小鼠的基本技能操作

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小鼠的基本技能操作

山西医科大学晋祠学院教案No挂牌法是将标有编号的金属制号码牌固定在实验动物的耳部皮肤上，大动物可挂在颈上或笼箱上。

3. 烙印法烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号，然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。

烙印前，最好对烙印部位预先用75％乙醇消毒，以免造成皮肤局部感染。

五、小鼠的捉拿、给药方法及处死1、捉拿：可采取双手法和单手法两种形式。

双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。

此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1)，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。

单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。

2、给药方法（1）、灌胃(po)：小白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的灌胃针由口角处插入口腔，用灌胃针将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将灌胃针沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm。

插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出灌胃针重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。

常用灌胃量为0.1～0.2 ml/10g。

注意事项1、捉拿固定某一动物之前，要对该动物的习性有一定的了解。

2、捉拿固定动物时须小心谨慎，大胆果断，但切不可粗暴3、捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物，要避免因动作粗暴而造成动物的损伤。

例如家兔这样的动物，不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。

4、抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻，防止拉断鼠尾。

不可提起动物玩耍!提起动物后，应迅速放在粗糙台面上。

5、捉拿动物过程中应防止被动物咬伤，若不慎被动物咬伤、抓伤。

应及时用碘酒、乙醇消毒，随后到有关医疗机构诊治成年动物插管深度一般是：小鼠3cm，大鼠5cm，家兔15cm，犬20 cm。

常用动物实验报告

一、实验目的本实验旨在通过实际操作，掌握常用动物实验的基本步骤和技术，包括动物抓取、固定、编号、给药、取血、麻醉、绝育和解剖等。

通过这些操作，深入了解实验动物在科学研究中的应用，提高实验操作技能，为后续的科研工作打下坚实的基础。

二、实验材料与器材动物：小鼠器材：1. 鼠笼2. 天平3. 注射器4. 灌胃针5. 止血钳6. 手术剪7. 平皿8. 托盘9. 烧杯若干10. 固定器11. 耳钉钳12. 麻醉剂13. 绝育工具三、实验方法1. 抓取与固定（1）抓取：右手抓住小鼠尾巴，左手从小鼠身体后部向前抓，抓住小鼠颈部。

固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。

左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。

（2）固定：使用固定器进行固定。

将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。

2. 编号编号方式有两种：剪脚趾编号和打耳钉编号。

（1）剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。

（2）打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。

实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。

3. 给药常用的给药方式有：（1）口服给药：即灌胃。

将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针需提前消毒），将小鼠固定后，将灌胃针插入小鼠口腔，缓慢注入药物溶液。

（2）腹腔注射给药：将注射器装入药物溶液，消毒后，将小鼠固定，在腹股沟处找到腹腔注射点，用注射针头插入腹腔，缓慢注入药物溶液。

4. 取血常用的取血方法有：（1）眼眶取血：将小鼠固定，用手指轻轻按压小鼠眼眶，使血液流出，用吸管吸取血液。

药理学实验

针对药理学有关知识内容与实验课的要求，拟开设以下几个方面的实验：实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练（4学时）实验目的与要求：通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。

要点：一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——；皮下注射——；腹腔注射——；肌肉注射——；尾静脉注射——；⑵家兔灌胃——；耳缘静脉给药——；三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从内眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动，并略加捻转，血即自然顺便玻璃管流出。

⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠，拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧，使眼球突出，用无钩弯镊将眼球摘除，将鼠倒置，血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻拉小鼠尾部，使小鼠固定于粗糙面上。

用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息（见图1—1）。

另一种捉持方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴，后用手掌及小指和无名指夹住其尾部，再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤（见图1—2）。

前者易学，后者便与快速捉拿给药。

图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠，头部朝上，使其头颈充分拉直。

右手拿起装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面紧沿上腭进入食道（见图1—3）如插入正确，灌胃针头容易进入，如遇阻力，可能插入气管，应退出再插。

灌胃液最多不超过0.1ml 。

图1—3 小鼠的灌胃法图1—4 小鼠的皮下注射法 3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上，左手抓住小鼠，以拇指扣食指捏起背部皮肤，右手持注射器刺入背部皮下注射药液。

小白鼠灌胃的实训报告

一、实验目的1. 掌握小白鼠灌胃的基本操作方法。

2. 了解不同给药途径对药物作用的影响。

3. 培养实验室操作技能，提高实验操作的准确性。

二、实验原理灌胃法是一种将药物或试剂注入动物胃内的给药方法，适用于小白鼠等小动物。

通过灌胃，可以使药物或试剂直接进入胃内，起到治疗或实验观察的作用。

三、实验材料1. 实验动物：小白鼠2. 器械：注射器、灌胃管、剪刀、酒精棉球、镊子、固定板等3. 药物：生理盐水、实验药物（如硫酸镁、硫酸铜等）4. 其他：实验记录表、实验报告四、实验方法1. 动物捉拿及固定方法（1）小白鼠：右手抓住其尾部放在鼠笼盖铁纱网上，用左手拇指及食指沿其背部向前抓起颈背部皮肤，并以左手的小指、无名指固定其尾部，便可将小鼠固定在手上。

（2）大白鼠：用右手提起尾部，放在粗糙面上，左手的拇指和食指捉其头部，其余三指夹住背腹部即可固定。

2. 动物的给药方法（1）灌胃法：以左手固定小鼠后，使其腹部朝上，颈部伸直。

右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面沿上腭进入食道。

小鼠灌胃容量一般为1～10g。

（2）腹腔注射：以左手固定小鼠，方法同灌胃，右手持注射器，取30度角将针头从下腹部向头端刺入腹腔。

进针部位不宜过高，刺入不宜太深，以免伤及内脏。

小鼠腹腔注射量一般为1～10g。

3. 实验步骤（1）将小白鼠置于固定板上，用酒精棉球消毒其口腔。

（2）用注射器吸取适量生理盐水或实验药物，连接灌胃管。

（3）将灌胃管插入小白鼠口腔，沿舌面进入食道。

（4）缓慢注入药物，观察小鼠的反应。

（5）灌胃完毕后，用镊子取出灌胃管，再次消毒口腔。

五、实验结果与分析1. 实验结果（1）小白鼠灌胃生理盐水后，无明显反应。

（2）小白鼠灌胃实验药物后，出现不同程度的惊厥、抽搐等现象。

2. 实验分析（1）灌胃法是一种常用的给药方法，适用于小白鼠等小动物。

（2）不同给药途径对药物作用的影响不同，灌胃法可以使药物直接进入胃内，起到较好的治疗效果。

医学大小鼠实验报告

一、实验目的本实验旨在通过操作医学大小鼠，掌握动物实验的基本操作技能，包括抓取与固定、性别鉴定、给药、采血等，并观察动物在不同实验条件下的生理反应。

二、实验动物与材料1. 实验动物：昆明小鼠4只，大鼠4只。

2. 实验材料：灌胃器2个，注射器4个，酒精，棉球，生理盐水，小鼠固定器1个，大鼠固定器1个。

三、实验步骤1. 抓取与固定- 抓取：左手抓取小鼠的尾根部，用右手拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。

- 固定：将抓取好的小鼠放在粗糙平面上，让其在平面上爬行，然后拉住尾跟部，使小鼠腹部朝上，颈部拉直。

用同样的方法固定大鼠。

2. 性别鉴定- 观察小鼠肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。

雄性：距离长，毛发密；雌性：距离短，毛发稀疏。

- 用相同的方法鉴别大鼠的性别。

3. 给药- 灌胃法：左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。

右手持接灌胃针的注射器吸取药液，将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。

当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。

用同样的方法对大鼠进行灌胃。

- 注射给药：皮下注射，用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。

右手持注射器吸取药液，将针头刺入皮下，注入药液。

用同样的方法对大鼠进行皮下注射。

4. 采血- 颈动脉采血：左手抓取和固定小鼠，使颈部暴露。

右手持采血针，在颈动脉处刺入，收集血液。

用同样的方法对大鼠进行颈动脉采血。

四、实验结果1. 成功完成小鼠和大鼠的抓取、固定、性别鉴定、给药和采血等操作。

2. 观察到动物在不同实验条件下的生理反应，如呼吸、心率、血压等。

五、实验讨论1. 在实验过程中，应注意操作规范，避免对动物造成伤害。

2. 给药和采血等操作要准确、迅速，以免影响实验结果。

3. 实验过程中要密切观察动物的反应，确保实验安全。

大鼠、小鼠腹腔注射的操作方法

大鼠、小鼠腹腔注射的操作方法作者：陈毅飞高华卢珺陈玲琳戴支凯来源：《科技视界》2020年第06期摘要腹腔注射给药是大、小鼠最常用的给药方法之一。

尽管腹腔注射的操作难度不大，但我们在教学、学生技能竞赛等过程中发现了不少问题，如验证性实验得不到预期的结果、注射部位出血明显、药物注射到皮下等。

为使初学者尽快掌握该操作技能，结合个人长期的科研和教学的经验，将大、小鼠腹腔注射给药操作方法总结为：抓取提尾巴，固定头背尾，头低尾高位，选择下腹部，最佳部位腹中线，缓慢30-60度角进针，回抽针栓未见血后推注药物。

关键词大鼠;小鼠;腹腔注射;方法中图分类号： R735.7;R-332 ; ; ; ; ; ;文献标识码： ADOI：10.19694/ki.issn2095-2457 . 2020 . 06 . 72大鼠、小鼠是教学和科研中最常应用的实验动物，常用的给药方式有灌胃、腹腔注射和尾静脉注射等。

正确、规范的给药操作是顺利进行动物实验研究的必备技能，也是动物伦理学的基本要求[1]。

不论哪种方式给药，均需做到：（1）给药剂量尽可能准确，（2）操作尽可能方便、流畅，（3）最大限度地减少对动物的刺激和损伤[2]。

灌胃给药操作不慎，可能损伤动物，甚至导致动物死亡，为此我们已对大鼠、小鼠的灌胃给药操作[3]进行了探讨。

尽管腹腔注射操作导致动物死亡的概率很低，网络上的操作视频和描述并不少见，但我们在教学、学生操作技能竞赛等过程中发现了不少问题，如验证性实验得不到预期的结果、注射部位出血明显、药物注射到皮下等。

为了让初学者更好地掌握大小鼠腹腔注射的操作技能，本文对腹腔的给药方法进行了讨论，以期对初学者有所帮助。

为规范化大鼠、小鼠的腹腔注射给药操作方法，必须弄清每一步操作的目的是什么、有哪些可行的操作方法、为什么这样操作以及哪种操作最优化。

本文以此思路进行了探讨。

1 大鼠、小鼠腹腔注射操作的目的腹腔注射的目的是要将一定量的药物注入动物的腹腔，利用腹膜及大小网膜血管丰富、吸收面积大、吸收能力强等特点，使得药物快速入血。

鼠实验基本技术实验报告

一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。

2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。

3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。

4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。

5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。

二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。

2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。

- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。

3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。

雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。

- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。

4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。

- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。

5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。

6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。

7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。

- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。

8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。

- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。

小鼠实验技能培训

小鼠实验技能培训
小鼠实验技能培训通常包括以下内容：
1. 实验安全：在进行小鼠实验之前，接受实验安全培训是非常重要的。

这包括了解如何正确使用实验设备和器械，如何处理实验废弃物，以及如何避免实验室事故。

2. 小鼠的基本知识：了解小鼠的生物学特征、行为习性和饲养要求对于成功进行实验至关重要。

你需要学习如何识别不同的小鼠品系，如何正确饲养和照顾小鼠，以及如何进行小鼠的标记和识别。

3. 实验技术：小鼠实验涉及各种技术，如注射、采血、解剖等。

你将接受培训，学习如何正确执行这些操作，以确保实验的准确性和可靠性。

此外，还将学习如何进行实验数据的记录和分析。

4. 伦理考虑：在进行小鼠实验时，必须遵守相关的伦理规范。

培训将涵盖动物福利、伦理审查和实验设计的原则，以确保实验过程符合伦理要求。

5. 实践操作：培训过程中会提供实践操作的机会，让你亲自动手进行小鼠实验。

这将帮助你熟悉实验步骤，提高操作技能，并增强自信心。

通过参加小鼠实验技能培训，你将获得进行小鼠实验所需的知识和技能。

这将为你在生物医学研究、药物研发等领域的工作奠定坚实的基础。

小鼠实验的基本技术和方法ppt课件

重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法： • 5、断头采血法：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、棉球、生理盐水、75%酒精等。

小鼠处死方法

小鼠处死方法
小鼠是一种常见的实验动物，它们在科学研究中起着重要的作用。

然而，当实
验完成后，需要对小鼠进行处死。

正确的处死方法不仅可以避免小鼠痛苦，还可以确保实验室的卫生和安全。

下面将介绍几种常见的小鼠处死方法。

1. 麻醉后处死。

将小鼠置于合适的麻醉箱中，待其完全麻醉后，可以选择以下几种方式进行处死：
颈椎脱位，将小鼠的颈部固定，用手指迅速向下施加力量，使颈椎脱位，达到
立即死亡的目的。

CO2 气体处死，将麻醉后的小鼠置于含有高浓度 CO2 气体的密闭容器中，通
过缺氧使其迅速死亡。

2. 麻醉前处死。

有时候，由于实验需要，需要在小鼠麻醉前进行处死。

这时可以选择以下方法：颈椎脱位，同样是通过迅速向下施加力量，使小鼠颈椎脱位，达到立即死亡的
目的。

高压气体处死，将小鼠置于高压气体中，通过缺氧使其迅速死亡。

在进行处死操作时，需要注意以下几点：
确保处死过程不会给小鼠带来痛苦，尽量减少它们的恐惧和焦虑。

操作人员需要具备相关的技能和经验，确保处死过程的安全和有效性。

处死后需要及时处理小鼠的尸体，避免对环境和其他动物造成影响。

总之，正确的小鼠处死方法对于实验室动物的福利和实验室的卫生安全至关重要。

在进行处死操作时，需要严格按照规定的程序和标准操作，确保小鼠能够在最短的时间内、最少的痛苦下达到死亡的目的。

同时，也需要尊重动物的生命，尽量减少对它们的伤害和痛苦。

希望通过这篇文档的介绍，可以让更多的人了解正确的小鼠处死方法，从而保障实验室动物的福利和实验室的安全。

小鼠大体解剖实验报告(3篇)

第1篇一、实验目的1. 学习和掌握小鼠的解剖学结构，了解其内部器官的分布和功能。

2. 培养实验操作技能，包括动物抓取、麻醉、解剖等。

3. 增强对生物学基本知识的理解和应用能力。

二、实验材料与仪器1. 实验动物：健康昆明小鼠2只2. 实验仪器：解剖台、手术刀、剪刀、镊子、解剖剪、解剖针、生理盐水、纱布、注射器、酒精、棉球、解剖显微镜等。

三、实验步骤1. 动物准备- 将小鼠置于解剖台上，用纱布包裹四肢，使其固定。

- 用酒精棉球对小鼠进行消毒。

- 在小鼠的头部进行标记，以便后续操作。

2. 麻醉- 称量小鼠体重，根据体重计算所需戊巴比妥钠的剂量。

- 将戊巴比妥钠溶液注射至小鼠腹腔，剂量为0.5ml/100g体重。

- 观察小鼠的反应，待其进入麻醉状态。

3. 解剖- 在小鼠腹部正中线处切开皮肤，暴露腹壁肌肉。

- 用解剖剪沿腹壁肌肉剪开，暴露腹腔。

- 观察腹腔内的器官，包括肝脏、胃、肠、脾、肾脏、卵巢/睾丸等。

4. 器官分离- 用解剖剪将肝脏、胃、肠、脾、肾脏、卵巢/睾丸等器官与腹腔相连的组织分离。

- 将器官放在解剖显微镜下观察，记录其形态和结构。

5. 系统观察- 观察心脏，记录其形态、大小和结构。

- 观察肺脏，记录其形态、大小和结构。

- 观察大脑，记录其形态、大小和结构。

- 观察眼睛，记录其形态、大小和结构。

- 观察骨骼系统，记录其形态、大小和结构。

6. 器官保存- 将器官用生理盐水清洗，并用纱布包裹。

- 将器官放入福尔马林溶液中保存。

四、实验结果1. 腹腔器官- 肝脏：呈暗红色，质软，表面光滑。

- 胃：呈暗红色，质软，分为胃底、胃体和胃窦。

- 肠：呈暗红色，质软，分为小肠和大肠。

- 脾：呈暗红色，质软，呈椭圆形。

- 肾脏：呈红褐色，质软，呈豆形。

- 卵巢/睾丸：呈淡红色，质软，呈椭圆形。

2. 系统器官- 心脏：呈粉红色，质软，分为心房和心室。

- 肺脏：呈粉红色，质软，呈海绵状。

- 大脑：呈粉红色，质软，分为大脑半球、小脑和脑干。

小鼠颈部采血实验报告

一、实验目的1. 掌握小鼠颈部采血的操作技术。

2. 了解颈部采血在动物实验中的应用及其注意事项。

3. 通过实验，提高实验操作技能和动物福利意识。

二、实验材料1. 实验动物：清洁级昆明小鼠（体重20-25g）。

2. 实验器材：解剖剪、镊子、眼科剪、注射器、注射针、酒精棉球、消毒液、生理盐水、抗凝管等。

3. 实验试剂：肝素抗凝剂。

三、实验方法1. 实验动物适应环境：将小鼠置于安静、温度适宜的实验环境中，适应1-2天。

2. 实验动物麻醉：采用空气栓塞法进行小鼠麻醉。

将小鼠置于解剖盘中，用酒精棉球擦拭颈部皮肤，然后用眼科剪剪去颈部被毛。

左手固定小鼠颈部皮肤，右手持注射针，从颈部后侧向头部方向刺入，注入空气，使小鼠进入麻醉状态。

3. 颈部血管定位：麻醉成功后，观察小鼠颈部血管搏动情况，确定采血部位。

一般选择左侧第3-4肋间的心脏搏动最强处。

4. 颈部采血：左手拇指和食指固定小鼠颈部皮肤，右手持注射针，从心脏搏动最强处穿刺。

当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。

采血量根据实验需求确定，一般为0.5-0.6mL。

5. 采血结束：采血结束后，立即用酒精棉球擦拭穿刺部位，防止感染。

观察小鼠恢复情况，必要时给予保暖措施。

6. 实验动物处死：实验结束后，采用空气栓塞法处死小鼠，以避免动物痛苦。

四、实验结果1. 实验成功：小鼠颈部采血操作顺利，采血量符合实验需求。

2. 实验动物恢复情况：采血后，小鼠在短时间内恢复意识，呼吸平稳。

五、实验讨论1. 颈部采血是一种常用的动物采血方法，适用于实验动物心、肺、肾等器官功能的研究。

2. 颈部采血操作需注意以下几点：（1）实验动物麻醉要充分，防止动物挣扎，影响采血操作。

（2）穿刺部位要准确，避免误伤其他器官。

（3）采血过程中要控制好采血速度，防止血压下降过快。

（4）采血结束后，要及时处理实验动物，避免动物痛苦。

3. 本实验采用肝素抗凝剂，可有效防止血液凝固。

但在实验过程中，应注意肝素抗凝剂的剂量，避免抗凝效果过强。

大鼠、小鼠腹腔注射的操作方法

2020年第6期/总第300期大鼠、小鼠是教学和科研中最常应用的实验动物,常用的给药方式有灌胃、腹腔注射和尾静脉注射等。

正确、规范的给药操作是顺利进行动物实验研究的必备技能,也是动物伦理学的基本要求[1]。

不论哪种方式给药,均需做到:(1)给药剂量尽可能准确,(2)操作尽可能方便、流畅,(3)最大限度地减少对动物的刺激和损伤[2]。

灌胃给药操作不慎,可能损伤动物,甚至导致动物死亡,为此我们已对大鼠、小鼠的灌胃给药操作[3]进行了探讨。

尽管腹腔注射操作导致动物死亡的概率很低,网络上的操作视频和描述并不少见,但我们在教学、学生操作技能竞赛等过程中发现了不少问题,如验证性实验得不到预期的结果、注射部位出血明显、药物注射到皮下等。

为了让初学者更好地掌握大小鼠腹腔注射的操作技能,本文对腹腔的给药方法进行了讨论,以期对初学者有所帮助。

为规范化大鼠、小鼠的腹腔注射给药操作方法,必须弄清每一步操作的目的是什么、有哪些可行的操作方法、为什么这样操作以及哪种操作最优化。

本文以此思路进行了探讨。

1大鼠、小鼠腹腔注射操作的目的腹腔注射的目的是要将一定量的药物注入动物的腹腔,利用腹膜及大小网膜血管丰富、吸收面积大、吸收能力强等特点,使得药物快速入血。

腹腔注射适合于多种刺激性小的水溶性药物的用药,是啮齿类动物常用给药途径之一。

然而,腹腔注射是一种损伤性的给药操作方式。

如何将药物准确注入腹腔、尽可能地减轻对动物的损伤和减少出血?是我们操作过程中必须思考的问题。

2大鼠、小鼠腹腔注射操作步骤的分解大鼠和小鼠的腹腔注射操作方法基本相同,主要区别点在于:(1)由于摘要腹腔注射给药是大、小鼠最常用的给药方法之一。

尽管腹腔注射的操作难度不大,但我们在教学、学生技能竞赛等过程中发现了不少问题,如验证性实验得不到预期的结果、注射部位出血明显、药物注射到皮下等。

为使初学者尽快掌握该操作技能,结合个人长期的科研和教学的经验,将大、小鼠腹腔注射给药操作方法总结为:抓取提尾巴,固定头背尾,头低尾高位,选择下腹部,最佳部位腹中线,缓慢30-60度角进针,回抽针栓未见血后推注药物。

实验灌喂小鼠实验报告

一、实验目的1. 掌握灌喂小鼠的基本操作技能。

2. 了解灌喂实验对小鼠生理指标的影响。

3. 培养实验操作规范性和严谨性。

二、实验原理灌喂实验是研究药物或营养物质对动物生理功能影响的一种常用实验方法。

通过灌喂特定物质，观察小鼠的生理指标变化，从而评估该物质的生物学效应。

三、实验材料1. 实验动物：小鼠10只，体重（20±2）g。

2. 实验药品：药物或营养物质（以X表示）。

3. 实验仪器：灌胃器、天平、温度计、计时器等。

4. 实验试剂：生理盐水。

四、实验方法1. 实验动物分组：将10只小鼠随机分为两组，每组5只，分别命名为实验组与对照组。

2. 实验组灌喂：将X药物或营养物质溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。

实验组小鼠灌喂X溶液，剂量为1ml/只。

3. 对照组灌喂：对照组小鼠灌喂等体积的生理盐水。

4. 实验观察：观察实验组与对照组小鼠的生理指标变化，包括体重、体温、活动度等。

5. 数据记录：记录实验过程中小鼠的生理指标变化，包括灌喂前、灌喂后1小时、2小时、4小时、6小时的体重、体温、活动度等。

五、实验结果1. 体重变化：实验组小鼠灌喂X药物或营养物质后，体重逐渐下降，与对照组相比，体重下降明显。

2. 体温变化：实验组小鼠灌喂X药物或营养物质后，体温逐渐升高，与对照组相比，体温升高明显。

3. 活动度变化：实验组小鼠灌喂X药物或营养物质后，活动度逐渐降低，与对照组相比，活动度降低明显。

六、实验分析1. 体重变化：实验组小鼠灌喂X药物或营养物质后，体重下降可能是由于药物或营养物质对小鼠代谢的影响，导致能量消耗增加。

2. 体温变化：实验组小鼠灌喂X药物或营养物质后，体温升高可能是由于药物或营养物质对小鼠体温调节中枢的影响，导致体温升高。

3. 活动度变化：实验组小鼠灌喂X药物或营养物质后，活动度降低可能是由于药物或营养物质对小鼠神经系统的影响，导致运动能力下降。

七、实验结论通过本次实验，我们掌握了灌喂小鼠的基本操作技能，了解了灌喂实验对小鼠生理指标的影响。

小鼠静脉注射注意事项

小鼠静脉注射注意事项小鼠静脉注射是在实验动物研究中常用的一种技术。

以下是关于小鼠静脉注射的注意事项：1. 前期准备：在进行小鼠静脉注射之前，必须对实验室环境和设备进行彻底清洁，以避免感染的风险。

此外，需要准备好注射所需要的材料，如注射器、针头、注射液等。

2. 选择合适的小鼠：选择体重适当、年龄健康的小鼠进行静脉注射。

通常，小鼠的体重在20-30克之间比较适宜。

3. 安全操作：在进行小鼠静脉注射之前，必须确保自己具备相关的实验操作技能，并且佩戴好个人防护装备，如手套和口罩。

4. 麻醉小鼠：静脉注射过程中，为了减少小鼠的不适和疼痛感，通常需要采用适当的麻醉方法。

常见的麻醉方法包括肌肉注射麻醉剂和吸入麻醉剂。

5. 寻找静脉：在进行小鼠静脉注射之前，必须能够准确地找到小鼠的静脉。

通常，可以通过选择适当的穿刺部位，如尾静脉、颈静脉或眼眶静脉等来实现。

6. 注射途径：小鼠静脉注射可以选择尾静脉、颈静脉或眼眶静脉等途径。

尾静脉是最常用的注射途径，因为其易于操作且较容易找到。

7. 注射器和针头的选择：在进行小鼠静脉注射时，需要选择与小鼠体重相适应的注射器和针头。

如果使用过大的注射器和针头，可能会造成血管损伤或者血栓形成。

8. 操作技巧：在进行小鼠静脉注射时，需要采用准确而稳定的手法。

在穿刺静脉之前，可以提前准备好一只用于固定小鼠的手套，以确保操作的顺利进行。

9. 注射液的选择：在进行小鼠静脉注射时，需要选择合适的注射液。

根据实验需求，可以选择生理盐水、药物溶液等。

10. 注射速度和量：小鼠静脉注射的速度和量需要仔细掌握。

注射速度过快可能会导致注射液外溢或静脉破裂，而注射量过大可能会造成小鼠的过度负担。

11. 防止感染：在进行小鼠静脉注射之后，需要及时处理好注射器和针头等使用过的材料，并将其进行消毒。

此外，还需要对小鼠注射部位进行消毒，以防止感染的发生。

12. 观察和记录：在进行小鼠静脉注射之后，需要密切观察小鼠的行为和健康状况。

小鼠颈椎脱臼法处死的方法-概述说明以及解释

小鼠颈椎脱臼法处死的方法-概述说明以及解释1.引言1.1 概述小鼠颈椎脱臼法是一种常用于实验动物处死的方法，通过对小鼠进行颈椎脱臼，使其迅速失去生命体征。

这种方法通常被用于研究某些疾病模型的建立以及药物的评价等实验。

小鼠颈椎脱臼法相对简单易行且成本较低，因此在科研领域得到了广泛的应用。

在小鼠颈椎脱臼法中，实验者首先需要将小鼠固定在手术台上，并进行必要的麻醉操作以减少其痛苦。

接下来，实验者使用显微镜或其它细微的手术工具来准确地定位小鼠的颈椎位置。

然后，实验者将施加适当的力气或工具来实现颈椎的脱臼。

颈椎脱臼后，小鼠的呼吸和心跳将迅速停止，从而达到处死的效果。

小鼠颈椎脱臼法在实验动物处死中具有一定的优势和适用性。

首先，该方法操作简单并且操作时间短暂，对于实验者来说具有一定的易操作性。

其次，小鼠颈椎脱臼法相对于其它处死方法而言，成本较低，不需要昂贵的设备和药品等资源投入。

此外，该方法在研究特定疾病模型时，能够提供清晰、规范的处死结果，有助于实验数据的准确性和可比性。

然而，小鼠颈椎脱臼法在处死过程中也存在一些潜在的问题。

首先，由于手术操作的复杂性和小鼠个体的差异，操作者需要具备一定的技术和经验，以确保手术的准确性和成功率。

其次，这种方法对小鼠造成的痛苦程度和压力较大，需要实验者在操作过程中尽可能减少小鼠的痛苦。

综上所述，小鼠颈椎脱臼法是一种常用的实验动物处死方法，具有操作简单、成本低等优势。

然而，在使用该方法时需要注意减少小鼠的痛苦，并且实验者需要具备一定的技术和经验。

未来的研究还需要进一步探索和改进小鼠颈椎脱臼法，以提高操作的成功率和减少对小鼠的不适。

文章结构是指文章按照一定的逻辑和顺序进行组织和呈现的方式。

本文的结构如下：1. 引言1.1 概述在这一部分，我们将介绍小鼠颈椎脱臼法处死的方法并讨论其意义和重要性。

1.2 文章结构本文将按照以下顺序展开内容：首先介绍小鼠颈椎脱臼法，然后详细讨论该方法的处死过程。

动物中心动物实验规定 (试行)

校内﹡
2.5
3.0
6
学校南京附院
2.5
3.0
6
校外
4
5
8
﹡ 校内（以校内转账方式为准）学校补贴小鼠0.5元∕笼∕ 天，大鼠2.0元∕笼∕天
STEP 2 进鼠手续
1、填写“动物饲养（进动物）申请表” 2、转基因、净化小鼠转移的基本流程 3、净化前小鼠进入一楼Holding室的基本流程
1、填写“动物饲养（进动物）申请表”
繁殖到第10代时安排了冷冻 • +：前的代数表示某品系在原保种单位的代数，+后的代数表示该品
系在NJMU繁育的代数。例如C57BL/6(F73+26) • ？：如果某品系在其原保种单位的代数未知，可用？表示，后面可
+该品系在NJMU的保种代数。例如C57BL/6(？+F10)
代数
• NE：是指回交的子代小鼠与回交的上一代小鼠交配。 – 例如：N5代的小鼠，之后用N5的鼠和N4的鼠互相配，则后代为NE5； – 若是此时用N5鼠互相兄妹配，则后代为N5F1。
目录
• 1、动物设施介绍 • 2、动物饲养流程 • 3、小鼠基本知识 • 4、笼牌使用 • 5、实验人员管理
动物设施介绍
PART ONE
设施分类
设施平面
• 1、江宁一楼 • 2、江宁三楼
动物饲养流程
PART TWO
STEP 1 饲养手续
1、伦理申请 :8080/ethical/control/ main
实验人员进出管理规定
如需进入动物设施，需在中心入口处按取指纹，确认进入权限（江宁一楼；江宁三楼B区；
江宁三楼C、D区），凭相关证件（上岗证、准入证、学生证）换取储物柜钥匙；