植物细胞悬浮培养(组培实验报告)
第三章 植物细胞的悬浮培养
二. 操作程序
（一）选择合适的外植体 外植体的选择对以后愈伤组织的诱导很重要，选择合适的外 植体进而诱导出疏松易碎的愈伤组织对以后建立悬浮细胞系 可以起到事半功倍效果。 1. 双子叶植物中常用的外植体有：幼胚、成熟胚、下胚轴、 子叶、叶片、根等。 2. 单子叶植物中常用的外植体有：幼胚、成熟胚、幼穗、花 药等。 无论是双子叶植物还是单子叶植物、均以幼胚诱导愈伤组织 的为最佳。因为幼胚诱导的愈伤组织质量最好，分化能力强。 在某些情况下直接用幼胚、下胚轴、子叶等作外植体进行悬 浮培养，建立悬浮细胞系也可获得成功。
二. 操作程序
（八）悬浮细胞的活力和生长速度 悬浮细胞的活力和生长速度受到悬浮培养起始密度的 影响，如果培养时间过长（5～7天或更长）、细胞积 累量多时，培养基的成分和pH值均发生较大的改变， 往往造成细胞活力下降，细胞生长减慢。一般继代培 养（更换新鲜培养基）3天时的细胞活力最强，常常用 此时的细胞为材料进行原生质体游离和培养及诱变处 理等。
实例
白木香
二. 操作程序
（十）悬浮细胞的分散度、生长速度与植株再生能力之间的关 系 一般来讲，如果一个悬浮细胞系分散程度越高，生长速度越快， 在一定时间内，细胞分裂的代数也就越多，也就越易产生突变， 其分化能力也就越容易丧失，因此，悬浮细胞在继代培养过程 中，每隔一段时间（1～2个月）就应检查一下它的分化能力。 自诱导愈伤组织到建立一个良好的悬浮细胞系大约需要4～6个 月或更长的时间，因此尽量保持其分化能力极为重要。 保持其分化能力的方法有二个：超低温保存是一个极有效的方 法，经过超低温保存的悬浮细胞，不会影响其各种性质，同对 照组相同。 固体培养基上保持悬浮细胞的分化能力。
植物组织培养实验(8)
（一）实验目的
掌握悬浮培养的基本过程，熟悉悬浮培养的基本 原理和主要应用。
（二）实验原理
植物细胞悬浮培养是指将游离的植物细胞按一定密度，悬 浮在液体培养基中进行培养的方法。在植物细胞悬浮培养 中，细胞易黏附成团，形成聚集体。植物细胞的聚集有两 种形式：一种发生在培养前期，年幼的细胞迅速分裂，新 细胞不能及时分开，便积聚在一起；另一种发生在培养后 期，特别是在对数生长后期，由于多糖及蛋白质的分泌， 细胞容易相互黏附，甚至还黏附在容器壁上。一个高质量 的细胞悬浮培养体系必须是悬浮培养物分散性良好，细胞 和细胞团均一性好，培养物生长迅速。
建立良好的植物细胞悬浮培养体系应注意以下 方面： 选择疏松易碎、生长良好的愈伤组织作为接种 体。 悬浮培养基一般要添加水解酪蛋白、椰乳、脯 氨酸等有机添加物。
1.
2.
3.
液体培养容易造成pH下降，要添加pH缓冲剂或 及时更换培养基（3-5d）。
及时继代，一般1-2周。
（三）实验材料和用具
实验材料：黄瓜愈伤组织 实验药品：
灯用酒精、70％酒精、 2％次氯酸钠、无 菌水。
培养基：
MS10：MS（不含琼脂）+2.0mg/L 2,4D+0.4mg/L IAA+0.4mg/L 6-BA+0.8mg/L KT + 0.4mg/L GA3+0.1%水解酪蛋白
实验用具：
无菌室、无菌滤纸、无菌培养皿、烧杯、 解剖刀、镊子、剪刀、酒精灯、酒精棉花、 滴管、记号笔、废液罐、火柴、光照培养 箱。
（四）实验步骤
① 进入无菌室，用70％乙醇擦洗双手和工作 台面，点燃酒精灯。 ② 选取色泽新鲜、 质地疏松、生长速度快的 愈伤组织约2g，用镊子轻轻夹碎，置盛有 20ml液体培养基的三角瓶中。每组6瓶。 ③ 恒温摇床上以120r/min，25 ℃、弱光或黑 暗条件下培养。
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
植物细胞悬浮培养
细胞平板培养（plating culture)
• 平板培养的效果一般用植板率来衡量。植 板率是能长出细胞团的单细胞在接种单细 胞总和中所占的比例。
每个平板形成的细胞团数 植板率＝
每个平板接种的细胞总数
细胞平板培养（plating culture)
• 优点：
①单细胞在培养基中分布均匀，便于在显 微镜下对细胞进行定点观察，是单细胞株 筛选和突变体筛选的常用方法。 ②由于它具有筛选效率高、筛选量大、操 作简便等优点，被广泛应用于细胞分裂、 分化、生理生化、遗传变异、次生代谢产 物合成等。 • 缺点：通气状况不好，排泄物质易积累造 成毒害或影响组织吸收。
克隆愈 伤组织
细胞悬浮
过滤
与培养基 混合
植板
培养
看护培养（nurse culture）
• Muir(1953)首创此法获得烟草单细胞体系。 • 优点：简便易行，效果好。 • 缺点：不能在显微镜下追踪细胞分裂、生长 过程。
微室培养(microchamber culture)
• 在人工制造的无菌小室中，将一滴悬浮细 胞液培养在少量培养基上，使其分裂增殖 形成细胞团的方法。由Jones等在1960年 设计的。 • 优点：可对培养细胞连续进行显微观察， 了解一个细胞的生长、分裂、分化等过程 • 缺点：培养基少，营养和水分难以保持， pH变动幅度大，培养细胞仅能短期分裂。 • 细胞起始密度：30～80个/室。
HO HO H
13 10 8 14 10 20
H HO H
17
HO H
Hale Waihona Puke 1320H17
H R
H H R
8
14
HO
H
HO
20S 原人参二醇 R=H 20S 原人参三醇 R=-OH
植物细胞悬浮培养技术
植物细胞悬浮培养技术一、基本原理利用固体琼脂培养基对植物的离体组织进行培养的方法在某些方面还存在一些缺点，比如在培养过程中，植物的愈伤组织在生长过程中的营养成分、植物组织产生的代谢物质呈现一个梯度分布，而且琼脂本身也有一些不明的物质成分可能对培养物产生影响，从而导致植物组织生长发育过程中代谢的改变而利用液体培养基则可以克服这一缺点，当植物的组织在液体培养基中生长时，我们可以通过薄层震荡培养或向培养基中通气用以改善培养基中氧气的供应。
植物细胞的悬浮培养是指将植物细胞或较小的细胞团悬浮在液体培养基中进行培养，在培养过程中能够保持良好的分散状态。
这些小的细胞聚合体通常来自植物的愈伤组织。
一般的操作过程是把未分化的愈伤组织转移到液体培养基中进行培养。
在培养过程中不断进行旋转震荡，一般可用100～12Or/min 的速度进行。
由于液体培养基的旋转和震荡，使得愈伤组织上分裂的细胞不断游离下来。
在液体培养基中的培养物是混杂的，既有游离的单个细胞，也有较大的细胞团块，还有接种物的死细胞残渣。
在液体悬浮培养过程中应注意及时进行细胞继代培养，因为当培养物生长到一定时期将进入分裂的静止期。
对于多数悬浮培养物来说，细胞在培养到第18～25d 时达到最大的密度，此时应进行第一次继代培养。
在继代培养时，应将较大的细胞团块和接种物残渣除去。
若从植物器官或组织开始建立细胞悬浮培养体系，就包括愈伤组织的诱导、继代培养、单细胞分离和悬浮培养。
目前这项技术已经广泛应用于细胞的形态、生理、遗传、凋亡等研究工作，特别是为基因工程在植物细胞水平上的操作提供了理想的材料和途径。
经过转化的植物细胞再经过诱导分化形成植株，即可获得携带有目标基因的个体。
二、器材超净工作台、高压蒸汽灭菌器、恒温培养箱、磁力搅拌器、恒温空气摇床、镊子、锥形瓶、水稻种子三、操作步骤1．配制培养基按照培养基配方取各种药品，最后用蒸馏水定容到所需体积。
所配制的培养基经高压蒸汽灭菌后备用，固体琼脂培养基分装在250mL 的锥形瓶内，每瓶约分装30mL。
胡萝卜组培实验报告
本科学生综合性实验报告
学号：姓名：
学院：生命科学学院专业、班级：班
实验课程名称：胡萝卜肉质根愈伤组织诱导、继代增殖、细胞
悬浮及体细胞胚胎发生培养实验
教师：
开课学期：至学年学期
填报时间：年月日
云南师范大学教务处编印
一．实验设计
二．实验报告
记录污染情况及原因分析
可能是在超净工作台中操作时不规范，导致了污染。
（三）胡萝卜愈伤组织继代增殖培养
（1）实验现象
图1胡萝卜愈伤组织继代增殖培养结果
（2）实验结果
表3胡萝卜愈伤组织继代增殖培养结果
总接种瓶数
2 总接种块数30
污染瓶数0 污染块数0
未污染瓶数 2 未污染块数30
未污染愈伤组织发生块数30 愈伤组织发生率100%
愈伤组织发生情况两个瓶内的胡萝卜愈伤组织长势较好
记录污染情况及原因分析两瓶愈伤组织均未被污染，长势较好，愈伤组织
疏松透明
（四）胡萝卜细胞悬浮培养
（1）实验现象
图2胡萝卜细胞悬浮培养结果
（2）实验结果
结果可由上图所示，细胞长势较好，经过过滤之后，将滤液在显微镜下观察，可看到单细胞。
（五）胡萝卜愈伤组织器官分化培养
现象：本实验还在进行当中，但是初步可以观察到的现象是：细胞在见光的情况下，进行叶绿体的组建，愈伤组织已经由乳白色渐变为淡绿色。
（如图3所示）
图3胡萝卜愈伤组织器官分化培养初步现象。
组培实验报告
一、实验简介实验名称：植物组织培养实验目的：通过植物组织培养技术，了解植物细胞生长、分化和再生的过程，掌握组培技术的操作方法，并应用于植物繁殖和遗传改良。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和外界条件，使植物组织在体外进行生长、分化和再生，最终形成完整的植株。
该技术广泛应用于植物繁殖、遗传改良、基因工程等领域。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：植物外植体（如叶片、茎段、愈伤组织等）培养基（MS培养基、改良MS培养基等）诱导培养基（1/2MS培养基、添加生长调节剂的培养基等）细菌培养基（如牛肉膏蛋白胨培养基）灭菌剂（如75%酒精、1%次氯酸钠溶液）其他：超净工作台、接种针、酒精灯、移液器、培养皿、培养箱等2. 实验仪器：电子天平高压蒸汽灭菌器移液器超净工作台培养箱显微镜四、实验步骤1. 材料预处理：选择健康、无病虫害的植物材料，用流水冲洗干净。
将外植体浸泡在1%次氯酸钠溶液中消毒5-10分钟，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体用无菌滤纸吸干水分。
2. 培养基制备：称取适量的培养基粉末，加入少量蒸馏水溶解。
将溶解后的培养基过滤除菌，加入适量的琼脂和生长调节剂。
将培养基倒入培养皿中，待凝固后备用。
3. 外植体接种：在超净工作台中，用无菌接种针将外植体接种到培养基上。
每个外植体接种3-5个，确保接种密度适宜。
4. 培养与观察：将接种后的培养皿放入培养箱中，控制适宜的温度、光照和湿度。
定期观察外植体的生长情况，记录愈伤组织形成、芽生长和根生长等过程。
5. 培养基调整与继代培养：当外植体形成愈伤组织或芽生长到一定长度时，可进行培养基调整和继代培养。
将愈伤组织或芽切割成小块，重新接种到新的培养基上。
根据生长情况，适时调整培养基成分和生长调节剂浓度。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：在适宜的培养基和条件下，外植体可形成愈伤组织。
愈伤组织是细胞增殖和分化的基础，是组织培养成功的关键。
植物组织培养实习报告
植物组织培养实习报告篇一：植物组织培养实验报告植物组织培养实验报告一、实验目的1．掌握无菌操作的植物组织培养方法；2．通过配置ms培养基母液，掌握母液的配置和保存方法；3．通过诱导豌豆根、茎、叶形成愈伤组织学习愈伤组织的建立方法；4．通过诱导豌豆茎、叶形成愈伤组织学习愈伤组织的建立方法；5．了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育,最终长成完整再生植株的过程,加深对植物细胞的全能性的理解。
二、实验原理（一）植物组织培养植物组织培养是把植物的器官，组织以至单个细胞，应用无菌操作使其在人工条件下，能够继续生长，甚至分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，又能重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织。
这一过程称为“脱分化作用”，已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称“再分化作用”。
（二）植物细胞的全能性植物细胞的全能性即是每个植物的本细胞或性细胞都具有该植物的全套遗传基因，在一定培养条件下每个细胞都可发育成一个与母体一样的植株。
（三）组织的分化与器官建成外植体诱导出愈伤组织后，经过继代培养，可以在愈伤组织内部形成一类分生组织即具有分生能力的小细胞团，然后，再分化成不同的器官原基。
有些情况下，外植体不经愈伤组织而直接诱导出芽、根。
（四）培养基的组成培养基中各成分的比例及浓度与细胞或组织的生长或分化所需要的最佳条件相近，似成功地使用该培养基进行组织培养的主要条件。
营养培养基一般由无机营养、碳源和能源、维生素、植物激素（生长调节剂）和包括有机氮、酸和复杂物质的添加剂组成。
三、实验器材高压灭菌锅、超净工作台、烘箱、培养室镊子、记号笔、橡皮筋、玻璃器皿、三角烧瓶、烧杯、量筒、剪刀、棉塞、绳子、牛皮纸、酒精灯、喷雾器等。
四、实验材料豌豆种子五、实验药品药品、70%酒精、0.1%升汞、ms培养基、蒸馏水、naoh、84消毒液、蔗糖、琼脂等。
植物细胞悬浮培养(组培实验报告)
3、 继代培养。 （由于时间关系以及条件有限， 本次实验只进行了一次悬浮培养） 在接种两个星期之后继代。继代方法是：先用孔径为 100um 的无菌尼龙滤筛 将培养物滤去。除去滤筛上的愈伤组织碎块和大的细胞团。
4、通过镜检查看实验结果。 用一定规格的无菌尼龙滤筛将培养物过滤，滤出含单细胞的液体盛于一洁净 的培养皿内。在倒置显微镜下观察单细胞。 （理论上还应对培养物中进行单细胞计数以及活力测定，但因条件有限，未 能完成。这是本次实验的一大遗憾。 ）
罐内，再分别加入新鲜培养基继续进行培养，如此这样频繁地进行再培养。半 连续培养能够重复获得大量均匀一致的培养细胞供生化研究之用。 连续培养(continuous culture)是利用特制的培养容器进行大规模细胞培 养的一种方式。连续培养的特点是：在连续培养中由于不断注入新鲜培养基， 排掉旧的培养基，保证养分的充足供应，不会出现悬浮培养物发生营养亏缺的 现象。连续培养可在培养期间内使细胞长久地保持在对数生长期中，细胞增殖 速度快。连续培养适于大规模工厂化生产。连续培养有封闭型和开放型之分。 （4）细胞悬浮培养的培养基 从理论上讲，能形成生长快、疏松愈伤组织的培养基一般来说也同样适用于建 立该物种的悬浮培养，只是琼脂当然要从中去掉。旺盛生长的悬浮培养物中， 无机磷酸盐迅速地被利用，以致使无机磷酸盐成为了一个限制生长的因素。此 外，培养基的 pH 值和启动密度也是不容忽视的。pH 值可能随细胞生物产量的 增加而改变。需要监测和调整悬浮培养物中的 pH 值。启动低密度细胞培养时， 要条件培养基。 （5）由悬浮细胞再生植株的途径：由悬浮细胞直接形成体细胞胚：先将悬 浮细胞在半固体培养基上诱导形成愈伤组织，然后再由愈伤组织分化植株。 由愈伤组织的类似薄壁组织细胞不经有性过程而直接产生类似胚的这一结 构，称为胚状体。胚状体方式：指由培养细胞诱导分化出具胚芽、胚根、胚轴 的胚状结构，进而长成完整植株。胚状体形成在植物有性生殖中，精子和卵结 合形成合子， 合子进一步发育成胚。 但在组织培养条件下胚状体的发育过程是： 细胞经脱分化后，发生持续细胞分裂增殖，并依次经过原胚期、球形胚期、心 形胚期、鱼雷形胚期和子叶期，进而成为成熟的有机体。在生长素比细胞分裂 素比值高的时候使细胞进行增殖。水解酪蛋白属于铵态氮，对胚状体诱导起重 要作用。 （6）悬浮培养中细胞生长的测定常用方法： 细胞计数、细胞密实体积(packed cell volume,PCV)、细胞鲜重、 重、细胞有丝分裂的指数。 （7）培养细胞活力的测定常用方法： 相差显微术法、四唑盐还原法(TTC 法)、荧光素二乙酸酯法(FDA 法)、伊凡蓝 染色法。 细胞干
植物细胞悬浮培养
组培实验报告结果(3篇)
第1篇一、实验简介实验名称：植物组织培养实验实验目的：通过植物组织培养技术，探究植物细胞分裂、分化和再生能力，掌握植物组织培养的基本操作流程，并观察培养过程中植物组织的生长变化。
实验材料：水稻、玉米、小麦等植物叶片、茎段、愈伤组织等。
实验方法：采用植物组织培养技术，对植物叶片、茎段、愈伤组织进行体外培养，观察其在不同培养基、激素浓度、光照条件下的生长和分化情况。
二、实验结果与分析1. 培养基对植物组织生长的影响实验结果表明，不同培养基对植物组织的生长和分化具有显著影响。
其中，MS培养基（Murashige and Skoog培养基）对植物组织的生长和分化效果较好，愈伤组织诱导率和再生植株数量较高。
（1）MS培养基在MS培养基中，水稻叶片愈伤组织诱导率为80%，玉米叶片愈伤组织诱导率为75%，小麦叶片愈伤组织诱导率为70%。
再生植株数量分别为：水稻40株，玉米30株，小麦20株。
（2）改良MS培养基在改良MS培养基中，水稻叶片愈伤组织诱导率为70%，玉米叶片愈伤组织诱导率为65%，小麦叶片愈伤组织诱导率为60%。
再生植株数量分别为：水稻25株，玉米20株，小麦15株。
2. 激素对植物组织生长的影响实验结果表明，激素对植物组织的生长和分化具有显著影响。
其中，生长素（IAA）和细胞分裂素（KT）对植物组织的生长和分化效果较好。
（1）生长素和细胞分裂素浓度对愈伤组织诱导率的影响当生长素和细胞分裂素的浓度分别为0.5mg/L和0.1mg/L时，水稻叶片愈伤组织诱导率达到最高，为80%。
玉米叶片愈伤组织诱导率达到最高，为75%。
小麦叶片愈伤组织诱导率达到最高，为70%。
（2）生长素和细胞分裂素浓度对再生植株数量的影响当生长素和细胞分裂素的浓度分别为0.5mg/L和0.1mg/L时，水稻再生植株数量为40株，玉米再生植株数量为30株，小麦再生植株数量为20株。
3. 光照条件对植物组织生长的影响实验结果表明，光照条件对植物组织的生长和分化具有显著影响。
胡萝卜肉质根细胞的悬浮培养和不定芽的诱导(实验报告)
根愈伤组织转接到胡萝卜细胞悬浮培养基中，于 25 ℃、全黑暗、摇床上震荡培养 以分离得到单细胞[5]。 （3）胡萝卜肉质根愈伤组织再分化培养 将实验 3-1 建立的生长状态良好、色泽新鲜、结构紧密的胡萝卜肉质根愈伤组 织转接到胡萝卜不定芽分化培养基上，置于温度 25 ℃ 、光照时间 14 h/d、光照强 度 1000～2000Lx 条件下诱导胡萝卜愈伤组织再分化成苗（或丛芽）[6]。 （4）培养结果 文字描述配合图片记录培养结果 Ⅳ、镜检 用无菌尼龙滤网将培养物滤去。除去滤网上的愈伤组织碎块和大的细胞团。留 下胡萝卜细胞液，用滴管吸取一滴在培养皿上，用台盼蓝染色，然后置于倒置显微 镜下观察。也可以做成临时装片进行观察。
3)、材料：
胡萝卜肉质根愈伤组织
4．实验方法步骤及注意事项 实验步骤：
Ⅰ、胡萝卜愈伤组织的增殖培养 （1） 、准备工作 ①接种室的清洁和消毒；②超净工作台的开机和消毒；③解剖刀、镊子、已灭 菌培养皿和滤纸、待用培养基等的准备；④实验材料的准备（选择无污染、愈伤组 织生长状态良好、色泽新鲜的材料摆放于净工作台上） 。 （2） 、愈伤组织增殖培养 将实验 1 建立的生长状态良好、色泽新鲜未褐化的胡萝卜肉质根愈伤组织转接 到愈伤组织增殖培养基上，放置在 25 ℃全黑暗条件下进行愈伤组织的增值培养[4]， 以获得足够数量、质地良好的愈伤组织，作为胡萝卜细胞悬浮培养的实验材料。 （3） 、培养结果 文字描述配合图片记录培养结果 Ⅱ、胡萝卜细胞悬浮培养培养基和不定芽分化培养基的配制 （1） 、胡萝卜细胞悬浮培养培养基和不定芽分化培养基的配方及体积 ①胡萝卜不定芽分化培养基 配方： MS＋0.1mg/L NAA ＋ 1mg/L 6-BA ＋ 0.7 ％琼脂＋3％蔗糖，pH5.8 配制体积：每小组配制 0.5L，用 50ml 三角瓶分装成 20 瓶，每人 2 瓶。 ②胡萝卜细胞悬浮培养培养基 配方： MS＋1mg/L 2,4-D ＋ 0.5mg/L 6-BA＋200mg/L 水解酪蛋白＋3％蔗糖，pH5.8 配制体积：每小组配制 0.5L，用 100ml 三角瓶分装成 20 瓶，每人 2 瓶。 （2） 、胡萝卜愈伤组织增殖培养基的配制 ①药品及用具的准备；②培养基配制；③调节培养基的酸碱性至 pH5.8；④培 养基的分装；⑤培养基的灭菌。 Ⅲ、胡萝卜细胞悬浮培养和不定芽分化 （1） 、准备工作 ①接种室的清洁和消毒；②超净工作台的开机和消毒；③解剖刀、镊子、已灭 菌培养皿和滤纸、待用培养基等的准备；④实验材料的准备（选择无污染、愈伤组 织生长状态良好、色泽新鲜的材料摆放于净工作台上） （2） 、胡萝卜细胞的悬浮培养 将实验 3-1 建立的生长状态良好、色泽新鲜、结构松散、无污染的胡萝卜肉质
铁皮石斛细胞悬浮培养实验报告
铁皮石斛细胞悬浮培养实验报告铁皮石斛为兰科多年生附生草本植物，属国家2级保护的贵重濒危药材。
现代药理研究证实，铁皮石斛具有增强机体免疫力、抗肿瘤等作用。
目前，铁皮石斛的市场供需严重不平衡，虽已有离体再生的报道，但其存在育苗周期长、增殖系数低等问题，扩大铁皮石斛药源，以保护铁皮石斛资源、弥补市场供需缺口具有重要意义。
本研究以取自云南的野生铁皮石斛为试验材料，对铁皮石斛高效快繁体系及细胞培养进行了研究，主要研究结果如下：1、建立了一种铁皮石斛腋芽快繁体系。
结果表明：外植体的种类、NAA与6-BA的剂量及配比对丛生芽诱导率具有显著影响。
以含第一茎节的茎段丛生芽的诱导率最高，达66.7%，2～3茎节略次之，诱导率为53.3%，均为较好的外植体材料。
对于激素的筛选发现，NAA 与6-BA的浓度比与丛芽的诱导率及增殖系数呈正相关，其中优化的丛生芽诱导培养基为1/2MS+0.5mg/L NAA+4mg/L6-BA，丛生芽诱导率高达73.3%，增殖系数达19.87。
2、建立了一种基于拟原球茎的铁皮石斛快繁体系(直接体胚再生)。
以丛生芽为外植体，对拟原球茎的诱导、分化、丛生芽生根壮苗的影响因素进行研究，其最适宜培养基分别为：拟原球茎诱导：MS+1mg/LTDZ+0.5mg/LNAA+0.5mg/L2，4-D拟原球茎分化：MS+1mg/LNAA+10mg/L6-BA生根壮苗：1/2MS++1mg/L6-BA+2mg/LNAA+6mg/L IBA+200g/L土豆汁按此体系进行培养，增殖系数最高达52.3。
炼苗移栽：选取5cm以上的石斛苗，移栽至底层水苔1~2cm+蛭石松树皮混合物（体积比为1：2至1：4）+顶层水苔3～5cm，移栽成活率高达98.3%。
3、建立了铁皮石斛愈伤组织诱导及细胞驯化的技术体系。
以拟原球茎为外植体，最佳诱导培养基为：MS+0.5mg/L2，4-D+0.25mg/L 或0.5mg/L KT，仅需7-10d可得长势良好的愈伤组织。
细胞培养小实验实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握细胞培养的基本操作流程，包括原代培养和传代培养。
2. 了解细胞培养过程中的无菌操作规范。
3. 观察细胞在体外培养过程中的生长、增殖和形态变化。
二、实验原理细胞培养是从生物体中取出某种组织或细胞，模拟体内生理条件，在人工培养条件下使其生存、生长、繁殖或传代的过程。
细胞培养技术的最大优点是使我们得以直接观察活细胞，并在有控制的环境条件下进行实验，避免了体内实验时的许多复杂因素，还可以与体内实验互为补充。
三、实验用品1. 仪器及器材：显微镜、载玻片、盖玻片、移液枪、培养皿、无菌操作台、无菌操作箱、细胞培养箱、CO2培养箱、细胞计数器等。
2. 试剂：细胞培养液、胰蛋白酶、胎牛血清、抗生素、无菌水等。
四、实验步骤1. 原代细胞培养（1）取动物组织，剪碎后用胰蛋白酶消化，制成细胞悬液。
（2）将细胞悬液加入培养皿，置于CO2培养箱中培养。
（3）观察细胞生长情况，每隔24小时更换一次培养液。
2. 传代培养（1）当细胞达到一定密度时，用胰蛋白酶消化细胞，制成细胞悬液。
（2）将细胞悬液按1：2的比例传代到新的培养皿中。
（3）观察细胞生长情况，每隔24小时更换一次培养液。
3. 细胞计数（1）取适量细胞悬液，加入细胞计数器。
（2）计数细胞数量，计算细胞密度。
4. 细胞形态观察（1）取细胞培养皿，用盖玻片覆盖。
（2）置于显微镜下观察细胞形态、生长情况。
五、实验结果1. 细胞生长情况：原代细胞在培养皿中生长良好，细胞密度逐渐增加。
传代培养后，细胞生长速度略有下降，但总体状况良好。
2. 细胞形态：细胞呈多边形，细胞核清晰可见，细胞间连接紧密。
3. 细胞计数：细胞密度为1×10^6个/mL。
六、实验结论1. 成功进行了原代细胞培养和传代培养。
2. 细胞在体外培养过程中生长良好，细胞形态正常。
3. 细胞培养技术为生物学研究提供了有力工具。
七、实验总结本次实验成功掌握了细胞培养的基本操作流程，了解了无菌操作规范，并观察了细胞在体外培养过程中的生长、增殖和形态变化。
植物组织培养(实验报告—)
名词解释1.细胞的全能性：指植物体的任何一个有完整细胞核的活细胞都具有该植物的全套遗传基因和产生完整植株的潜在能力。
2.分化：指细胞、组织、器官或整株植物从分生组织或幼小状态发育为成熟状态的过程，并在生理、形态上发生的变化。
其最大的特征是失去分裂能力。
3.脱分化：植物离休的器官、组织、细胞在人工培养基上，经过多次细胞分裂而失去原来的分化状态，形成无结构的愈伤组织或细胞团的过程，使其回复到胚性细胞的状态。
其特征是已失去分裂能力的细胞重新获得了分裂能力。
4.再分化：指由脱分化的细胞再度分化成另一种或几种类型的细胞、组织、器官，甚至最终再生成完整的植株的过程。
5.试管苗：指在无菌离体条件下，对植物组织、细胞、器官进行组培所获得的的再生植株。
6.根芽激素理论：根和芽的分化由生长素和细胞分裂素的比率所决定，这一比率高时促进生根，比率低时促进茎芽的分化，比率适中时，组织则倾向于以一种无结构的方式生长。
通过改变培养基中这两类生长调节物质的相对浓度可以控制器官的分化。
7.污染：批在组培过程中，由于真菌、幼苗等微生物的侵染，在培养容器内滋生大量的菌斑，使试管苗不能生长和发育的现象。
8.褐变：指在组培过程中，培养材料向培养基中释放褐色物质，致使培养基逐渐变成褐色，培养材料也随之慢慢变褐而死亡的现象。
9.玻璃化现象：指试管苗因生理失调而引起的嫩茎、叶片出现半透明状和水渍状的现象。
10.无菌操作：亦称接种。
指将经过表面灭菌后的植物材料在无菌环境中切碎或分离出器官、组织或细胞转移到无菌培养基上的过程。
由于整个过程均在无菌条件下进行，所以将这个过程称为无菌操作。
11.植物组织培养：指在无菌条件下，将离体的植物器官(如叶、花、未成熟的果实、种子)、组织(如形成层、花药组织、胚乳)、胚胎(如成熟和未成熟的胚)、细胞或原生质体，培养在人工配制的培养基上，给予适宜的培养条件，使其长成完整的植株或生产具有经济价值的其他产品。
这是广义的植物组织培养概念，而狭义的植物组织培养是指以植物各部分离体组织或愈伤组织为外植体的离体无菌培养。
实验九 植物细胞的悬浮培养
一 实验目的
1 掌握植物悬浮细胞系建立的方法、原理。 2 学会对悬浮细胞培养物进行细胞计数及 绘制细胞生长曲线。
二 实验原理
植物细胞悬浮培养：将游离的植物细胞或小的 细胞团置于液体培养基中进行培养和生长的一 种技术。 将疏松型的愈伤组织悬浮在液体培养基中并在 振荡条件下培养一段时间形成分散的悬浮培养 物，并经多次继代培养。 悬浮培养技术可应用于科研实验材料的提供、 次生代谢物的工业生产、育种、快速繁殖、原 生质体培养、体细胞杂交、基因台、高压灭菌锅、 摇床、恒温培养室等。 2 材料：松软的胡萝卜愈伤组织。 3 试剂：MS培养基
四 实验方法
1 切取外植体上新长出的愈伤组织→ 轻轻夹碎→MS培养液 2 置于摇床→震荡培养→观察 (25-28℃，100r/m)
植物细胞悬浮培养过程图像
悬浮成球实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解悬浮成球实验的基本原理和方法。
2. 掌握悬浮成球实验的操作步骤和注意事项。
3. 通过实验，验证细胞在无血清条件下形成球状体的能力，并探讨其与细胞干性的关系。
二、实验原理悬浮成球实验是一种常用的细胞培养方法，通过模拟细胞在体内的三维生长环境，观察细胞在无血清条件下形成球状体的能力，从而判断细胞的干性。
实验原理如下：1. 细胞在无血清条件下，失去贴壁生长的依赖，大部分细胞走向凋亡，而具有干性的细胞在特定的培养条件下可以形成球状体。
2. 肿瘤干细胞在无血清但富含一定细胞因子的培养条件下，可以形成如葡萄串样的克隆肿瘤球，而普通肿瘤细胞在这个过程中无法良好增殖。
三、实验材料1. 细胞：实验细胞选用人胚胎干细胞（HEK293）。
2. 培养基：无血清悬浮培养基（SFM）。
3. 仪器：96孔板、移液器、培养箱、显微镜等。
四、实验步骤1. 收集对数生长期细胞，用PBS清洗2次，除去旧培养基。
2. 用无血清悬浮培养基重悬细胞，以500/孔、1000/孔、2500/孔接种于96孔板中。
3. 将96孔板置于培养箱中，培养7天，观察细胞生长情况。
4. 在显微镜下观察细胞球形成情况，统计细胞球个数。
5. 计算细胞球形成效率（Sphere Formation Efficiency，SFE）。
五、实验结果与分析1. 实验结果：在无血清悬浮培养基中，随着细胞密度的增加，细胞球形成效率逐渐降低。
低密度（500/孔）条件下，细胞球形成效率较高；高密度（2500/孔）条件下，细胞球形成效率较低。
2. 分析：实验结果表明，细胞在无血清条件下具有形成球状体的能力，且细胞球形成效率与细胞密度呈负相关。
这可能是因为高密度条件下，细胞之间的竞争加剧，导致细胞球形成效率降低。
六、实验讨论1. 悬浮成球实验是一种简单、有效的细胞培养方法，可以用于研究细胞的干性和分化能力。
2. 细胞球形成效率与细胞密度呈负相关，可能与细胞之间的竞争有关。
实验六植物细胞悬浮培养与同步化
细胞工程实验指导目录实验室安全守则 (3)实验操作须知 (5)实验一培养基母液的制备 (8)实验二培养基的配制与灭菌 (12)实验三培养材料灭菌和接种 (16)实验四愈伤组织的诱导与增殖 (19)实验五愈伤组织的分化 (21)实验六植物细胞悬浮培养与同步化 (22)实验七细胞微室培养 (23)实验八原生质体培养 (24)实验九烟草原生质体融合 (26)实验十烟草叶片组织培养 (28)实验十一月季组织培养 (29)实验十二菊花组织培养与快速繁殖 (30)实验十三马铃薯茎尖脱毒 (32)实验十四马铃薯试管微薯的诱导 (33)实验十五小麦幼胚培养 (34)实验十六小麦成熟胚培养 (36)实验十七小麦花药培养 (38)实验十八生物反应器中芹菜体胚发生的大规模培养 (39)实验十九植物细胞的生长计量技术 (41)实验二十烟草遗传转化实验 (45)实验二十一细胞原代培养 (46)实验二十二细胞传代培养 (48)实验二十三细胞的冻存和复苏 (49)实验二十四细胞的分裂指数 (51)实验二十五细胞周期的测定 (52)实验室安全守则一般规定1、上课第一天请先熟悉环境，察看紧急冲洗站、洗眼站、灭火器、急救箱及安全梯等的位置，牢记“安全”是进行任何实验最重要的准则。
2、在实验室內请穿着实验服，避免穿凉鞋、拖鞋。
留有长发者，戴帽套将头发捲入套內，或以橡皮筋束于后，以防止引火危险或污染实验。
3、在实验室内禁止吸烟、饮食、化妆、嚼口香糖、嬉戏奔跑，食物饮料勿存放于实验室的冰箱中，实验桌上勿堆放书包、书籍、衣服及杂物等。
4、所有实验仪器、耗材、药品等均属实验室所有，不得带出实验室。
每组分配的仪器、耗材请确定清点与保管，课程结束后如数清点缴回。
公用仪器请善加爱惜使用，实验前后，请把工作区域清理擦拭，并随时保持环境卫生。
5、实验前详阅实验内容，了解实验细节的原理及操作规程，注意上课所告知的注意事项。
实验进行中有任何状况或疑问，随时发问，切勿私自变更实验程序。
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一．实验设计方案 实验序号 实验时间 实验二 实验名称 胡萝卜的细胞悬浮培养及体细胞胚诱导 实验室 生物院组培实验室
2012 年 5 月-6 月
（一）实验目的 1、熟练掌握愈伤组织继代培养的基本操作技术。 2、进一步熟悉、规范无菌操作技术。 3、设计和配制胡萝卜细胞悬浮培养的培养基。 4、掌握胚状体诱导发生的一般技术。 （二）实验原理及实验流程或装置示意图 1、实验原理 (1) 细胞悬浮培养是指将游离的植物细胞按一定的细胞密度，悬浮在液体 培养基中进行培养的方法。其主要优点是：能大量提供比较均匀一致的细胞， 也就是同步分离的细胞；细胞增殖的速度比愈伤组织快；适宜大规模培养，成 为细胞工程中独特的产业。 （2）要进行细胞悬浮培养和体细胞胚的诱导实验就得获得单细胞，单细胞 的获得的方法有由完整的植物器官分离和由培养组织中分离单细胞。其中，前 者又包括机械法和酶解法两种。 机械法广泛用于分离叶肉细胞的方法是先把叶 片轻轻研碎，然后再通过过滤和离心把细胞净化。和酶解法相比，用机械法分 离细胞两个明显的优点：①细胞不受酶的伤害；②不会发生质壁分离。这点对 生理和生化研究来说是很理想的。 本实验采用液体培养基进行震荡培养获得单细胞， 实验材料为胡萝卜愈伤 组织。其中，振荡至少有两种作用：可对细胞团施加一种缓和的压力，使它们 破碎成小细胞团和单细胞； 振荡可以使细胞和小细胞团在培养基中保持均匀的 分布。 培养基的运动还会促进培养基和容器内空气之间的气体交换。 但因注意， 摇床（旋转式摇床、慢速转床和自旋式培养架）和适当的三角瓶就可以进行振 荡培养。转速过高或冲程过大会造成细胞的破裂。 （3）细胞悬浮培养有三种类型：分批培养、半连续培养以及连续培养。 分批培养(batch culture)是指把细胞分散在一定容积的培养基中进行培养， 当培养物增殖到一定量时，转接继代，建立起单细胞培养物。 半连续培养是利用培养罐进行细胞大量培养的一种方式。在半连续培养 中，当培养罐内细胞数目增殖到一定量后，倒出一半细胞悬浮液于另一个培养
罐内，再分别加入新鲜培养基继续进行培养，如此这样频繁地进行再培养。半 连续培养能够重复获得大量均匀一致的培养细胞供生化研究之用。 连续培养(continuous culture)是利用特制的培养容器进行大规模细胞培 养的一种方式。连续培养的特点是：在连续培养中由于不断注入新鲜培养基， 排掉旧的培养基，保证养分的充足供应，不会出现悬浮培养物发生营养亏缺的 现象。连续培养可在培养期间内使细胞长久地保持在对数生长期中，细胞增殖 速度快。连续培养适于大规模工厂化生产。连续培养有封闭型和开放型之分。 （4）细胞悬浮培养的培养基 从理论上讲，能形成生长快、疏松愈伤组织的培养基一般来说也同样适用于建 立该物种的悬浮培养，只是琼脂当然要从中去掉。旺盛生长的悬浮培养物中， 无机磷酸盐迅速地被利用，以致使无机磷酸盐成为了一个限制生长的因素。此 外，培养基的 pH 值和启动密度也是不容忽视的。pH 值可能随细胞生物产量的 增加而改变。需要监测和调整悬浮培养物中的 pH 值。启动低密度细胞培养时， 要条件培养基。 （5）由悬浮细胞再生植株的途径：由悬浮细胞直接形成体细胞胚：先将悬 浮细胞在半固体培养基上诱导形成愈伤组织，然后再由愈伤组织分化植株。 由愈伤组织的类似薄壁组织细胞不经有性过程而直接产生类似胚的这一结 构，称为胚状体。胚状体方式：指由培养细胞诱导分化出具胚芽、胚根、胚轴 的胚状结构，进而长成完整植株。胚状体形成在植物有性生殖中，精子和卵结 合形成合子， 合子进一步发育成胚。 但在组织培养条件下胚状体的发育过程是： 细胞经脱分化后，发生持续细胞分裂增殖，并依次经过原胚期、球形胚期、心 形胚期、鱼雷形胚期和子叶期，进而成为成熟的有机体。在生长素比细胞分裂 素比值高的时候使细胞进行增殖。水解酪蛋白属于铵态氮，对胚状体诱导起重 要作用。 （6）悬浮培养中细胞生长的测定常用方法： 细胞计数、细胞密实体积(packed cell volume,PCV)、细胞鲜重、 重、细胞有丝分裂的指数。 （7）培养细胞活力的测定常用方法： 相差显微术法、四唑盐还原法(TTC 法)、荧光素二乙酸酯法(FDA 法)、伊凡蓝 染色法。 细胞干
（六） 、参考文献 [1]. 李浚明，朱登云.植物组织培养（第 3 版）.中国农业大学出版社.2005,2. [2].王连清主编.植物组织培养.北京：中国农业出版社，2002. [3].潘瑞炽主编. 植物组织培养 （第三版） .广州： 广东高等教育出版社， 2003. [4].曹孜义， 刘国民主编. 实用植物组织培养技术教程.兰州： 甘肃科学技术出 版 社，2001. [5].郭勇， 崔堂兵， 谢秀帧编著. 植物细胞培养与应用.北京： 科学出版社， 2004.
教师评语及评分：
签名：
年月日来自2、实验流程 悬浮培养基及诱导培养基的配制
器械消毒灭菌
愈伤组织接种
振荡培养
悬浮培养物的镜检
获取合格的单细胞细胞进行体细胞胚的诱导
实验结果观察记录
（三）实验设备及材料 1、主要实验用具和仪器 冰箱、普通天平、分析天平、各种型号的试剂瓶、移液管、量筒、烧杯、 容量瓶、搪瓷杯。PH 试纸、药勺、称量纸、灭菌锅、摇床、倒置显微镜、过 滤筛、培养皿等。 2、药瓶和试剂 硝酸铵、硝酸钾、氯化钙、硫酸镁、磷酸二氢钾、碘化钾、硫酸锰、硫 酸锌、钼酸钠、硫酸铜、氯化钴、乙二胺四乙酸二钠、硫酸亚铁、甘氨酸、 盐酸硫胺素、盐酸吡哆素、烟酸、肌醇、2、4-D、NAA（a-萘乙酸） 、6-BA（6苄基腺嘌呤） 、弄盐酸、氢氧化钠、95%酒精、蒸馏水、水解酪蛋白、氯化汞 等。 3、实验材料：健康疏松的胡萝卜愈伤组织。
5、体细胞胚的诱导。 （由于时间关系，该步未来得及完成。 ） 将镜检合格的细胞过滤培养液转移到胚状体诱导培养基当中，培养瓶封口后 置于黑暗条件下培养。一段时间后，在倒置显微镜下进行镜检，观看愈伤组织 的诱导情况。
（五） 、注意事项 1、培养所有的培养基应尽可能新鲜，以免造成污染。 2、本实验依然需要注意无菌操作技术。关于这一点由于前面已经讲的太多， 这里就不再重述。 3、震荡可以防治细胞缺氧死亡，防治大的细胞团的形成。但应注意，转速过 高或冲程过大会造成细胞的破裂。 4、继代前，培养容器静置短时间，大细胞团沉降，再吸上层悬浮液。依此， 多次，可建立良好的细胞悬浮培养物。 5、选材时应尽量选择较为疏松的组织。 6、后期对体细胞胚诱导时，应注意各生长调节物质的使用。 7、对悬浮培养细胞继代时，进液口的孔径要小，只能通过单细胞或小细胞团 （2～4 细胞） ，使用吸管或注射器。
（二） 、对实验现象、实验结果的分析及其结论 1、本实验结果经镜检看到的单细胞较少，视野中多为细胞团块，此外，还 有明显的细胞碎片。 这可能是实验所用愈伤组织材料不够疏松所致。 此外， 摇床速度也可能对实验结果造成一定影响。 2、由于条件有限，实验室仅有一台倒置显微镜，在利用倒置显微镜观察单 细胞时，调适过程中，大部分同学都不够细心，不耐烦，以致许多同学尚 未观察到满意的结果就草草结束实验。 3、利用愈伤组织材料做细胞的悬浮培养的过程中，愈伤组织材料的选择十 分重要， 本实验用前一次实验获得的愈伤组织做材料， 由于愈伤组织材料 是自己做的，故具有较高的可靠度和可信性。 4、有的同学培养物发现被污染，这可能是因培养基放置时间太长，或接种 过程不严谨所致。 5、据了解，本次实验结果均不太理想。这可能是由于继代培养次数太少引 起的，以后做实验有必要增加继代培养的次数，以便得到较多的单细胞。
(四)、实验方法步骤 1、培养基的配制（具体步骤不再赘述） （1） 、继代培养基配方如下： MS 基本培养基＋0.1mg/L 6-BA＋2mg/L NAA + 200mg/L 水解酪蛋白+ 3％蔗糖 （2） 、诱导培养基配方如下： MS 基本培养基＋200mg/L 水解酪蛋白＋3％蔗糖
2、细胞悬浮培养 （1）相关工具的消毒灭菌。 （2）在无菌条件下，用镊子夹取胡萝卜根的愈伤组织，置于盛有虑纸的无菌 培养皿当中，将愈伤组织切成适当大小，同样也可以将愈伤组织捏碎，用解 剖刀挑取愈伤组织接种于细胞悬浮培养基中。 接种的愈伤组织量可略多一点。 （3）接种后将三角瓶置于摇床上，转速一定，在 25-27 摄氏度下培养。
二．实验报告 （一） 、实验现象及观察结果 1、细胞悬浮培养 （1）从摇床上取出培养瓶，可见瓶内液体呈浅黄色，不太澄清，略显浑浊， 有的同学的瓶内偏红色，初步推测，有染菌的嫌疑。 用过滤筛对震荡培养物过滤后，经倒置显微镜观察，可以看到，过滤后的 细胞悬浮培养液中有单细胞以及多个细胞组成的细胞团块，细胞呈球状或 者是有一定的立方体型，细胞较透明，其余的有一些细胞的碎屑分布在悬 浮培养液当中。 （2）理论上，还应对单细胞进行计数及对细胞活力进行测定，但因时间关 系，未能完成。 2、体细胞胚胎发生 由于时间关系，该过程未能进行实验。
（三） 、实验总结 本次实验没有出现什么问题，基本成功。实验过程中，本小组各成员都 积极参与，合作有序，操作严谨，共同完成了培养基的配制任务，这也是我 们本次实验取得成功的基础之一。 。悬浮培养的结果基本正常。但在镜检过 程中由于条件有限，实验室仅有一台倒置显微镜，在利用倒置显微镜观察单 细胞时，调适过程中，大部分同学都不够细心，不耐烦，以致许多同学没有 观察单细胞。我在镜检时，一开始也无法快速找到最好的视野，以致无法观 察到清晰的细胞。在老师的指导下，才观察到了一些细胞团和小细胞。 本次实验的一大遗憾就是未能将细胞活力测定得到的单细胞进行体细 胞胚的诱导。尽管如此，本次实验还是让我们学到了很多技能性的知识，而 且，通过对实验结果的认真反思和分析、总结，我们学到了许多拓展性的知 识。 总之，本次实验的学习，让我们深刻体会到了合作学习的重要性，以及严 谨的科学态度的重要性。在今后的学习中我们会更加珍惜这样的学习机会，并 尽力做到最好的。
3、 继代培养。 （由于时间关系以及条件有限， 本次实验只进行了一次悬浮培养） 在接种两个星期之后继代。继代方法是：先用孔径为 100um 的无菌尼龙滤筛 将培养物滤去。除去滤筛上的愈伤组织碎块和大的细胞团。
4、通过镜检查看实验结果。 用一定规格的无菌尼龙滤筛将培养物过滤，滤出含单细胞的液体盛于一洁净 的培养皿内。在倒置显微镜下观察单细胞。 （理论上还应对培养物中进行单细胞计数以及活力测定，但因条件有限，未 能完成。这是本次实验的一大遗憾。 ）