百合的组织培养技术综述
百合组织培养和快速繁殖技术
实验方案1.材料的选取及消毒1.1材料的选取在花鸟市场购得新鲜百合，取百合的鳞片为外植体。
1.2材料的消毒将百合鳞茎分成鳞片，取外层鳞片经洗衣粉水浸泡3Omin，用自来水冲干净，在超净台上用7O%酒精浸4 min，0.5%新洁尔灭8 min，0.5%升汞10min，每次都用无菌水淋洗3～4次，剥去外皮，再用70%酒精浸2 min，0.5%新洁尔灭5 min，0.5%升汞8min后用无菌水淋洗4～8次后即可．将外层鳞片切成上、中、下3段约0.5cm×0.5cm方块，选取下段接种。
2.培养方法2.1培养基的选择培养基是以MS为基本培养基，附加不同激素构成的。
根据各种激素浓度范围及比例的不同，以下设计三套方案：继代培养基：（6-BA/NAA=4/1）生根培养基：2.2培养基的配制2.2.1MS培养基母液的配制MS培养基含有近30种营养成分，为了避免每次配制培养基都要对这几十种成分进行称量，可将培养基中的各种成分，按原量的20倍或200倍分别称量，配成浓缩液，这种浓缩液叫做培养基母液。
这样每次使用时，取其总量的1/20（50 mL）或1/200（5 mL），加水稀释，制成培养液。
根据MS培养基中元素分类，分为以下四种母液：大量元素(母液Ⅰ) NH4NO3、KNO3 、CaCl2·2H2O 、MgSO4·7H2O 、KH2PO4微量元素(母液Ⅱ) KI 、H3BO3、MnSO4·4H2O、ZnSO4·7H2O、Na2MoO4·2H2O、CuSO4·5H2O、CoCl2·6H2O、铁盐(母液Ⅲ) FeSO4·7H2O、Na2-EDTA·2H2O有机成分(母液Ⅳ)肌醇、烟酸、盐酸吡哆醇、盐酸硫胺素、甘氨酸以上各种营养成分的用量，除了母液Ⅰ为20倍浓缩液外，其余的均为200倍浓缩液。
上述几种母液都要单独配成1 L的贮备液。
百合组织培养实验报告
百合组织培养实验报告百合组织培养实验报告一、实验原理植物细胞全能性理论是植物组织培养的核心理论。
立体细胞具有生命的特征属性，在全能性的基础上，提供合适的营养和环境条件，立体细胞经历脱分化（dedifferentiation）和再分化（redifferentiation）过程，可形成再生植物。
二、实验用品实验材料：百合种球实验仪器：高压消毒锅、超净工作台、镊子、剪刀、手术刀柄、手术刀片、酒精灯、定时器、人工气候箱、分析天平、酸度计、电炉、蒸馏水机、培养皿、烧杯、量筒、移液管、吸球、药匙、玻璃棒、锥形瓶、称量纸、滤纸、枪、枪头、试剂瓶、打火机、塑料膜、绳子实验试剂：琼脂、蔗糖、75%，95%乙醇、α-萘乙酸（NAA）、6-苄氨基嘌呤（6-BA）、0.1%升汞、盐酸、大量元素（磷酸二氢钾、硝酸钾、硝酸铵、七水硫酸镁、二水合氯化钙）、微量元素（四水合硫酸猛、七水合硫酸锌、五水合硫酸铜、二水合钼酸钠、碘化钾、六水合氯化钴、硼酸）、铁盐（乙二胺四乙酸二钠、七水合硫酸亚铁）、有机物（甘氨酸、盐酸吡哆辛、盐酸硫胺素、烟酸、肌醇）三、实验操作步骤1、用分析天平去8.8g琼脂，30g蔗糖，放入烧杯中，加蒸馏水至900ml，把烧杯放在电炉上煮琼脂，并用玻璃棒搅拌，时间为50-60分钟。
2、将煮好的琼脂加蒸馏水至900ml，按顺序用移液管加50ml大量元素，5ml微量元素，10ml铁盐，10ml有机物，再用枪加1ml6-BA，0.5mlNAA，并用玻璃棒搅拌。
调ph至5.6-6.0之间。
3、将配好的培养基倒入锥形瓶中（50-60ml），用绳子将塑料膜绑好。
准备蒸馏水，并将培养皿、手术刀柄、镊子用报纸包好，同培养基一起放入高压灭菌锅灭菌，温度为121℃，时间为23min。
4、灭完菌后将培养基放至室内，冷却。
准备好洗净的百合种球，75%的酒精，0.1%升汞（注：升汞有剧毒，注意操作），定时器，手术刀片，烧杯等，准备进行无菌操作。
百合的组织培养综述
百合的组织培养xxx摘要：百合的离体培养是目前为止百合迅速繁殖的最有效方法，下文对百合的外植体选择和处理、离体培养的器官发生途径、和组织培养中容易出现的问题进行综述。
并对百合组织培养的未来发展做出展望。
关键词：百合；外植体；组织培养；器官发生百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
百合的传统繁殖方式主要有珠芽繁殖、小子球繁殖、鳞片繁殖3种方式。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
1、百合组织培养的特点和优势培养条件可人为控制，进行周年生产。
植物组织培养中采用的植物材料是经过精挑细选的，他们生长的培养基及小气候环境都是人为控制的对其生长最有利的，摆脱了大自然中四季、昼夜气温频繁变化甚至是灾害性气候等外界不利因素的影响。
并且条件均一，便于稳定地进行周年生产。
生长周期短,繁殖率高,成本较低。
人为控制的条件可以满足其快速生长的需要，所以生长快，培养周期比其它繁殖方式短很多。
虽然组织培养先期投资较大，需要一定的设备及能源消耗，但是在百合开始批量生产之后，相对于有性繁殖来说成本低廉的多。
管理方便，便于工厂化生产和自动化控制植物。
组织培养可以在工厂高密度培育，并可以通过机械进行培育，与传统的盆栽相比，省去了中间一系列繁杂劳动。
培养材料来源广泛。
由于植物细胞具有全能性，在生产实践中, 单个细胞、小块组织等经离体培养均可再生形成完整植株。
由于取材少，培养效果好，对于新品种的推广和良种延续还有灭毒等都有重大的实践意义。
另外，百合组织培养具有很高的应用价值。
百合可以进行远缘杂交，但由于生理代谢等方面的原因，常使杂种胚早期败育，而不能得到相应的杂种植物。
而通过组织培养，可使其顺利生长，得到远缘杂交品种并讲品种延续下去，从而选育出园艺新品种。
此外还可采用愈伤组织诱变、花粉培养等多种方法来进行花卉育种。
百合的组织培养
百合的组织培养【摘要】将百合鳞片的不同部位接种于加油不同激素和不同浓度BA和NAA 的6种培养基上，一周后接种的百合鳞片开始变绿，2周后，鳞片的受伤部位出现绿色的愈伤组织,，再经2—3周培养，产生愈伤组织的部位逐渐形成小鳞茎，并开始有叶片长出。
其中2号培养基MS+6-BA1mg/L+NAA0.1mg/L的分化率最高。
实验结果表明，鳞片的不同部位分化能力也有差异，其中下部分化效果最好；激素6-BA和NAA浓度的配比，与鳞片分化小鳞茎的速度、数量和质量有着重要的关系。
【关键词】百合；鳞茎；组织培养1.百合的简介百合是百合科百合属（LiliumL.）各个种、杂交种、园艺品种的总称。
它是著名的球根花卉，其地下部分为众多肥厚鳞片组成的鳞茎。
百合花花姿优美，花大色艳，历来深受世界各国人民的喜爱，为世界名贵切花之一，广泛用于盆栽、花坛、花境及专类园。
从考古文物中发现百合花用作观赏已有三千六百五十多年的历史。
此外，多种百合的鳞茎、茎、花、种子均可入药，百合的鳞茎及花营养丰富，可制作多种美味佳肴。
芳香的百合可提取芳香油制成香料。
全世界百合属植物约一百种，起源于我国的就有四十七种和十八个变种，占世界百合属植物的一半以上。
1.1实验目的和意义传统的花卉繁殖是靠播种、扦插、分株、压条、嫁接这些措施来实现的，然而在花卉业迅猛发展的今天，传统的育种技术已经无法满足生产需要，因而人们对花卉的繁殖技术提出了更高的要求。
在世界各国植物生理工作者的努力下，利用组织培养进行花卉繁殖的技术日趋成熟。
目前已有很多花卉可以利用组织培养为花卉提供种苗。
今天，我们所享用的花卉产品之所以能够如此之高的品质，与花卉组织培养的应用不无关联。
百合植物资源丰富，栽培历史悠久，花色多样，它不仅适用于庭院栽培，布置花境，也可盆栽观赏，并早已成为花卉研究领域的佼佼者。
百合虽然观赏性很高，但大多抗性很弱，尤其抗寒性。
一般在东北地区种植商品百合时，每年秋季必须起球，窖藏或者冷库存放，这大大增加了百合的生产成本，限制了东北地区花卉业的发展。
百合的组织培养技术
百合的组织培养技术1植物名称百合(lilium brownii var. viridulum)2材料类别鳞茎、珠芽、叶片、花器官等3外植体消毒将洗净的外植体材料放于无菌瓶中，先用70%-75%的酒精消毒10-60s，用无菌水冲洗1次；再用饱和的漂白粉上清液消毒5min，用无菌水冲洗1次；再用0.125%的HgCI2消毒5-10min，用无菌水冲洗1次；再用饱和漂白粉的上清液消毒10-20min，用无菌水冲洗6-7次即可获得无菌的外植体材料。
4外植体培养条件（1）诱导培养基：MS+6-BA 1.0mg/L+NAA 0.1mg/L；（2）增殖培养基：MS+6-BA0.5mg/L+NAA 0.5mg/L；（3）生根培养基：1/2MS+NAA 0.1mg/L；以上所有培养基的pH均为5.8-6.0，培养温度为（24±2）℃，光照为800-1200lx，每天光照12h左右。
５外植体的生长与分化5.1诱导培养：鳞茎切块接种于诱导培养基上，大约20天后便可在切口处产生白色小鳞茎凸起，这时便可进行继代培养。
5.2增殖培养：将萌发的小鳞茎切成数块接种于增殖培养基上，约30天后即可抽出叶片形成幼苗。
5.3生根培养：将已经抽叶的幼苗转入生根培养基中大约10天便可看到有根开始长出。
5.4炼苗及移栽：当幼苗的根生长到0.5cm长度左右时即可进行炼苗，在室温下炼苗2天，然后除去封口膜继续炼苗3-5天，然后将组培苗取出，用自来水洗净苗根部的培养基，移栽入基质或者田园土中，放入人工气候室中进行培养，每天进行浇水，约10-15天后即可移栽入大田中。
注：百合组培苗移栽以春秋季节成活率较高，冬夏季较差。
6意义百合是百合科百合属的一种多年生草本植物，不仅是世界著名的观赏花卉，而且具有食用、药用价值。
传统的百合繁殖方法具有繁殖系数小、多代繁殖种性易退化等缺点，对百合生产的数量和质量造成了一定的影响。
组培技术的应用能够克服以上缺点，并且提高的繁殖速度，是今后生产中一种有效的繁殖途径。
百合的组织培养技术
Байду номын сангаас
外植体的准备
（一）外植体的选择
在百合科植物组织培养中外植体来源广泛 几乎包括了植物的各种组织和器官。如鳞片、 种子、珠芽、茎段、花瓣、花丝、叶片、花药、 子房和花梗等。 1、培养目的 2、外植体的培养能力 种子> 鳞片> 花丝> 花瓣> 叶片 3、消毒难易和遗传稳定性
外植体的准备
（二）外植体的消毒
百合的组织培养技术
第一组
组长：郭男男 副组长：康瑶
组员：白丹、陈恩名、党花利、谷微微、
胡梦圆、贾春秋、姜飞龙、雷丹
目录
• 百合的简介
• 外植体的准备
百合简介
百合是单子叶植物纲百合科百合属的 总称。其为多年生宿根草本植物, 本属在世 界上有 90 余种,原产我国的约有47 种, 占世 界总数的51%。百合花除具有观赏价值外, 大多数可以食用, 是上等的滋补佳品。百合 中的麝香百合、 透百合和香水百合等观赏 价值高, 植株刚直挺秀,花大美丽, 清雅脱俗, 芳香宜人, 常被人们视为纯洁、 光明、 自 由和幸福的象征,是目前国际市场上十分畅 行的花卉之一。
百合的组织培养技术综述
百合的组织培养技术综述组培经典378湖北农业科学HUBEI AGRICULTURAL SCIENCES No11,____文章编号:0439-8114(____)01-0078-05百合的组织培养技术综述蒋细旺1,司怀军2(11江汉大学医学与生命科学学院,湖北武汉430056;21甘肃农业大学农学院,甘肃兰州730070)摘要:对20世纪90年代以后的百合组织培养技术进行了综述,包括百合外植体的准备、百合的快速繁殖技术等。
还对百合种质资源离体保存和百合的组织培养技术在百合育种中的应用作了论述。
关键词:百合;组织培养;育种中图分类号:S68211;Q94311;Q81311+2 文献标识码:A百合(Lilium.spp)是全世界著名的观赏花卉之一。
中国是世界百合种质资源的分布中心,约有47个种、18个变种,占世界百合属总数的一半以上。
其中36个种、15个变种是我国特有的珍稀种类[1]。
百合除具有观赏价值外,大多数可以食用、药用,是上等的滋补佳品。
但由于人类、非人类的影响,使一些分布地区窄或生态适应性弱的百合种的生存受到严重威胁球、分珠芽鳞片扦插、繁殖,,常造成种性退化,,量。
,能够迅速去除病毒和更新品种,加快了百合的快速繁殖速度,缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性,而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
自1957年Robb[2]首次发表了百合的组织培养文章后,到现在百合诱导分化的能力依次为种子_gt;鳞片_gt;花丝_gt;花瓣_gt;叶片。
112 外植体灭菌常用的药剂有乙醇、升汞次氯酸钠及漂白粉等。
,使用浓度75～60s。
升汞的1灭菌时间为10min左____g L-1的次氯酸钠溶液浸泡min,灭菌时要不断摇动[9,10];漂白粉的使用浓度为饱和溶液,灭菌时间为10～20min[11,12]。
材料灭菌后再用无菌水冲洗5次左右。
另外也有将2种灭菌剂同时使用的,如先用1%次氯酸钠溶液浸泡6min,取出后放入011%升汞溶液中浸泡8min,无菌水冲洗6～7次[13]。
百合的组织培养
百合的组织培养一、百合叶片的组织培养(一)外植体百合鳞茎。
(二)灭菌方法取百合花茎于洗涤灵液中浸泡20min, 自来水冲洗20 min, 离花茎叶片基部上下各0.2cm 左右, 剪取0.5cm 带叶片茎段。
自叶片基部留叶片长1.5~ 2.0cm, 剪去以上大部叶片, 于0.1% 农用链霉素水溶液中浸泡1h, 自来水冲洗20 min; 无菌条件下, 75% 酒精处理2~ 3s; 0.1% 升汞溶液处理3~ 4 min, 无菌水洗5~ 6 遍, 备用接种。
(三)发育途径将叶片茎段接种于诱导分化培养基, 待诱导出芽后将芽接种于增殖培养基, 最后增殖芽进行生根诱导。
(四) 培养基以MS 和LS 为基础培养基, 细胞分裂素采用BA, 生长素采用NAA, 以二者不同浓度和比例制成诱导分化培养基和芽增殖培养基, 探求基础培养基MS 和LS 及不同浓度激素及其配比对新普百合诱导分化和不定芽增殖的效果。
生根培养基采用LS, 培养基中添加不同浓度生长素、活性炭, 研究生长素浓度及活性炭对生根苗的影响。
培养基均添加琼脂7g / L。
在103kPa、121℃条件下灭菌15min。
(五)培养条件培养室温度( 25±1℃) , 相对湿度60%~ 70% , 光强1800~ 2500lx , 光照每天12h。
(六)讨论愈伤组织的诱导及不定芽的分化设计8 种起始诱导培养基, 每种培养基接种50 片叶。
接种后, 在适宜培养基上, 15 天左右可见叶片基部膨大隆起, 继而生出黄绿色愈伤组织,20 天左右可长至0.5cm3 , 并生出绿色芽点后分化出芽, 50 天左右可长至2~ 3cm。
统计愈伤组织及不定芽诱导状况。
结果表明, 经50 天的培养后, 单一使用细胞10分裂素的处理效果不佳, 愈伤组织诱导率、不定芽分化率均较低。
因此在新普百合的诱导培养中需细胞分裂素( BA) 和生长素( NAA) 配合使用。
当BA 浓度较高时, 有利于愈伤组织的形成, 不利于不定芽的分化。
百合组织培养课件
通过组织培养获得的种苗是脱 病毒的，降低了病虫害的风险
。
缺点
成本高
组织培养技术需要专业的设备和实验 室，同时需要专业的技术人员进行操 作，因此成本较高。
技术要求高
组织培养技术需要较高的技术水平， 操作不当容易导致失败。
变异可能性
虽然组织培养可以获得遗传稳定的种 苗，但也有一定的变异可能性。
Part
05
百合组织培养的前景展望
百合组织培养的发展趋势
高效繁殖
通过组织培养技术，实现百合快速、高效繁 殖，满足市场需求。
基因工程
结合基因工程技术，实现百合优良性状的遗 传转化和分子育种。
品种改良
利用组织培养技术进行百合品种改良，提高 抗病性、抗逆性和观赏品质。
资源保护
通过组织培养保存珍稀、濒危百合品种资源 ，保护生物多样性。
对百合组织培养的期望和建议
加强基础研究
深入开展百合组织培养的基 础理论研究，提高技术水平 。
推广应用
加强百合组织培养技术的推 广应用，促进科技成果转化 。
政策支持
政府应加大对百合组织培养 产业的支持力度，推动产业 发展。
国际合作与交流
加强国际合作与交流，引进 国外先进技术和管理经验， 提升我国百合组织培养的国 际竞争力。
实验材料
健康无病虫害的百合鳞茎 。
实验操作步骤
消毒处理
将百合鳞茎放入消毒液中 浸泡一定时间，然后取出 晾干。
观察与记录
定期观察外植体的生长情 况，记录生长数据和照片 。
外植体切割
用镊子将百合鳞茎切割成 适当大小的小块，作为外 植体。
接种与培养
将外植体放入已配置好的 培养基中，在适宜的温度 和光照条件下进行培养。
最新百合组培实验报告
最新百合组培实验报告实验目的：本次实验旨在探究百合组织培养的最佳条件，以实现高效繁殖和遗传改良。
通过对比不同培养基、激素浓度和培养环境对百合组织生长的影响，确定最适合的培养参数。
实验材料：1. 百合种球2. MS培养基3. 植物生长调节剂（生长素和细胞分裂素）4. 无菌水5. 培养皿和培养箱6. 75%酒精和0.1%硝酸银用于消毒7. 称重天平和移液器实验方法：1. 种球消毒：选取健康无病虫害的百合种球，用75%酒精浸泡10分钟，再用0.1%硝酸银溶液消毒5分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 组织切割：在无菌条件下，将种球切成约1平方厘米的小块。
3. 培养基制备：按照MS培养基配方，添加不同浓度的生长素和细胞分裂素，制备出一系列实验组。
4. 接种：将处理好的百合组织块接种到培养基上，每个培养基接种3块组织。
5. 培养条件：将接种好的培养皿放入培养箱中，设定温度为25°C，光照周期为16小时光照/8小时黑暗。
6. 数据记录：每天观察记录组织生长情况，包括生长速度、形态变化和任何异常情况。
实验结果：经过两周的培养，发现在添加了适量生长素和细胞分裂素的MS培养基上的百合组织生长最为良好。
其中，生长素浓度为0.5mg/L，细胞分裂素浓度为1.0mg/L的培养基上，百合组织的增殖率最高，且无明显变异现象。
结论：本实验确定了百合组织培养的最佳激素浓度，为百合的快速繁殖和遗传改良提供了科学依据。
未来工作将进一步探索其他影响因素，如培养环境的湿度、光照强度等，以优化培养条件，提高百合组织培养的成功率。
百合的组织培养技术研究
3收稿日期 :2008206225
李 劼 : 百合的组织培养技术研究
·85 ·
种培养基 ,可选用改良 MS + BA0. 8 mg/ l + NAA 殖的诱导培养基 ,以培养大量具有分化能力的不 0. 3 mg/ l + KT0. 2 mg/ l 培养基作为百合快速繁 定芽 , 其诱导率为 74. 3 %。
培养时间 ( d)
15 20 25 30 35 40 45 50
增殖倍数 (倍)
2. 1 2. 5 2. 8 3. 2 3. 5 3. 7 3. 8 3. 8
生长状况
小鳞茎状突起 小鳞茎状突起
小鳞茎芽 小鳞茎芽 丛状小鳞茎芽 丛状小鳞茎芽 、叶大 叶变黄 叶变黄且芽基部有点黑
培养基颜色
洁白 洁白 洁白 洁白 洁白 洁白 浅黄 较黄
盘 ,以及其当年种植的未开花的茎段 、花器官 ,在 生理活性 ,造成诱导率较低 。从表 2 也可看出 ,茎
改良 MS + BA0. 1 - 1mg/ l + NAA0. 3 mg/ l 的培 段 、花器官 、鳞茎盘诱导分化的芽数较多 ,而且其
养基上分别诱导 ,1 个月后观察其平均外殖体诱 分化能力较强 。因此 ,在百合快速繁殖中 ,除百合
2. 2 生根培养及移栽 2. 2. 1 生根培养 继代培养所分化的小鳞茎 , 接种在 MS + NAA0. 5 mg/ L 或 IBA0. 5 mg/ L 的 培养基中 , 约 20 d 就可生根 , 35 d 后根生长完 全 ,生根率达 98 %。据袁芳亭[9] 研究麝香百合时 发现 ,在生根培养基中再添加 10. 0 mg/ l 的多效 唑有促进生根和壮苗的作用 ;同时他们认为当试 管苗根长 1 cm 时移栽至珍珠岩基质中易成活 。 罗凤霞等[2] 认为 ,以不附加任何激素的 MS 培养 基为新铁炮百合的最佳生根培养基 ,移栽基质以 细河沙 ∶草炭 (2 ∶1) 为最好 。 2. 2. 2 有菌条件下移栽生根 为了减少组培苗
《百合组织培养》课件
保持优良品种
拯救濒危植物
通过组织培养可以将优良品种的基因传递下去，保持其优良性状，避免优良品种的消失。
对于濒危植物，可以通过组织培养技术进行快速繁殖，增加其种群数量，保护濒危植物。
03
02
01
通过组织培养技术可以将外源基因导入百合植物细胞中，实现基因的遗传转化。
遗传转化
通过遗传转化技术可以改良百合植物的性状，培育出抗逆性更强、产量更高、品质更优的新品种。
基因工程育种
通过遗传转化技术可以将外源基因导入百合植物中，生产出具有特定功能的转基因植物，如抗虫、抗病、抗除草剂等。
转基因技术应用
细胞培养生产有用化合物
通过组织培养技术可以生产出具有药用价值的化合物，如生物碱、黄酮类化合物等。
04
CHAPTER
百合组织培养的挑战和前景
成本与资源
组织培养需要大量的资源和资金投入，包括设备、设施、人员和技术支持等，这对于一些小型企业和研究机构来说是一个挑战。
外植体切割与接种
将消毒后的外植体切割成适宜的大小，并进行接种操作。接种时应注意无菌操作，避免污染。
百合组织培养需要在恒定的温度下进行，一般为25℃左右。温度的稳定对于细胞的分裂和生长至关重要。
温度控制
保持培养环境相对较高的湿度，有利于外植体的生长和发育。湿度的控制可以通过调节气体交换来实现。
湿度控制
适宜的光照强度和时间对百合组织培养至关重要。一般来说，光照强度ห้องสมุดไป่ตู้1000-2000 lux之间，每天光照16小时左右为宜。
光照控制
良好的气体交换有助于维持培养环境的稳定和外植体的正常生长。定期通风或更换气体可以提供适宜的气体交换条件。
气体交换
药用植物组织培养-百合组培实验报告
百合的组织培养姓名：XXX学号：学院：农学院专业：中草药栽培与鉴定百合简要概述百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
本实验主要通过植物组织培养手段，以MS为基本培养基，以百合鳞茎为外植体，对其进行灭菌消毒，并置于温箱中进行培养。
随后观察其生长情况，并拍照记录。
植物组织培养概述植物组织培养是一种将植物体的部分细胞或组织与母体分离，在适当的条件下加以培养，使它们能够生长、发育、分化与增殖的技术。
原理是来自植物细胞的全能性分化能力，也就是植物体内的某一类细胞，能够独立发育并且分化成为完整的植物成体。
植物组织培养是根据植物细胞具有全能性的理论，利用植物体离体的器官、组织或细胞以及原生质体,在无菌和适宜的人工培养基及温度等人工条件下，能诱导出愈伤组织、不定芽、不定根，最后形成完整的植株。
培养选用的基础培养基一般较多采用的是MS。
采用固体培养基较多，因为相比液体培养基，固体培养基在操作上更方便，被广泛使用。
在基础培养基里添加一定的外源激素，可以诱导出愈伤组织、胚状体、不定芽、根等器官，最终可获得再生植株或者次生产物。
常用的激素类型有生长素类、细胞分裂素类、赤霉素等。
百合植物组织培养实验试剂烟酸，甘氨酸,盐酸硫胺素,肌醇,盐酸吡哆醇；琼脂，蔗糖，蒸馏水，NAA，6-BA，1mol/LHCl，1mol/L NaOH；75%酒精。
仪器冰箱、天平、pH试纸、电炉、高压灭菌锅、超净工作台、光照培养箱、三角瓶、容量瓶、量筒、移液管、烧杯、培养皿、滤纸、报纸、绳、玻璃棒、镊子、刀等。
生物材料：百合实验步骤1、配制培养基母液的配制方法a)大量元素的配制：依次称取KNO319g、NH4NO316.5g、MgSO4•7H2O3.7g、KH2PO40.17g、CaCl2•2H2O4.4g,分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，以防互相发生反应，最后用容量瓶定容至1L,转入试剂瓶中，贴上标签，置冰箱冷藏保存。
[应用]兰州百合的植物组织培养
![[应用]兰州百合的植物组织培养](https://img.taocdn.com/s3/m/73fec35a2f3f5727a5e9856a561252d380eb208e.png)
兰州百合的组织培养技术一、实验目的1、学习并掌握植物组织培养技术2、应用植物组织培养技术快速繁殖兰州百合3、通过以百合鳞片为外植体进行组培，掌握对试验材料的消毒、接种方法，初步掌握外植体愈伤组织诱导的方法。
二、实验原理植物组织培养再生植物的理论基础是细胞全能性，是指在多细胞生物中每个体细胞的细胞核具有个体发育的全部基因，具有发育成完整个体的潜力。
离体的植物组织在一定条件下，可发生“脱分化”，即已经分化了的植物细胞重新分裂生长，形成均一的无组织结构的细胞团，即愈伤组织。
这种愈伤组织在一定条件下，又能“再分化”出根和芽等器官。
在该过程中，植物生长调节物质起着决定作用，调控愈伤组织的芽或根的分化。
三、材料1、试剂：NH4NO3, KNO3, CaCl2·2H2O, MgSO4·7H2O, KH2PO4, KI, H2BO3，MnSO4·4H2O, ZnSO4·7H2O, Na2·MoO4·2H2O, CuSO4·5H2O, CoCl2·6H2O, Na2•EDTA•2H2O，FeSO4·7H2O，烟酸，甘氨酸, 盐酸硫胺素, 肌醇, 盐酸吡哆醇；琼脂，蔗糖，蒸馏水，NAA，6-BA，1mol/LHCl，1mol/LNaOH；升汞。
2、仪器: 冰箱，天平，酸度计或pH试纸，电炉，微波炉，高压灭菌锅，烘箱，超净工作台，光照培养箱等3、基本工具：三角锥瓶、容量瓶、吸量管、量筒、移液器、烧杯、培养皿、滤纸、牛皮纸、封瓶膜、玻璃棒、镊子、剪刀等。
4、生物材料：市售兰州百合。
四、方法（一）MS培养基的配制1.配制MS培养基母液的配制方法如下：(1)大量元素的配制（10×）：按母液配制表1上的量依次称取KNO319g、NH4NO316.5g 、MgSO 4·7H 2O 3.7g 、KH 2PO 4 1.7g ,分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，以防互相发生反应，最后用容量瓶定容至1L （如需求量不大可按比例减少）,转入棕色试剂瓶中，贴上标签，置冰箱冷藏保存。
百合组织培养课件
外植体处理
对外植体进行清洗、切割 等处理，以适应培养需求 。
外植体消毒
采用适宜的消毒剂和消毒 方法，对外植体进行彻底 消毒，以减少微生物污染 。
培养基的制备与灭菌
确定培养基配方
灭菌
根据实验需求，选择适宜的培养基配 方。
将配制好的培养基进行高温高压灭菌 ，以消除微生物污染。
配制培养基
按照配方比例，将各种成分混合在一 起，搅拌均匀。
观察与记录
定期观察外植体的生长状 况，记录生长数据。
继代培养
根据需要，将生长良好的 外植体进行继代培养，以 获得更多的材料。
百合组织培养的基本流程
诱导分化
在外植体上诱导分化出不定芽或愈伤 组织。
移栽与驯化
将分化出的植株移栽到适宜的基质中 ，进行驯化与适应。
百合外植体的选择与处理
选择适宜的外植体
根据实验目的和要求，选 择适宜的百合器官或组织 作为外植体，如鳞片、叶 片、茎段等。
赤霉素
调节细胞生长和伸长， 促进不定根形成。
脱落酸
促进细胞程序性死亡和 休眠。
环境因素对百合组织培养的影响
温度
适宜的温度可以促进细胞分裂和组织生长，过高或过低的温度都 会抑制生长。
光照
适当的日照强度和时间可以促进植物光合作用，提供足够的能量和 营养。
湿度
适宜的湿度可以保持培养基湿润，防止过度蒸发或结露。
D
02 百合组织培养技术
百合组织培养的基本流程
准备外植体
选择健康、无病虫害的百合植株，剪取适宜大小 的外植体。
外植体消毒
将外植体浸泡在消毒液中，彻底清除表面微生物 。
接种
将外植体放置在培养基上，确保与培养基紧密接 触。
百合组织培养及递进热处理脱毒法的研究
百合组织培养及递进热处理脱毒法的研究百合组织培养及递进热处理脱毒法的研究近年来，百合作为一种重要的观赏花卉和药用植物，受到了广泛的关注。
然而，与之伴随的是病毒感染带来的严重问题，限制了百合的生产和应用。
为了解决这一问题，研究人员开始探索培养百合组织并使用递进热处理脱毒法来减少和消除病毒污染。
百合组织培养是利用组织培养技术，通过外植体培养和植株再生，实现快速繁殖和病毒检测的方法。
该技术可以通过选择合适的外植体材料和培养基成分，实现百合的无菌培养和大规模繁殖。
此外，组织培养还可以通过诱导突变和基因转化等手段，改良百合的性状和抗病能力。
然而，在百合组织培养过程中，病毒污染仍然是一个不可忽视的问题。
病毒可以通过外植体材料、培养基和培养环境等途径进入培养组织，导致培养物的污染和百合病毒病的传播。
因此，采用脱毒方法是非常必要的。
递进热处理脱毒法是目前广泛应用的一种脱毒方法。
该方法是将百合组织在一定的温度和时间条件下进行热处理，通过破坏或杀灭病毒使组织达到脱毒的目的。
递进热处理方法主要分为两种类型：温度递增法和时间递增法。
温度递增法是将组织逐渐暴露在不同温度下，逐步提高温度并延长处理时间；时间递增法是将组织暴露在恒温条件下，逐步延长处理时间。
递进热处理脱毒法的成功与否，关键在于找到适当的温度和处理时间。
温度过高或处理时间过长可能导致组织损伤和抗性下降，而温度过低或处理时间过短则无法达到脱毒效果。
因此，在实践中需要根据具体的百合品种和病毒类型进行优化和调整。
然而，尽管递进热处理脱毒法可以有效地减少和消除病毒污染，但仍然存在一些问题和挑战。
首先，该方法只对病毒起到部分杀灭的作用，无法完全去除病毒。
其次，递进热处理可能导致百合组织的代谢和生长受到影响，影响其再生和生长发育。
此外，病毒可能通过其他途径重新感染递进热处理后的组织，这需要加强培养环境的无菌管理和病毒检测。
总的来说，百合组织培养及递进热处理脱毒法是解决百合病毒污染问题的一种有效方法。
百合的组织培养
百合的组织培养百合的组织培养百合是百合科属多年生草本鳞茎植物，是世界著名的观赏花卉。
全世界的本属植物约有94种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区。
中国是百合属植物分布最多的国家，也是世界百合起源的中心，据调查约有47种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36种15个变种为中国特有种。
随着我国花卉产业的不断发展20世纪80年代后期大量优良的观赏百合栽培品种陆续从荷兰等国引进我国。
现已得到广泛栽培，成为我国花卉市场中的重要高档切花种类。
关于百合的组织培养，国内外不少研究者开展了大量的工作。
在优良品种快速繁殖、品种脱毒复壮、新品种培育以及种质资源保存等方面，具有较为成熟的技术。
百合植株的不同部分均采用组织培养的方法，繁殖出新个体并进行快速扩繁。
据不完全统计，国内外组织培养成功的百合种及品种已超过几百种。
最早是Dobreaux等人（1950）首次用纯白百合（Liliumcandidum）的花蕾成功地诱导出小鳞茎。
随后Robb(1957)成功地进行了2个种百合鳞片的培养结果如下。
鳞片腹轴面上、中、下三部分形成小鳞茎的百分率分别为0、3.8%及71.3%。
春秋季鳞片形成子球率分别为77%及53%，夏季为2%，冬季为0。
Henser(1976)培养兰州百合（L.davidiivar.unicolor）的花柱和花梗，通过愈伤组织途径得到试管小鳞茎。
黄济明（1979~1984）对25个种或品种进行了组培试验，证明百合的珠芽、鳞片、鳞茎盘、根、茎、叶、茎尖、花梗、花柱和未成熟胚等外植体均能被促进形态发生。
新美芳二（1980）对百合鳞片、花被片、花丝、花柄等也组培成功，认为开花时各花器官和茎所形成小鳞茎的能力最高。
相增海（1983）用4个种的百合鳞片、茎段进行培养证实。
种间分化率存在明显差异。
取处于休眠期的外植体进行培养，其分化能力下降。
程治英等人（1991~2001）对30多种或品种的百合进行组培证实的结果如下：（1）用百合根、叶作为外植体，也与鳞片一样，不同部位分化丛芽的能力都是近轴端大于远轴端。
百合的组织培养技术综述
百合的组织培养综述（辛文龙，200674010152）摘要对百合的分布和组织培养的进展状况及组织培养在百合育种中的应用作了综述。
特别罗列了百合组织培养中所选用的外植体类型和一些组培材料的最佳分化、生根培养基配方；阐述了组织培养中常见的一些问题；并介绍了百合组织培养在其育种中的应用。
关键词百合；组织培养；百合(Lilium.spp.)是百合科(Iiliaccae)百合属(Lilium)多年生草本植物。
我国是百合植物的原产地，早在1400多年以前就有人工栽培，食用、观赏和药用百合的栽培利用历史十分悠久。
百合除具有观赏价值外，大多数可以食用、药用，是上等的滋补佳品。
传统的白合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖，繁殖系数较小，特别是经多代分殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术，能够迅速去除病毒和更新品种，加快了百合的快速繁殖速度，缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性，而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
现将目前百合组织培养及育种方法做简单总结。
1百合的分布全世界百合约有90多个种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区，南半球没有野生种分布。
中国是百合种类分布最多的国家，也是世界百合起源的中心。
据调查，中国约有47个种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36个种15个变种为中国特有种；日本有15个种，其中9个种为日本特有种；韩国有11个种，其中3个为特有种；亚洲其他国家和欧洲共有约22个种；北美洲约有14个种。
2百合的组织培养外植体类型2.1外植体的选择2.1.1鳞片百合鳞片作为外植体具有容易获得、分化能力强、对培养基要求不严等优点是目前百合组织培养中普遍采用的外植体。
主要是通过调节生长素和细分裂素的比例来诱导其组织产生不定芽和再生植株。
百合的组织培养
４ ＭＳ ６ ＢＡＩ ５ ／ ＮＡＡ０ ２ ／ ． ＋ 一 ．ｍｇＩ＋ ． ｍｇ ５ ＭＳ ６ ＢＡ２０ ／ ＋ ． ＋ 一 ．ｍｇ Ｌ ＮＡＡ０ １ ／ ． ｍｇ Ｌ ６ ＭＳ ６ ＢＡ２０ ／ ＮＡＡ０ ２ ／ ． ＋ 一 ．ｍｇＬ＋ ． ｍｇ Ｌ
１百合 的简 介 ．
以上培养基 均加有 ３ ％的蔗糖和 ０９ ．％的琼脂 ，Ｈ值为 ５６ ５８ 然 ｐ ．— ．，后用高压灭菌锅 在 １２ ２ ℃条件下灭 菌 ｌ— ５分钟 ２１
３结 果 与 分 ．
３１ 片分 化 结 果 ．鳞
接种 ７天后 ， 鳞片切 口边缘处变成褐色 ， 鳞片表面变绿 ． 接种两周 后， 切块的边缘上诱导出淡黄色 的不定芽原基 ， 呈颗粒状突起 ， 这些不 定 芽 原 基 继续 生 长 ． 成 绿 白色 的小 鳞 茎 长 ３ ． ２百合鳞片在不同激素组合 的培养基上分化结果 木 实验以多年生百合的鳞茎鳞片为外植体 ． 共设 ６个组合进行组 织 培 养 实 验 。结 果 表 明 ． 素在 实 验 浓 度 范 围 内对 鳞 片 培 养 结 果 影 响 激 不大。６个组合均可诱 导百合鳞片分化小鳞茎 ． 在一定激 素浓 度范围 内 百 合鳞 片都 能 分 化 小 鳞茎 。 同 激素 组 合 对 百 合 鳞 片分 化 小 鳞 茎 能 不 力有明显影响 。但 各个组合 的分 化率不 同 ．其 中以 ＭＳ ６ Ｂ ｍ＃ ＋ 一 Ａｌ ＋ Ｎ Ａ ． ／ 为适 合 ． 化 率 为 ４ ． ％ 。分 化 结果 见 表 １ Ａ ０１ Ｌ较 ｍｇ 分 ８８ ９ 表 １ 不 同 激 素 组合 对 百 合 鳞 片 分 化 小鳞 茎能 力 的 影
２１年第 ０ 期 ０１ ９
科 技 霸向导
◇农林科技◇
百合的组织培养
百合组织培养
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6-7
观呈灌长花 赏紫丛在卉 价色中海分为 值色。拔布百 高彩花 于合 属 艳大 云卷 丽喇～南瓣 叭 株型 、组 西多 形 美淡 藏年 观黄的南生 色杂 园 木部球 艺中林生根 心 , , , , ( 1400 2900m , , ),
紫 斑 百 合
Lilium nepalense D. Don
百合的组织培养 对于扩大培养材料来源，加快繁殖速度和 培养得到无病毒苗等皆有重要意义。
• 本方法自20世纪70年代后期开始，日本人以叶片为外 植体诱导出大花卷丹的小植株；
• 我国于80年代初由兰洲百合的花药、花丝等培育出完 整小植株。 • 80年代以后，培养出去病毒的百合种苗和通过胚培养 获得远缘杂交的新品种。
山 丹 百 合
9 10
5
1
2 5 1 7 8
百合癿造景手法
在城市广场、休闲绿地，将百合 成片点缀于草地边缘或组成花镜，显 得别致优雅，宁静和谐。
选择坡地、台阶、角隅或山石小品， 构筑成具陡坡癿结构，栽植悬垂植物 从高处垂下，下植百合，可形成具有 古典意境癿庭院小景。 在富有野趣癿宿根野生花卉间点缀丛植百合。 如成片癿风铃草组成癿蓝色地毯，白色癿银 莲花随风飘逸，以百合作为点缀。
Lilium pumilum DC.Fisch.
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百合的组织培养综述（辛文龙，200674010152）摘要对百合的分布和组织培养的进展状况及组织培养在百合育种中的应用作了综述。
特别罗列了百合组织培养中所选用的外植体类型和一些组培材料的最佳分化、生根培养基配方；阐述了组织培养中常见的一些问题；并介绍了百合组织培养在其育种中的应用。
关键词百合；组织培养；百合(Lilium.spp.)是百合科(Iiliaccae)百合属(Lilium)多年生草本植物。
我国是百合植物的原产地，早在1400多年以前就有人工栽培，食用、观赏和药用百合的栽培利用历史十分悠久。
百合除具有观赏价值外，大多数可以食用、药用，是上等的滋补佳品。
传统的白合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖，繁殖系数较小，特别是经多代分殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术，能够迅速去除病毒和更新品种，加快了百合的快速繁殖速度，缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性，而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
现将目前百合组织培养及育种方法做简单总结。
1百合的分布全世界百合约有90多个种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区，南半球没有野生种分布。
中国是百合种类分布最多的国家，也是世界百合起源的中心。
据调查，中国约有47个种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36个种15个变种为中国特有种；日本有15个种，其中9个种为日本特有种；韩国有11个种，其中3个为特有种；亚洲其他国家和欧洲共有约22个种；北美洲约有14个种。
2百合的组织培养外植体类型2.1外植体的选择2.1.1鳞片百合鳞片作为外植体具有容易获得、分化能力强、对培养基要求不严等优点是目前百合组织培养中普遍采用的外植体。
主要是通过调节生长素和细分裂素的比例来诱导其组织产生不定芽和再生植株。
研究表明，百合鳞片不同部位的分化能力是有差别的,有实验表明,鳞片上部几乎不能形成小鳞芽，中部形成能力较弱，下部与鳞茎盘相连的部位形成小鳞芽的能力最强。
2.1.2叶片叶片是百合组织培养的另一重要外植体。
采用鳞片作为外植体可能会造成百合野生资源的破坏，而采用百合叶片不会影响百合的正常生长，可有效利用百合野生资源。
另外，百合叶片比鳞片更易产生愈伤组织。
陆春霞[3]等研究不同激素配比对百合叶片诱导与分化的影响，结果表明：2，-4D能诱导愈伤组织的形成。
2.1.3茎段采用百合茎段进行组织培养。
陈小兰等[4]用金百合(L.trompeten)带腋芽的幼嫩茎段诱导产生小鳞茎。
2.1.4珠芽百合属植物由地上茎叶腋生长出的气生小鳞茎称珠芽。
百合在栽培过程中往往出现退化现象，而病毒感染是造成退化的主要原因，通过珠芽培养可有效进行百合脱毒、复壮。
王红霞等[5](2000)以通江白合(L. sargentiae)幼嫩珠芽为外植体诱导产生出丛生芽。
2.2外植体消毒常用的药剂有乙醇、升汞、次氯酸钠及漂白粉等。
通常都是用乙醇对材料进行预灭菌，使用浓度一般为70%～75%，灭菌时间为10～60s。
升汞的使用浓度为0.1%～0.2%，灭菌时间为10min左右；用浓度为20.0g/L的次氯酸钠溶液浸泡10min，灭菌时要不断摇动；漂白粉的使用浓度为饱和溶液，灭菌时间为10～20min。
材料灭菌后再用尤菌水冲洗5次左右。
3百合的离体快繁3.1激素对百合组织培养的影响激索种类和激索浓度显著影响百合属植物组织培养的成败。
在百合组织培养中主要是通过调节生长素和细胞分裂素的比例来控制百合外植体的形态发生。
在诱导形成小鳞茎的过程中主要采用NAA,BA激素，也有采用IBA、KT、2,4-D等激素的。
以下罗列了一些百合组织培养基的配方，见表1。
3.2培养基类型对百合组织培养的影响分析MS、1/2MS和N6这3种培养基的各种离子浓度，其主要差异是MS的总离子浓(94.06mM)和总氮浓度(60.03mM)最高；N6次之，分别为77.4mM和35.00mM；1/2MS最低(48.16mM)和(30.01mM)。
由于不同植物外植体茎的分化要求不同的培养基离子浓度，因此不同植物在同一培养基上茎增殖分化的数量不同。
一般用于百合组织培养的培养基类型为MS培养基。
其有利于百合形成愈伤组织并形成再生鳞茎和成根。
3.3继代次数对分化能力的影响在龙牙百合再生获得的小鳞茎上切取小鳞片转到M S+0.1mg/L KT+0.15mg/L NAA的继代培养基上进行继代培养，每50d转移1次，每次切取上一代的小鳞片进行培养，发现继代2~3次时，分化率最高达91%，以后随着继代次数的增加，分化率开始下降，继代到第6次时，分化率为26%。
杜捷等[16]也发现兰州白合愈伤组织在继代5次后无分化能力。
3.4组织培养苗的生根和移栽离体繁殖产生大量的芽，嫩稍、原球茎需进一步诱导生根，才能得到完整的植株。
植物离体培养根的发生都来自不定根，根据根的形成，从形态上可分成两个阶段:即根原基的形成和根原基的伸长和生长。
一般的生根培养堪用1/2MS培养基，并附加0.5～1.0mg/L的NAA，或附加0.3mg/L的IBA或附加1. 0mg/L的IAA这是因为降低无机盐的浓度有利十根的生长。
待根长至1-1.5cm左右，经3d的开瓶炼苗后可移到蛙石加腐质土(1:1)，保持70%相对湿度，60%自然光，成活率可达80%,且有些百合移栽至大田的当年即可开花，如新铁炮百合移栽大田后长势良好，且当年就开花。
列举了一些生根配方见下表2。
3.5再生植株的染色体数量变异百合属植物离体条件下会发生体细胞变异，杜捷等[16]对兰州百合组培过程中的染色体行为进行了研究，发现随着其继代次数的增加，愈伤组织细胞染色体数日变异随之增加。
产生变异的原因是组培中物理和化学(激素、培养基少成分)因素影响调控细胞分裂的基因表达的结果。
虽然变异是组培中出现的正常现象，但将导致白合新基因型的植株出现，给百合属植物的进化和细胞育种带来较大影响。
4百合的育种4.1单倍体植株的培养利用百合植物的花粉、花药、小抱子等单倍体细胞，通过组织培养的办法，培育出单倍体植株。
进行单倍体培养在百合品种选育上，可加快纯合速度，提高选择效率。
培育出单倍体植株后，通过化学药剂处理(如秋水仙素等)可以很容易地使染色体加倍，加倍之后即成了纯合的二倍体，育种时间就可大大缩短。
花药培养和子房培养是获得单倍体植株的主要途径。
褚云霞等[18]采用白合品种(Pollyanna)的花药进行培养获得单倍体植株；褚云霞等[19]以6个百合品种花药为外植体进行组织培养诱导产生愈伤组织。
4.2胚培养在百合杂交育种工作中，由于百合不同种之间的杂交为远缘杂交，常有杂种胚发育不良或中途败育现象，为防止杂交胚与母体胚乳间的不亲和性，克服受精后的障碍，可利用幼胚的培养技术来解决。
屈云慧等[20]以5个百合常规栽培品种杂交组合(Le Reve×Rosato,E-gypt×Le Reve,Egypt×Rosato, Rosato×Egypt,Rosato×Le Reve)的幼胚，进行了离体培养，并建立了一套可靠、重复性好的百合幼胚离体培养的成株体系。
4.3多倍体诱导多倍体百合的优点是植株生长强健，产生粗壮的杆和肥大的叶片。
具有花大、花瓣宽、质地厚、抗病、花期长等性状。
缺点是花朵的姿态变差，花曹变脆等。
在离体条件下应用一定浓度的秋水仙素处理是获得百合多倍体的有效途径。
张兴翠等[21]以兰州白合为材料采用浅层浸泡和药棉嵌入两种方法获得白一合四倍体。
5百合组培中的问题褐变是指外植体在培养过程中体内的多酚氧化酶被激活，使细胞里的酚类物质氧化成棕褐色的醌类物质，这种致死性的褐化物不但向外扩散致使培养基逐渐变成褐色，而且还会抑制其他酶的活性，严重影响外植体的脱分化和器官分化，最后变褐而死亡的现象。
组织培养褐变是酚类物质被氧化的结果，其中PPO 能促进褐变的发生。
引起褐变的因素是复杂的，就内因来讲，外植体材料的生理状态、基因型、同一基因型的不同栽培条件、营养状况、生长部位和大小都会影响褐变的发生;就外因而言，培养基的成分、外加激素的含量及比例、培养条件(温度、光照时间、光照强度、通气状况等)等也会影响褐变的发生，褐变的发生往往是多种因素同时作用的结果，在导致褐变的诸多因素中，膜结构的破坏或细胞中物质区域化分布的破坏是酚类物质的酶促氧化和组织发生褐变的关键。
褐变的防止措施主要有：1.选择适宜的外植体及最佳培养基，因为外植体材料应有较强的分生能力，在最适宜的细胞脱分化与再分化的培养条件下，使外植体处于旺盛的生长状态，便可大大减轻褐变；在培养条件的许多因子中，较为重要的是适宜的无机盐成分、适宜的蔗糖浓度及激素水平；适宜的温度及在黑暗条件下进行培养也可显著减少材料的褐变；如能在初始培养的1—6周内用暗培养，或在150lx左右的光强下进行光培养，可抑制酚类物质氧化。
2.连续转移，对于易褐变的材料进行连续转移可以减轻醌类物质对培养物的毒害作用。
3.加抗氧化剂，在培养基中加入抗氧化剂，或用抗氧化剂进行材料的预处理或预培养，可预防醌类物质的形成。
抗氧化剂包括抗坏血酸、聚乙烯吡咯烷酮(PVP)和牛血清白蛋白等。
4.加活性炭，1％～0.5％的活性炭对吸附酚类氧化物的效果很明显。
参考文献[1]赵强,李颖,赵玉玲,李庆典.百合的繁育研究概述.园艺学进展.2006,7,786-789[2]董志渊,郑思乡.百合的组织培养及在其育种中的应用.西部林业科学.2004,33(2)64-68[3]陆春霞，岑秀芬，黄燕芬，韦鹏霄等.不同激素配比对百合叶片诱导与分化的影响.广西农业生物科学2005,24(4)331—334[4]陈小兰，胡琼华，王红霞.金白合的离体快速繁殖.植物牛理学通讯，2000,36(4):334[5]王红霞，胡琼华，陈小兰.通江白合的组织培养.植物牛理学通讯，2000,36(2):132[6]赵庆芳,曾小英,丁兰,佘立萍,张彦明.东方百合组织培养和快速繁殖研究.西北师范大学学报2003,39(1)66-68[7]赵庆芳,曾小英,丁兰,李玉忠.晶体百合组织培养及快速繁殖的研究.甘肃科学学报.2003,15(1)39-42[8]赵兴兵，袁正仿，张苏锋，范四锋，秦国强，刘伟.兰州百合的离体快速繁殖研究.信阳师范学院学报.2001,14(7)319-321[9]王刚，杜捷，李桂英，梁万福，幸亨泰.兰州百合和野百合组织培养及快速繁殖研究.西北师范大学学报.2002,38(1)69-71[10]刘芬,王发林.兰州百合花丝组培诱导完整植株的研究.甘肃农业科技2001,6,29-30[11]丁兰,赵庆芳,刘瑞梅.马可波罗百合的组织培养和离体快繁.广西植物.2004,24(1)37-39[12]李巧峡,赵庆芳,李海亮.娜托百合的组织培养和离体快繁.西北师范大学学报.2004,40(4)74-76[13]张延龙,徐炎,李峰,罗佳,范铭.秦岭野百合鳞片植株再生体系的建立.西北植物学报,2004,24(7)1315—1318[14]丁兰,赵庆芳,谢晖.泰伯百合的离体快繁.西北师范大学学报.2003,39(3)65-67[15]赵庆芳,李巧峡,丁兰,吕军旺.西伯利亚百合的组织培养和离体快繁.甘肃报.2004,15(4)52-55[16]杜捷,王刚，幸亨泰等.兰州百合继代养过程中染色体变异。