蛋白表达重组质粒构建是否遇到过如下问题解析

本实验源于一次失败的实验，从平板挑单菌落提取载体pET-32a（+），从

Eco RⅠ和HindⅢ酶切位点插入PCR产物-PrP

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。但由于单菌落所得载体pET-32a （+）在Eco RⅠ位点突变，由GAATTC突变为GAATTA（已测序），按第一章方法构建重组表达质粒PrP-pET-32a（+），在4℃连接过夜、TSS法转化E.coli DH5a 未获成功。而将一周以后在4℃保存的连接液TSS法转化E.coli DH5 a却获成功。

我们利用双引物primer

genome

进行菌落PCR筛选阳性克隆时发现，本应扩增出430 bp的DNA片断，实验结果却扩增出约1300 bp，860 bp，430 bp三个DNA条带。消除所有污染因素后，结果依然是三个DNA条带。由此我们怀疑可能是PCR产物串联以后连入pET-32a（+）。

根据以上现象我们对结果作如下探索：疑似串联重组质粒命名为

PrP

X -pET-32a（+），PrP

X

-pET-32a（+）转化E.coli BL21（DE3），进行表达鉴

定；Eco RⅠ单酶切PrP X-pET-32a（+），琼脂糖凝胶回收，重新连接，试图获得

单拷贝阳性克隆；用引物primer

vector 进行菌落PCR鉴定；使用5′primer

genome

单

引物进行菌落PCR筛选鉴定； PrP

X

-pET-32a（+）和pET-32a（+）测序。试验结

果表明：表达出49 KD蛋白，比单拷贝克隆表达蛋白（35 KD）多15 KD，相当于2倍拷贝串联克隆表达蛋白大小。由于插入片段已突变出两个终止子，所以我

们认为PrP

435

串联数应在2以上，前一拷贝应为反向插入，而后一拷贝应为正向插入。

使用5′primer

genome

单引物进行菌落PCR，试验结果扩增出约860 bp，420 bp，两个DNA片段，420 bp附近有稍大模糊条带，据此我们认为：串联数应在4以

上。因为，由图3-5，使用5′primer

genome

单引物进行菌落PCR时，上游因物在

E1-E6处和PrP

X -pET-32a（+）退火，下游引物在H1-H5处和PrP

X

-pET-32a（+）

退火，上游因物带有Eco RⅠ酶切位点可以与载体上E0产生错配。所以E1和H1之间可扩增出430 bp片段，E1和H5之间可扩增出约1300 bp片段，E1和E4之间可扩增出约860 bp片段。E1和3之间Taq酶同时往中间扩增，Taq酶要占一定的空间，就会使下游引物所加的HindⅢ酶切位点和三个保护性碱基消失一部分，扩增出约420 bp（比430 bp小）条带。其他各条带可同理推出。

图3-5串联质粒PrP X-pET-32a（+）多克隆位点

Fig.3-5 The MCS of cascade recombinant PrP X-pET-32a（+）

sense strand ，anti- sense strand ， H HindⅢ，

E Eco RⅠ，vector

本实验早期我们用Eco RⅠ单酶切PrP X-pET-32a（+），琼脂糖凝胶回收，并重新连接，试图获得单拷贝阳性克隆，但重复多次，经表达鉴定，未获成功。原因是Eco RⅠ位点突变（已测序）。以后重复该实验所用pET-32a（+）Eco RⅠ位点完好，Eco RⅠ单酶切PrP X-pET-32a（+），琼脂糖凝胶回收，重新连接，实验结果获得单拷贝阳性克隆。

-pET-32a（+）经上海联合基因公司和上海基康基因公司测序均未获成PrP

X

功。原因可能是串联克隆造成的多个长回文序列，形成DNA的某种二级结构造成测序困难。

虽本实验然重复出了失误实验的结果，表达出了相应的蛋白作，但也只是一次探索。建议对以下三个方面作进一步得把探索性研究，首先由于测序无法完成，可进一步做Western-Blot鉴定（使用牛朊蛋白单抗做过两次，非特异性较强，未能得到好的照片）；其次，此方法上游第一个连入拷贝为反向反意义链并产生

一个终止子，导致蛋白表达量很低，而且为无用蛋白，若能将引物primer

genome 两个酶切位点作颠倒，使用单酶切两种PCR产物（酶切位点相互颠倒），作连接以后，再做克隆，可克隆入完全正向连接的串联克隆；再次，此方法上游第一个连入拷贝为反向反意义链，可表达出PrP核心片段的反义肽，可做反义肽方面的进一步探索。

有时候实验中出现串连并不是我们所期望的，如何避免串连，提高连接效率?笔者做过这方面的探讨。具体如下：由于细菌在遗传上的不稳定性，在进行细菌操作时，应挑选多个菌落。在实验过程中曾经遇到pET-32a（+）Eco RⅠ位点由GAATTC突变为GAATTA（已测序），造成连接以后连接产物的串联，就是由于在操作过程中挑选单个菌落造成的。

重组质粒构建通常使用酶切然后胶回收再连接、转化，最后进行阳性克隆鉴定的方法。但实验中经常遇到酶切操作困难和胶回收量低、转化效率低、串连等问题。特别是进行双酶切时，由于两个酶在通用buffer中的效率不一致，琼脂糖凝胶电泳无法区分单酶切和双酶切，连接产物中可能混有大量的空载体，这样就会给阳性克隆筛选带来麻烦。还有可能由于过多的剧烈条件造成酶切产物个别核苷酸的丢失，还可造成重组质粒的错义突变甚至无义突变。我们将重组质粒的构建方法略加改进，取得了良好的效果和重复性。具体操作介绍如下：

pET-32a（+）去RNA，经溶液Ⅱ、溶液Ⅲ、氯仿、乙醇沉淀。将pET-32a（+）与PCR产物按1：20的比例混合，Eco RⅠ和Hind Ⅲ双酶切2小时。酶切产物不进行任何形式的纯化，直接用1/10量连接2小时。连接产物立即转化E.coli DH5α，在含50 ug/ml AMP 的液体TB培养基中过夜，收集细菌提取质粒、纯化。用pET-32a（+）多克隆位点上Eco RⅠ和Hind Ⅲ之间已被双酶切去除的SalⅠ位点对应酶SalⅠ单酶切（图1－8），使pET-32a（+）空载体线性化。酶切产物转化E.coli BL-21，涂布含50 ug/ml AMP LB平板，挑单菌落进行菌落PCR，筛选阳性克隆。转化E.coli BL-21之前也可进行阳性克隆富集。上述包含阳性克隆和pET-32a（+）空载体混合质粒，用SalⅠ和XholⅠ双酶切，乙醇回收去掉小片段， T4DNA连接酶连接反应体系同上。TSS缓冲液转化E.coli BL-21（DE3）。（图1-7， 1-8）