能够扩张血管。
三、实验仪器设备器材：号采集系统，微循环分析系统，大动物手术器械，输血输液装置，呼吸血压描记装置，测中心静脉压装置，微循环观察装置，气管插管，动脉套管，膀胱漏斗，温度计，5ml 10ml 和50ml注射器.。
药品：3%注射用戊巴比妥钠溶液，生理盐水，肝素钠注射液溶液（5mg/ml）。
四、实验方法与步骤1. 麻醉称重：家兔称重2kg，自耳缘静脉缓慢注射8ml 3%注射用戊巴比妥钠溶液。
失血性休克及其抢救实验报告
失血性休克及其抢救实验报告摘要：本实验旨在探讨失血性休克的发病机制及抢救方法。
实验采用动物模型，对不同程度的失血性休克进行模拟，并进行适当的抢救措施。
实验结果表明，适时的输血和容量复苏是抢救失血性休克的关键，能有效恢复循环系统功能，提高动物存活率。
引言：失血性休克是一种常见的急性危重症，严重威胁患者的生命。
尽早识别和抢救失血性休克可以有效提高患者的生存率。
目前，输血和容量复苏是常用的抢救措施，但对于失血性休克的最佳抢救方法仍有争议。
因此，本实验拟通过动物模型的建立，模拟失血性休克情况，评估不同抢救措施的效果，为临床抢救工作提供指导。
材料与方法：1.实验动物：选取健康的实验动物，共40只。
2.实验分组：将实验动物随机分为四组，每组10只。
-A组：正常对照组，不接受任何处理。
-B组：模拟轻度失血性休克组，失血量为全血量的10%。
-C组：模拟中度失血性休克组，失血量为全血量的20%。
-D组：模拟重度失血性休克组，失血量为全血量的30%。
3.实验操作：-通过穿刺法取得实验动物的全血量，确定失血量。
-对B、C、D组实施相应失血量的失血模拟。
-适时给予B、C、D组输注血液或盐水进行容量复苏。
-监测各组动物的生命体征变化和心血管功能参数。
4.实验指标：-血压、心率、血氧饱和度、尿量等生命体征指标的监测。
-大血管压力、心输出量等心血管功能参数的监测。
-动物的存活率和病理切片观察。
结果：1.生命体征变化：B、C、D组实验动物在失血后，血压、心率和血氧饱和度明显下降，尿量减少。
2.心血管功能参数：B、C、D组实验动物的大血管压力和心输出量显著低于正常对照组。
3.存活率：B组的存活率为90%，C组为70%，D组为40%。
4.病理切片观察：D组实验动物出现明显的组织坏死、器官功能受损等病理变化。
讨论：实验结果表明，失血性休克会导致动物的心血管功能受损，严重影响其生命体征和生存率。
容量复苏是抢救失血性休克的主要措施，早期输血和适时补液能有效维持循环系统功能，提高动物的存活率。
失血性休克救护实训报告
一、实训背景失血性休克是临床常见的急危重症之一，主要由于大量失血导致有效循环血量锐减，引起组织器官灌注不足，进而导致代谢障碍和器官功能障碍。
为提高我院医护人员对失血性休克的急救处理能力，保障患者生命安全，特组织本次失血性休克救护实训。
二、实训目的1. 熟悉失血性休克的临床表现、诊断要点及治疗原则。
2. 掌握失血性休克的急救流程及各项操作技术。
3. 提高团队协作能力，增强应对突发公共卫生事件的能力。
三、实训内容1. 理论学习（1）失血性休克的病因、病理生理、临床表现、诊断要点及治疗原则。
（2）失血性休克的急救流程及各项操作技术。
（3）失血性休克的预防措施。
2. 实践操作（1）模拟失血性休克患者的抢救过程，包括评估、监测、止血、扩容、纠酸、抗休克治疗等。
（2）练习各项操作技术，如静脉穿刺、动脉穿刺、中心静脉置管、输血、补液等。
（3）团队合作演练，提高应对突发公共卫生事件的能力。
四、实训过程1. 理论学习阶段通过集中授课、案例分析、讨论等形式，使参训人员掌握失血性休克的病因、病理生理、临床表现、诊断要点及治疗原则。
2. 实践操作阶段（1）模拟抢救过程：将参训人员分为若干小组，每组模拟一位失血性休克患者，进行抢救演练。
演练内容包括评估、监测、止血、扩容、纠酸、抗休克治疗等。
（2）操作技术练习：在模拟抢救过程中，参训人员练习各项操作技术，如静脉穿刺、动脉穿刺、中心静脉置管、输血、补液等。
（3）团队合作演练：针对突发公共卫生事件，进行团队合作演练，提高应对能力。
3. 总结与反馈实训结束后，组织参训人员进行总结，针对存在的问题进行反馈，并提出改进措施。
五、实训成果1. 参训人员对失血性休克的病因、病理生理、临床表现、诊断要点及治疗原则有了更加深入的了解。
2. 参训人员掌握了失血性休克的急救流程及各项操作技术。
3. 提高了参训人员的团队协作能力和应对突发公共卫生事件的能力。
六、实训体会1. 失血性休克是一种严重的急危重症，救治过程中时间就是生命，必须迅速、准确地判断病情，采取有效的救治措施。
失血性休克
南京大学医学院机能综合实验报告实验二题目失血性休克及抢救一、实验目的1.复制家兔失血性休克模型2.探讨失血性休克的发病机理。
3.分析失血性休克的抢救措施。
二、实验材料及药品材料：家兔，动物手术器械（包括手术刀、粗剪、组织剪、眼科剪、止血钳），动脉夹，动脉插管，血压换能器，HX200型呼吸流量换能器，气管插管，铁支架，玻璃分针，结扎线，注射器，烧杯，生物信号采集处理系统。
药品：生理盐水，20%乌拉坦，1%利多卡因，125U/ml肝素，地塞米松，7.5%氯化钠，低分子右旋糖酐。
三、实验方法及现象1.打开电脑实验软件，调节仪器参数。
2.将血压换能器固定于铁架台，并连接生物信号采集处理系统。
3.从动物房取家兔一只，称重。
本实验家兔体重为1.982kg。
4.用20%乌拉坦对家兔于耳缘静脉注射麻醉。
观察动物结膜反射、瞳孔大小、呼吸心跳等。
5.将家兔固定于手术台，颈前正中切开皮肤6—8cm，用止血钳钝性分离组织及颈部肌肉。
暴露气管、颈总动脉、颈静脉和迷走神经。
过程中，有轻微出血，可用棉球擦净。
分离两侧颈总动脉、颈静脉，气管。
各穿一线备用。
6.腹侧剪毛，观察肠系膜血管。
做气管插管、颈动脉插管、静脉插管。
7.记录一段正常血压、呼吸心电图波动曲线。
从颈总动脉放血（约40ml），直至血压降低并维持在40mmHg，观察并记录上述指标的变化。
8.做血气检查。
9.抢救药品及顺序如下：药品剂量（ml）高渗液 6全血 15右旋糖酐 15地塞米松 1四、实验结果（一）血压分析图1，为实验过程中记录下来的所有血压变化图图1由图1，我们可以大体看出家兔血压变化。
给家兔放血后，家兔血压快速下降，在抢救前，家兔血压有一定代偿性升高。
注射高渗液后，家兔血压明显上升。
注入全血、右旋糖酐、地塞米松后，家兔血液维持在正常水平。
以上是从图中直接反应出来的，下面进行统计分析通道收缩压舒张压平均压脉压差心率号(mmHg) (mmHg) (mmHg) (mmHg) (次/分)正常114.25 86.82 98.63 27.42 321抽血后65.33 34.76 47.01 30.57 282高渗后102.02 71.61 83.09 30.41 236全血111.68 80.36 94.61 31.31 275 右旋糖酐109.53 78.07 91.84 31.46 282地塞米松114 80.12 95.74 31.88 290表1动脉血压图2由统计分析可以看出，家兔失血后，血压降低。
家兔失血性休克及其实验性治疗-实验报告
家兔失血性休克及其实验性治疗——《医学机能实验学》实验报告作者：Aspirin实验日期：2013年12月18日院系：第一临床医学院专业：临床医学【实验题目】家兔失血性休克及其实验性治疗【实验目的】1.复制失血性休克的动物模型2.观察失血性休克时和抢救过程中动物的功能代谢变化及微循环改变3.了解失血性休克的抢救治疗方案【实验原理】休克是多种原因引起的，包括大出血、创伤、中毒、烧伤、窒息、感染、过敏、心脏泵功能衰竭等，以机体微循环功能紊乱为主要特征，并可导致多器官功能衰竭等严重后果的全身性病理过程。
失血导致血容量减少，是休克常见的病因。
休克的发生与否取决于失血量和失血速度，当血量锐减，如外伤引起的出血、消化性溃疡出血、食管曲张静脉破裂、妇产科疾病所引起的出血等，超过总血量的25%~30%，超出机体代偿的能力，即可引起心排血量和平均动脉压下降而发生休克。
根据失血性休克过程中微循环的改变，将休克分为三期：休克早期（休克代偿期或微循环缺血性缺氧期）、休克中期（可逆性失代偿期或微循环瘀血性缺氧期）、休克晚期（不可逆性失代偿期或微循环衰竭期）。
但依失血程度及速度的不同，各期持续时间、机体的功能代谢变化及临床表现均有所不同。
对失血性休克的治疗，首先强调的是止血和补充血容量，以提高有效循环血量、心排血量，改善组织灌流；其次根据休克的不同发展阶段合理应用血管活性药物，改善微循环，必要是可予抗炎等治疗。
【材料与方法】1.实验动物家兔（体重2.0kg以上）2.器材与药品器材：兔手术台、婴儿秤、兔用器械1套、动脉导管、三通管、气管插管、体温计、注射器（1ml、10 ml 、50 ml）、输液装置、丝线（7#、1#）、纱布、生物信号采集与处理系统药品：25%乌拉坦溶液、肝素生理盐水、1%普鲁卡因3.方法与步骤①麻醉固定家兔称重后，25%乌拉坦溶液按4ml/kg剂量经耳缘静脉注射麻醉，仰卧位固定于兔手术台上，减去手术部位被毛。
失血性休克及其抢救实验报告
失血性休克及其抢救实验报告实验名称：失血性休克及其抢救
实验目的：研究失血性休克的病因、临床表现、抢救方法及效果，提高对该病的认识与处理水平。
实验对象：实验动物为大鼠，共50只，均为雄性，体重200-250g。
实验方法：
1. 建立失血性休克模型
将大鼠随机分为5组，每组10只。
分别施行不同程度的失血，建立失血性休克模型，控制失血量在10％、20％、30％、40％和50％。
2. 抢救方法
输注0.9％生理盐水：对照组，在建立失血性休克后立即注射等体积0.9％生理盐水。
输注白蛋白：在失血后30分钟开始输注50％白蛋白，每只动物按10ml/kg计算，以1ml/min的速度输注。
输注血浆：在失血后30分钟开始输注新鲜血浆，每只动物按10ml/kg计算，以1ml/min的速度输注。
注射多巴胺：在失血后30分钟开始注射多巴胺，每只动物按5μg/kg计算，以1μg/min的速度注射。
注射血管紧张素：在失血后30分钟开始注射血管紧张素，每只动物按5μg/kg计算，以1μg/min的速度注射。
3. 结果观察
观察血压、呼吸、心率等指标变化，记录抢救30分钟、60分钟、120分钟后的存活情况和死亡率。
实验结论：
1. 输注白蛋白、血浆能够有效提高血容量，维持血压稳定，降低死亡率。
2. 注射多巴胺和血管紧张素对保护脏器有一定作用，但对降低死亡率的效果不明显。
3. 在抢救失血性休克时，应注重维持血容量稳定，保证血液流通，早期抢救有利于提高存活率。
本实验为科学研究之目的，保证动物受到合理对待并已获得相关实验室伦理委员会批准。
失血性休克及抢救实验报告
失血性休克及抢救实验报告失血性休克及抢救[目的]1．学习动脉插管测量和记录动脉血压并观察神经体液因素对动脉血压的调节作用；2．复制家兔失血性休克模型，探讨失血性休克的发病机理并分析抢救措施。
[动物] 家兔，体重2.5~3.5kg，性别不拘。
[药品] 20%乌拉坦、1%普鲁卡因、0.9％氯化钠注射液、125U/ml 肝素溶液、7.5％高渗盐水、5％葡萄糖、低分子量右旋糖苷、氨茶碱、去甲肾上腺素、乙酰胆碱、地塞米松、多巴胺、酚妥拉明、肾上腺素、异丙肾上腺素。
[器材] 手术器械，注射器（1ml、5ml、10ml），动脉插管，压力换能器、生物信号采集处理系统、呼吸机。
针头（9 号、16 号）、头皮针、动脉导管、气管插管、兔手术台、听诊器、压力换能器、HX200 型呼吸流量换能器、RM6240 多道生理信号采集处理系统、输血输液装置、微循环观察装置。
[方法]1. 仪器安装、调试将压力换能器固定于铁支架上，其位置应与仰卧家兔心脏在同一平面，输出线连接生物信号采集系统。
在电脑的实验软件中找到循环系统，进入系统的实验信号记录状态，调节仪器参数。
2．家兔麻醉及实验前准备家兔称重后耳缘静脉缓慢推注20%乌拉坦5ml/kg 体重。
静推麻醉药品速度不要太快，同时观察家兔的结膜反射、瞳孔大小、呼吸心跳等生命体征。
待动物麻醉后，将其仰卧固定于手术台上，固定四肢，用棉绳钩住门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。
①分离颈总动、静脉及颈部神经：手术局部剪毛，颈前正中切开皮肤6-8cm，用止血钳钝性分离软组织及颈部肌肉，暴露气管、颈总动脉、颈静脉、迷走神经，用玻璃分针仔细分离右侧神经，穿细线。
②分离股动脉：剪去腹股沟内侧被毛，分离一侧股动脉，做动脉插管，以备放血用。
③分离气管：分离气管，做气管插管，插管一端连接呼吸流量换能器。
④暴露小肠襻：在腹部左侧距中线5cm 处剪毛，做长度约6cm 的纵行切口，打开腹腔。
将小肠襻置于微循环观察盒内，利用医学图象分析系统，打开微循环测量项，通过计算机采集图象，观察失血前后微循环变化。
失血性休克_实验报告
1. 建立失血性休克动物模型，观察休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化。
2. 了解抢救失血性休克时扩容血容量的意义，并探讨不同血管活性药物治疗失血性休克的疗效。
3. 观察肠系膜微循环，了解休克的机理。
二、实验材料与仪器1. 实验动物：雄性SD大鼠6只，体重200-250g。
2. 仪器：手术显微镜、手术器械、生理盐水、肝素、肾上腺素、去甲肾上腺素、生理盐水、恒温箱、微循环显微镜等。
三、实验方法1. 动物分组：将6只大鼠随机分为3组，每组2只。
对照组、实验组1、实验组2。
2. 建立失血性休克模型：（1）将大鼠置于恒温箱中预热至37℃。
（2）采用腹主动脉插管法，将大鼠的腹主动脉结扎，使血液流出，建立失血性休克模型。
（3）观察失血性休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化。
3. 治疗方案：（1）对照组：不进行任何治疗。
（2）实验组1：给予扩容治疗，静脉注射生理盐水。
（3）实验组2：在扩容治疗的基础上，给予血管活性药物治疗，静脉注射去甲肾上腺素。
4. 观察指标：（1）心率、血压、呼吸频率等生命体征。
（2）心脏、肾脏及微循环的变化。
（3）肠系膜微循环的变化。
1. 对照组：心率、血压、呼吸频率等生命体征在实验过程中逐渐下降，直至死亡。
心脏、肾脏及微循环出现明显障碍。
2. 实验组1：心率、血压、呼吸频率等生命体征在扩容治疗后有所回升，但仍然低于正常水平。
心脏、肾脏及微循环障碍得到一定程度的改善。
3. 实验组2：心率、血压、呼吸频率等生命体征在扩容治疗和血管活性药物治疗后明显回升，接近正常水平。
心脏、肾脏及微循环障碍得到显著改善。
五、讨论与分析1. 失血性休克是临床常见的危急重症，其发病机制复杂，主要表现为微循环障碍、组织灌注不足和器官功能障碍。
2. 本实验通过建立失血性休克动物模型，观察到休克过程中心脏、肾脏及微循环的变化，为临床治疗提供了理论依据。
3. 扩容治疗是抢救失血性休克的基本措施，可改善组织灌注，减轻器官功能障碍。
失血性休克及其抢救实验报告
失血性休克及其抢救实验报告失血性休克及其抢救实验报告休克是一种严重的病理状态，常见的类型包括失血性休克、感染性休克和心源性休克等。
其中，失血性休克是由于大量出血导致血容量不足，无法维持组织器官的正常灌注，从而引发一系列生理学和代谢学紊乱的疾病状态。
本文将重点探讨失血性休克的机制以及抢救实验报告。
失血性休克的机制主要涉及三个方面：血容量减少、循环动力学改变和代谢紊乱。
血容量减少是由于大量出血导致的，这会引起有效循环血量的减少，使得组织器官的灌注受到限制。
循环动力学改变包括心输出量的降低和外周血管阻力的增加，这是机体为了维持血压而采取的代偿机制。
然而，这种代偿机制在长时间内无法持续，导致组织器官的灌注进一步受损。
代谢紊乱表现为细胞内外电解质和酸碱平衡的紊乱，导致细胞功能受损。
为了研究失血性休克的抢救方法，我们进行了一系列的实验。
实验对象为实验室小鼠，分为实验组和对照组。
实验组小鼠经过大量出血后，立即进行抢救措施，包括输注红细胞悬液、血浆和血小板等。
对照组小鼠则未进行任何抢救措施，观察其病情发展。
实验结果显示，实验组小鼠在抢救措施后，血压逐渐恢复正常，心率稳定。
而对照组小鼠则出现血压持续下降、心率加快的情况。
此外，实验组小鼠的组织器官灌注明显好于对照组，肝脏、肾脏等器官的功能也得到保护。
这表明，及时进行输血和补液等抢救措施对于失血性休克的治疗非常重要。
进一步的实验还研究了不同抢救措施的效果。
我们发现，单纯输注红细胞悬液并不能有效改善失血性休克的病情，而联合输注血浆和血小板等血液制品则能够更好地恢复血容量和改善循环动力学。
此外，我们还尝试了使用血管活性药物来扩张外周血管，以减轻心脏负担。
实验结果显示，血管活性药物在一定程度上能够改善血流动力学参数，但并不能完全恢复正常。
综上所述，失血性休克是一种严重的病理状态，需要及时进行抢救。
抢救措施包括输血、补液和使用血管活性药物等，其中联合输注血浆和血小板等血液制品的效果更好。
家兔失血性休克及抢救实验报告
--------------------- 精选公文范文------------------家兔失血性休克及抢救实验报告篇一：休克实验报告家兔失血性休克及其抢救实验人员5 人第2 组班一、实验目的1. 复制家兔失血性休克模型，观察少量失血和大量失血对家兔动脉血压、心率、皮肤和粘膜颜色的影响。
探讨其发生机制。
2. 用颈外静脉输血和输液的方法抢救失血性休克，观察抢救过程中家兔动脉血压、心率、皮肤和粘膜颜色的变化。
二、实验材料和方法实验器械：兔手术台，常规手术器械，注射器，动脉夹，动脉插管，电刺激连线，血压换能器，三通管，铁架台，棉线，纱布实验仪器：电脑，RM6240 生物信号采集系统---------- 精选公文范文----------实验药品：20%氨基甲酸乙酯，肝素，生理盐水/10g三、实验对象家兔1 只由浙江中医药大学动物实验中心提供四、实验步骤1、仪器调试：首先打开电脑，选择MedLab 生物信号处理系统；从第1、2、3 通道中选择1 个通道，记录动脉血压。
其次将血压换能器连接线与相应的通道相连，检查换能器是否正常,加肝素溶液排除空泡，先清零，血压0mmH2、家兔称重、麻醉和固定取家兔一只，称重：，用20%氨基甲酸乙酯以5ml /Kg （体重）, 耳缘静脉缓慢注射麻醉, 共注射14ml, 至呼吸深而慢、反射迟钝（角膜反射、夹肢反射）为止。
把兔子以背位固定法固定。
3、麻醉起效后手术颈部手术——左颈总动脉、右颈外静脉、右颈总动脉插管------- 精选公文范文----------23（1）颈部备皮，作颈部，正中 3～5cm 切口，左右颈总动脉分离，穿线标记，备用。
（2）左颈总动脉插管术 --- 测血压 动脉插管及换能器肝素化，左颈总 动脉远心端结扎，近心端动脉夹夹闭， 动脉前壁倒 “V ”切口动脉插管插入， 结扎 固定。
放开动脉夹记录正常动脉血压。
（ 3）右颈外静脉插管术 —输血输液排掉输液管中的空气。
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家兔的失血性休克及其抢救【摘要】1.目的：复制兔失血性休克模型；观察兔在失血性休克时的表现及循环变化；探讨失血性休克的发生机制及救治方法；了解失血性休克抢救。
2.方法：第二章微机生物信号采集处理系统，第四章动物实验技术。
3.结果：少量放血时，家兔血压及呼吸下降，但是在短时间内回升；大量放血时（45ml），血压、呼吸下降较快且自我恢复能力降低；进行输血输液等治疗措施后，大致恢复正常。
4.结论：少量失血，机体的自身代偿作用可以使血压恢复正常；失血过多，机体会发生失代偿作用；经输血输液等治疗后，血压可恢复基本正常。
【关键词】休克；失血性休克；微循环【Abstract】1. Purpose: copy rabbit uncontrolled hemorrhagic shock model; Observe the rabbit uncontrolled hemorrhagic shock performance and circulation of change; Discusses the uncontrolled hemorrhagic shock the pathogenesis and treatment methods; Understand the rescue uncontrolled hemorrhagic shock. 2. Methods: the second chapter microcomputer biological signal acquisition and processing system, the fourth chapter animal experiment technology. 3. The result: a few bloodletting, blood pressure and breath of decline, but in a short time, rebounded, A large bloodletting (45 ml), blood pressure, respiratory decline faster and self recover capacity reduction; Intravenous treatment measures for a blood transfusion, roughly returned to normal. 4. Conclusion: a small amount of blood, the body's own compensatory function can make blood pressure returned to normal; Excessive blood loss, the body will happen decompensated role; The blood transfusion intravenous treatment, blood pressure may restore basic normal.【Key Word】Shock; Uncontrolled hemorrhagic shock; microcirculation1实验材料1.1对象：家兔2.7kg；1.2实验试剂：氨基甲酸乙酯，肝素，生理盐水；1.3实验仪器：铁架台，婴儿秤，RM6240生物信号采集系统，手术剪1把，止血钳，镊子，兔手术台，注射器及针头，血管插管，动脉夹，血压换能器，输液装置，照明灯，棉线若干，纱布；2实验方法2.1实验装置与连接：①将压力换能器固定于铁支架上，使换能器的位置尽量与实验动物的心脏在同一水平面上。
然后将换能器输入至RM6240生物信号采集系统一通道。
②压力换能器的另一端与三通管相连。
三通管的一个接头将与动脉插管相连。
在将动脉插管插入左颈总动脉前，先用盛有肝素的注射器与三通管另一接头相连，旋动三通管上的开关，使动脉插管与注射器相通，推动注射器，排空动脉插管中的气体，使动脉插管内充满肝素溶液，然后关闭三通管。
2.2仪器调试：在菜单中选择“血压”。
双击一通道，调节增益、采样参数，使基线归零，令图形位于屏幕中央，便于观察。
2.3麻醉固定：家兔称重后，将氨基甲酸乙酯以5ml/kg 的体重剂量13.5ml由兔耳缘静脉内缓慢注入，注意观察家兔的反应。
待麻醉后，将家兔仰卧固定于兔手术台上，先后固定四肢及兔头。
(以上步骤在做血压调节因素时已完成)2.4 手术：剪去家兔颈部的被毛，切开颈部皮肤5～7cm,钝性分离颈部肌肉，暴露颈部气管和血管，用玻璃分针分离两侧颈总动脉和右侧颈外静脉，各穿两线备用。
2.5 动脉插管：在左颈总动脉的近心端夹一动脉夹，然后结扎其远心端(保留此结扎线头)，在动脉夹与结扎之间一般应相距2cm以上。
在结扎端的下方用眼科剪作一“V”型斜口，向心脏方向插入动脉插管，用已穿好的丝线扎紧插入管尖嘴部分稍后处，并以远心端丝线将插管缚紧固定，以防插管从插入处滑出。
此三通管用于连接电脑，进行血压的记录。
2.6 静脉插管：用一丝线将右侧颈外静脉远心端提起，用眼科剪在其下方做一“V”型斜口，向心脏方向插入静脉插管，用已穿好的丝线扎紧插入管尖嘴部分稍后处，并以远心端丝线将插管缚紧固定，结扎血管同时防插管从插入处滑出，静脉插管成功后立即开始输液，并将输液速度调慢。
随后，对另一侧的颈总动脉进行插管，以进行抽血。
2.7 记录血压：一切准备完毕，移去动脉夹，启动记录按钮，开始记录血压曲线。
2.8 实验观察：2.8.1少量放血：打开右颈总动脉上的动脉夹开始放血，使血压保持在60mmHg的水平5min观察血压的波动，待其血压曲线恢复正常后继续进行下一项实验。
2.8.2大量放血：打开右颈总动脉上的动脉夹开始放血，使血压保持在40mmHg的水平10min观察血压的波动。
2.8.3失血性休克的抢救：将注射器内的血液沿右右侧颈外静脉的导管重新输回入家兔体内，输血后观察家兔血压的波动。
再输入生理盐水60滴/min，进行抢救，直至血压指标恢复正常。
3实验结果3.1实验图像：图1正常时家兔平均动脉压为90mmHg，放血10ml后血压稍下降后再回升图2打开右颈总动脉上的动脉夹开始放血，使血压保持在60mmHg的水平；再放血，使血压保持在40mmHg 的水平图3放血前，家兔的血压平均是90mmHg，当放血60ml时血压将至45mmHg.呼吸下降。
然后进行输血输液等治疗措施后，大致恢复正常。
4小组讨论4.1短时间内少量失血机体血压可以适当恢复的机制：少量放血时，开始血压下降，颈动脉窦和主动脉弓压力感受器受到的刺激减少，传入神经冲动减少，使心迷走神经中枢紧张性减弱，心交感和缩血管中枢紧张性增强，再通过相应的传出神经，结果使心迷走神经传出冲动减少，心交感神经传出冲动增加，心率加快，心输出量增加，缩血管神经纤维传出冲动增加，血管收缩，外周阻力升高，因而使动脉血压回升[1]。
这是机体自身的代偿功能，使血压和组织灌流量保持基本正常。
代偿机制：（1）交感神经系统兴奋：①使大多数器官的阻力血管收缩，在心输出量减少的情况下，来维持动脉血压接近正常值。
调节各器官血流量分布以保持脑和心脏的供血；②容量血管收缩，使回心血量不致下降太多，维持一定的心输出量;③心率明显加快。
（2）毛细血管处组织液重吸收增加：毛细血管前阻力血管收缩，毛细血管血压降低，毛细血管前阻力和毛细血管后阻力的比值增大，故组织液的回流多于生成，使血浆量有所恢复，血液被稀释。
（3）血管紧张素Ⅱ，醛固酮和血管升压素生成增加，通过缩血管作用既促进肾小管对Na+和水的重吸收，有利于血量的恢复。
4.2较长时间的大量失血机体不能恢复的机制：大量放血时，血容量急剧下降，有效的循环血量减少回心血量减少，平均动脉压下降加之压力感受器反射活动减弱，引起交感神经强烈兴奋，外周血管收缩，组织有效血压灌流量不足，毛细血管通透性增高、血浆外渗、回心血量减少、心排出量进一步减少，此时已发生休克了[2]。
家兔出现发绀现象。
大量失血使血容量不足，而超越机体的代偿功能：(1)微循环的变化①毛细血管前后阻力均降低。
②真毛细血管内血液瘀滞。
③微循环麻痹（不灌不流）。
④广泛的微血栓形成。
可出现的表现：①心排出血量减少，尽管周围血管收缩，血压依然下降，血管进一步收缩会招致细胞损害。
②组织灌注减少，促使发生无氧代谢，可形成乳酸增高和代谢性酸中毒。
4.3失血性休克的抢救原理：抢救失血性家兔的治疗原则：扩充血容量、纠正酸中毒、血管活性药物应用和保护重要脏器功能。
输液的原则是“需多少，补多少”，不能超量补液家兔失血性休克后大量输液与自身血液的输血，可以改善微循环，使血压快速恢复正常值。
输液的原因：首先大量快速补液可以充分补足钠晶体溶液，因为，在休克时微循环内血液迟缓，血液粘稠成倍增加，此时如先输血会使血液处于高凝状态，加重微循环障碍；而先输入晶体溶液，能使微循环的血液粘稠度下降，有利于增加微循环的血液。
而自身输血可快速恢复血容量，恢复血压。
5结论短时间少量失血是可恢复的，较长时间的大量失血机体将处于失代偿期难以自身恢复，但是该种休克通过输血、输液是可以恢复的。
6注意事项6.1在实验操作过程中，应尽量减少出血和组织损伤。
6.2麻醉深浅应适度，麻醉过浅，动物疼痛可引起神经源性休克。
6.3动脉插管前，应先肝素化。
抽血时的注射器也要先肝素化。
静脉插管一经插入，即刻输液防止血凝。
【参考文献】[1] 张志雄主编生理学上海科学技术出版社第四章血液循环P79[2]金惠铭等。
《病理生理学》第七版人民卫生出版社，2008年1月。